Summary
In vivo mikrodalyse har aktiveret samling af molekyler findes i hjernen interstitiel væske (ISF) fra vågen, frit opfører dyr. For at analysere forholdsvis store molekyler i ISF, fokuserer den nuværende artikel specifikt på mikrodalyse-protokollen ved hjælp af sonder med høj molekylvægt afskåret membraner.
Abstract
In vivo mikrodalyse er en effektiv teknik til at indsamle ISF fra vågen, frit opfører dyr baseret på et princip, dialyse. Mens mikrodalyse er en etableret metode, der måler relativt små molekyler herunder aminosyrer eller neurotransmittere, har det været for nylig brugt også vurdere dynamikken i større molekyler i ISF ved hjælp af sonder med høj molekylvægt afskåret membraner. Ved hjælp af sådanne sonder, har mikrodalyse til at køre i en push-pull-tilstand for at undgå pres akkumuleret i sonderne. Denne artikel indeholder trinvise protokoller inklusive stereotaxisk kirurgi og opsætning af mikrodalyse linjer til at indsamle proteiner fra ISF. Under mikrodalyse, kan medicin administreres enten systemisk eller ved direkte infusion i ISF. Omvendt mikrodalyse er en teknik til at indgyde direkte forbindelser i ISF. Optagelse af stoffer i mikrodalyse perfusion buffer mulighed at diffuse i ISF gennem sonderne mens samtidig indsamling ISF. Ved måling af tau protein som eksempel, viser forfatteren, hvordan dens niveauer er ændret ved stimulerende neuronal aktivitet af reverse mikrodalyse af picrotoxin. Fordele og begrænsninger af mikrodalyse er beskrevet sammen med det udvidede program ved at kombinere andre i vivo -metoder.
Introduction
ISF omfatter 15-20% af total hjernen volumen og tilbyder en mikromiljø kritisk for signaltransduktion, substrat transport og affald clearance1. Evne til at indsamle ISF fra levende dyr vil derfor tildele større konsekvenser for forskellige biologiske processer samt sygdom mekanisme. In vivo mikrodalyse er en af de få metoder at prøve og kvantificere ekstracellulære molekyler fra ISF fra vågen, frit flytte dyr og fungerer dermed som et nyttigt redskab i neuroscience research felt2,3. I denne metode, mikrodalyse sonder med semipermeable membraner er indsat i hjernen og perfunderet med perfusion buffer på den relativt langsomme strømningshastighed (0,1-5 µL/min). Under denne perfusion ekstracellulære molekyler i ISF passivt diffuse ind i sonden efter koncentration gradient og indsamle så en dialysat. Selv om denne artikel fokuserer på metode til prøven ISF i hjernen, kan både princippet og metoden anvendes til andre organer ved passende ændring hvis nødvendigt.
Mikrodalyse var først ansat i begyndelsen af 1960 ' erne, og siden så det har været flittigt brugt til at indsamle små molekyler herunder aminosyrer eller neurotransmittere i hjernen. Men de seneste kommerciel tilgængelighed af mikrodalyse sonder med høj Molekylær vægt afskåret membraner (100 kDa-3 MDa) har udvidet sin ansøgning til relativt større proteiner i ISF samt4,5,6 ,7. Undersøgelser ved hjælp af disse sonder har ført til konklusionen at proteiner såsom tau eller α-synuclein, var længe menes at være eksklusiv cytoplasmatisk er også fysiologisk stede i ISF4,5,8.
En af vanskelighederne ved hjælp af mikrodalyse sonder med store cut off membraner (typisk over 1.000 kDa) er, at de er mere modtagelige for ultrafiltrering væsketab på grund af den indre pres akkumuleret i sonderne. Mikrodalyse sonder anvendes her har en unik struktur for at undgå dette problem. Trykket vil ikke blive bygget på grund af denne struktur, således mikrodalyse med disse sonder bør drives i en "push-pull" tilstand ved hjælp af en sprøjte pumpe til perfuse sonder (= push) og en rulle/peristaltisk pumpe til at indsamle den dialysat kommer fra sonden outlet (= pull) 9 (selv om det er nødvendigt både push og pull pumper, på grund af pres aflyser luftskrue huller i sonder, systemet er teknisk kun drevet af pull pumpe). Denne artikel begynder med en guide kanyle implantation stereotaxisk kirurgi og beskriver, hvordan du konfigurerer mikrodalyse linjer for at indsamle ISF gennem mikrodalyse sonder med 1.000 kDa cut-off membraner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreforsøg blev gennemgået og godkendt af institutionelle Animal Care og brug Udvalget af Graduate School of Medicine ved University of Tokyo.
1. præ-kirurgisk Procedure
- Før du starter kirurgi, tørre alt med 70% ethanol til at opretholde sterile forhold. Termisk støtte ved hjælp af en varmepude anbefales.
- Bedøver mus ved intraperitoneal injektion af Kloral hydrat (400 mg/kg). Bekræft anesthetization ved at udføre en tå knivspids. Brug af meloxicam SR på induktion og buprenorphin på recovery bud i mindst 24 timer anbefales.
- Barbering håret med en kirurgisk clipper. Lave en mus i mus og neonatal rotte adapter ved hjælp af øret barer og en næse klemme.
Bemærk: Det er afgørende at sørge for at musen hovedet er sikret på dette stadium og bevæger sig ikke side-by-side. - Anvende vet salve på øjnene at forhindre tørhed under anæstesi.
2. stereotaxisk kirurgi for Guide kanyle Implantation
- Sæt musen og neonatal rotte adapter på den stereotaxisk apparatur. Gøre et snit sagittally på huden over kraniet ved hjælp af en skalpel. Aftørre blod og bindevæv på kraniet ved hjælp af en fugtig vatpind.
- Bestemme koordinaten for hjernen region af interesse ved hjælp af hjernen atlas. Før du starter målinger, Kontroller at midterlinjen er lige så borehoved kan være flyttet A-P og forblive på midterlinjen sutur hele tiden.
Bemærk: Denne artikel bruger koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L:-2.5 mm, D/V:-1.2 mm, 12 grader) at målrette posterior hippocampus. - Niveau kraniet A-P
- Vedhæfte en boremaskine på en manipulator af stereotaxisk ramme. Sænke boret indtil det forsigtigt rører lambda og optage den ventrale koordinat. Gentag denne procedure for bregma.
Bemærk: Når kraniet er jævnet med jorden, lodret måling af bregma er lig med lambda. Hvis ikke, justere højden af næse klemme i overensstemmelse hermed. Efter at kraniet bliver jævnet med jorden, optage den forreste/bageste, lateral koordinat for bregma.
- Vedhæfte en boremaskine på en manipulator af stereotaxisk ramme. Sænke boret indtil det forsigtigt rører lambda og optage den ventrale koordinat. Gentag denne procedure for bregma.
- Niveau kraniet venstre-højre
- Flytte boret fra bregma til koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L: +2.0 mm), sænke analyser til kraniet og optage den lodrette koordinat. Gentag denne procedure for koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L:-2.0 mm).
Bemærk: Hvis kraniet er jævnet med jorden, disse vertikale målinger af to punkter i samme afstand fra midterlinjen er ens. Hvis ikke, justere højden på øret barer.
- Flytte boret fra bregma til koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L: +2.0 mm), sænke analyser til kraniet og optage den lodrette koordinat. Gentag denne procedure for koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L:-2.0 mm).
- Bore et burr hul omhyggeligt på target-koordinaten (A / P:-3.1 mm, M/L:-2.5 mm) til implantatet en guide kanyle. Hvis diameteren af en burr hul ikke er stort nok til en guide kanyle implantation, bore et andet hul, der overlapper med det første. Bore et andet hul på højre (kontralaterale side) parietal knogle og indsætte en knogle skrue, som hjælper med at sikre dental cement i 1.10 (Se figur 1B).
- Skære en cirkulær låsning stykke fra bagsiden af låget af en 1,5 mL centrifugeglas af et barberblad og gøre en '' krone ''. Denne krone bruges til at forhindre dental cement breder sig til huden. Placer det på kraniet så de burr huller i trin 2.5 bo inden for kredsen (Se figur 1).
- Oprette et stereotaxisk forsamling ved at sætte en guide kanyle på den kortere arm af et stereotaxisk adapter og fastgøre det ved hjælp af en fælles landbrugspolitik møtrik. Sæt den længere arm af stereotaxisk adapter på elektrode klemme. Fastgør det på manipulator af stereotaxisk apparatur (Se figur 1A).
- Rotere D-V stereotax forsamling på manipulator arm ved 12 grader (Se figur 1B). Flytte guide kanyle i burr hullet i 1,6. Indsæt guide kanyle langsomt ind i hjernen ved at sænke det 1,2 mm.
Bemærk: Vinklen af sonden er specifikke for hippocampus; andre regioner kan kræve andre vinkler eller ingen vinkel på alle. Konsultere en hjerne atlas for præcise koordinater. Tør overfladen af kraniet, fordi hvis ikke cement ikke vil holde og cement cap kan blive forskubbet - Tilføje dental cement inden for kronen skal fuldt ud dække både den metaldel guide kanyle og knogle skrue nok til at sikre dem. Anvend yderligere dental cement, hvis der er en del af kraniet udsættes.
- Vent, indtil dental cement er helt tørret (~ 12-20 min). Fjerne den stereotaxisk adapter fra elektrode klemme. Fjern hætten møtrik og erstatte den stereotaxisk adapter med en dummy sonde og fastgør cap møtrik.
- Slip musen fra den stereotaxisk apparatur og hus musen alene i en individuel bur.
Bemærk: Musen bør ikke efterlades uden opsyn indtil den har genvundet tilstrækkelig bevidsthed for at opretholde brystbenet recumbency. Tjekke musen dagligt indtil dag i mikrodalyse. Musen modtager NSAID-præparater såsom carprofen hvis det ser ud til at være i smerte. Vente 2 uger er nødvendige for søvn-vågner undersøgelser, så musen habituates til det nye miljø10, men andre typer af undersøgelser kan kræve kortere fredninger (f.eks. 1-2 dage).
3. mikrodalyse Setup
- Kvalitetstjek af sonder: Fyld en engangs 1ml sprøjte med destilleret Vandog slutte den til stikkontakt (kortere port) af en sonde, ved hjælp af et byton rør. Dækker ventilationshullerne med fingrene og presse sprøjte stemplet forsigtigt for at indgyde vand i sonden. Tjek at vand fremgår af sondens åbning og der er ingen lækage på overfladen af en mikrodalyse membran.
- Aktivering af sonder: dykke membraner i en sonde i ethanol (70-100%) i to sekunder. Derefter, indgyde destilleret vand i sonden igen med en sprøjte igen.
- Forberedelse af perfusion buffer: for at undgå vedhæftning af målmolekyler til tubings, tilføje BSA ved at fortynde 30% BSA løsning til 4% med kunstige CSF (1,3 mM CaCl2, 1,2 mM MgSO4, 3 mM KCl, 0,4 mM KH2PO4, 25 mM NaHCO3 , 122 mM NaCl, pH = 7,35), som svarer bedst til elektrolyt koncentration i CSF, umiddelbart før anvendelsen. Filtrer perfusion buffer gennem en sprøjte filterenhed med 0,1 µm porestørrelse.
Bemærk: 4% BSA forbedrer restitution for stikning proteiner men kan i alvorlig grad begrænse levering af forbindelser, især for forbindelser, der har høj BSA-bindende. Dette er en fordel ved at anvende lavere koncentration af BSA (såsom 0,15%) i visse tilfælde3. Bemærk, at BSA kan samle meget nemt når ophidset af vortex eller røre pladen. Disse aggregater kan tilstoppe sonder eller membran porer. Vær forsigtig, når du forbereder en BSA løsning at begrænse denne sammenlægning - Forbered to separate linjer for luftindtag og -udtag (Se figur 1 c) og forbinde begge linjer med en forbindelse nål. Udfylde en engangs 3 mL sprøjte fyldt med perfusion buffer og forbinde det med indløb ende af slangen med en stump ende nål. Fylde hele slangen med perfusion buffer af kører sprøjten pumpe.
- Stop sprøjten pumpe og erstatte forbindelse nålen mellem indløb og udløb linje med en aktiveret mikrodalyse sonde fra trin 3.3 (Se figur 1 c). Før denne udskiftning, sætte hætten møtrikken på sonden.
- Montér rullen røret i outlet slangen på rulle pumpe. Start sprøjten pumpe 10 µL/min. og derefter rulle pumpe på den lidt langsommere strømningshastighed (9,5-9,8 µL/min). Sørg for at fjerne alle luftbobler i hele slangen, som kan påvirke inddrivelse, når de indtaster sonden.
- Bedøver musen fra trin 1.12 i på samme måde som i trin 1.2. Sætte musen krave om halsen. Fjern hætten møtrik og dummy sonde og langsomt indsætte en mikrodalyse sonde fra 3.4 gennem guide kanyle og fastgør cap møtrik.
- Sted musen i buret tilsluttet en gratis-flytning system og tether mus med krave. Holde kørende både sprøjten pumpe og rulle pumpe på den angivne strømningshastighed i trin 3.5 i mindst 1 time.
Bemærk: For at opnå ISF samling fra vågen dyr, denne artikel bruger en gratis-flytning system, hvor buret, selv reagerer på et dyr bevægelse at holde tubings fra vridning. Alternativt, flydende svirvler rådighed fra forskellige virksomheder kan også bruges. - Stop rullen pumpe først og derefter sprøjten pumpe. Angiv den ønskede strømningshastighed. Køre sprøjten pumpe 20% hurtigere end rulle pumpe.
Bemærk: For eksempel, hvis du kører på 1 µL/min, drive sprøjte pumpen på 1.2 µL/min. Optimal strømningshastighed bestemmes empirisk for hvert molekyle. - Indsamling af ISF prøver: placere den frie ende af outlet slangen på nedkølet brøkdel collector.
Bemærk: Fald sample volumen varierer afhængigt af assays bruges til analyseformål. - Efter afslutningen af eksperimentet, fjerne sonden. (Bedøver musen efter behov.) Håndtere musen opsving på samme måde som i trin 2.11. Analysere de indsamlede ISF metoder såsom HPLC eller ELISA.
- For at vaske hele slangen efter mikrodalyse, Tilslut indløb og outlet tubings igen ved at erstatte sonden med forbindelsen nål, og køre den fortyndede blegemiddel i hele slangen og derefter skylle det med vand. Tør og opbevar det til gentagen brug.
Bemærk: Andre former for tubings er acceptabel, men BSA i perfusion buffer kan tilstoppe tubings med lille diameter, således disse tubings betragtes som enkelt-bruger. Tubings kan blive slidt ned eller tilstoppet efter flere anvendelser, altså sikre, at strømningshastigheden er konsekvent hver gang før brug.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For at stimulere eller hæmme neuronal aktivitet i reverse mikrodalyse11,12,13, picrotoxin, GABAA receptor antagonist eller tetrodotoxin, Na+ kanal blokker har været brugt. Det har vist sig at tau frigivelse er stimuleret af stigning af neuronal aktivitet13,14. Overensstemmelse med disse tidligere observationer, når 50 µM picrotoxin (PTX) blev administreret via reverse mikrodalyse (Se diskussion for flere detaljer) i vågen C57B6/J mus øget ISF endogene tau niveauer målt ved ELISA i forhold til koeretoejets styring (DMSO) ( Figur 2).
Figur 1: Opsætning af kirurgi og opførelse af mikrodalyse kredsløb. (A) oprettet et stereotaxisk forsamling for en guide implantation ved hjælp af en fælles landbrugspolitik møtrik, et stereotaxisk adapter og en guide kanyle. (B) stereotaxisk kirurgi til implantatet en guide kanyle. Guide kanylen indsættes i hjernen på 12 grader med hensyn til lodret. (C) konstruktion af en inlet-slangen og en outlet rør. Inlet-slangen består af 70 cm FEP slanger (JF-70) og outlet linje består af JF-70 og roller tube og 1/2 af FEP slangen. Forbindelse nåle der anvendes for hvert forbindelse. (D) når hele slangen er fyldt med perfusion buffer, stop pumpen og erstatte forbindelse nålen mellem indløb og udløb linje med en aktiveret mikrodalyse sonde. Sørg for at Tilslut enden af fjorden slangen til indløbsstuds af en sonde (længere port) og Tilslut enden af outlet rør med udgangsporten af en sonde (kortere port). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: repræsentative data viser ISF tau ændringer på picrotoxin reverse mikrodalyse. Picrotoxin (PTX, 50 µM) eller DMSO blev leveret i hippocampus af C57B6/J mus via reverse mikrodalyse. Picrotoxin hurtigt øget ISF endogene tau niveauer fra sin basal niveauer (dvs. de gennemsnitlige tau koncentrationer under 3 h før PTX administration) sammenlignet med DMSO behandling. Data vises som mean±SEM, n = 3 for DMSO, n = 4 for PTX. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mikrodalyse med høj molekylvægt afskåret membraner har skal betjenes af en push-pull-tilstand, derfor er det kritisk, at strømningshastigheden er præcis og konstant. Unøjagtighed i strømningshastigheder kan være årsag til luft boble generation og inkonsekvens i stikprøven koncentration. Hvis strømmen er strid, check alle forbindelser for lækage. Hvis problemet stadig fortsætter, kan det være nødvendigt at re-starte med nye sonder og tubings.
Microdilaysis sonder er løbende perfunderet af perfusion buffer. Der er derfor ikke tilstrækkelig tid til ekstracellulære molekyler til at nå frem til en fuld ligevægt i perfusion buffer. Som en konsekvens, er at koncentrationen i den dialysat meget lavere end dens faktiske koncentration i ISF. For at vurdere den reelle koncentration af molekyler i ISF, er en nul flow metode ofte anvendt3,5,15. Denne metode måler koncentrationen ved at ændre strømningshastigheden. Der er et omvendt forhold mellem koncentration og strømningshastigheden. Derfor kan koncentrationen af målmolekyler bestemmes ved at ekstrapolere den eksponentielle kurve tilbage til den teoretiske nul flow, som repræsenterer den perfekte inddrivelse af molekylerne. Men inddrivelse kan påvirkes af forskellige faktorer som interaktion med membraner eller hydrophobicity af molekyler eller interaktion med andre proteiner, og man bør holde inde indre at koncentrationen ved teoretisk nul ikke kan nødvendigvis svarende til den reelle koncentration i ISF.
En sonde indsættelse forårsager akut lokale skade i hjernen. Af denne grund, er de første flere fraktioner typisk udelukket fra yderligere analyse. I virkeligheden, er niveauer af ISF tau protein i hippocampus ikke stabil i de første 9-15 timers sandsynligvis fordi den akutte skade forårsager ikke-specifik version af tau i ISF (ophavsmandens upublicerede observation). Inddrivelse efter sonde indsættelse skade varierer fra mål til mål. Pilotundersøgelserne skal udføres for at afgøre, hvornår hvert mål når et steady state niveau til at afgøre, hvornår prøver bør analyseres. Dette bestemmer "startpunkt" for mikrodalyse sampling. Et slutpunkt for prøveudtagning er når målet er ikke længere på steady state (typisk 3-5 dage efter mikrodalyse sonde implantation; ikke guide implantation). Start- og sluttidspunkt for hvert mål fastsættes empirisk ved hver lab for hvert mål.
Mikrodalyse er især nyttig, når kombineret med narkotikabehandling. Medicin kan administreres systemisk eller direkte infunderes i ISF. Omvendt mikrodalyse er en metode, der direkte gennemsyrer lille forbindelser via sonder. Dialyse opstår bi-veje. Optagelse af stoffer i perfusion buffer giver sin diffusion, selvom mikrodalyse sonder til det omgivende væv. Denne metode aktiveret den lokale administration af små sammensatte og samtidige samling af ISF. Omvendt mikrodalyse er mindre invasive i forhold til et pres injektion gennem kanylen og kan opretholde mere konstant koncentration af stoffer i målområdet.
Før du starter omvendt mikrodalyse, bør den interne volumen af hele slangen tages hensyn til beregning af tidsplanen for behandling og prøvetagning. For eksempel er det indre volumen af hele slanger, der anvendes i denne artikel 91,5 µL (der henvises til Tabel af materialer til interne volumen af hver slangen). Derfor, når flowet er 1,0 µL/min, det tager 91,5 min for perfusion bufferen indeholder stoffer for at nå brøkdel collector. Når narkotika leveres systemisk, betragtes på den anden side den indre volumen af outlet rør (56.5 µL i dette tilfælde).
In vivo mikrodalyse metode giver flere fordele sammenlignet med andre teknikker. For eksempel, mens hjernen homogeniseret sandsynligvis bestå af både ekstracellulære og intracellulære proteiner, indsamler mikrodalyse specifikt ekstracellulære proteiner fra ISF. For det andet kan en enkelt mikrodalyse sonde indsamle ISF på de forskellige tidspunkter fra de samme dyr. Target koncentrationen i hver prøve kan normaliseres med en % baseline. Det normaliserer absolutte koncentration mellem dyr så relative forskelle kan sammenlignes. Dette øger styrken af en undersøgelse og typisk reducerer dyrs antal nødvendige for et eksperiment, når man sammenligner relative forskelle i protein niveauer efter drug administration/manipulation. På den anden side er den store begrænsning af mikrodalyse begrænsning af størrelsen på target molekyle.
Mikrodalyse kan kombineres med andre i vivo -teknikker. For eksempel kan udfører mikrodalyse i regulatable Transgene mus vurdere i vivo omsætning af target protein16. Kombination med EEG, måling blev brugt til at måle elektriske aktivitet under reverse mikrodalyse11. Og optogenetics aktiveret manipulation af neuronal aktivitet i hjernen mens samtidig indsamling ISF17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatteren har intet at videregive.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af '' licensbetaling for videnskabelig forskning på Innovative områder (hjernen Protein aldring og demens Control)(15H01552) fra MEXT og licensbetaling for unge forskere (B) (16K 20969). Forfatteren takker Dr. David M. Holtzman og Dr. John R. Cirrito for den tekniske råd under udviklingen af denne metode.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| The Univentor 820 Microsampler | Univentor | 8303002 | Refrigerated fraction collector |
| Syringe pump | KD scientific | KDS-101 | |
| Roller pump | Eicom microdialysis | ERP-10 | |
| Raturn Stand-Alone System | BASi | MD-1409 | Free-moving system |
| Dual species cage kit | BASi | CX-1600 | |
| AtmosLM Microdialysis probe (shaft length 8 mm, membrane length 2 mm) | Eicom microdialysis | PEP-8-02 | Shaft length for a probe, a guide, a dumy probe and a stereotaxic adaptor should be identical. |
| Microdialysis guide (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PEG-8 | |
| Microdialysis dummy probe (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PED-8 | |
| Bone screw | BASi | MD-1310 | |
| Super bond C&B set | Sunmedical | Dental cement | |
| Small animal Stereotaxic Instrument with digital display console | Kopf | Model 940 | Stereotaxic apparatus |
| Mouse and neonatal rat adaptor | Stoelting | 51625 | |
| Standard Ear Bars and Rubber Tips for Mouse Stereotaxic | Stoelting | 51648 | |
| Albumin solution from bovine serum | Sigma | A7284-50ML | 30% BSA solution |
| FEP tubing (70 cm) | Eicom microdialysis | JF-10-70 | Internal volume = 0.5 µL/cm |
| Teflon tubing (50 cm) | Eicom microdialysis | JT-10-50 | Internal volume = 0.08 µL/cm |
| Byton tube | Eicom microdialysis | JB-30 | |
| Intramedic luer stab adaptor 23G | BD | 427565 | Blunt end needle |
| Roller tube | Eicom microdialysis | RT-5S | Internal volume = 4 µL |
| Cap nut | Eicom microdialysis | AC-5 | |
| 0.25 mL microcentrifuge tube with cap | QSP | 503-Q | Tubes for fraction collector |
| Sterotaxic adaptor (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PESG-8 | |
| Connection needle | Eicom microdialysis | RTJ | |
| Mouse animal collar | BASi | MD-1365 | |
| High Speed Rotary Micromotor kit | FOREDOM | K.1070 | Drill |
| Picrotoxin | Sigma | P1675 | |
| Screw driver for bone screws | |||
| Scalpel | |||
| Cotton swab | |||
| Surgical clipper |
References
- Lei, Y., Han, H., Yuan, F., Javeed, A., Zhao, Y. The brain interstitial system: Anatomy, modeling, in vivo measurement, and applications. Progress in Neurobiology. 157, 230-246 (2017).
- Kushikata, T., Hirota, K. Neuropeptide microdialysis in free-moving animals. Methods in Molecular Biology. 789, 261-269 (2011).
- Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
- Emmanouilidou, E., et al. Assessment of α-synuclein secretion in mouse and human brain parenchyma. PLoS One. 6 (7), 1-9 (2011).
- Yamada, K., et al. In vivo microdialysis reveals age-dependent decrease of brain interstitial fluid tau levels in P301S human tau transgenic mice. The Journal of Neuroscience. 31 (37), 13110-13117 (2011).
- Ulrich, J. D., et al. In vivo measurement of apolipoprotein E from the brain interstitial fluid using microdialysis. Molecular Neurodegeneration. 8 (1), 13 (2013).
- Emmanouilidou, E., et al. GABA transmission via ATP-dependent K+ channels regulates α-synuclein secretion in mouse striatum. Brain. 139 (3), 871-890 (2016).
- Takeda, S., et al. Seed-competent high-molecular-weight tau species accumulates in the cerebrospinal fluid of Alzheimer's disease mouse model and human patients. Annals of Neurology. 80 (3), 355-367 (2016).
- Yamada, K. In vivo Microdialysis of brain interstitial fluid for the determination of extracellular tau levels. Methods in Molecular Biology. 1523, 285-296 (2017).
- Kang, J. -E., et al. Amyloid-β dynamics are regulated by orexin and the sleep-wake cycle. Science. 326 (November), 1005-1008 (2009).
- Cirrito, J. R., et al. Synaptic activity regulates interstitial fluid amyloid-beta levels in vivo. Neuron. 48 (6), 913-922 (2005).
- Bero, A. W., et al. Neuronal activity regulates the regional vulnerability to amyloid-β deposition. Nature Neuroscience. 14 (6), 750-756 (2011).
- Yamada, K., et al. Neuronal activity regulates extracellular tau in vivo. Journal of Experimental Medicine. 211 (3), 387-393 (2014).
- Pooler, A. M., Phillips, E. C., Lau, D. H. W., Noble, W., Hanger, D. P. Physiological release of endogenous tau is stimulated by neuronal activity. EMBO Reports. 14 (4), 389-394 (2013).
- Castellano, J. M., et al. Human apoE isoforms differentially regulate brain amyloid-β peptide clearance. Science Translational Medicine. 3 (89), 89ra57 (2011).
- Yamada, K., et al. Analysis of in vivo turnover of tau in a mouse model of tauopathy. Molecular Neurodegeneration. 10 (1), 55 (2015).
- Taylor, H., et al. Investigating local and long-range neuronal network dynamics by simultaneous optogenetics, reverse microdialysis and silicon probe recordings in vivo. Journal of Neuroscience Methods. 235, 83-91 (2014).
