Summary

Контраст соответствия моющего средства в малых угол нейтронного рассеяния экспериментов мембраной протеина структурного анализа и моделирования Ab Initio

Published: October 21, 2018
doi:

Summary

Этот протокол демонстрирует как получить модель с низким разрешением ab initio и структурные детали моющих средств солюбилизирован мембранный белок в растворе с использованием малых угол нейтронного рассеяния с контраст подбор моющего средства.

Abstract

Биологических малого угол нейтронного рассеяния инструмент в высоких-Flux изотоп реактора из Oak Ridge национальной лаборатории предназначен для исследования биологических материалов, переработка биотоплива и био вдохновил материалы, охватывающие нанометр до Микрометр длина шкалы. Методы, представленные здесь для изучения физических свойств (например, размер и форма) мембранных белков (здесь, MmIAP, intramembrane аспартил протеазы от Methanoculleus marisnigri) в растворах формирования мицеллы являются моющих средств хорошо подходит для этого инструмента рассеяния нейтронов небольшой угол, среди других. Другие методы биофизические характеристики препятствуют их неспособность решить стиральный порошок взносы в сложной структуре белка-моющего средства. Кроме того доступ к био-Deuteration Lab предоставляет уникальные возможности для подготовки крупномасштабного культивирования и выражая дейтерия меченых белков для расширения рассеяние сигнала от белка. Хотя этот метод не предоставляет структурные детали в высоком разрешении, структурного разрыва для мембранных белков содержит много адресуемой области исследований не требуя вблизи атомных резолюции. Например эти области включают определение олигомерных государств, комплекс формирования, конформационные изменения во время возмущений и складные/разворачивающихся событий. Эти расследования может быть легко достигнуто путем применения этого метода.

Introduction

Мембранные белки кодируются с примерно 30% от всех генов1 и представляют собой значительное большинство целей для современных лекарственных препаратов. 2 эти белки выполняют множество жизненно важных клеточных функций,3 , но несмотря на обилие и важности — представляют только около 1% от общей структуры, депонируется в совместную исследований для протеина структурного биоинформатики (RCSB) Банк данных. 4 из-за их частично гидрофобная природа, структурные определения белков мембранных привязкой был чрезвычайно сложным. 5 , 6 , 7

Как многие биофизические методы требуют монодисперсных частиц в растворе для измерения, изолируя мембранных белков из родной мембраны и стабилизации этих белков в растворимые мнемосхемы родной мембран был активной областью исследований в последние годы десятилетия. 8 , 9 , 10 эти исследования привели к разработке многих Роман амфифильных сборок солюбилизировать последнего мембранных белков, таких как nanodiscs,11,12,13 bicelles,14,15 и amphipols. 16 , 17 однако, использование моющего средства мицеллы остается одним из наиболее распространенных и простой подходов для удовлетворения требований растворимость данного белка. 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 к сожалению, нет единого моющего средства или Волшебная смесь моющих средств в настоящее время существует удовлетворяющего всех мембранных белков; Таким образом эти условия должны проверяться эпирически для уникальных потребностей каждого белка. 26 , 27

Моющие средства самостоятельно собрать в растворе выше их концентрации мицеллообразования критической форме статистические структуры, называемые мицеллы. Мицеллы состоят из многих стиральный порошок мономеров (обычно начиная от 20-200) с гидрофобным алкил цепи, образуя ядром мицеллы и гидрофильные головы группы организованы в слое оболочки мицеллы, стоящих перед водного растворителя. Поведение моющих средств и формирования мицеллы классически был описан Чарльзом Tanford Гидрофобным эффектом,28 и размеров и формы мицелл из часто используемых моющих средств в мембранных белков исследования были характеризуется, с помощью малых угол рассеяния. 29 , 30 моющего средства Организации о мембранных белков также были изучены, и образование комплексов протеина-моющее средство (PDC) ожидается молекулами моющего средства, окружающих белка в договоренность, которая напоминает аккуратно моющего средства Мицеллы. 31

Один добавил, что преимущество использования моющих средств, что результирующая мицеллы свойств может быть манипулирован включения других моющих средств. Многие моющие средства экспонат идеальное смешивание, и выберите пункт Свойства смешанные мицеллы даже может быть предсказано от компонентов и соотношение смешивания. 22 однако, присутствие моющего средства может по-прежнему создают проблемы для биофизические характеристики, способствуя общий сигнал. Например с рентгеновской и рассеяние света методы, сигнал от моющих средств в PDC практически неотличима от белка. 32 с одной частицы крио электронной микроскопии (крио ЭМ) расследования обычно полагаются на ловушку частицы (замороженных); структурные детали белка по-прежнему скрываются определенного моющих средств или высокой концентрации моющего средства, который добавляет к фону. 33 альтернативные подходы к интерпретации полную структуру PDC (включая моющих средств) были сделаны через вычислительных методов, которые стремятся восстановить моющее вокруг данной мембранный белок. 34

В случае рассеяния нейтронов ядро оболочка расположение моющего средства в мицеллы производит форм-фактор, который способствует наблюдаемых рассеяния. К счастью компоненты решения могут быть изменены таким образом, что они не способствуют чистой наблюдаемых рассеяния. Этот процесс «контраст соответствия» достигается путем замены дейтерия для водорода для достижения рассеяния длина плотности, что соответствует фона (буфер). Разумный выбор моющего средства (с доступных транс коллегами) и их соотношение смешивания должны рассматриваться. Для моющего средства мицеллы эта замена могут выполняться с использованием моющих средств с той же головы группы, но имеющие транс алкильной цепи (d хвост вместо h хвост). Так как моющие средства перемешанных,35 их агрегатов будет иметь рассеяния длина плотности, что моль фракция взвешенный средний из двух компонентов (h хвосты и d хвосты). Когда этот контраст средней согласуется с этим глава группы, чтобы удалить все взносы в наблюдаемых рассеяния единообразные статистические структуры могут совпасть полностью.

Мы представляем здесь протокол манипулировать нейтронов контраст стиральный порошок мицелл, включив химически идентичны стиральный порошок молекул дейтерия меченых алкильной цепи. 19 , 36 , 37 это позволяет полный Одновременный контраст соответствия мицеллы ядро и оболочка, которая является уникальной возможностью рассеяния нейтронов. 35 , 38 с этим значительно изысканный уровнем детализации, контраст соответствия можно включить иначе неосуществимым исследования мембранных белков структур. Кроме того этот контраст соответствующий подход может быть распространен на другие системы, связанные с моющим средством, например полимер обмен реакции39 и нефть вода диспергентов,40 или даже другие solubilizing агентов, таких как bicelles,41 nanodiscs,42 или блок сополимеры. Аналогичный подход 43 A как указано в этой рукописи, но применение одного вида моющего средства с частичным дейтерия замен на алкильной цепи и/или руководитель группы, был недавно опубликован. 37 в то время как это можно ожидать улучшения случайное распределение водорода и дейтерия во всем моющего средства по сравнению с подходом, представленные здесь, ограниченное количество доступных позиций на моющее средство для замещения и двухступенчатый стиральный порошок синтеза требуются создает дополнительные проблемы для рассмотрения.

Шаги 1 и 2 протокола подробно ниже часто перекрываются, так как начальный эксперимент планирование должно быть сделано представить предложение качества. Однако, считается представления предложений здесь как первый шаг, чтобы подчеркнуть, что этот процесс должен быть запущен задолго до начала эксперимента нейтронов. Следует также отметить, что необходимого шага, который должно быть подкреплено предложение, должен иметь биохимические и физические характеристики (в том числе чистоту и стабильности) образца, поддерживая необходимость нейтронных исследований. Общее обсуждение малых угол нейтронного рассеяния (SANS) выходит за рамки этой статьи. Краткий, но тщательное введение доступен в работе ссылка, которую Характеризация материалов Кауфман,44 и всеобъемлющий учебник сосредоточена на биологических малых угол решение рассеяния недавно был опубликован. 45 далее рекомендовал чтение приводится в разделе обсуждения. Малоуглового рассеяния использует так называемые рассеяния вектора Q в качестве центральной количество, которое описывает процесс рассеяния. Эта статья использует широко признанного определения Q = 4π sin (θ) / λ, где θ — половина угол между входящей и рассеянного пучка и λ является длина волны нейтронного излучения в ангстремы. Существуют другие определения, что использовать различные символы, такие как ‘ вектор рассеяния и что могут отличаться 2π фактор или с помощью нанометров вместо Ангстрем (см. также обсуждение рис. 10).

Protocol

1. подготовить и представить нейтрона фонда луч время и предложение инструмент Обратитесь к онлайн-ресурсы для выявления помещений рассеяния нейтронов, которые обеспечивают общего пользователя нейтрона луч время доступа, например Oak Ridge национальной лаборатории (ORNL). Карта нейтро…

Representative Results

Луч время и инструмент предложение должно четко передают всю информацию, необходимую для Комитета по обзору, таким образом, чтобы можно было произвести действительный оценку предлагаемого эксперимента. Связь с NSS настоятельно рекомендуется для неопытных пользовател…

Discussion

Структурная биология исследователи воспользоваться преимуществами дополнительных структурных методов как решение рассеяния для получения биохимических и структурных деталей (например, общий размер и форма) от биомолекул в растворе. SANS является особенно привлекательным техника для …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Отделение биологических и экологических исследований поддерживает исследования в центре ORNL в структурной молекулярной биологии (CSMB) и био-использования средств, поддерживаемых научный отдел помещений пользователя, Управление основных энергетических наук, Департамента США энергии. Строительные работы на мембранных белков в лаборатории Либерман была поддержана NIH (DK091357, GM095638) и NSF (0845445).

Materials

Amicon Ultra MWCO 50KDa concentrator  EMD Millipore UFC905096 labware
Ammonium citrate dibasic Fisher Scientific A663 medium component
Ammonium sulfate EMD Millipore 2150 medium component
Bioflo 310 Bioreactor System Eppendorf M1287-2110 equipment
Calcium chloride dihydrate Acros 423525000 medium component
Carbenicillin IBI Scientific IB02025 antibiotic
Chloramphenicol EMD Millipore 3130 antibiotic
Cobalt (II) chloride Acros AC21413-0050 medium component
Copper (II) sulfate Acros AC19771-1000  medium component
Deuterium oxide Sigma-Aldrich 756822 medium component
Drierite Gas Purifier W.A. Hammond Drierite Co. Ltd. 27068
EDTA, disodium, dihydrate EMD Millipore 4010 medium component
Emulsiflex-C3 Avestin EF-C3 equipment
Äkta Purifier UPC100 GE Healthcare  equipment
Glycerol Sigma-Aldrich G5516 medium component
HEPES Sigma-Aldrich H4034
HiPrep 16/60 Sephacryl S-300 HR column GE Healthcare  17116701
Imidazole VWR 97064-622
IPTG Teknova I3325
Iron(III) chloride hexahydrate MP Biochemicals ICN19404590 medium component
LB Agar Miller Fisher Scientific BP1425-2
Magnesium sulfate heptahydrate VWR 97062-134 medium component
Manganese(II) sulfate monohydrate Acros AC20590-5000 medium component
MaxQ 6000 Incubated/Refrigerated Shaker Thermo Scientific SHKE6000-7  equipment
n-Dodecyl-d25-β-D-maltopyranoside Anatrace D310T
n-Dodecyl-β-D-maltopyranoside Anatrace D310A
Potassium phosphate monobasic VWR 97062-346 medium component
RC 6 Plus Centrifuge Thermo Scientific Sorvall 46910 equipment
SIGMAFAST protease inhibitor cocktail tablets, EDTA-free Sigma-Aldrich S8830
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich 795429
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S7907 medium component
Sterile 25mm syringe filter with 0.2µm PES membrane VWR 28145-501 labware
Sterile disposable bottle top filter with 0.2µm PES membrane Thermo Scientific 596-4520  labware
Superdex 200 10/300 GL  GE Healthcare  17517501
Superose-12 10/300 GL column  GE Healthcare  17517301
Ultrospec 10 Cell Density Meter GE Healthcare  80211630 equipment
Zinc sulfate monohydrate Acros AC38980-2500  medium component

References

  1. Wallin, E., Heijne, G. V. Genome-wide analysis of integral membrane proteins from eubacterial, archaean, and eukaryotic organisms. Protein Science. 7 (4), 1029-1038 (1998).
  2. Tautermann, C. S. GPCR structures in drug design, emerging opportunities with new structures. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 24 (17), 4073-4079 (2014).
  3. Cournia, Z., et al. Membrane protein structure, function, and dynamics: A perspective from experiments and theory. The Journal of Membrane Biology. 248 (4), 611-640 (2015).
  4. Doerr, A. Membrane protein structures. Nature Methods. 6, 35 (2008).
  5. Bill, R. M., et al. Overcoming barriers to membrane protein structure determination. Nature Biotechnology. 29, 335 (2011).
  6. Carpenter, E. P., Beis, K., Cameron, A. D., Iwata, S. Overcoming the challenges of membrane protein crystallography. Current Opinion in Structural Biology. 18 (5), 581-586 (2008).
  7. Sanders, C. R., Sönnichsen, F. Solution NMR of membrane proteins: Practice and challenges. Magnetic Resonance in Chemistry. 44 (S1), S24-S40 (2006).
  8. Garavito, R. M., Ferguson-Miller, S. Detergents as tools in membrane biochemistry. Journal of Biological Chemistry. 276 (35), 32403-32406 (2001).
  9. Privé, G. G. Detergents for the stabilization and crystallization of membrane proteins. Methods. 41 (4), 388-397 (2007).
  10. Wessel, D., Flügge, U. I. A method for the quantitative recovery of protein in dilute solution in the presence of detergents and lipids. Analytical Biochemistry. 138 (1), 141-143 (1984).
  11. Bayburt, T. H., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. Self-assembly of discoidal phospholipid bilayer nanoparticles with membrane scaffold proteins. Nano Letters. 2 (8), 853-856 (2002).
  12. Bayburt, T. H., Sligar, S. G. Membrane protein assembly into Nanodiscs. FEBS Letters. 584 (9), 1721-1727 (2010).
  13. Skar-Gislinge, N., et al. Elliptical structure of phospholipid bilayer nanodiscs encapsulated by scaffold proteins: Casting the roles of the lipids and the protein. Journal of the American Chemical Society. 132 (39), 13713-13722 (2010).
  14. Sanders, C. R., Schwonek, J. P. Characterization of magnetically orientable bilayers in mixtures of dihexanoylphosphatidylcholine and dimyristoylphosphatidylcholine by solid-state NMR. Biochemistry. 31 (37), 8898-8905 (1992).
  15. Vestergaard, M., Kraft, J. F., Vosegaard, T., Thøgersen, L., Schiøtt, B. Bicelles and other membrane mimics: comparison of structure, properties, and dynamics from MD simulations. The Journal of Physical Chemistry B. 119 (52), 15831-15843 (2015).
  16. Popot, J. -. L., et al. Amphipols From A to Z. Annual Review of Biophysics. 40 (1), 379-408 (2011).
  17. Tribet, C., Audebert, R., Popot, J. -. L. Amphipols: Polymers that keep membrane proteins soluble in aqueous solutions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 93 (26), 15047 (1996).
  18. Fernández, C., Wüthrich, K. NMR solution structure determination of membrane proteins reconstituted in detergent micelles. FEBS Letters. 555 (1), 144-150 (2003).
  19. Hiruma-Shimizu, K., Shimizu, H., Thompson, G. S., Kalverda, A. P., Patching, S. G. Deuterated detergents for structural and functional studies of membrane proteins: Properties, chemical synthesis and applications. Molecular Membrane Biology. 32 (5-8), 139-155 (2015).
  20. Krueger-Koplin, R. D., et al. An evaluation of detergents for NMR structural studies of membrane proteins. Journal of Biomolecular NMR. 28 (1), 43-57 (2004).
  21. Linke, D., Burgess, R. R., Deutscher, M. P. . Methods in Enzymology. 463, 603-617 (2009).
  22. Oliver, R. C., et al. Tuning micelle dimensions and properties with binary surfactant mixtures. Langmuir. 30 (44), 13353-13361 (2014).
  23. Orwick-Rydmark, M., Arnold, T., Linke, D. The use of detergents to purify membrane proteins. Current Protocols in Protein Science. 84 (1), (2016).
  24. Tanford, C., Reynolds, J. A. Characterization of membrane proteins in detergent solutions. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Reviews on Biomembranes. 457 (2), 133-170 (1976).
  25. Tulumello, D. V., Deber, C. M. Efficiency of detergents at maintaining membrane protein structures in their biologically relevant forms. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1818 (5), 1351-1358 (2012).
  26. Arachea, B. T., et al. Detergent selection for enhanced extraction of membrane proteins. Protein Expression and Purification. 86 (1), 12-20 (2012).
  27. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: Not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1666 (1), 105-117 (2004).
  28. Tanford, C. . The Hydrophobic Effect: Formation of Micelles and Biological Membranes. , (1980).
  29. Littrell, K., Urban, V., Tiede, D., Thiyagarajan, P. Solution structure of detergent micelles at conditions relevant to membrane protein crystallization. Journal of Applied Crystallography. 33 (3 Part 1), 577-581 (2000).
  30. Oliver, R. C., et al. Dependence of micelle size and shape on detergent alkyl chain length and head group. PLOS ONE. 8 (5), e62488 (2013).
  31. Maire, M., Champeil, P., Møller, J. V. Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1508 (1), 86-111 (2000).
  32. Hong, X., Weng, Y. -. X., Li, M. Determination of the topological shape of integral membrane protein light-harvesting complex LH2 from photosynthetic bacteria in the detergent solution by small-angle X-ray scattering. Biophysical Journal. 86 (2), 1082-1088 (2004).
  33. Vinothkumar, K. R. Membrane protein structures without crystals, by single particle electron cryomicroscopy. Current Opinion in Structural Biology. 33, 103-114 (2015).
  34. Pérez, J., Koutsioubas, A. Memprot: A program to model the detergent corona around a membrane protein based on S-SAXS data. Acta Crystallographica Section D. 71 (1), 86-93 (2015).
  35. Oliver, R. C., Pingali, S. V., Urban, V. S. Designing mixed detergent micelles for uniform neutron contrast. The Journal of Physical Chemistry Letters. 8 (20), 5041-5046 (2017).
  36. Hiruma-Shimizu, K., Kalverda, A. P., Henderson, P. J. F., Homans, S. W., Patching, S. G. Synthesis of uniformly deuterated n-dodecyl-β-D-maltoside (d39-DDM) for solubilization of membrane proteins in TROSY NMR experiments. Journal of Labelled Compounds & Radiopharmaceuticals. 57 (14), 737-743 (2014).
  37. Midtgaard, S. R., et al. Invisible detergents for structure determination of membrane proteins by small-angle neutron scattering. The FEBS Journal. 285 (2), 357-371 (2018).
  38. Gabel, F., Chaudhuri, B., Muñoz, I. G., Qian, S., Urban, V. S. . Biological Small Angle Scattering: Techniques, Strategies and Tips. , 201-214 (2017).
  39. Schantz, A. B., et al. PEE-PEO Block copolymer exchange rate between mixed micelles is detergent and temperature activated. Macromolecules. 50 (6), 2484-2494 (2017).
  40. Liyana-Arachchi, T. P., et al. Bubble bursting as an aerosol generation mechanism during an oil spill in the deep-sea environment: Molecular dynamics simulations of oil alkanes and dispersants in atmospheric air/salt water interfaces. Environmental Science: Processes & Impacts. 16 (1), 53-64 (2014).
  41. Dos Santos Morais, R., et al. Contrast-matched isotropic bicelles: A versatile tool to specifically probe the solution structure of peripheral membrane proteins using SANS. Langmuir. 33 (26), 6572-6580 (2017).
  42. Maric, S., et al. Stealth carriers for low-resolution structure determination of membrane proteins in solution. Acta Crystallographica Section D. 70 (2), 317-328 (2014).
  43. Pedersen, J. S., Svaneborg, C., Almdal, K., Hamley, I. W., Young, R. N. A small-angle neutron and x-ray contrast variation scattering study of the structure of block copolymer micelles: Corona shape and excluded volume interactions. Macromolecules. 36 (2), 416-433 (2003).
  44. Urban, V. S., Kaufmann, E. N. . Characterization of Materials. , (2012).
  45. Chaudhuri, B., Muñoz, I. G., Qian, S., Urban, V. S., Cohen, I. R., et al. . Advances in Experimental Medicine and Biology. 1009, 1-268 (2017).
  46. . Submitting a Research Proposal Available from: https://neutrons.ornl.gov/users/proposals (2018)
  47. . Accompanying Bio-Deuteration Laboratory Proposal Available from: https://www.ornl.gov/sites/default/files/BDL_info_request.docx (2014)
  48. Whitten, A. E., Cai, S., Trewhella, J. MULCh: Modules for the analysis of small-angle neutron contrast variation data from biomolecular assemblies. Journal of Applied Crystallography. 41 (1), 222-226 (2008).
  49. . Scattering Length Density Calculator by National Institute of Standards and Technology (NIST) Center for Neutron Research Available from: https://www.ncnr.nist.gov/resources/activation/ (2018)
  50. Ibel, K., Stuhrmann, H. B. Comparison of neutron and X-ray scattering of dilute myoglobin solutions. Journal of Molecular Biology. 93 (2), 255-265 (1975).
  51. Holme, T., Arvidson, S., Lindholm, B., Pavlu, B. Enzymes: Laboratory-scale production. Process Biochemistry. 5 (9), 62-66 (1970).
  52. Larsson, G., Enfors, S. -. O. Protein release and foaming in Escherichia coli cultures grown in minimal medium. Bioprocess Engineering. 15 (5), 231-237 (1996).
  53. Artero, J. -. B., Hartlein, M., McSweeney, S., Timmins, P. A comparison of refined X-ray structures of hydrogenated and perdeuterated rat [gamma]E-crystallin in H2O and D2O. Acta Crystallographica Section D. 61 (11), 1541-1549 (2005).
  54. Paliy, O., Bloor, D., Brockwell, D., Gilbert, P., Barber, J. Improved methods of cultivation and production of deuteriated proteins from E. coli strains grown on fully deuteriated minimal medium. Journal of applied microbiology. 94 (4), 580-586 (2003).
  55. Sivashanmugam, A., et al. Practical protocols for production of very high yields of recombinant proteins using Escherichia coli. Protein Science. 18 (5), 936-948 (2009).
  56. Hoopes, J. T., Elberson, M. A., Preston, R. J., Reddy, P. T., Kelman, Z., Kelman, Z. . Methods in Enzymology. 565, 27-44 (2015).
  57. Leiting, B., Marsilio, F., O’Connell, J. F. Predictable deuteration of recombinant proteins expressed in Escherichia coli. Analytical Biochemistry. 265 (2), 351-355 (1998).
  58. Perkins, S. J. Estimation of deuteration levels in whole cells and cellular proteins by 1H n.m.r. spectroscopy and neutron scattering. Biochemical Journal. 199 (1), 163-170 (1981).
  59. Obom, K. M., Magno, A., Cummings, P. J. Operation of a benchtop bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (79), e50582 (2013).
  60. Duff, A. P., Wilde, K. L., Rekas, A., Lake, V., Holden, P. J., Kelman, Z. . Methods in Enzymology. 565, 3-25 (2015).
  61. Haertlein, M., Kelman, Z., et al. . Methods in Enzymology. 566, 113-157 (2016).
  62. Meilleur, F., Weiss, K. L., Myles, D. A. A. T Micro and Nano Technologies in Bioanalysis. Methods in Molecular Biology. 544, 281-292 (2009).
  63. Naing, S. -. H., Oliver, R. C., Weiss, K. L., Urban, V. S., Lieberman, R. L. Solution structure of an intramembrane aspartyl protease via small angle neutron scattering. Biophysical Journal. 114 (3), 602-608 (2018).
  64. . Training Requirements for First Time and Repeat Users Available from: https://neutrons.ornl.gov/users (2018)
  65. . Remote Analysis Cluster Available from: https://analysis.sns.gov (2018)
  66. Franke, D., et al. ATSAS 2.8: A comprehensive data analysis suite for small-angle scattering from macromolecular solutions. Journal of Applied Crystallography. 50 (4), 1212-1225 (2017).
  67. . Software Suite Available from: https://www.embl-hamburg.de/biosaxs/download.html (2018)
  68. . Software Individual Programs Available from: https://www.embl-hamburg.de/biosaxs/software.html (2018)
  69. Konarev, P. V., Volkov, V. V., Sokolova, A. V., Koch, M. H. J., Svergun, D. I. PRIMUS: A Windows PC-based system for small-angle scattering data analysis. Journal of Applied Crystallography. 36 (5), 1277-1282 (2003).
  70. Jacques, D. A., Trewhella, J. Small-angle scattering for structural biology-Expanding the frontier while avoiding the pitfalls. Protein Science. 19 (4), 642-657 (2010).
  71. Svergun, D. Determination of the regularization parameter in indirect-transform methods using perceptual criteria. Journal of Applied Crystallography. 25 (4), 495-503 (1992).
  72. Putnam, C. D., Hammel, M., Hura, G. L., Tainer, J. A. X-ray solution scattering (SAXS) combined with crystallography and computation: defining accurate macromolecular structures, conformations and assemblies in solution. Quarterly Reviews of Biophysics. 40 (3), 191-285 (2007).
  73. Svergun, D. I., et al. Protein hydration in solution: Experimental observation by x-ray and neutron scattering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (5), 2267-2272 (1998).
  74. Franke, D., Svergun, D. I. DAMMIF, a program for rapid ab-initio shape determination in small-angle scattering. Journal of Applied Crystallography. 42 (2), 342-346 (2009).
  75. Svergun, D. I. Restoring Low Resolution Structure of Biological Macromolecules from Solution Scattering Using Simulated Annealing. Biophysical Journal. 76 (6), 2879-2886 (1999).
  76. Jacques, D. A., Guss, J. M., Svergun, D. I., Trewhella, J. Publication guidelines for structural modelling of small-angle scattering data from biomolecules in solution. Acta Crystallographica Section D. 68 (6), 620-626 (2012).
  77. Heller, W. T., et al. The Bio-SANS instrument at the High Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory. Journal of Applied Crystallography. 47 (4), 1238-1246 (2014).
  78. Svergun, D. I., Koch, M. H. J. Small-angle scattering studies of biological macromolecules in solution. Reports on Progress in Physics. 66 (10), 1735 (2003).
  79. Johnson, J. L., Kalyoncu, S., Lieberman, R. L., Mus-Veteau, I. . Heterologous Expression of Membrane Proteins: Methods and Protocols. , 281-301 (2016).

Play Video

Cite This Article
Oliver, R. C., Naing, S., Weiss, K. L., Pingali, S. V., Lieberman, R. L., Urban, V. S. Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling. J. Vis. Exp. (140), e57901, doi:10.3791/57901 (2018).

View Video