Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

Roditore comportamentali test per valutare deficit funzionali causati da microelettrodo impianto nella corteccia di motore del ratto

doi: 10.3791/57829 Published: August 18, 2018

Summary

Abbiamo dimostrato che l'impianto di un microelettrodo nella corteccia motoria dei ratti provoca deficit motori immediato e duraturo. I metodi proposti nel presente documento muta una chirurgia di impianto microelettrodo e tre mansioni comportamentistiche roditore per delucidare potenziali cambiamenti nella funzione motoria fine o lordo dovuto l'impianto-ha causato danni alla corteccia di motore.

Abstract

Dispositivi medici impiantati nel cervello, che un potenziale enorme. Come parte di un sistema di Brain Machine Interface (BMI), microelettrodi intracorticali dimostrano la capacità di registrare i potenziali di azione da individui o piccoli gruppi di neuroni. Tali segnali registrati sono stati utilizzati con successo per permettere ai pazienti di interfaccia con o controllare computer, arti robotici e le proprie membra. Tuttavia, studi sugli animali precedenti hanno indicato che un impianto microelettrodo nel cervello non solo danneggia il tessuto circostante, ma può anche causare i deficit funzionali. Discutiamo qui, una serie di test comportamentali per quantificare il potenziale motorie dopo l'impianto di microelettrodi intracorticali nella corteccia motoria di un ratto. I metodi per campo aperto griglia, incrocio di scaletta e presa forza test forniscono informazioni preziose per quanto riguarda le complicazioni potenziali derivanti da un impianto di microelettrodo. I risultati dei test comportamentali sono correlati con l'istologia dell'endpoint, fornire informazioni aggiuntive sugli esiti patologici e le ripercussioni di questa procedura il tessuto adiacente.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Microelettrodi intracorticali erano originariamente utilizzati per mappare i circuiti del cervello e si sono sviluppati in un prezioso strumento per abilitare il rilevamento delle intenzioni motore che può essere usato per produrre uscite funzionale1. Rilevati uscite funzionali in grado di offrire gli individui affetti da lesioni del midollo spinale, paralisi cerebrale, sclerosi laterale amiotrofica (ALS) o altre condizioni di movimento-limitare il controllo di un computer cursore2,3 o robotizzato braccio4,5,6, o ripristinare il funzionamento proprio arto disabili7. Di conseguenza, tecnologia intracortical microelettrodo è emerso come un promettente e in rapida crescita campo8.

Dovuto i successi visti nel campo, gli studi clinici sono in corso per migliorare e comprendere meglio le possibilità di BMI tecnologia5,9,10. Realizzando il pieno potenziale della comunicazione con i neuroni nel cervello, le applicazioni di riabilitazione sono percepite come illimitate8. Anche se c'è grande ottimismo per il futuro della tecnologia intracortical microelettrodo, è anche ben noto che microelettrodi infine non11, probabilmente a causa di una risposta acuta neuroinfiammatorie dopo impianto. L'impianto di un materiale straniero nel cervello provoca danni immediati al tessuto circostante e conduce ad ulteriori danni causati dalla risposta neuroinfiammatorie che varia a seconda delle proprietà dell' impianto12. Inoltre, un impianto nel cervello può causare un effetto di microlesioni: una riduzione nel metabolismo del glucosio pensato per essere causato da edema acuto e l'emorragia dovuto il dispositivo inserimento13. Inoltre, la qualità del segnale e la lunghezza del tempo che segnali utili possono essere registrati sono incoerenti, indipendentemente dal modello animale11,14,15,16. Parecchi studi hanno dimostrato il collegamento tra neuroinflammation e microelettrodo prestazioni17,18,19. Pertanto, il consenso della Comunità è che la risposta infiammatoria del tessuto neurale che circonda i microelettrodi, almeno in parte, compromette la affidabilità di elettrodo.

Molti studi hanno esaminato l'infiammazione locale11,20,21,22 o esplorato metodi per ridurre i danni al cervello causati da inserimento11,23, 24,25, con l'obiettivo di migliorare le prestazioni di registrazione sopra tempo14,26. Inoltre, abbiamo recentemente dimostrato che una lesione iatrogenica causata da un inserimento di microelettrodi nella corteccia motoria dei ratti provoca un deficit motorio fine immediato e duraturo27. Pertanto, lo scopo dei protocolli qui presentato è quello di dare ai ricercatori un metodo quantitativo per valutare possibili deficit motori come conseguenza del trauma del cervello seguendo l'impianto e la persistente presenza di dispositivi intracortical (microelettrodi nella caso di questo manoscritto). I test di comportamento descritti qui sono stati progettati per prendere in giro fuori entrambi danni di funzione di motore lordo e bene e possono essere utilizzati in molti modelli di danno cerebrale. Questi metodi sono semplice, riproducibile e possono essere facilmente implementati in un modello del roditore. Ulteriormente, i metodi qui presentati consentono una correlazione del comportamento del motore ai risultati istologici, un beneficio che fino a poco tempo fa, gli autori non hanno visto pubblicato nel campo BMI. Infine, come questi metodi sono stati progettati per testare la funzione motoria fine28, la funzione di motore lordo29e lo stress e l'ansia comportamento29,30, i metodi qui presentati possono essere implementati anche in un varietà di modelli di lesione alla testa dove i ricercatori vogliono regola fuori (o in) qualsiasi deficit di funzione motoria.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tutte le procedure e le prassi di cura degli animali sono state approvate da e in accordo con la Louis Stokes Cleveland dipartimento del Veterans Affairs Center istituzionale animale cure mediche e comitati di uso.

Nota: Per educare i ricercatori sulla decisione circa l'uso di un modello di ferita di pugnalata come un controllo, si consiglia di rivedere il lavoro svolto da Potter et al. 21.

1. microelettrodo procedura chirurgica di impianto

  1. Preparazione pre-chirurgica degli animali
    1. Anestetizzare l'animale in un'aula di induzione utilizzando isoflurano (2-4%). Mentre nell'ambito dell'anestesia, monitorare continuamente l'animale utilizzando un sistema di misura fondamentale per monitorare la frequenza cardiaca e il contenuto di ossigeno nel sangue.
    2. Spostare l'animale in un cono di naso per continuare l'anestetico. Per via sottocutanea (SQ) iniettare una cefalosporina di antibiotico, ad es. cefazolina (25 mg/kg) e un antinfiammatorio non steroideo, ad es. il carprofen (5 mg/kg) per prevenire l'infezione e gestire il dolore, rispettivamente.
    3. Applicare liberalmente unguento oftalmico agli occhi dell'animale per impedire loro di essiccazione.
    4. Utilizzando animale piccolo tagliaunghie, tagliare le unghie dei piedi per impedire che l'animale graffiare le suture durante la guarigione della ferita. Assicurarsi che le unghie non vengono tagliate troppo corti, come questo può portare a dolore e sanguinamento per l'animale.
    5. Radere la testa dell'animale accuratamente da dietro le orecchie per tra gli occhi tramite un trimmer rasoio elettrico.
    6. Fornire un'analgesia locale con un'iniezione SQ di bupivacaine (0,3 mL di bupivacaina 0,125% diluito da soluzione di riserva) nella parte superiore della testa dell'animale nella zona dell'incisione.
    7. Montare l'animale su una cornice stereotassica, utilizzando barre di orecchio per mantenere la testa di muoversi durante l'intervento chirurgico. Posizionare un acqua di circolazione riscaldamento pad sotto all'animale di mantenere la temperatura interna dell'animale.
    8. Applicare un telo sterile, per esempio, istituzionalmente approvato sterile involucro di plastica, per isolare il campo chirurgico.
    9. Macchia l'area chirurgica utilizzando una soluzione di betadine alternati e isopropanolo scrub.
    10. Eseguire un pizzico di punta secondo il protocollo istituzionale per garantire che l'animale è sotto l'aereo chirurgica.
  2. Preparare l'animale per l'impianto
    1. Creare un'incisione di circa 1 in giù del midline esponendo il cranio con una lama da bisturi n. 10. Senza mezzi termini rimuovere il periostio utilizzando un applicatore con punta di cotone e interrompere qualsiasi sanguinamento utilizzando un tampone di garza. Ritrarre il tessuto circostante utilizzando morsetti a coccodrillo e pulire e disidratare il cranio con il perossido di idrogeno.
    2. Versare qualche goccia di adesivo del tessuto del cianoacrilato-basato sul cranio esposto per migliorare l'attacco nei passaggi successivi di cemento dentale.
    3. Nell'emisfero selezionata, contrassegnare la regione della corteccia motoria corrispondente al movimento di zampa anteriore circa 3 mm laterale alla linea mediana e 2 mm anteriore al bregma creando un nick nell'osso.
    4. Rimuovere una parte del cranio con un trapano dentale di 1,75 mm punta arrotondata, prendendo speciale considerazione per non forare troppo rapidamente o troppo profondamente e sostenere una mano sulla cornice stereotassica. Il trapano deve essere applicato al cranio in modo intermittente per evitare il surriscaldamento31.
    5. Riflettono il dura usando un plettro dura agganciato bene 45°.
    6. Pulire qualsiasi sanguinamento utilizzando un applicatore con punta di cotone e salino, avendo cura di non direttamente tocco sulla superficie del cervello.
  3. Inserimento del microelettrodo nella corteccia motoria
    1. Montare con attenzione il microelettrodo sterilizzata nel supporto universale sulla cornice stereotassica, fare attenzione a non urtare la tibia dell'elettrodo. Assicurarsi che il connettore di interfaccia headstage dell'elettrodo è fissato da parte del titolare.
      Nota: Qui, un non-funzionale elettrodo del gambo Michigan-stile silicone misura 2 mm x 123 µm x 15 µm è stato utilizzato, e la tibia è stata inserita usando una pinzetta.
    2. Con i micromanipolatori sulla cornice stereotassica, accuratamente posizionate la punta dell'elettrodo il craniotomy aperto.
    3. Abbassare delicatamente l'elettrodo di circa 2 mm nel cervello usando i micromanipolatori come una guida di misura (a seconda della scelta dell'elettrodo, un inserimento automatizzato al prezzo controllato può essere richiesto). Fare attenzione ad evitare qualsiasi sistema vascolare visibile quando possibile. Una volta che l'elettrodo è a posto, attentamente sganciare il connettore dal supporto universale e ritrarre il braccio di inserimento.
    4. Pulire accuratamente qualsiasi sanguinamento da intorno all'elettrodo utilizzando un applicatore con punta di cotone e soluzione salina.
    5. Sigillare il craniotomy intorno all'elettrodo impiantato utilizzando un elastomero di silicone.
    6. Difficoltà l'elettrodo al cranio mediante cemento dentale.
    7. Una volta che il cemento è completamente asciutto, riunire i bordi dell'incisione sul davanti e sul retro il cemento precablata e sutura che li Chiudi.
  4. Cure post-operatorie
    1. Permettere all'animale di recuperare su un acqua di circolazione termoforo pur continuando a monitorare i suoi segni vitali. Evitare di utilizzare lampade di calore, come la temperatura da lampade è più difficile da controllare e animali possono surriscaldarsi.
    2. Una volta che l'animale è completamente sveglio, spostare l'animale in una gabbia pulita con facile accesso al cibo e acqua.
    3. Durante i giorni postoperatori 1-3, è necessario fornire agli animali con antibiotico cefalosporinico SQ (25 mg/kg) e un antinfiammatorio non steroideo (5 mg/kg) per prevenire l'infezione e gestire il loro dolore.
    4. Monitorare gli animali ogni giorno per i segni di dolore o disagio, sanguinamento, variazione di peso o problemi di sutura attraverso giorno postoperatorio almeno 5.

2. comportamentali test

  1. Per tutti i test di comportamento, testare gli animali 2 x per ogni test nella settimana prima dell'intervento di impianto di elettrodo per calcolare la loro pre-chirurgia basale dei punteggi. A seguito della chirurgia, consentire agli animali di riposare per 1 settimana prima di iniziare il test 2 volte a settimana su ogni test di comportamento. Condizioni di prova coerente devono essere utilizzate in tutto lo studio per pre- e post-chirurgica test per ridurre al minimo gli effetti dello stress sulle prestazioni, che potrebbe tradursi in una misura di ansia.
    1. Pulire tutte le apparecchiature con un sterilizzante di basato sul biossido di cloro all'inizio di ogni sessione di prova e dopo ogni animale.
    2. La griglia di campo aperto e scala test della pellicola. Queste prove richiedono una videocamera (1080p, minimo 15 fps, campo visivo diagonale di 78°), un computer portatile e spazio per archiviare i dati video.
    3. All'inizio di ogni giornata di test, è necessario portare gli animali per la sala di collaudo e consentire loro di acclimatare per almeno 20 minuti prima di iniziare il test. La camera deve essere leggero e temperatura controllata, e lo stesso personale dovrebbero completare tutti i test. Idealmente, la stessa camera servirà per tutti gli animali nel corso dei test senza modifiche alla camera.
    4. Uso ricompense in cibo per incoraggiare gli animali per completare le attività, soprattutto durante la formazione di scala. Cereali o piccoli pezzi di chips di banana o cracker fare buone ricompense.
    5. Normalizzare tutti gli spettacoli di prova settimanali per i punteggi pre-intervento per ogni singolo animale (equazione 1).
      Equazione 1:Equation 1
  2. Aprire il test sul campo griglia
    Nota: Il test di griglia campo aperto è stato costruito in casa e ha una superficie di corsa di 1 m2 con circa le pareti laterali opaco alta 40 cm. La superficie della griglia di scorrimento in basso è diviso in 9 quadrati uguali dalla parte inferiore con del nastro (Figura 1A). La fotocamera di registrazione è permanentemente montata sopra il centro della griglia su ponteggi.
    1. Per iniziare il campo aperto griglia test, posizionare l'animale al centro della griglia dalla parte opposta il tester.
    2. Permettere all'animale di correre liberamente per 3 minuti durante la registrazione di un video.
    3. Quando l'animale ha completato i test, rimuovere l'animale dalla griglia e restituirlo alla gabbia. Pulire la griglia di fondo con sterilizzante basato sul biossido di cloro.
    4. Testare ogni animale 1 x al giorno di test.
    5. Analizzare il numero di griglie attraversate, la distanza totale percorsa e la velocità massima dell'animale come metriche della funzione motore lorda utilizzando un video software di monitoraggio.
      Nota: I dati qui presentati sono stati quantificati manualmente dai ricercatori addestrati, ma è preferibile utilizzare un recentemente sviluppato internamente rilevamento algoritmo32.
  3. Test di scaletta
    Nota: Il test di scala è stato costruito in-House e si compone di 2 pareti laterali acrilico trasparente, ogni 1 m di lunghezza, collegato da gradini di diametro 3 mm distanziati di 2 cm di distanza (Figura 2A). Scala test è un test qualificato e quindi richiede 1 settimana di formazione prima di registrare i punteggi di base pre-intervento. Il protocollo per l'addestramento e la prova è lo stesso.
    1. Spostare l'animale in una gabbia di detenzione temporanea pulito per iniziare il test di scaletta.
    2. Impostare la scala in modo che si colma 2 gabbie. Inizio fine della scala poggia su una gabbia pulita, e alla fine di finitura si basa sulla gabbia dell'animale per servire come motivazione per completare l'esecuzione.
    3. Posizionare la videocamera stessa (o simile) su un treppiede al centro della scala. La posizione della telecamera dovrebbe essere all'altezza del gradino e permette per la scala intera per essere visto.
    4. Con la videocamera in esecuzione, tenere l'animale alla linea di partenza della scala, permettendo loro paws anteriori a toccare il primo scalino.
    5. Permettere all'animale di attraversare la scaletta al proprio ritmo. Il tempo trascorso tra il momento in cui zampa dell'animale tocca il primo scalino e il traguardo al terzo gradino ultimo determinerà tempo dell'animale ad attraversare.
    6. Se l'animale si gira sulla scaletta o non si muove per un periodo di 20 s, considera l'animale abbia fallito la corsa. Assegnare gli animali una penalità Punteggio ottenuto per ogni non riuscita esecuzione. Determinare il tempo di penalità dalle prestazioni più lente registrata durante pre-chirurgia test27.
    7. Consentire che ogni animale ad attraversare la scala 5 volte al giorno con circa 1 min di pausa tra ogni esecuzione di test.
    8. Media i più veloce 3 cicli al giorno come una metrica della funzione motoria fine. Inoltre, registrare il numero di volte che ciascuno della parte anteriore paws scivola fuori i gradini utilizzando un video software di monitoraggio.
      Nota: I dati qui presentati sono stati quantificati manualmente dai ricercatori addestrati, ma è preferibile utilizzare un algoritmo di rilevamento in-house sviluppati di recente utilizzando Dona et al. 32.
  4. Prova di resistenza di aderenza
    1. Calibrare il misuratore di forza di presa prima di ogni sessione di test e misurare la forza in grammi.
    2. Posizionare il misuratore di forza di presa sul bordo di un contatore con il manubrio grip esteso sopra il pavimento.
    3. Permettere all'animale di afferrare il manubrio con entrambe le zampe anteriori mentre si tiene l'animale dalla base della coda (Figura 3A).
    4. Una volta che l'animale ha una presa salda con ogni zampa, tirare l'animale lontano il metro dalla base della coda con forza lenta e costante.
    5. Registrare la forza di presa massima esercitata dall'animale che viene visualizzato sull'uscita del misuratore di forza di presa digitale.
    6. Testare ogni animale 3 volte al giorno con circa 2 min di pausa tra ogni test di collaudo.
    7. Come una metrica della funzione motoria fine, registrare e media la forza di presa massima in uscita da ciascuna delle 3 prove.

3. post-comportamentale protocollo

  1. Dopo tutto comportamentale test (ad esempio, 8-16 settimane dopo l'impianto), anestetizzare gli animali profondamente utilizzando ketamina (160 mg/kg) e xilazina (20 mg/kg), via irrorare loro, raccogliere i loro cervelli e cryo-fetta li e macchiare il tessuto usando gli indicatori immunohistochemical per quantificare la risposta cellulare intorno al sito di impianto33,34,35,36,37,38.

4. elaborazione statistica

Nota: Un'analisi futura potenza è fortemente suggerita per eventuali studi che cercano di rispondere a una domanda di ricerca particolare. L'analisi di potenza, che informa il numero di animali necessari per raggiungere una significatività statistica per un design particolare studio, dovrebbe basarsi sull'ipotesi particolare della ricerca, la progettazione dell'esperimento, la dimensione dell'effetto stimato e variabilità di i trattamenti previsti, come anche la dimensione dell'effetto richiesto per raggiungere rilevanza clinica o scientifica.

  1. Condurre analisi statistiche utilizzando il software statistico comune.
  2. Catalogare le statistiche descrittive e visualizzarli come media ± errore Standard.
  3. Analizzare le prestazioni comportamentali [in campo aperto griglia (punto 2.2), scala (punto 2.3) e prove di resistenza di aderenza (punto 2.4)] in ogni punto di tempo settimanale per confrontare vs impiantato gruppi di controllo utilizzando un t-test di due campioni. Considerare ogni punto di tempo settimanale una misura indipendente.
  4. Quantificare le prestazioni longitudinale utilizzando un modello lineare effetto misto. La settimana e il gruppo sono fissati fattori e un animale sperimentale è nidificato all'interno del gruppo come un effetto casuale. L'analisi della varianza (ANOVA) viene utilizzata per determinare l'effetto del fattore con un livello di significatività di p < 0.05.
  5. Confrontare le prestazioni di scaletta con immunoglobina intensità di G (IgG) utilizzando un'analisi di regressione lineare. Calcolare il coefficiente di correlazione di metodo di un Pearson.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Utilizzando i metodi presentati qui, un intervento chirurgico l'impianto microelettrodo nella corteccia motoria è completato seguente procedure stabilite39,40,41,42, seguita da prove sul campo aperto griglia per valutare la funzione di motore lorda e la scaletta e il grip forza test per valutare il motore fine funzione27. Funzione motoria test è stato completato 2 x alla settimana per 16 settimane post-chirurgia negli animali impiantati, con animali non impiantato non chirurgia come un controllo. Tutti i punteggi post-operatorio erano in media alla settimana e normalizzati a di ogni singolo animale pre-chirurgia basale dei punteggi. Ogni errore viene segnalato come errore standard della media (SEM).

Per misurare la loro funzione di motore lordo e lo stress di comportamento, gli animali potevano correre liberamente in un test di griglia del campo aperto per 3 min (Figura 1A). Varie metriche da questo test possono essere registrati, incluso il numero di linee si incrociano, la distanza totale percorsa, griglia e la velocità massima raggiunta dall'animale. In questi dati precedentemente segnalati, il numero delle linee di griglia attraversato è presentato27. Nella prima settimana dopo il periodo di recupero (timepoint 2 settimane), una differenza significativa è stata veduta nella performance di griglia campo aperto fra i 2 gruppi. Tuttavia, non c'era alcun ulteriore significato in tutto il resto dello studio (Figura 1B). Il controllo e animali microelettrodo-impiantati segnato allo stesso modo durante test, e la varianza delle prestazioni è stato relativamente elevata in entrambi gli insiemi degli animali. Nessun significato è stato visto quando si confrontano le prestazioni di griglia campo aperto in entrambi gli insiemi degli animali attraverso tutto il tempo sperimentale. Perché non c'era alcuna differenza di prestazioni tra i 2 gruppi di animali, questo risultato è stato interpretato per indicare che non c'è nessun grave deficit motorio o severamente limitando lo stress causato da un impianto di microelettrodo la corteccia motoria27. Nell'interpretazione dei dati, ha attraversato una diminuzione del numero di linee della griglia, la distanza totale percorsa, o la velocità massima raggiunta dall'animale tutti indicano una diminuzione nella sua funzione di motore lordo (tabella 1).

Per misurare la comprensione coordinata e funzione motoria fine, animali prese parte a un test di scala orizzontale (Figura 2A) dove sono stato registrato il tempo impiegato l'animale ad attraversare la scala e la frequenza di zampa scivola. Tempi di attraversamento post-chirurgia scaletta sono stati normalizzati per ciascun animale ai punteggi pre-intervento di ogni singolo animale. Di conseguenza, una percentuale positiva coincide con una diminuzione nel tempo di attraversare la scaletta e un aumento delle prestazioni e una percentuale negativa coincide con un aumento del tempo di attraversare la scaletta e una riduzione delle prestazioni (Figura 2B, Tabella 1).

In questi dati precedentemente segnalati, gli animali di controllo, non avendo ricevuto nessun impianto, visualizzate le prestazioni più lente volte (82,6 ± 26.0%) durante la prima settimana di post-chirurgia test immediatamente dopo il recupero fase27. A partire dalla seconda settimana di scaletta di post-chirurgia test, gli animali di controllo ripresero i loro tempi di esecuzione della linea di base e mantenuto punteggi paragonabili a loro basale dei punteggi nel corso dello studio con varianza molto poco.

Gli animali ricevono un microelettrodo intracortical ha visto un riduzione delle prestazioni subito interventi chirurgici. Questi animali hanno dimostrato una scala maggiore rispetto ai loro valori basali di 199,1 ± 61,4% nella prima settimana di post-chirurgia test di durata della traversata. Gli animali hanno impiantati visualizzato prestazioni ridotte per tutta la durata dello studio e le loro prestazioni non fecero ritorno alle loro basale dei punteggi. Alle loro animali peggiore, impiantati è diminuito in termini di prestazioni durante la settimana 11 ad una media di 526,9 ± 139,4% rispetto alle loro prestazioni di riferimento. Inoltre, gli animali impiantati hanno mostrato una maggiore varianza rispetto agli animali di controllo. Non c'era differenza significativa fra il controllo ed animali impiantati durante la prima settimana di test. Tuttavia, una differenza significativa nel cambiamento percentuale rispetto ai tempi della linea di base è stata veduta fra i gruppi a tutte le successive settimane nello studio (p < 0,05) (Figura 2B).

Ulteriore prova di danno del motore bene è stata dimostrata dalla frequenza della zampa anteriore destra scivola tra i 2 gruppi di animali. Le prestazioni della zampa anteriore destra era di particolare interesse perché microelettrodi sono stati impiantati nell'emisfero sinistro del cervello nella regione della corteccia motoria responsabile del controllo di zampa anteriore. Dalla meticolosa analisi video, zampa scivola sono state raccontate e quantificati (Figura 2C). Mentre nessuna differenza significativa è stata veduta nella frequenza di zampa sinistra scivola, è stato trovato che gli animali impiantati hanno avvertito significativamente più zampa destra anteriore scivola rispetto agli animali di controllo (una media di 0,54 ± 0,07 zampa destra anteriore scivola a settimana nella impiantato animali rispetto ad una media di 0,32 ± 0.02 anteriore destra zampa scivola a settimana negli animali di controllo). Nell'interpretazione dei dati, un aumento del tempo di attraversare la scala o un aumento del numero di zampa scivola indica una diminuzione nella funzione motoria fine (tabella 1).

Come misura secondaria di stretta coordinata e funzione motoria fine, gli animali completato una prova di forza di presa (Figura 3A) dove è stata registrata la forza di presa massima esercitata dagli animali. Punteggi settimanali di presa dell'animale individuali sono stati normalizzati al loro forza di presa della linea di base pre-intervento. Si è visto che la forza prensile di alberino-chirurgia degli animali impiantati era significativamente ridotto rispetto al controllo degli animali in quasi ogni punto di tempo post-operatorio. (Figura 3B). Forza di presa degli animali controllo migliorato a seguito di pre-chirurgia test, probabilmente a causa dell'effetto di allenamento. Ulteriormente, la forza prensile degli animali di controllo era significativamente maggiore rispetto alla linea di base nel corso dello studio (p < 0,05). È interessante notare che, prestazione di forza di presa degli animali impiantati significativamente peggiore rispetto al livello di base (p < 0,01) nella prima settimana di test dopo la fase di recupero, ma lentamente tornò alle loro prestazioni di riferimento. Di nota, una diminuzione nella forza di presa massima raggiunta dall'animale indica una diminuzione nella funzione motoria fine (tabella 1).

Diversi marker istologico può essere utilizzato per visualizzare il microambiente vicino un innesto del cervello, tra cui nuclei neuronali, astrociti e stabilità della barriera emato - encefalica. Qui, abbiamo effettuato la macchiatura immunohistochemical per IgG, una proteina del sangue comune non comunemente trovata nel cervello. Lavori precedenti hanno dimostrato che, trovandosi un anticorpo presente nel sangue e non normalmente presenti nel cervello16,18e quindi la presenza di IgG nel tessuto cerebrale circostante, IgG è un utile indicatore di integrità della barriera emato - encefalica può essere correlata all'integrità della barriera emato - encefalica43. Qui, l'intensità di fluorescenza IgG è stato normalizzato al tessuto cerebrale sfondo e quantificati a partire al contorno del foro espianto elettrodo e muoversi in bidoni concentrici fino a IgG non era più presente nel tessuto. Gli animali impiantati hanno mostrato un significativo aumento nell'intensità di IgG vicino al foro fuori a 150 µm rispetto agli animali di controllo. L'intensità di IgG negli animali impiantati ha rinviato gradualmente al intensità sfondo sopra la distanza che si irradia dal foro di microelettrodi impiantati. Negli animali di controllo, non avendo mai stati impiantati con un microelettrodo, l'intensità normalizzata di IgG non era presente in quantità significativa sopra intensità di sfondo come la barriera emato - encefalica non è stata danneggiata in questi animali.

Perché le differenze significative sono state vedute in sia le prestazioni di scaletta e intensità di IgG, i due sono stati correlati (Figura 4). Qui, l'intensità di fluorescenza normalizzata dell'area sotto la curva da 0-50 µm dall'interfaccia tessuto-elettrodo per ogni animale IgG è stato correlato con la media delle prestazioni della scaletta di ogni animale nel corso dello studio. Un coefficiente di correlazione di 0,90 è stato determinato, che dimostrano una correlazione molto forte fra la prestazione di motore fine e danneggiamento della barriera emato - encefalica.

Figure 1
Figura 1 . Risultati dei test rappresentativo del campo aperto griglia. (A), questo pannello mostra una configurazione di test comportamento per una griglia di campo aperto di prova (per motore lordo e ansia test). Il test di griglia campo aperto è costituito da uno strato di acrilico2 1 m con 4 pareti opache di 40 cm di altezza e sezioni di fondo quadrato di circa 33 cm. (B), questo pannello mostra un rendimento lordo funzione motoria misurato dal numero di linee della griglia attraversata, rispetto per le prestazioni di base. Una differenza significativa in termini di prestazioni è stata veduta fra il controllo (n = 10) e l'apparecchiatura medica (n = 17) gruppi alla post-chirurgia 2 settimane (p < 0,05). Ogni errore viene segnalato come SEM Questa figura è ristampata da Goss-Varley et al. 27 con il permesso del Nature Publishing Group. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2 . Risultati dei test rappresentativo scaletta. (A), questo pannello mostra una configurazione di test comportamento per una scala prova (per la funzione motoria fine test). La scala è composta da 2 chiaro acrilici lati di 1 m di lunghezza e 25 cm di altezza, unite da pioli in acciaio inox distanziati di 2 cm con un diametro di 3 mm. (B) questo pannello mostra le prestazioni di motore fine funzione misurata dal tempo di attraversare la scaletta, rispetto per le prestazioni di base. I risultati di sotto della linea tratteggiata indicano un calo delle prestazioni rispetto le prestazioni di base. Una differenza significativa in termini di prestazioni è stato scoperto tra il controllo (n = 10) e l'apparecchiatura medica (n = 17) gruppi per le settimane dopo l'intervento 3-16 (* = p < 0,05, * * = p < 0.01) e longitudinalmente attraverso l'intero studio ( # = p < 0,05). (C), questo pannello viene illustrata un'istanza quantificata di zampa anteriore destra scivola. Una differenza significativa è stata scoperta nell'avvenimento della zampa anteriore destra scivola a settimana quando si confrontano il controllo e i gruppi impiantati (* = p < 0,05). (D) questo è un esempio di uno slittamento di zampa. Ogni errore viene segnalato come SEM Questa figura è ristampata da Goss-Varley et al. 27 con il permesso del Nature Publishing Group. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3 . Risultati dei test di forza rappresentativa grip. (A), questo pannello mostra un test comportamentali di installazione per forza di presa (per la funzione motoria fine prova). Il misuratore di forza di presa è costituito da una base appesantita con un misuratore di forza montato collegato ad un manubrio grip. (B), questo pannello mostra le prestazioni della funzione motoria fine, misurata con la forza di presa massima esercitata rispetto alle prestazioni della linea di base. I risultati di sotto della linea tratteggiata indicano un calo delle prestazioni rispetto le prestazioni di base. Sono state riscontrate differenze significative tra il controllo (n = 5) e l'apparecchiatura medica (n = 6) gli animali per settimane quasi tutti post-chirurgiche (* = p < 0,05, * * = p < 0.01, * * * = p < 0,001). Ulteriore significato è stato visto tra spettacoli settimanali e della linea di base degli animali di controllo (n. = p < 0,05) e tra le prestazioni settimanali e della linea di base degli animali impiantati (# # = p < 0.01). Il controllo e gli animali impiantati eseguito significativamente differenti longitudinalmente attraverso l'intero studio (@ @ @ = p < 0,001). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4 . Correlazione delle prestazioni IgG e scaletta. Un'intensità di fluorescenza IgG normalizzata intorno al sito di impianto è stata correlata con un cambiamento nelle prestazioni di scaletta, e un coefficiente di correlazione di 0.901 è stato trovato (p < 0,001). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Table 1
Tabella 1. Nel complesso rappresentazione di dati rappresentativi comportamento aumentare e diminuire in termini di prestazioni rispetto al basale dei punteggi per ogni metrica test. Le caselle verdi rappresentano un miglioramento delle prestazioni che rende improbabile un deficit del motore e le caselle rosse rappresentano prestazioni ridotte che rende probabile deficit di funzione motoria.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Il protocollo descritto qui è stato utilizzato in modo efficace e riproducibile misura grossolana e fine deficit motorio in un modello del roditore cranico. Inoltre, consente la correlazione di comportamento motorio fine ai risultati istologici dopo un impianto microelettrodo nella corteccia motoria. I metodi sono facili da seguire, poco costoso da impostare e possono essere modificati per adattarsi alle esigenze individuali di un ricercatore. Ulteriormente, la prova del comportamento non causa grande stress o dolore agli animali; piuttosto, i ricercatori ritengono che gli animali è cresciuto a godere l'esercizio e le ricompense che è venuto con la prova. Gli studi precedenti hanno suggerito che la corteccia motoria danni possono causare motore, memoria e danno funzionale44,45. Tuttavia, malgrado questa conoscenza, c'è informazioni limitate sull'impatto funzionale causato da un impianto di microelettrodo la corteccia motoria27, che potrebbe influire negativamente i risultati clinici nei pazienti.

Potranno subire modifiche in tutto il protocollo, sia nella procedura chirurgica e la sperimentazione di comportamento. Questo protocollo descrive la procedura per impiantare microelettrodi nella corteccia motoria degli animali della regione che interessano le zampe anteriori. Questa procedura può essere facilmente adattata per variare l'impianto, compresi elettrodi per stimolazione elettrica46 o cannule per droga consegna47, o il tipo di danno, inclusi un TBI modello48. Ulteriori modifiche possono essere fatto per il Punteggio metriche utilizzate sulla prova di griglia campo aperto e per la scala Testers. Oltre al numero della griglia ha attraversato, la distanza totale percorsa e la velocità massima raggiunta dall'animale, il tempo speso stagnante e il numero di giri a destro e sinistro possa anche essere registrato come ulteriori parametri di prestazione del motore32 . Nel test di scaletta, rimozione pioli49 o posizionare la scala su una pendenza50 può aumentare la difficoltà, anche se con gli attuali impianti gli autori non hanno trovato questo necessario per prendere in giro i deficit del motore bene in questa applicazione. Infine, anche se l'apparecchio difficile qui presentato sono stato progettato per essere utilizzato con i ratti, le unità potrebbero essere scalate verso l'alto o verso il basso per essere utilizzato con varie dimensioni di roditori. È importante notare che se si verificano problemi dove un animale non è in grado di completare pre-l'ambulatorio test, l'animale deve essere rimosso dallo studio.

Come con tutti i test comportamentali, è fondamentale per rimanere come coerente possibile nel corso dello studio. È stato dimostrato che i risultati possono variare in base il ricercatore che lavora con gli animali51, la posizione in cui il test è eseguito52e fattori ambientali, tra cui le procedure di ricovero e allevamento animale53. Inoltre, la ricerca ha dimostrato la grande variabilità nella produzione di una lesione cerebrale mediante riscaldamento durante una procedura di craniotomia31 e modelli di trauma cranico compreso il peso-goccia modello54 e variazione meccanica in modo controllato corticale del cranio impatto modello55. I ricercatori devono, pertanto, prestare particolare attenzione a mantenere la coerenza nella procedura chirurgica, test e condizioni di alloggio con il personale addetto alle prove, tra gli altri.

Direzioni future di questi metodi di analisi di comportamento potrebbero espandere il test qui presentato per fornire risultati più completi. Ad esempio, una prova del labirinto dell'acqua o un test di asta di rotore potrebbe essere incorporato per estrarre l'ansia56 o lordo i deficit di funzione motoria57 , rispettivamente. Inoltre, il lavoro futuro potrebbe tendono anche a ridurre il danno di tessuto causato tramite un'inserzione del dispositivo nel cervello. Lavori in corso in questo settore si sono concentrata sulla mitigazione infiammazione attraverso trattamenti anti-ossidante42,58, meccanicamente compatibile con impianti41,59,60, l'inibizione di innato immunità signaling pathway14,15e riduzione del danno vascolare durante un dispositivo impianto31,61.

Infine, si deve ritenere che il lavoro attuale è stato completato utilizzando ratti sani, giovanili, maschili che non necessariamente rappresentano le caratteristiche del tipico paziente umano che ricevono un innesto del cervello. Esplorare tutti i compiti della funzione motoria fine e grossolano nei modelli caratteristici di malattia la ricerca supplementare è necessaria a ratificare i risultati presentati qui. In diversi modelli di malattia, differenze tra animali sham impiantati e non impiantato possono richiedere le modifiche suddette per verificare le condizioni.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Questo studio è stato in parte sostenuto dal premio di merito recensione #B1495-R (Capadona) e il premio alla carriera precoce presidenziale per scienziato e ingegneri (PECASE, Capadona) dal dipartimento Stati Uniti (US) di Veterans Affairs riabilitazione ricerca e Servizio di sviluppo. Inoltre, questo lavoro è stato supportato in parte dall'ufficio di assistente segretario della difesa per gli affari di salute attraverso il Peer recensione di programma di medica ricerca sotto Premio Nr. W81XWH-15-1-0608. I contenuti non rappresentano le opinioni di l'US Department of Veterans Affairs o di governo degli Stati Uniti. Gli autori vorrei ringraziare Dr. Hiroyuki Arakawa nel nucleo di comportamento del roditore CWRU per la sua guida nella progettazione e test del roditore protocolli comportamentali. Gli autori inoltre ringraziare James Drake e Kevin Talbot dalla CWRU dipartimento di meccanica e ingegneria aerospaziale per il loro aiuto nella progettazione e produzione la prova scaletta del roditore.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sprague Dawley rats, male, 201-225g Charles River CD
Compac5 anesthesia system Vetequip 901812
Electric trimmers Wahl 9918-6171
Stereotaxic frame David Kopf Instruments 1760
Gaymar heated water pad and pump Braintree Scientific Inc  TP-700
Vetbond tissue adhesive 3M 07-805-5031
Dental drill Pearson Dental O60-0045
Dura pick Fine Science Tools 10064-14
Silicon shank microelectrode Made in-house at Cleveland VA Medical Center N/A
KwikCast silicone elastomer World Precision Instruments KWIK-CAST
Teets dental cement  A-M Systems 525000
Webcam HD Pro c920 Logitec 960-000764
Grip strength meter Harvard Apparatus 565084
Minitab 17 statistical software Minitab Inc
Open field grid test Made in-house at Case Western Reserve University N/A
Ladder test Made in-house at Case Western Reserve University N/A
Rabbit anti rat IgG antibody Bio-Rad 618501

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60, (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7, (3), 036007 (2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5, (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381, (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485, (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389, (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13, (2), 023001 (2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296, (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11, (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12, (1), 011001 (2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242, (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110, (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6, (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4, (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34, (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35, (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195, (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9, (4), 046020 (2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983, (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6, (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106, (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565 (2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254 (2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115, (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463, (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612, (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203, (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10, (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014 (2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6, (5), 056003 (2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11, (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34, (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204 (2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67, (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5, (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284, (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7, (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134 (2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198, (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41 (2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12, (4), 046002 (2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53, (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302, (2), 160331 (2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7, (4), 046011 (2010).
Roditore comportamentali test per valutare deficit funzionali causati da microelettrodo impianto nella corteccia di motore del ratto
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Goss-Varley, M., Shoffstall, A. J., Dona, K. R., McMahon, J. A., Lindner, S. C., Ereifej, E. S., Capadona, J. R. Rodent Behavioral Testing to Assess Functional Deficits Caused by Microelectrode Implantation in the Rat Motor Cortex. J. Vis. Exp. (138), e57829, doi:10.3791/57829 (2018).More

Goss-Varley, M., Shoffstall, A. J., Dona, K. R., McMahon, J. A., Lindner, S. C., Ereifej, E. S., Capadona, J. R. Rodent Behavioral Testing to Assess Functional Deficits Caused by Microelectrode Implantation in the Rat Motor Cortex. J. Vis. Exp. (138), e57829, doi:10.3791/57829 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter