L’objectif du protocole est d’optimiser les paramètres de génération de fracture pour produire des fractures cohérentes. Ce protocole représente les variations de la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les animaux. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite.
La génération fiable conforme fractures stabilisée dans des modèles animaux est essentielle pour comprendre la biologie de la régénération osseuse et le développement de dispositifs et thérapeutiques. Cependant, modèles de lésion disponibles sont minées par incompatibilité entraînant gaspillage animaux, ressources et données imparfaites. Pour remédier à ce problème de l’hétérogénéité de la fracture, le but de la méthode décrite ici consiste à optimiser les paramètres de génération de fracture spécifiques à chaque animal et céder un emplacement compatible fracture et modèle. Ce protocole tient compte des variations dans la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les souches de souris et peut être adaptée pour générer des fractures cohérents chez d’autres espèces, comme le rat. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite. Par rapport aux techniques actuelles de fracture stabilisée, le protocole d’optimisation et de la nouvelle fracture appareil démontre leur cohérence accrue en modes stabilisés fracture et emplacements. À l’aide d’optimisé les paramètres spécifiques au type de l’échantillon, les augmentations de protocole décrit la précision des traumatismes induits, minimisant l’hétérogénéité de fracture généralement observée dans les procédures de génération de fracture fermée.
Recherche sur la guérison des fractures est nécessaire pour régler un problème clinique et économique important. Chaque année plus 12 millions de fractures sont traités dans les États-Unis1, coûtant $ 80 milliards par année2. La probabilité d’un homme ou une femme souffrant une rupture dans leur vie est de 25 % et 44 %, respectivement3. Problèmes liés à la guérison des fractures sont censés augmenter avec comorbidités accrues que la population vieillira. Pour étudier et résoudre ce problème, des modèles robustes de génération de la fracture et de stabilisation sont nécessaires. Les modèles de rongeurs sont idéales à cet effet. Ils fournissent la pertinence clinique et peuvent être modifiés aux conditions spécifiques de l’adresse(p. ex., plusieurs blessures, fractures ouvertes, fermées, ischémiques et infectés). En plus de reproduire les scénarios cliniques, modèles animaux de fracture sont importantes pour comprendre la biologie osseuse et développement thérapeutiques et dispositifs. Cependant, les tentatives pour étudier les différences entre les interventions peuvent être compliqués par la variabilité introduite par génération de fracture incompatible. Ainsi, générant constamment fermés et reproductibles des fractures chez les modèles animaux est essentiel au domaine de la recherche de l’appareil locomoteur.
Malgré la maîtrise correctement pour l’hétérogénéité potentielle de sujet en s’assurant que le fond génétique appropriée, sexe, âge et les conditions environnementales, la production de lésions osseuses cohérent ayant une pertinence clinique est une variable importante affectant reproductibilité qui doit être contrôlée. Des comparaisons statistiques à l’aide de fractures incompatibles sont truffés de bruit expérimentales et une forte variabilité4; en outre, variabilité de la fracture peut entraîner la mort animale inutile en raison de la nécessité d’augmenter la taille de l’échantillon ou la nécessité d’euthanasier les animaux souffrant de fractures comminutives ou malposition. Le but de la méthode décrite ici est d’optimiser les paramètres de génération de fracture qui sont spécifiques aux types d’échantillons et céder un emplacement compatible fracture et modèle.
Les modèles actuels de génération de fracture entrent dans deux grandes catégories, chacune avec leurs propres forces et faiblesses. Modèles de fracture ouverte (ostéotomie) subir une intervention chirurgicale pour exposer l’OS, après quoi une fracture est induite par couper l’os ou affaiblissant et puis manuellement casser5,6,7,8. Les avantages de cette méthode sont la visualisation directe de la site de la fracture et un emplacement de fracture plus uniforme et le modèle. Toutefois, la pertinence physiologique et clinique de l’approche et le mécanisme de la lésion sont limitées. En outre, les méthodes ouvertes de génération de fracture nécessitent une approche chirurgicale et fermeture avec une longue période au cours de laquelle les rongeurs sont exposés à un risque accru de contamination.
Techniques fermées régler bon nombre des limites de la technique ouverte. Techniques fermées produisent des fractures à l’aide d’un traumatisme contondant application externe qui induit un dommage à l’os et les tissus environnants, plus semblables à celles observées dans les lésions cliniques humaines. La méthode la plus courante a été décrite par Bonnarens et Einhorn en 1984,9. Ils ont décrit une guillotine pondérée utilisée pour transmettre un traumatisme contondant pour briser l’OS sans causer des blessures sur la peau externe. Cette méthode a été largement adoptée pour étudier l’effet de la génétique10,11, la thérapie pharmacologique12,13,14,15, mécanique16, 17et physiologie18,19,20 sur OS guérison chez les souris et les rats. Tandis que l’avantage des méthodes fermées est physiologiquement pertinents fractures, rigueur et reproductibilité expérimentale sont limitées par l’hétérogénéité de la fracture. La génération de fracture incompatible entraîne une différenciation entre les groupes limitée, aux échantillons perdus et une augmentation chez les animaux nécessaires à la réalisation de signification statistique.
Contrôle de la variabilité dans la génération de la fracture et la stabilisation est indispensable pour produire des résultats significatifs. Afin de bien étudier la biologie de la réparation de la fracture, un modèle simple et robuste de rupture est nécessaire. Le modèle devrait être traduisible d’espèces de rongeurs, types d’OS (fémur ou du tibia, par exemple) et à travers les antécédents génétiques souris variable et a provoqué des mutations. En outre, la procédure idéale devrait être techniquement simple et produire des résultats cohérents. À l’hétérogénéité d’adresse de fracture, la méthode décrite ici est la construction d’un appareil de fracture bien contrôlées qui peut alors servir à optimiser les paramètres et générer des fractures constamment fermées peu importe l’âge, le sexe ou le génotype.
Ce protocole d’optimisation et de génération de fracture fournit aux chercheurs avec une méthode efficace pour dériver au paramètres de fracture et effectuer une procédure peu invasive, qui produit des fractures précises, répétables et transversales. En outre, ce protocole établit un ensemble commun de paramètres de génération de fracture, qui favorise la cohérence de la méthode parmi les chercheurs. Ces paramètres permettront la création d’une base de données commune de fracture d’établir des no…
The authors have nothing to disclose.
La recherche rapportée dans cette publication a été financée par le National Institute of Arthritis et troubles musculo-squelettiques et les maladies de la peau de la National Institutes of Health, en vertu de l’attribution numéro F30AR071201 et R01AR066028.
Support Subassembly | Supplementary Figure 1 | ||
Beam, Support–Jaw Section | 80/20 | 1003 x 9.00 | w/ #7042 at A, C, in Left End |
Beam, Support–Horizontal Section | 80/20 | 1002 x 14.00 | |
Beam, Support–Vertical 1 | 80/20 | 1050 x 10.50 | w/ #7042 at A in Left End and at A in Right End |
Beam, Support–Vertical 2 | 80/20 | 1010 x 10.50 | w/ #7042 at D, B in Left End and at A in Right End |
Beam, Support–Plate Mount | 80/20 | 1030 x 8.00 | w/ #7036 at Left End |
Beam, Support–Magnet | 80/20 | 1010 x 13.50 | w/ #7042 at A, C, in Right End |
Anchors (3) | 80/20 | 3392 | |
Double Anchor (3) | 80/20 | 3091 | |
Bolt Assembly (6) | 80/20 | 3386 | 1/4-20 x 3/8" |
Button Head Socket Cap Screw (6) | 80/20 | 3604 | 1/4-20 x 3/4" |
Ram Subassembly | Supplementary Figure 2 | ||
Block, Stop | Custom | Supplementary Figure 3 | |
Block, Guide | Custom | Supplementary Figure 3 | |
Rod, Ram | Custom | Supplementary Figure 4 | |
Alignment Screw | Custom | Supplementary Figure 5 | |
Plate, Mounting | Custom | Supplementary Figure 6 | |
Linear Sleeve Bearing (2) | McMaster-Carr | 8649T2 | |
Hex Nut (3) | McMaster-Carr | 92673A125 | 3/8-16 UNC |
Socket Cap Screw (8) | McMaster-Carr | 92196A108 | 4/40 x 3/8" |
Socket Cap Screw (6) | McMaster-Carr | 92196A032 | 4/40 x 1 1/8" |
Socket Cap Screw (1) | McMaster-Carr | 92196A267 | 10/32 3/8" |
Magnet Subassembly | Supplementary Figure 7 | ||
Mount, Magnet | Custom | Supplementary Figure 8 | |
Power Supply | McMaster-Carr | 70235K23 | |
Foot Switch | McMaster-Carr | 7376k2 | |
Electromagnet | McMaster-Carr | 5698k111 | |
Wire – 10 feet | McMaster-Carr | 9936k12 | |
Rod, Magnet | McMaster-Carr | 95412A566 | 1/4" Threaded Rod x 7" |
Corner Bracket (6) | 80/20 | 4108 | |
Socket Cap Screw (1) | McMaster-Carr | 92196A705 | 10/32 1 1/4" |
Hex Nut (4) | McMaster-Carr | 92673A113 | 1/4-20 UNC |
Complete Assembly | Supplementary Figure 9 | ||
Bracket, Leg Jaw (2) | Custom | Supplementary Figure 10 | |
Platform, Fracture | Custom | Supplementary Figure 11 | |
Jig, Positioning-Fracture | Custom | Supplementary Figure 12 | |
Other | |||
Pin Cutter | Medical Supplies and Equipment | 150S | |
Needles | Sigma | Z192430, Z192376 | 23g x 1.5" – mouse femur, 27g x 1.25" – mouse tibia |