Summary
В естественных условиях микродиализом позволило коллекции молекул присутствует в межклеточной жидкости мозга (ISF) от бодрствования, свободно поведение животных. Чтобы проанализировать относительно больших молекул в СВБ, текущей статьи специально посвящен микродиализом протокол, с помощью зондов с высокой молекулярной массой, отрезать мембраны.
Abstract
В естественных условиях микродиализом является мощным средством для сбора ISF awake, свободно себя животных, основанную на принципе диализа. В то время как микродиализом является установленным методом, который меры относительно малых молекул, включая аминокислоты или нейротрансмиттеров, он был недавно использован также оценить динамику больших молекул в СВБ, с использованием зондов с высокой молекулярной массой, отрезать мембраны. При использовании таких зондов, микродиализом должен быть запущен в режиме push-pull чтобы избежать давления, накопленных внутри зондов. Эта статья содержит пошаговые протоколов, включая стереотаксической хирургии и как настроить микродиализом линии для сбора белки от ИФС. Во время микродиализом препараты могут администрироваться системно или путем прямого вливания в СВБ. Обратный микродиализом является методика сразу влить соединений в СВБ. Включение наркотиков в буфере перфузии микродиализом позволяет им диффундируют в СВБ через датчики одновременно собирая ИФС. Путем измерения тау-белка в качестве примера, автор показывает, как изменяются уровни его на стимулирование активности нейронов путем обратного микродиализом picrotoxin. Преимущества и ограничения микродиализом описаны наряду с расширенной приложений, объединяя другие методы в естественных условиях .
Introduction
МСФ состоит из 15-20% от объема всего мозга и предлагает микроокружения важна для передачи сигнала, субстрат транспорта и отходов Распродажа1. Таким образом способность собирать ISF от живых животных будет предоставлять больше последствия для различных биологических процессов, а также механизм заболевания. В естественных условиях микродиализом является одним из немногих методов, что образец и количественно внеклеточного молекул из СВБ от бодрствования, свободно перемещающихся животных и тем самым служит полезным инструментом в неврологии исследований поле2,3. В этом методе, микродиализом зонды с полупроницаемой мембраны вставляются в головном мозге и увлажненную с буфером перфузии на сравнительно медленный поток (0.1-5 мкл/мин). Во время этой перфузии внеклеточная молекул в СВБ пассивно диффундируют в зонд по градиенту концентрации и собирать в диализате. Хотя эта статья фокусируется на метод выборки ISF в головном мозге, принцип и метод может применяться для других органов соответствующие изменения при необходимости.
Микродиализом был впервые применен в начале 1960-х и с тех пор то он был широко использован для сбора мелких молекул, включая аминокислоты или нейротрансмиттеров в мозге. Однако недавние коммерческой доступности микродиализом зондов с высокой молекулярной массой, отрезать мембраны (100 кДа-3 MDa) расширила его применение к сравнительно крупных белков в МФС также4,5,6 ,7. Исследования, используя эти зонды привела к поиску что белки как Тау или α-synuclein, которые давно считались исключительной цитоплазматических присутствуют также физиологически в СВБ4,5,8.
Одна из трудностей, с использованием зондов микродиализом с большими отрезать мембраны (обычно более 1000 кДа) является, что они более чувствительны к ультрафильтрации потери жидкости из-за внутреннего давления, накопленных в зондов. Микродиализом зонды, используемый здесь имеют уникальную структуру, чтобы избежать этой проблемы. Давление будет не создана из-за этой структуры, таким образом микродиализом с этих датчиков должны эксплуатироваться в режиме «push-pull» с помощью шприцевый насос для perfuse зонды (= push) и ролик/Перистальтический насос для сбора диализате приходить от розетки зонд (= по запросу) 9 (хотя он должен толкать и тянуть насосы, из-за давления, отмена вентиляционные отверстия в зонды, система технически только управляется тянуть насос). Эта статья начинается с Стереотаксическая операция имплантации канюля руководство и описывает, как настроить микродиализом линии для того, чтобы собирать ISF через микродиализом зонды с 1000 кДа отсечения мембраны.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все исследования на животных были рассмотрены и одобрены институциональный уход животных и использование Комитета от высшей школы медицины в университете Токио.
1. предварительно хирургическая процедура
- Перед началом операции, протрите все с 70% этанол поддерживать стерильные условия. Рекомендуется использовать тепловые поддержки с помощью грелку.
- Анестезировать мышей внутрибрюшинной инъекцией хлораль гидрат (400 мг/кг). Подтвердите анестезии, выполняя щепотку мыс. Рекомендуется использовать Мелоксикам SR на индукции и бупренорфина после восстановления ставку для по крайней мере 24 часа.
- Бритье волос с клипер хирургического. Исправьте мыши на мышь и новорожденных крыс адаптер с помощью баров ухо и нос зажим.
Примечание: Очень важно, чтобы убедиться, что мышь голова крепится на данном этапе и не двигаться бок о бок. - Примените мазь ветеринар на глаза, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
2. Стереотаксическая операции по имплантации канюля руководство
- Установите мышь и новорожденных крыс адаптер на стереотаксического аппарата. Sagittally сделайте надрез на коже над черепа с помощью скальпеля. Протрите крови и соединительной ткани на черепа с помощью влажным ватным тампоном.
- Определения координат для мозга региона интерес с помощью мозга Атлас. Перед началом измерений, убедитесь, что срединная прямо так что сверло может быть перемещены A-P и остаются на срединной шовный материал все время.
Примечание: Эта статья использует координаты (A / P: -3,1 мм, M/L:-2,5 мм, D/V:-1,2 мм, 12 градусов) для задней гиппокампа. - Уровней черепом A-P
- Прикрепите сверлом на манипулятор стереотаксической рамы. Опустите упражнение до тех пор, пока он осторожно трогает лямбда и записывать его вентральной координат. Повторите эту процедуру для bregma.
Примечание: Когда череп выравнивается, вертикальное измерение bregma равен лямбда. Если нет, отрегулируйте высоту нос зажим соответственно. После того, как получает выровняли черепа, запишите передняя/задняя, боковая координат bregma.
- Прикрепите сверлом на манипулятор стереотаксической рамы. Опустите упражнение до тех пор, пока он осторожно трогает лямбда и записывать его вентральной координат. Повторите эту процедуру для bregma.
- Уровней черепом слева направо
- Переместить дрель от bregma координаты (A / P: -3,1 мм, M/L: + 2.0 мм), Нижняя дрель с черепом и записывать вертикальная координата. Затем повторите эту процедуру для координаты (A / P: -3,1 мм, M/L:-2,0 мм).
Примечание: Если выравнивается черепа, эти вертикальные измерения двух равноудаленных точек от средней линии равны. Если нет, то настроить высоту панели уха.
- Переместить дрель от bregma координаты (A / P: -3,1 мм, M/L: + 2.0 мм), Нижняя дрель с черепом и записывать вертикальная координата. Затем повторите эту процедуру для координаты (A / P: -3,1 мм, M/L:-2,0 мм).
- Просверлите отверстие Берр тщательно на цели координации (A / P: -3,1 мм, M/L:-2,5 мм) имплантировать руководство канюли. Если диаметр отверстия заусенцев не достаточно большой, для имплантации канюля руководство, развернуть еще один отверстие, что совпадает с первым. Развернуть еще один отверстие на правой (контралатеральную сторону) теменной кости и вставьте костный винт, который помогает обеспечить стоматологического цемента в 1.10 (см. Рисунок 1B).
- Вырезать кусок круговой замок с обратной стороны крышки пластиковых пробирок 1.5 мл с лезвием бритвы и сделать '' Корона ''. Эта Корона используется для предотвращения распространения в коже стоматологического цемента. Поместите его на черепе, так что Берр отверстия в действии 2,5 остаться в пределах круга (см. Рисунок 1).
- Настроить сборку стереотаксического, поставив руководство канюля на короткие руки стереотаксического адаптер и закрепите его с помощью накидную гайку. Установите более руку стереотаксического адаптер на зажим электрода. Приложите его на манипуляторе стереотаксического аппарата (см. Рисунок 1A).
- Вращайте D-V stereotax Ассамблеи на манипулятора на 12 градусов (см. Рисунок 1B). Переместите руководство канюля Берр отверстия, сделанные в 1.6. Медленно Вставьте канюлю руководство в мозг, опустив ее в 1,2 мм.
Примечание: Угол зонд для гиппокампа; другие регионы могут потребовать другие углы или не угол на всех. Консультироваться мозга Атлас для точных координат. Сухие поверхности черепа, потому что если не будет придерживаться не цемента и цемента колпачок может стать выбили - Добавьте стоматологического цемента в головку, чтобы полностью покрыть металлической части руководство канюлю и костный винт достаточно, чтобы защитить их. Применить дополнительные стоматологического цемента, если есть часть черепа подвергаются.
- Подождите до тех пор, пока полностью высох стоматологического цемента (~ 12-20 мин). Удалите адаптер стереотаксического из зажим электрода. Снимите колпачковую гайку и заменить стереотаксического адаптер с зондом Макетные и затяните колпачковую гайку.
- Отпустите кнопку мыши от стереотаксического аппарата и домовая мышь только в индивидуальной клетке.
Примечание: Мышь не следует оставлять без присмотра до тех пор, пока он сознание достаточно для поддержания грудной recumbency. Проверьте мышь ежедневно до дня микродиализом. Мышь получает НПВП как carprofen если она, как представляется, в боли. Ждать 2 недели необходим для исследования сна бодрствования так мыши habituates в новой среде10, но другие виды исследований могут потребовать более короткие периоды восстановления (например, 1-2 дня).
3. микродиализом установки
- Проверка качества зондов: заполнить одноразовые 1 мл шприца с дистиллированной waterand подключить его к розетке (короче порт) зонд, с помощью byton трубки. Обложка вентиляционные отверстия с пальцами и отпустите поршень шприца осторожно, чтобы наполнить водой зонд. Убедитесь, что вода появляется от зонда входе и нет никаких утечек на поверхности мембраны микродиализом.
- Активация зондов: погружать мембраны датчика в этаноле (70-100%) на две секунды. Затем влить дистиллированной воды в зонд снова с помощью шприца снова.
- Подготовка перфузии буфера: избежание сцепления молекул-мишеней для трубопроводов, добавьте BSA путем разбавления раствора БСА 30% до 4% с искусственным CSF (1,3 мм CaCl2, 1,2 мм MgSO4, 3 мм KCl, 0,4 мм х2PO4, 25 мм NaHCO3 , 122-мм NaCl, рН = 7.35), который близко соответствует концентрации электролита в спинномозговой жидкости, непосредственно перед использованием. Фильтр перфузии буфера через шприц фильтр с размером пор 0,1 мкм.
Примечание: 4% BSA улучшает восстановление для наклеивания белков, но может серьезно ограничить доставку соединений, особенно для соединений, которые имеют высокие BSA-привязки. Это одно из преимуществ использования низкой концентрации BSA (например 0,15%) в некоторых случаях3. Обратите внимание, что BSA можно очень легко агрегировать когда взволнованный вихря или перемешать пластиной. Эти агрегаты могут засорить поры мембраны или зондов. Соблюдайте осторожность при подготовке BSA решение ограничить этот агрегат - Подготовить две отдельные линии на входе и выходе (см. рис. 1 c) и соединить обе линии с иглой соединения. Заполнить одноразовые 3 мл шприц, заполнены с буфером перфузии и подключить его с конца впускного трубопровода с помощью туп конца иглы. Заполните всю труб с буфером перфузии, запустив шприцевой насос.
- Остановить шприцевый насос и замените иглу связи между магистрали на входе и выходе линии и активированного микродиализом зонд из шага 3.3 (см. рис. 1 c). Перед этой замены Положите накидную гайку на зонд.
- Смонтируйте ролик трубку в выходе трубопровода на Роликовый насос. Запустите шприцевый насос в 10 мкл/мин и затем Роликовый насос на несколько медленнее скорость потока (9,5-9,8 мкл/мин). Убедитесь в том удалить все пузырьки воздуха всей трубы, которые могут повлиять восстановление, когда они войти зонд.
- Анестезировать мышь от шага 1.12 таким же образом, как в шаге 1.2. Поместите мышь воротник вокруг его шеи. Снимите колпачковую гайку и Макетные зонд и медленно вставьте микродиализом зонд из 3.4 через канюлю руководство и затяните колпачковую гайку.
- Место мыши в клетке подключен к свободной перемещение системы и троса мышь с воротником. Держите работает шприцевый насос и Роликовый насос темпами указанного потока в шаге 3.5 для по крайней мере 1 час.
Примечание: Для достижения ISF коллекции от бодрствования животных, эта статья использует систему-перемещение, где сама клетка реагирует животного движения держать трубки от скручивания. Кроме того Жидкие вертлюги доступны из различных компаний могут использоваться. - Валик насоса сначала остановить, а затем шприцевой насос. Установите требуемый расход. Запустите насос 20% быстрее, чем Роликовый насос шприц.
Примечание: К примеру, если вы работаете в 1 мкл/мин, работают шприцевый насос на 1.2 мкл/мин скорость оптимального потока должны определяться опытным путем для каждой молекулы. - Сбор образцов ISF: место свободный конец трубки розетки на сборщике охлажденных дроби.
Примечание: Объем соответствующего образца варьируется в зависимости от анализов, используемых для анализа. - После завершения этого эксперимента удалите зонд. (Анестезировать мыши при необходимости). Обработайте восстановления мыши так же, как шаг 2.11. Анализ собранных ИФС методами ВЭЖХ или ELISA.
- Мыть весь трубопровод после микродиализом, подключите входе и выходе трубопроводов снова, заменив зонд с подключением иглы и запустить слабым раствором хлорки всей трубы и затем промойте его водой. Сухие и сохранить его для повторного использования.
Примечание: Другие виды трубопроводов являются приемлемыми, однако, BSA в перфузии буфера может засорить трубы малого диаметра, таким образом эти трубки считаются одноразового использования. Трубы могут быть изношены или забиты после многократного использования, поэтому убедитесь, что скорость потока последовательно каждый раз перед использованием.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Для стимулирования или подавляют активность нейронов в обратном микродиализом11,12,13, picrotoxin, антагонист рецепторов ГАМКA или Тетродотоксин, были использованы блокатор канала Na+ . Было показано, что релиз Тау стимулируется увеличением активности нейронов13,14. В соответствии с этими предыдущие замечания, когда 50 мкм picrotoxin (PTX) осуществлялось через обратный микродиализом (см. обсуждение для получения более подробной информации) в проснулся C57B6/J мышей увеличилась ISF эндогенного Тау, уровнях измеряется ELISA по сравнению с транспортного средства управления (ДМСО) ( Рисунок 2).
Рисунок 1: операции установки и строительство микродиализом цепей. (A) настройки стереотаксического Ассамблеи для имплантации Путеводитель, с помощью накидную гайку, стереотаксическая адаптер и руководство канюли. (B) стереотаксической хирургии для имплантата руководство канюли. Канюля руководство вставляется в головном мозге при температуре 12 градусов по вертикали. (C) строительство впускной трубы и шланги розетки. Впускной линия состоит из 70 см FEP трубки (JF-70) и выход линия состоит из JF-70 и роликовых трубки и 1/2 трубы FEP. Подключение иглы используются для каждого подключения. (D) заполненный всей трубки буфера перфузии, остановите насос и замените датчик Активированный микродиализом иглы связи между магистрали на входе и выходе линии. Убедитесь, что для подключения к концу впускной трубы впускное отверстие датчика (больше порт) и подключите конец трубки розетки с портом выход датчика (короче порт). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: репрезентативных данных, показывая ISF Тау изменения по picrotoxin обратный микродиализом. Picrotoxin (PTX, 50 мкм) или ДМСО были доставлены в гиппокампе C57B6/J мышей через обратный микродиализом. Picrotoxin быстро повышение уровня эндогенного Тау ISF от его базальных уровней (т.е., средняя Тау концентрации в течение 3 ч до администрации PTX) по сравнению с ДМСО лечения. Данные отображаются как mean±SEM, n = 3 для ДМСО, n = 4 для PTX. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Микродиализом с высокой молекулярной массой, отрезать мембраны должна управляться режим push-pull, таким образом очень важно, что скорость потока является точной и постоянной. Неточность в скорости потока может быть причиной воздушного пузыря поколения и непоследовательность в концентрации образца. Если поток является несовместимым, проверьте все соединения на герметичность. Если проблема сохраняется, может потребоваться повторно начать с новых датчиков и трубопроводов.
Microdilaysis зонды непрерывно увлажненную перфузии буфером. Таким образом не существует достаточное время для внеклеточного молекул, чтобы достичь полного равновесия в буфере перфузии. Как следствие концентрация в диализате гораздо ниже, чем его фактическая концентрация в СВБ. Для того чтобы оценить истинную концентрацию молекул в СВБ, нулевой метод потока является часто используется3,5,15. Этот метод измеряет концентрацию, изменяя скорость потока. Существует обратная зависимость между концентрацией и скорость потока. Таким образом концентрация молекул-мишеней может определяться путем экстраполяции кривой экспоненциального обратно в теоретической нулевой поток, который представляет собой идеальный восстановления молекул. Однако восстановление может быть под влиянием различных факторов, таких как взаимодействие с мембраны или гидрофобность молекул или взаимодействия с другими белками, и следует иметь в виду, что концентрация на теоретические zero не обязательно могут быть эквивалент его истинную концентрацию в СВБ.
Зонд вставки вызывает острые местные травмы в мозге. От этой причины первые несколько фракций обычно исключаются из дальнейшего анализа. В самом деле уровень белка Тау ISF в гиппокампе не являются стабильными в первый час 9-15, вероятно, потому что острой травмы вызывает неспецифической выпуска Тау в СВБ (неопубликованные наблюдения автора). Восстановление после травмы вставки зонд варьируется от целевого объекта в целевой. Чтобы определить, когда каждый целевой достигает уровня устойчивого состояния для определения, когда следует проанализировать образцы должны выполняться экспериментальные исследования. Это точка «Пуск» для микродиализом выборки. Конечную точку выборки, когда целевой объект больше не в стационарном состоянии (обычно 3-5 дней после микродиализом зонд имплантации; не руководство имплантации). Начала и окончания для каждой цели должны определяться эмпирически каждой лаборатории для каждого целевого компьютера.
Микродиализом особенно полезен в сочетании с лечения. Наркотики могут быть управляемые системно или непосредственно вливаются в СВБ. Обратный микродиализом является одним из методов, который непосредственно наполняет малых соединений через датчики. Диализ происходит двухнаправленно. Таким образом включение наркотиков в буфере перфузии позволяет его распространения, хотя микродиализом зонды на окружающие ткани. Этот метод позволяет местной администрации малых составные и одновременного сбора ИФС. Обратный микродиализом является менее инвазивным, по сравнению с давлением впрыска через канюлю и может поддерживать более постоянной концентрации препаратов в целевом районе.
Перед началом обратной микродиализом, внутренний объем всей трубы должны приниматься во внимание для расчета сроков лечения и сбор образцов. Например внутренний объем всей трубы, используемые в этой статье — 91.5 мкл (см. Таблицу материалы для внутреннего объема каждой трубы). Поэтому когда скорость потока 1.0 мкл/мин, он принимает 91.5 мин для перфузии буфер, содержащий наркотиков для достижения коллектор фракций. С другой стороны когда наркотики доставляются системно, внутренний объем выходе трубопровода (56.5 мкл в данном случае) должны рассматриваться.
В естественных условиях метод микродиализом предоставляет несколько преимуществ перед другими методами. Например в то время как гомогенатах мозга может состоять из внеклеточные и внутриклеточных белков, микродиализом специально собирает внеклеточные белки от ИФС. Во-вторых один микродиализом зонд можно собирать ISF в разное время точках же животное. Цель концентрации каждого образца могут быть нормированы % базовой линии. Это нормализует абсолютной концентрации между животными, поэтому можно сравнивать относительные различия. Это увеличивает мощность исследования и обычно уменьшает число животных, необходимых для эксперимента при сравнении относительных различий в уровнях белка после наркотиков администрации/манипуляции. С другой стороны главным недостатком микродиализом является ограничение размера молекулы цели.
Микродиализом может сочетаться с другими методами в естественных условиях . Например выполнение микродиализом в регулированная трансгенных мышей можно оценить в естественных условиях оборот целевых белков16. В сочетании с измерения ЭЭГ, был использован для измерения электрической активности во время обратного микродиализом11. И Оптогенетика поддержкой манипуляции активности нейронов в мозге одновременно собирая ISF17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Автор не имеет ничего, чтобы раскрыть.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана '' целевые субсидии для проведения научных исследований в инновационных областях (старение мозга белка и деменция Control)(15H01552) от МПКСНТ и субсидий для молодых ученых (B) (16K 20969). Автор благодарит д-р Дэвид м. Хольцмана и д-р Джон р. Cirrito за технические советы в ходе разработки этого метода.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| The Univentor 820 Microsampler | Univentor | 8303002 | Refrigerated fraction collector |
| Syringe pump | KD scientific | KDS-101 | |
| Roller pump | Eicom microdialysis | ERP-10 | |
| Raturn Stand-Alone System | BASi | MD-1409 | Free-moving system |
| Dual species cage kit | BASi | CX-1600 | |
| AtmosLM Microdialysis probe (shaft length 8 mm, membrane length 2 mm) | Eicom microdialysis | PEP-8-02 | Shaft length for a probe, a guide, a dumy probe and a stereotaxic adaptor should be identical. |
| Microdialysis guide (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PEG-8 | |
| Microdialysis dummy probe (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PED-8 | |
| Bone screw | BASi | MD-1310 | |
| Super bond C&B set | Sunmedical | Dental cement | |
| Small animal Stereotaxic Instrument with digital display console | Kopf | Model 940 | Stereotaxic apparatus |
| Mouse and neonatal rat adaptor | Stoelting | 51625 | |
| Standard Ear Bars and Rubber Tips for Mouse Stereotaxic | Stoelting | 51648 | |
| Albumin solution from bovine serum | Sigma | A7284-50ML | 30% BSA solution |
| FEP tubing (70 cm) | Eicom microdialysis | JF-10-70 | Internal volume = 0.5 µL/cm |
| Teflon tubing (50 cm) | Eicom microdialysis | JT-10-50 | Internal volume = 0.08 µL/cm |
| Byton tube | Eicom microdialysis | JB-30 | |
| Intramedic luer stab adaptor 23G | BD | 427565 | Blunt end needle |
| Roller tube | Eicom microdialysis | RT-5S | Internal volume = 4 µL |
| Cap nut | Eicom microdialysis | AC-5 | |
| 0.25 mL microcentrifuge tube with cap | QSP | 503-Q | Tubes for fraction collector |
| Sterotaxic adaptor (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PESG-8 | |
| Connection needle | Eicom microdialysis | RTJ | |
| Mouse animal collar | BASi | MD-1365 | |
| High Speed Rotary Micromotor kit | FOREDOM | K.1070 | Drill |
| Picrotoxin | Sigma | P1675 | |
| Screw driver for bone screws | |||
| Scalpel | |||
| Cotton swab | |||
| Surgical clipper |
References
- Lei, Y., Han, H., Yuan, F., Javeed, A., Zhao, Y. The brain interstitial system: Anatomy, modeling, in vivo measurement, and applications. Progress in Neurobiology. 157, 230-246 (2017).
- Kushikata, T., Hirota, K.
- Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
- Emmanouilidou, E., et al. Assessment of α-synuclein secretion in mouse and human brain parenchyma. PLoS One. 6 (7), 1-9 (2011).
- Yamada, K., et al. In vivo microdialysis reveals age-dependent decrease of brain interstitial fluid tau levels in P301S human tau transgenic mice. The Journal of Neuroscience. 31 (37), 13110-13117 (2011).
- Ulrich, J. D., et al. In vivo measurement of apolipoprotein E from the brain interstitial fluid using microdialysis. Molecular Neurodegeneration. 8 (1), 13 (2013).
- Emmanouilidou, E., et al. GABA transmission via ATP-dependent K+ channels regulates α-synuclein secretion in mouse striatum. Brain. 139 (3), 871-890 (2016).
- Takeda, S., et al. Seed-competent high-molecular-weight tau species accumulates in the cerebrospinal fluid of Alzheimer's disease mouse model and human patients. Annals of Neurology. 80 (3), 355-367 (2016).
- Yamada, K. In vivo Microdialysis of brain interstitial fluid for the determination of extracellular tau levels. Methods in Molecular Biology. 1523, 285-296 (2017).
- Kang, J. -E., et al. Amyloid-β dynamics are regulated by orexin and the sleep-wake cycle. Science. 326 (November), 1005-1008 (2009).
- Cirrito, J. R., et al. Synaptic activity regulates interstitial fluid amyloid-beta levels in vivo. Neuron. 48 (6), 913-922 (2005).
- Bero, A. W., et al. Neuronal activity regulates the regional vulnerability to amyloid-β deposition. Nature Neuroscience. 14 (6), 750-756 (2011).
- Yamada, K., et al. Neuronal activity regulates extracellular tau in vivo. Journal of Experimental Medicine. 211 (3), 387-393 (2014).
- Pooler, A. M., Phillips, E. C., Lau, D. H. W., Noble, W., Hanger, D. P. Physiological release of endogenous tau is stimulated by neuronal activity. EMBO Reports. 14 (4), 389-394 (2013).
- Castellano, J. M., et al. Human apoE isoforms differentially regulate brain amyloid-β peptide clearance. Science Translational Medicine. 3 (89), 89ra57 (2011).
- Yamada, K., et al. Analysis of in vivo turnover of tau in a mouse model of tauopathy. Molecular Neurodegeneration. 10 (1), 55 (2015).
- Taylor, H., et al. Investigating local and long-range neuronal network dynamics by simultaneous optogenetics, reverse microdialysis and silicon probe recordings in vivo. Journal of Neuroscience Methods. 235, 83-91 (2014).
