Summary

Visualizzazione di navigazione motore Axon e quantificazione di Axon Arborization negli embrioni del Mouse utilizzando la microscopia a fluorescenza foglio leggero

Published: May 11, 2018
doi:

Summary

Qui, descriviamo un protocollo per la visualizzazione di proiezione del neurone di motore e arborization assone in embrioni di topo transgenici Hb9::GFP . Dopo immunostaining per motoneuroni, abbiamo usato Microscopia di fluorescenza del foglio leggero agli embrioni di immagine per la successiva analisi quantitativa. Questo protocollo è applicabile ad altri processi di navigazione di neuroni nel sistema nervoso centrale.

Abstract

Motoneuroni spinali (MNs) estendere loro assoni di comunicare con i loro obiettivi innervating, controllando quindi il movimento e compiti complessi nei vertebrati. Quindi, è fondamentale per scoprire i meccanismi molecolari di quanto destinato a motore assoni spostarsi, Alzaia e innervano i muscoli periferici durante lo sviluppo e la degenerazione. Anche se linee transgeniche di mouse Hb9::GFP hanno servito a lungo per visualizzare traiettorie assone motore durante lo sviluppo embrionale, descrizioni dettagliate dello spettro completo di arborization terminale dell’assone rimangono incomplete a causa della complessità del modello e limitazioni di microscopia ottica attuale. Qui, descriviamo un protocollo migliorato che combina microscopia di fluorescenza foglio leggero (LSFM) e analisi di immagine robusta qualitativamente e quantitativamente visualizzare lo sviluppo di motore assoni. Questo sistema può essere facilmente adottato per attraversare mutanti genetici o modelli di malattia MN con linee Hb9::GFP , rivelando nuovi meccanismi molecolari che portano a difetti nella navigazione dell’assone motore e arborization.

Introduction

MNs spinale sono la parte del sistema nervoso centrale ma innervano i muscoli periferici per controllare il movimento. Nel midollo spinale in via di sviluppo, progenitori MN (pMNs) sono stabiliti secondo i segnali provenienti dalla notocorda e metameri adiacenti. Tutto differenziato post-mitotici MNs sono poi generati da pMNs, alla fine dando vita a una serie di sottotipi di MN lungo l’asse rostrocaudal del midollo spinale1,2. MNs spinale sono topograficamente e anatomicamente ben organizzato. Loro disposizione morfologica correla con la posizione della loro rispettiva destinazione in periferia3. Dopo aver raggiunto i loro obiettivi di muscolo, assoni riceveranno fattori neurotrofici esogeni e cellulari che inducono ad estendere e ramo ulteriore nei muscoli. Innervazione e ramificazioni difetti possono contribuire al fallimento per formare giunzioni neuromuscolari (NMJ). Ad esempio, fattori di neurotrophic glial-derivato (GDNF)-Pea3 indotto è indispensabile per arborization assone in cutaneo maximus (CM) e dorsi di latissimus (LD) muscoli4,5. Inoltre, embrioni di topo knockout DINE Visualizza arborization difettoso di nervi frenici nel diaframma, causando mortalità ed il guasto respiratorio subito dopo nascita6,7. Pertanto, quest’ultimo passaggio di maturazione MN (cioè, proiezione assonale e ramificazione) è fondamentale per garantire la comunicazione tra neuroni e cellule bersaglio.

Per visualizzare i modelli di arborization, ricercatori conducono normalmente imaging confocale o microscopia di fluorescenza del due-fotone di campioni sezionati o intero-monta8,9,10. Entrambe le tecniche di microscopia generare accettabile risoluzione e profondità di penetrazione. Microscopia di fluorescenza del due-fotone comporta eccitazione di fluorofori dall’assorbimento simultaneo di due fotoni di bassa energia11. Poiché due-fotone eccitazione utilizza radiazioni del vicino infrarosso, la frequenza di eccitazione in diminuzione contribuisce alla dispersione ridotta e migliore penetrazione del tessuto fino a 1 mm di tessuto, permettendo così la formazione immagine con una profondità maggiore. Microscopia confocale rimuove dai filtri l’out-of-focus segnali e raccoglie solo luce all’interno del piano focale12. Con questo approccio, immagini di campioni da diversi piani focali possono essere combinati per produrre un’immagine tridimensionale (3D) tramite una funzione di Z-stack. Tuttavia, l’intensità del segnale è ridotta come la maggior parte della luce viene bloccato e alte aperture numeriche oscurano la profondità di campo. Ancora più importante, entrambe le tecniche contribuiscono alla photodamage severo e fototossicità, dal momento che l’esemplare intero riceve illuminazione anche quando un solo aereo è immaginato in un dato momento.

Per ovviare a tali carenze, LSFM è diventata un’alternativa favorita, con il vantaggio di essere veloce, luce-efficiente e meno fototossico13,14. Inoltre, LSFM permette imaging multi-view. Questo approccio è particolarmente adatto alla visualizzazione di motore assoni e loro dispersione terminali come si diffondono attraverso lo spazio 3D. LSFM supera le altre due opzioni, perché i campioni sono montati su un palco che permette la rotazione intorno a un asse verticale e movimenti lungo x, y e z assi. Questo set-up non solo permette una vista minimamente bloccata del campione, ma anche la scelta di un percorso di illuminazione desiderabile, una lacuna del due-fotone e confocale microscopia, entrambi i quali richiedono il montaggio di campioni su una slitta piana. Di conseguenza, LSFM è lo strumento più idoneo per l’imaging 3D di arborization assone e per la quantificazione dei terminali del nervo motore in embrioni di topo.

Protocol

Tutti gli animali vivi sono stati mantenuti in un agente patogeno specifico gratuito (SPF) animale impianto, approvato e supervisionato da IACUC di Academia Sinica. 1. fissazione Raccogliere gli embrioni di giorno embrionale 12.5 (12.5) poi decapitare ed eviscerate li. Difficoltà gli embrioni individualmente in piastre da 24 pozzetti con 1 mL/bene di preparati paraformaldeide al 4% in soluzione salina tampone fosfato (PBS): 1x durante la notte. Incubare a 4 ° C in un agit…

Representative Results

LSFM fornisce la visualizzazione dettagliata 3D di arborization assone e traiettoria di MN nel topo embrioni. In campo chiaro, tessuti appaiono completamente trasparenti dopo essere stato immerso nel reagente commerciale schiarimento. Nessun ritiro e/o gonfiore del campione è stata notata dopo fino a una settimana di deposito in compensazione reagente prima di formazione immagine. In canale di fluorescenza, motoneuroni sono etichettati con GFP transgenically espressa (1 film</str…

Discussion

Diversi passaggi nel protocollo possono essere sottoposti a modifiche in determinate circostanze. Ad esempio, la durata della fissazione dipende dall’età degli embrioni, variabile da 2 h a 1 o più giorni utilizzando preparati paraformaldeide. Poiché la fissazione avviene prima dell’intero Monte immunostaining, per gli anticorpi che sono sensibili alla reticolazione della proteina, metanolo può essere usato come agente fissativo alternativo. Per un elevato rapporto segnale-rumore al momento di colorazione, è necessar…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

LSFM esperimenti e analisi dei dati sono stati effettuati in parte utilizzando i microscopi ottici avanzati dei divisione di servizio di strumento in Academia Sinica e con l’assistenza di MS. Shu-Chen Shen. Ringraziamo la sig. ra Sue-Ping Lee da impianto di IMB Imaging Core per una notevole assistenza tecnica con analisi dell’immagine Imaris. Nucleo di Editing inglese scientifico di IMB rivisto il manoscritto. Questo lavoro è finanziato dalla Academia Sinica Career Development Award (CDA-107-L05), più (104-2311-B-001-030-MY3) e vi (vi-EX106-10315NC).

Materials

Hb9::GFP The Jackson labortory 005029 Collect embryos of embryonic day 13.5 (E13.5)
4% Paraformaldehyde (PFA) For 200ml: Add 20ml 10X PBS, 8g PFA in ddH2O. Adjust pH to 7.4 with NaOH (10N). Filter sterilize and store at -20 °C.
Phosphate buffer saline 10X (PBS 10X) For 1L: Add 80 g NaCl, 2 g KCl,14.4g Na2HPO4, 2.4 g KH2PO4 and top up with ddH2O. Autoclave and store at RT.
Triton X-100 Sigma X100-500ML
Fetal Bovine Serum ThermoFisher 26140079
Sheep polyclonal anti-GFP AbD Serotec 4745-1051 1:1000
Alexa Fluor 488 donkey anti-sheep Invitrogen A-11015 1:1000
RapiClear 1.47 clearing reagent SunJin Lab RC147001
1.5ml micro tube Sarstedt 72.690.001
24 wells plate ThermoFisher 142475
5 SA Tweezer ideal-tek 3480641
Iris Scissors striaght sharp/sharp Aesculap BC110R
Microsurgery Scalpels, single use Aesculap BA365
Dissecting microscope Nikon SMZ800
Shaker TKS RS-01
Lightsheet Z.1 microscope Carl Zeiss Microscopy
Imaris 8.4.0 image analysis software Bitplane, Zurich, Switzerland
B6.Cg-Tg(Hlxb9-GFP)1Tmj/J (Hb9::GFP mice) The Jackson Laboratory 005029

References

  1. Davis-Dusenbery, B. N., Williams, L. A., Klim, J. R., Eggan, K. How to make spinal motor neurons. Development. 141, 491-501 (2014).
  2. Stifani, N. Motor neurons and the generation of spinal motor neuron diversity. Front Cell Neurosci. 8, 293 (2014).
  3. Kania, A., Jessell, T. M. Topographic motor projections in the limb imposed by LIM homeodomain protein regulation of ephrin-A:EphA interactions. Neuron. 38, 581-596 (2003).
  4. Livet, J., et al. ETS gene Pea3 controls the central position and terminal arborization of specific motor neuron pools. Neuron. 35, 877-892 (2002).
  5. Kanning, K. C., Kaplan, A., Henderson, C. E. Motor neuron diversity in development and disease. Annu Rev Neurosci. 33, 409-440 (2010).
  6. Matsumoto, S., Kiryu-Seo, S., Kiyama, H. Motor Nerve Arborization Requires Proteolytic Domain of Damage-Induced Neuronal Endopeptidase (DINE) during Development. J Neurosci. 36, 4744-4757 (2016).
  7. Nagata, K., et al. ECEL1 mutation implicates impaired axonal arborization of motor nerves in the pathogenesis of distal arthrogryposis. Acta Neuropathol. 132, 111-126 (2016).
  8. Catela, C., Shin, M. M., Lee, D. H., Liu, J. P., Dasen, J. S. Hox Proteins Coordinate Motor Neuron Differentiation and Connectivity Programs through Ret/Gfralpha Genes. Cell Rep. 14, 1901-1915 (2016).
  9. Bonanomi, D., et al. Ret is a multifunctional coreceptor that integrates diffusible- and contact-axon guidance signals. Cell. 148, 568-582 (2012).
  10. Tung, Y. T., et al. Mir-17 approximately 92 Governs Motor Neuron Subtype Survival by Mediating Nuclear PTEN. Cell Rep. 11, 1305-1318 (2015).
  11. Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience. Neuron. 50, 823-839 (2006).
  12. Jonkman, J., Brown, C. M. Any Way You Slice It-A Comparison of Confocal Microscopy Techniques. J Biomol Tech. 26, 54-65 (2015).
  13. Reynaud, E. G., Peychl, J., Huisken, J., Tomancak, P. Guide to light-sheet microscopy for adventurous biologists. Nat Methods. 12, 30-34 (2015).
  14. Santi, P. A. Light sheet fluorescence microscopy: a review. J Histochem Cytochem. 59, 129-138 (2011).
  15. Hanley, O., et al. Parallel Pbx-Dependent Pathways Govern the Coalescence and Fate of Motor Columns. Neuron. 91, 1005-1020 (2016).
  16. De Marco Garcia, N. V., Jessell, T. M. Early motor neuron pool identity and muscle nerve trajectory defined by postmitotic restrictions in Nkx6.1 activity. Neuron. 57, 217-231 (2008).
  17. Li, C. J., et al. MicroRNA filters Hox temporal transcription noise to confer boundary formation in the spinal cord. Nat Commun. 8, 14685 (2017).
  18. Swoger, J., Pampaloni, F., Stelzer, E. H. Light-sheet-based fluorescence microscopy for three-dimensional imaging of biological samples. Cold Spring Harb Protoc. 2014, 1-8 (2014).
  19. Pantazis, P., Supatto, W. Advances in whole-embryo imaging: a quantitative transition is underway. Nat Rev Mol Cell Biol. 15, 327-339 (2014).
  20. Reynaud, E. G., Tomancak, P. Meeting report: first light sheet based fluorescence microscopy workshop. Biotechnol J. 5, 798-804 (2010).

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Cite This Article
Liau, E. S., Yen, Y., Chen, J. Visualization of Motor Axon Navigation and Quantification of Axon Arborization In Mouse Embryos Using Light Sheet Fluorescence Microscopy. J. Vis. Exp. (135), e57546, doi:10.3791/57546 (2018).

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