Summary

Fracture appareil Design et optimisation de protocoles pour les Fractures fermées-stabilisé chez les rongeurs

Published: August 14, 2018
doi:

Summary

L’objectif du protocole est d’optimiser les paramètres de génération de fracture pour produire des fractures cohérentes. Ce protocole représente les variations de la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les animaux. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite.

Abstract

La génération fiable conforme fractures stabilisée dans des modèles animaux est essentielle pour comprendre la biologie de la régénération osseuse et le développement de dispositifs et thérapeutiques. Cependant, modèles de lésion disponibles sont minées par incompatibilité entraînant gaspillage animaux, ressources et données imparfaites. Pour remédier à ce problème de l’hétérogénéité de la fracture, le but de la méthode décrite ici consiste à optimiser les paramètres de génération de fracture spécifiques à chaque animal et céder un emplacement compatible fracture et modèle. Ce protocole tient compte des variations dans la taille de l’os et de la morphologie qui peut-être exister entre les souches de souris et peut être adaptée pour générer des fractures cohérents chez d’autres espèces, comme le rat. En outre, un appareil de fracture économique, réglable est décrite. Par rapport aux techniques actuelles de fracture stabilisée, le protocole d’optimisation et de la nouvelle fracture appareil démontre leur cohérence accrue en modes stabilisés fracture et emplacements. À l’aide d’optimisé les paramètres spécifiques au type de l’échantillon, les augmentations de protocole décrit la précision des traumatismes induits, minimisant l’hétérogénéité de fracture généralement observée dans les procédures de génération de fracture fermée.

Introduction

Recherche sur la guérison des fractures est nécessaire pour régler un problème clinique et économique important. Chaque année plus 12 millions de fractures sont traités dans les États-Unis1, coûtant $ 80 milliards par année2. La probabilité d’un homme ou une femme souffrant une rupture dans leur vie est de 25 % et 44 %, respectivement3. Problèmes liés à la guérison des fractures sont censés augmenter avec comorbidités accrues que la population vieillira. Pour étudier et résoudre ce problème, des modèles robustes de génération de la fracture et de stabilisation sont nécessaires. Les modèles de rongeurs sont idéales à cet effet. Ils fournissent la pertinence clinique et peuvent être modifiés aux conditions spécifiques de l’adresse(p. ex., plusieurs blessures, fractures ouvertes, fermées, ischémiques et infectés). En plus de reproduire les scénarios cliniques, modèles animaux de fracture sont importantes pour comprendre la biologie osseuse et développement thérapeutiques et dispositifs. Cependant, les tentatives pour étudier les différences entre les interventions peuvent être compliqués par la variabilité introduite par génération de fracture incompatible. Ainsi, générant constamment fermés et reproductibles des fractures chez les modèles animaux est essentiel au domaine de la recherche de l’appareil locomoteur.

Malgré la maîtrise correctement pour l’hétérogénéité potentielle de sujet en s’assurant que le fond génétique appropriée, sexe, âge et les conditions environnementales, la production de lésions osseuses cohérent ayant une pertinence clinique est une variable importante affectant reproductibilité qui doit être contrôlée. Des comparaisons statistiques à l’aide de fractures incompatibles sont truffés de bruit expérimentales et une forte variabilité4; en outre, variabilité de la fracture peut entraîner la mort animale inutile en raison de la nécessité d’augmenter la taille de l’échantillon ou la nécessité d’euthanasier les animaux souffrant de fractures comminutives ou malposition. Le but de la méthode décrite ici est d’optimiser les paramètres de génération de fracture qui sont spécifiques aux types d’échantillons et céder un emplacement compatible fracture et modèle.

Les modèles actuels de génération de fracture entrent dans deux grandes catégories, chacune avec leurs propres forces et faiblesses. Modèles de fracture ouverte (ostéotomie) subir une intervention chirurgicale pour exposer l’OS, après quoi une fracture est induite par couper l’os ou affaiblissant et puis manuellement casser5,6,7,8. Les avantages de cette méthode sont la visualisation directe de la site de la fracture et un emplacement de fracture plus uniforme et le modèle. Toutefois, la pertinence physiologique et clinique de l’approche et le mécanisme de la lésion sont limitées. En outre, les méthodes ouvertes de génération de fracture nécessitent une approche chirurgicale et fermeture avec une longue période au cours de laquelle les rongeurs sont exposés à un risque accru de contamination.

Techniques fermées régler bon nombre des limites de la technique ouverte. Techniques fermées produisent des fractures à l’aide d’un traumatisme contondant application externe qui induit un dommage à l’os et les tissus environnants, plus semblables à celles observées dans les lésions cliniques humaines. La méthode la plus courante a été décrite par Bonnarens et Einhorn en 1984,9. Ils ont décrit une guillotine pondérée utilisée pour transmettre un traumatisme contondant pour briser l’OS sans causer des blessures sur la peau externe. Cette méthode a été largement adoptée pour étudier l’effet de la génétique10,11, la thérapie pharmacologique12,13,14,15, mécanique16, 17et physiologie18,19,20 sur OS guérison chez les souris et les rats. Tandis que l’avantage des méthodes fermées est physiologiquement pertinents fractures, rigueur et reproductibilité expérimentale sont limitées par l’hétérogénéité de la fracture. La génération de fracture incompatible entraîne une différenciation entre les groupes limitée, aux échantillons perdus et une augmentation chez les animaux nécessaires à la réalisation de signification statistique.

Contrôle de la variabilité dans la génération de la fracture et la stabilisation est indispensable pour produire des résultats significatifs. Afin de bien étudier la biologie de la réparation de la fracture, un modèle simple et robuste de rupture est nécessaire. Le modèle devrait être traduisible d’espèces de rongeurs, types d’OS (fémur ou du tibia, par exemple) et à travers les antécédents génétiques souris variable et a provoqué des mutations. En outre, la procédure idéale devrait être techniquement simple et produire des résultats cohérents. À l’hétérogénéité d’adresse de fracture, la méthode décrite ici est la construction d’un appareil de fracture bien contrôlées qui peut alors servir à optimiser les paramètres et générer des fractures constamment fermées peu importe l’âge, le sexe ou le génotype.

Protocol

Ce protocole a été développé pour s’assurer que les animaux n’est pas utilisés inutilement et est épargnés toutes douleurs inutiles et détresse ; elle adhère à toutes les lois fédérales, étatiques, les et institutionnels et les lignes directrices régissant la recherche sur les animaux. Le protocole a été élaboré sous la direction d’un laboratoire de l’Université-large programme de médecine des animaux réalisé par des vétérinaires spécialisé en médecine animaux de laboratoire. Le protoc…

Representative Results

La guillotine précédemment utilisée dans notre laboratoire a été élaborée en 2004 et était fondée sur les modèles publiés par Einhorn21. Le design ne permettaient pas d’ajustements à adéquatement tenir compte des différences dans la morphologie osseuse et ne permettaient pas un positionnement reproductible du membre. En outre, l’appareil précédent requis deux personnes pour le faire fonctionner. Par conséquent, nous avons conçu et construit un…

Discussion

Ce protocole d’optimisation et de génération de fracture fournit aux chercheurs avec une méthode efficace pour dériver au paramètres de fracture et effectuer une procédure peu invasive, qui produit des fractures précises, répétables et transversales. En outre, ce protocole établit un ensemble commun de paramètres de génération de fracture, qui favorise la cohérence de la méthode parmi les chercheurs. Ces paramètres permettront la création d’une base de données commune de fracture d’établir des no…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La recherche rapportée dans cette publication a été financée par le National Institute of Arthritis et troubles musculo-squelettiques et les maladies de la peau de la National Institutes of Health, en vertu de l’attribution numéro F30AR071201 et R01AR066028.

Materials

Support Subassembly Supplementary Figure 1
Beam, Support–Jaw Section  80/20 1003 x 9.00 w/ #7042 at A, C, in Left End
Beam, Support–Horizontal Section 80/20 1002 x 14.00
Beam, Support–Vertical 1 80/20 1050 x 10.50  w/ #7042 at A in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Vertical 2 80/20 1010 x 10.50  w/ #7042 at D, B in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Plate Mount 80/20 1030 x 8.00  w/ #7036 at Left End
Beam, Support–Magnet 80/20 1010 x 13.50  w/ #7042 at A, C, in Right End
Anchors (3) 80/20 3392
Double Anchor (3) 80/20 3091
Bolt Assembly (6) 80/20 3386 1/4-20 x 3/8"
Button Head Socket Cap Screw (6) 80/20 3604 1/4-20 x 3/4"
Ram Subassembly Supplementary Figure 2
Block, Stop Custom Supplementary Figure 3
Block, Guide Custom Supplementary Figure 3
Rod, Ram Custom Supplementary Figure 4
Alignment Screw Custom Supplementary Figure 5
Plate, Mounting Custom Supplementary Figure 6
Linear Sleeve Bearing (2) McMaster-Carr 8649T2
Hex Nut (3) McMaster-Carr 92673A125 3/8-16 UNC
Socket Cap Screw (8) McMaster-Carr 92196A108 4/40 x 3/8"
Socket Cap Screw (6) McMaster-Carr 92196A032 4/40 x 1 1/8"
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A267  10/32 3/8"
Magnet Subassembly Supplementary Figure 7
Mount, Magnet Custom Supplementary Figure 8
Power Supply McMaster-Carr 70235K23
Foot Switch McMaster-Carr 7376k2
Electromagnet McMaster-Carr 5698k111
Wire – 10 feet McMaster-Carr 9936k12
Rod, Magnet McMaster-Carr 95412A566 1/4" Threaded Rod x 7"
Corner Bracket (6) 80/20 4108
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A705 10/32 1 1/4"
Hex Nut (4) McMaster-Carr 92673A113 1/4-20 UNC
Complete Assembly Supplementary Figure 9
Bracket, Leg Jaw (2) Custom Supplementary Figure 10
Platform, Fracture Custom Supplementary Figure 11
Jig, Positioning-Fracture Custom Supplementary Figure 12
Other
Pin Cutter Medical Supplies and Equipment 150S
Needles Sigma Z192430, Z192376  23g x 1.5" – mouse femur, 27g x 1.25" – mouse tibia

References

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Cite This Article
Zondervan, R. L., Vorce, M., Servadio, N., Hankenson, K. D. Fracture Apparatus Design and Protocol Optimization for Closed-stabilized Fractures in Rodents. J. Vis. Exp. (138), e58186, doi:10.3791/58186 (2018).

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