Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

レンチ ウイルスのベクトルの直噴ハイライト ラット脊髄における複数の運動経路

Published: March 15, 2019 doi: 10.3791/59160

Summary

このプロトコルは、ラット脊髄組織への逆行性可搬型ウイルスのベクトルの注入を示します。ベクトルはシナプスでとらし、ターゲット ニューロンの細胞体に運ばれます。このモデルは、重要な脊髄経路またはターゲット細胞遺伝子治療用の逆行のトレースに適しています。

Abstract

神経系の細胞に興味の蛋白質を導入は、生来の生物学的障壁ほとんど分子へのアクセスを制限するために挑戦です。脊髄組織に直接注射を細胞体へのアクセスを提供する、これらの障壁を無視またはシナプス分子を組み込むことができます。この方法とウイルスベクター技術を組み合わせることで標的遺伝子の遺伝子治療や管トレースを目的として神経組織への導入はします。ここで脊髄固有のニューロン脊髄と脳幹の核のニューロンへの特定輸送を促進する (PNs) のシナプスに非常に効率的な逆行性輸送 (HiRet) 用に設計されたウイルスを導入します。PNs をターゲットに核および網様体脊髄路として脊髄セグメントを通して互いの相互接続などの運動経路から受け取った多数の接続の活用します。代表的なトレース HiRet ベクトルを用いた恒常活性緑色蛍光タンパク質 (GFP) 細胞体、軸索と胸部の PNs と橋の網様体網様体脊髄ニューロン樹状突起のアーバーの忠実度の高い詳細を表示します。HiRet 脳幹経路と PNs に組み込まれていますが、年齢依存の皮質脊髄路ニューロンの統合を示しています。要約すると、ウイルスのベクトルを使用して脊髄注射は興味の蛋白質の標的器官の細胞への導入に適した方法です。

Introduction

ウイルスのベクトル、欠陥遺伝子の活性を上昇させる重要な成長タンパク質を補うまたは構造とのシナプス接続をハイライト マーカー蛋白質を製造するために細胞に遺伝物質を導入することが重要な生物学的ツール彼らの目標です。蛍光トレースと主要な運動経路を強調するためにラットの脊髄に非常に効率的な逆行性輸送レンチウイルスベクターの直接注入について説明します。 このメソッドは、神経細胞の多様な集団に興味の蛋白質を導入する軸索の再生と再生の研究に非常に適しても、沈黙ニューロン機能マッピング研究1,2のために使用されています。

脊髄運動経路の解剖学的な詳細の多くを BDA とフッ素金3,4,5,6,7など古典的なトレーサーと直噴研究を通して解明しました。,8しますこれらのトレーサーのゴールド スタンダードであるが、損傷した軸索によって吸収など特定の欠点がありますまたは注射を周囲白質の通路の軸索サイト9,10,11。.これは経路接続が誤って解釈する可能性があります、破損または切断された軸索によって色素の吸収が後の分析12中に繊維を再生のためと誤解されるおそれ再生研究の欠点があります。

レンチウイルスベクターは遺伝子療法の研究で人気のある神経集団13,14,15,16,17,18 で安定した、長期的な表現を提供するよう ,19。ただし、従来パッケージ レンチウイルスベクター逆行性輸送に限られていることができるし、した場合の免疫応答を引き起こす可能性があります生体内で4,20,21。HiRet と呼ばれる高効率の逆行輸送ベクトルは逆行輸送22,23を向上させるハイブリッド ベクトルを作成する狂犬病ウイルス糖蛋白質のウイルスのエンベロープを変更することにより加藤らによって生産されています。

逆行のトレースは、その細胞の軸索によってとらし、細胞体に輸送することができますターゲット ニューロンのシナプスの空間にベクトルを紹介します。HiRet の成功の輸送は、マウスや霊長類23,24の脳に神経シナプスと運動ニューロン22に筋肉から実証されています。このプロトコルは、腰椎脊髄、脳幹ニューロンと脊髄固有のニューロンのシナプス終末を具体的にターゲットへの注入を示します。PNs では、多くの異なる脊髄経路から接続を受信し、脊髄と脳幹の神経細胞の多様な人口を対象とするこのように利用できます。本研究ではラベル付きニューロン回路を支配する運動ニューロン プール後肢運動機能に関連を表します。堅牢なラベリングは、脊髄と脳幹、アーバーの樹状突起と軸索端末の忠実度の高い詳細などに見られます。またメソッドを使いましたこの頸髄内先行研究で脊髄固有および脳幹の網様体脊髄経路25にラベルを付ける。

このプロトコルは、ラットの腰部脊髄へのウイルスのベクトルの注入を示します。映画 1に見られるように、最後の肋骨にある L1 椎体を識別することによって切開は対象します。これは L1 L4 脊髄を通して筋肉を公開する 3-4 cm の切開の尾のランドマークとして使用されます。T11 T13 脊椎骨の背側面の laminectomies が実行され、ベベルガラス針は 0.8 mm 下げた 1.5 mm の正中線から外側を指示されるウイルスを注入する灰白質に深く。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

以下の手術と動物のケア手順のすべては、ケアおよび使用委員会のテンプル大学によって承認されています。

1. 術前準備

  1. ウイルス注入ナノリットル インジェクター用に設計された 3.5 ナノリットル ガラス毛細管ピペットを使用して手術前に数日の引っ張られたガラス針を準備します。針の 2 つのテンプレートを作成するための製造元の指示に従って二段針引き手を引いて、各ピペット。
  2. 刀で余分なガラスの約 1-2 mm を切断して針テンプレートの先端を絞り込みます。測定針 30-40 μ m の開口部を分離する顕微鏡校正スライドを顕微鏡下でおおよその口径。
  3. 30 ° に位置する針、ピペット beveller を使用して 30-40 μ m の絞り値と 45 ° の傾斜角度で先端を作成します。校正スライドのバーニア スケールで開口幅を確認します。柔軟な針の付いた注射器を使用して破片を洗い流すと、一定の間隔で針を黒のマーカーでマーク ガラス針を水とエタノールを通過します。
  4. 以前 70% エタノールで洗浄屋根付きシャーレに針を置き、紫外線の下でバイオ セーフティ フードで 30 分間殺菌します。
  5. HiRet レンチを準備するには、手順の直前に冷凍庫から適当なボリュームを削除します。
    注: 適切な音量には注入に必要な量が含まれています (1 μ L 注入/注射の数 x) 少量ピペッティングおよび損失の読み込みを考慮して余分なボリュームのプラス。輸送し、使用しないときに氷にウイルスを格納します。
  6. マイクロ ポンプにそれを差し込むとバーニア スケール マイクロマニピュレーターに配置することによって、インジェクターを準備します。
  7. ガラス針を準備、慎重に注射器で赤色の油などの着色された染料をロードするには、柔軟な針が備わっています。針で気泡が残っていないことを確認します。無菌技術を使用して、針を処理するとき、先端に触れるを控えます。
  8. ガラス針を挿入、ワッシャーに針が正しく装着されて、インジェクター キャップはタイトでねじで締まるし、鋼インジェクター針を拡張を確保、インジェクター約 ¾ ガラス針の長さ。ウイルスは、後の手順で針に読み込むことができます。

2. 麻酔や手術部位の準備

  1. 動物のデジタル スケールで重量を量る。麻酔薬の必要量を判断し、減量手術後のモニタリングを可能にする術前の体重を記録します。Sprague-dawley ラット約 200-250 g は、このプロトコルで使用されていた。
  2. イソフルラン吸入または挿入されたケタミン ・ キシラジン ソリューションを使用してラットの麻酔 (k/x)。ここでは、ケタミンは 67 mg/kg とキシラジン 6.7 mg/kg の用量で腹腔内注入されます。
  3. しっかりと足を締めつけることにより適切な麻酔平面を確認します。反射的撤退が発生した場合は、続行する前にいくつかの追加分を待ちます。
    注: またひげ、目と意識の兆しの呼吸数を観察します。ひげがけいれん、目に優しく、触れたとき点滅または呼吸は速く浅く場合、麻酔の飛行機は深いプロトコルを続行するまで待ちます。また椎弓切除術および注入の手術を通してこれらの兆候を監視します。動物には、浅い麻酔平面が表示されている場合管理ケタミンだけ同等のブースター ショット 1/2 に元の k/x の投与量。
  4. 肩甲骨の劣った角度に腰から背側の正中線に沿ってラットのひげをそる。簡単より正確なひげをそるのピンと張った、動物の皮膚を引き出します。
  5. 両方の目に眼軟膏を適用されます。
  6. サイトを消毒する剃毛エリアに消毒薬を塗る。最初のスクラブすべての髪やがれき 5% ヨウ素溶液と拭きに滅菌ガーゼを浸します。2 回エリアは連絡なし、70% エタノールに浸した滅菌ガーゼでこれをフォロー方向スワイプで。これと同じ手法を使用して、倍のヨウ素とエタノールに浸したガーゼを交互に。

3. 手術の準備のフィールドと器

  1. 滅菌フィールドを作成する滅菌ラップをアンラップにメス、rongeurs、ラット歯の鉗子、春はさみ、止血剤、中ポイント カーブ鉗子とリトラクターや重み付きフックを含むオートクレーブの手術器具のセットを準備します。
  2. 滅菌手術用手袋のパッケージを開き、滅菌グローブ ラップをテーブルに置きます。滅菌ラップの汚染を防ぐために使用されるツールの追加滅菌フィールドとして使用します。
  3. #10 メス刃を滅菌フィールドにドロップします。止血剤のハンドルに刃を保護します。位置滅菌生理食塩水、4.0 のクロム腸線縫合糸、材料、師、滅菌ガーゼ、(の筋肉出血)、滅菌綿棒や弁 (骨出血) のアクセス可能な場所での bonewax などの出血のコントロールに。
  4. 動物を取得し、滅菌布でそれを設定します。尿を収集するために膀胱の下にガーゼを配置します。腹部の下で巻きタオルでターゲット地域を支えます。可能な場合、特に長い手順のため、滅菌布の下に外科的加熱パッドを配置します。
    注: 不妊手術生存中に重要です。手袋をはめた手の使用ビーズ滅菌器不妊が侵害された場合、または個々 の手術の間は無菌性を維持する一方、70% のエタノールのスプレー ボトルを維持します。

4. 公開脊柱、椎弓切除術のサイトを識別します。

  1. 皮膚切開がなされる最後の肋骨に指を軽く押して L1 椎体を検索する領域を識別します。筋肉を公開する L1 だけ劣って終了 #10 手術メスで 3-4 cm の皮膚切開を作るランドマークとして、これを使用して。穏やかな広がりによってピンと張った肌を保持し、きれいな切開を確保するためメス刃でしっかりと押します。
  2. カットし、鉗子、はさみに応じて表在性脂肪を広めます。(対象椎骨によって異なります可能性があります。 または大きいの脂肪パッドの表面的な筋肉ではない)。
  3. メスの刃または指のフラットな棘突起の感触。しばしばどちら側でも白い筋膜の"V"が正中線エリアを概説します。ラット歯の鉗子で上流工程にしっかりとつかむし、可能な限りプロセスに近い 2 つの長い、深いカットを作るように小さな吻側カットを作る。カットの深い時点では、脊椎骨の背側表面をメス刃で感じることができます。
  4. リトラクターや視認性を改善するために重み付けのフックと脇の外側の筋肉を保持します。メス、春はさみや頭の形状を決定する rongeurs プロセスを明確な筋。
    注意: 脊髄組織停止前の骨よりも開発に成長としては、脊髄に、脊柱の完全な長さを超えない。これは、ターゲットの脊髄レベルが異なる名前椎の下にあるかもしれないことを意味します。
  5. T11、T12 ・ T13 の隣接するプロセスを探します。
    注: 適切な椎骨レベルをターゲットに援助は、ラット脊髄アトラスと非常によく似ているマウスでランドマークをアウトライン前の調査で見つけることができます脊椎構造6,33。T9 など吻側棘突起を正中線ランドマークを与えるため行わないでください。

5、椎弓切除術を行う

  1. ターゲット領域が正しく識別されて、一度は、T11 T13 の背側面の laminectomies を実行します。優しく広がる脊椎骨の初期制動の rongeurs を挿入するのには良いサイトである椎間靭帯を明らかにします。細かい制御を高めるため半分閉じている位置で、rongeurs を保持します。
  2. Rongeurs と軽食を取って、棘突起と椎の背側面を削除します。脊髄の損傷または硬膜を邪魔しないように注意します。引くのためラット歯の鉗子で脊髄椎骨からを少し持ち上げ、脊髄組織をヒットする傾向を減らします。
  3. 正中線の血管を観察することができますので、正中線から骨を離れてクリアします。明らかに脊髄組織を表示し、障害物がないウィンドウを残します。
  4. 鉗子で脊髄がそっと触れます。その麻酔の平面が深い場合でも、いくつかの動物がジャンプ反射的。直接注入のプロシージャの間にジャンプを防ぐために脊髄にリドカインなどの麻酔剤を数滴を適用します。
  5. 棘突起吻側と尾側椎弓切除術ウィンドウに安定用のピンセットを留めることによって脊髄のホルダーに動物を保護します。呼吸運動の効果を否定する脊髄のホルダーを使用して動物の腹部を上げます。これは針の安定性を高めるし、挿入の適切な深さを確保します。

6. ウイルスをロードとインジェクターを位置決め

  1. パラフィルムの部分の上に約 5 μ L を分注して先端がドロップの中に移動するには、針インジェクターにウイルスを読み込みます。
  2. 20-100 nL/秒のレートでウイルスの最大 4 μ L を撤回するのに、マイクロ ポンプを使用します。
  3. 挿入し、針の先端がブロックされないように、針からのウイルスの少量を解放するコント ローラーを設定します。拭き取ってください余分なウイルス研究室で拭きます。
    注: 鋼の針でハミルトンのシリンジは引っ張られたガラス ピペットの代替として使えます。
  4. バーニア スケールが表示されるようにマニピュレーターを配置し、脊髄の正中線に針を配置します。
    注: 正中線は、脊髄の前面で実行されている大きな血管でも配置できます。これは個々 のラットで異なることができ、そのままの棘突起と正中線をターゲットを確認すべき。
  5. バーニア スケールを用いたマニピュレーター 0.8 mm で横方向に針を直接します。
  6. インデントがない、硬膜穿刺までに脊髄に針を下ろします。1.5 mm の深さに沈んでいるそれまで針で硬膜を穿刺迅速なひねりを使用して、.

7. 脊髄にウイルスを注入します。

  1. 針は、完了後プログラム 400 nL/分確認、ウイルスの割合で注入するインジェクターは色素フロントの進行状況を観察することによって脊髄に入る。明らかな漏れ無しまたは脊髄組織の膨張があるはずです。漏れを確認すると、時々 200 nL/min に射出速度を減らすことによって緩和されるこのすることができます。
  2. 注入が完了すると、脊髄 (注入量) に応じて 2-5 分のための残りの部分に針を許可するウイルスの拡散を促進します。
  3. ゆっくりと針を撤回し、次の注射部位に移動します。ウイルスの 1 μ L を各 6 等間隔サイト約 1 mm L1 L4 脊髄組織の長さに沿う間隔に注入します。同じ針は、それが正しく機能し続ける限り、各インジェクションで使用される可能性があります。

8. 創傷閉鎖と手術後のケア

  1. 脊髄のホルダーから動物を削除、リトラクターまたは外側筋を広めるために使用フックを取り出してください。傷は閉じる前にすべての破片の明確を確認します。
  2. 4.0 クロム腸線縫合糸を使用して筋肉を縫合します。内部皮膚の炎症の可能性を減らすには結び目の近くに縫合糸をカットします。
  3. 閉じた傷 9 ミリメートルのクリップを使用して皮膚を定番します。最適の治療を可能にする、ホチキス止めする前に皮膚のエッジをラインします。
  4. 温暖化パッドとモニターまで覚醒水の対流に動物を配置します。
  5. 5-10 mL の皮下水分や感染を防ぐためセファゾリンなどの抗生物質を補充するために滅菌生理食塩水を注入します。動物は外来はその家のケージに戻したと初期鎮痛剤を提供します。 痛みや苦痛の兆候をラットを監視し、痛みの緩和、承認 IACUC 手順に従って治療します。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

成功した注入およびウイルスのベクトルのトランスポートは、一方的なニューロン脊髄および特定の脳幹の核の堅牢な人口の伝達になります。ニューロンと脊髄、投与 4 週間後で脳幹の橋の網様体は軸索のステレオタイプ的なラベリングを図 1に示します。重要な GFP 発現は、注入 (図 1 a、ボックス領域) と同側の側胸部脊髄の灰白質のニューロンで見られます。いくつかのニューロンは、特に正中線付近、対側にも観察されます。白質の GFP 発現で観察される (図 1 a矢印と矢印)、同側のコードの軸索地域を中心に脊髄固有軸索 (矢印) の典型的です。図 1 a 'では、神経細胞の細胞体と樹状突起の典型的な表現を示すボックス領域の高倍率を示しています。橋網様体など脳幹核神経細胞における GFP 発現を観察することも (図 1 b、ボックス化された地区の高倍率図 1 b ')。

Figure 1
図 1: 脊髄と脳幹の神経細胞の伝達。ニューロン (ボックス化された領域)、脊髄固有のニューロン (矢印) の軸索と脊髄の他の器官 (矢印) の軸索内の GFP (A) 式。(A')GFP 標識細胞と樹状突起を表現する脳幹の橋網様体 (B) A のボックス領域の神経表現の高倍率。(B')箱入りB地区の高倍率。スケール バー: (A) = 500 μ m;(B) = 1 mm(A')、(B') = 50 μ m。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください

Movie 1
映画 1:ラットの腰部脊髄に注入をターゲットとします。このビデオの要約はターゲットの基礎とラットの脊髄へのウイルスのベクトルの注入。してくださいここをクリックしてこのビデオを表示します。(右クリックしてダウンロード)

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

脳や脊髄の神経細胞の遺伝子操作はハイライト感覚、運動と傷害27,28,後神経管の再生可能性を探索する蛍光トレースを介して自律神経経路に務めています。29,30,31,32,33. 直接脊髄への逆行性可搬型ウイルスのベクトルの注入は、中枢神経系におけるこのメソッドの最適マッピング経路を作る彼らのシナプスを介して神経集団をターゲットできます。HiRet ベクトルは具体的に傷つけられた軸索または関係のないセルに広がりを示さなかった同様に構造化されたベクトルを用いたシナプス22,24,25、および前のトレース選択的吸収を示します34,35、HiRet 構築22,23,25の特徴の結果と一致しています。したがって、逆行性トレーサーとして HiRet の直噴は傷害の後の可塑性を受ける介在神経細胞の回路を探索するための理想的な方法です。

ウイルスのベクトルの脊髄注入成功に関連する 2 つの重要な概念があります。最初はガラス針で正しいターゲットを確立して、2 つ目は組織に針からウイルスの十分な流量を確保することです。このプロトコルは、逆行のトレースを含む、適切なエリアを対象と関心のニューロン集団のシナプス接続の徹底的な理解を必要とします。脊髄固有と網様体脊髄ニューロンの腰椎の脊髄への接続ここで目標にされます。これらのニューロンは、脳幹と PNs ラミナ V-VII 灰白質内にローカライズの大半と、頸部と胸部の脊髄セグメント全体に広がっています。ニューロンの十分な人口の伝達を確保するため、ウイルスを 6 回投与は 4 つの脊髄セグメントにまたがる領域に作られています。L1 L4 セグメントは、中枢パターン発生器と脊髄の他の地域に知られているコネの存在のために選択されます。一度正しい脊髄セグメントとラミナを知られている、解剖学的ランドマークを介してこれらのターゲットの物理的な場所は重要です。アトラス解剖学的構造と椎体の形状の詳細を表示するターゲット ランドマーク8,36を確認に役立ちます。1 つの注入または六つはなされる; かどうかこのプロトコルの大部分は同じであることに注意してください。違いは、椎弓切除術、および以上 4 μ L を注入する場合、追加のウイルスとガラス針を再読み込みする必要がありますという事実によって公開されて脊髄セグメント数でのみです。プロトコルはマウスに容易に適応させることができます。その小さいサイズのためウイルス コードに注入量を下方に調整する必要があり、正しい脊柱ラミナをヒットに必要な測定調整。マウスの同じような手術のいくつかのビデオは以前公開された37,38をされています。

次の考慮事項は、組織に十分な拡散です。針の入念な準備は開口部が外側と破片は、先端をブロックせずの着色された染料のフロントを介して脊髄に針から流れの可視化、フローするウイルスの懸濁液のために十分であることを確認する必要懸濁液は組織を貫通を確認すると便利。懸濁液は、組織に配布されている、一度 2-5 分の脊髄内針を維持する十分な拡散になります。

対象になる母集団の成功した伝達によって抗体価、血清型と感染効率など注入されたウイルスの本質的な性質も変わります。我々 は、少なくとも 10 のゲノムのコピー力価を見つける10 GC/mL HiRet レンチも生体内で実験のために働きます。高価または注入量の高いラベリング インデックスを表示可能性がありますが、ウイルスは対象エリア外、または対側の脊髄を拡散できるので注意が必要があります。彼らの親和性に基づく興味のラベル セルの適切なベクターの型の配慮もする必要があります。特定のウイルスの血清型は39ニューロンの異なった人口でより良い感染症と伝達率があります。このベクターへの変更はその親和性40に影響を与えるしかし、伝統的なレンチウイルスベクターは VSV G エンベロープ蛋白質による細胞の種類の広い範囲に感染する知られています。HiRet 構造により、非常に効率的な逆行輸送22,23脊髄固有の伝達に効果的な狂犬病ウイルスの融合糖タンパク質 (ムッとする空気 B) と pseudotyping によって、封筒を変更し、神経番号 (HiRet ベクトル参照平野らの構造の細部。) の fluorogold と microruby4,41などのメソッドを介して管トレースに匹敵する、網様体脊髄路22します。 ただし、それは十分にラベルこれらの実験で大人の皮質脊髄路の他の研究1高効率新生児における CST のラベルはそれが。不可能だその受容体 NCAM または p75 など、ターゲットを絞ったシナプスで HiRet の吸収に必要なNTRは弱だけ大人 CST ニューロン42,43, これはまだ調査されているが表明しました。いずれの場合も、これは使用されているベクトルが標的細胞の適切なかどうかを判断することの重要性を示しています。この実験では、脳や脊髄組織が処理され、プローブ増幅と腰髄からすべての脳の領域への輸送のための豊かな時間を確保する 4 週間後。HiRet は高速逆行性軸索輸送を介して運ばれ、こうして短い実験期間が適切な距離が注入領域は、頸髄の場合など、送料場合、可能性があります。

直接注入の手術は、脊髄へのウイルスのベクトル技術の導入のための便利なツールです。遺伝子実験は有利な安定が可能と HiRet の使用、永続的な発現を長い間、非毒性であるニューロンへ。この実験では、GFP 標識に見られたないを行わない直接注入領域にシナプスするニューロン。また胸部挫傷のけが25動物の前の調査でそうでした。さらに、HiRet GFP はラベルの脊髄運動ニューロンや後根神経節ニューロン一過性脱髄坐骨神経 (未発表観測) に注入することでした。一緒に、これらのデータは、HiRet が軸索を通して容易には入らないし、効率的に対象人口神経接続の詳細や忠実度の高いマップを提供するシナプスのベクトルの通風管によってニューロンをペリプラズムにお勧めします。これは逆行性アデノ随伴ウイルスなど (下さい rAAV レトロ)、通路44軸索によってとられるために知られている他の逆行性可搬型ウイルスのベクトル上の優位性を HiRet 再生のマッピングの研究で特に便利と脊髄損傷の回路を再接続します。HiRet の利点は沈黙やアブレーション研究25,44,45,46,47の神経集団の特定の目標、可能性があります。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

著者が明らかに何もありません。

Acknowledgments

この作品は、国立神経疾患と脳卒中 R01 R01NS103481 からの助成金によって賄われていたし、シュリナーズ病院小児科研究 SHC 84051 SHC 86000 と国防総省 (SC140089)。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  2. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  3. Brichta, A. M., Grant, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. Vol. 2, hindbrain and spinal cord. , Academic Press. (1985).
  4. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Structure & Function. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  5. Rexed, B. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the cat. The Journal of Comparative Neurology. 96 (3), 414-495 (1952).
  6. Schmued, L. C., Fallon, J. H. Fluoro-gold: A new fluorescent retrograde axonal tracer with numerous unique properties. Brain Research. 377 (1), 147-154 (1986).
  7. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  8. Watson, C., Paxinos, G., Kayalioglu, G., Heise, C. Atlas of the rat spinal cord. The spinal cord. , 238-306 (2009).
  9. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  10. Geed, S., van Kan, P. L. E. Grasp-based functional coupling between reach- and grasp-related components of forelimb muscle activity. Journal of Motor Behavior. 49 (3), 312-328 (2017).
  11. Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  12. Steward, O., Zheng, B., Banos, K., Yee, K. M., et al. Response to: Kim et al., "axon regeneration in young adult mice lacking nogo-A/B." neuron 38, 187-199. Neuron. 54 (2), 191-195 (2007).
  13. Brown, B. D., et al. A microRNA-regulated lentiviral vector mediates stable correction of hemophilia B mice. Blood. 110 (13), 4144-4152 (2007).
  14. Lo Bianco, C., et al. Lentiviral vector delivery of parkin prevents dopaminergic degeneration in an alpha-synuclein rat model of parkinson's disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (50), 17510-17515 (2004).
  15. Malik, P., Arumugam, P. I., Yee, J. K., Puthenveetil, G. Successful correction of the human cooley's anemia beta-thalassemia major phenotype using a lentiviral vector flanked by the chicken hypersensitive site 4 chromatin insulator. Annals of the New York Academy of Sciences. 1054, 238-249 (2005).
  16. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  17. Wang, G., et al. Feline immunodeficiency virus vectors persistently transduce nondividing airway epithelia and correct the cystic fibrosis defect. The Journal of Clinical Investigation. 104 (11), R55-R62 (1999).
  18. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. The red nucleus and the rubrospinal projection in the mouse. Brain Structure & Function. 217 (2), 221-232 (2012).
  19. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2010).
  20. DePolo, N. J., et al. VSV-G pseudotyped lentiviral vector particles produced in human cells are inactivated by human serum. Molecular Therapy. 2 (3), 218-222 (2000).
  21. Higashikawa, F., Chang, L. Kinetic analyses of stability of simple and complex retroviral vectors. Virology. 280 (1), 124-131 (2001).
  22. Hirano, M., Kato, S., Kobayashi, K., Okada, T., Yaginuma, H., Kobayashi, K. Highly efficient retrograde gene transfer into motor neurons by a lentiviral vector pseudotyped with fusion glycoprotein. PLoS One. 8 (9), e75896 (2013).
  23. Kato, S., et al. A lentiviral strategy for highly efficient retrograde gene transfer by pseudotyping with fusion envelope glycoprotein. Human Gene Therapy. 22 (2), 197-206 (2011).
  24. Kato, S., et al. Selective neural pathway targeting reveals key roles of thalamostriatal projection in the control of visual discrimination. The Journal of Neuroscience. 31 (47), 17169-17179 (2011).
  25. Sheikh, I. S., Keefe, K. M., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  26. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. NeuroImage. 68, 22-29 (2013).
  27. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. The Journal of Neuroscience. 27 (22), 6068-6078 (2007).
  28. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. The Journal of Neuroscience. 26 (11), 2923-2932 (2006).
  29. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. PLoS One. 9 (2), e87447 (2014).
  30. Chamberlin, N. L., Du, B., de Lacalle, S., Saper, C. B. Recombinant adeno-associated virus vector: Use for transgene expression and anterograde tract tracing in the CNS. Brain Research. 793 (1-2), 169-175 (1998).
  31. Filli, L., et al. Bridging the gap: A reticulo-propriospinal detour bypassing an incomplete spinal cord injury. The Journal of Neuroscience. 34 (40), 13399-13410 (2014).
  32. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. The Journal of Gene Medicine. 14 (1), 20-34 (2012).
  33. Smith, G. M., Onifer, S. M. Construction of pathways to promote axon growth within the adult central nervous system. Brain Research Bulletin. 84 (4-5), 300-305 (2011).
  34. Morcuende, S., Delgado-Garcia, J. M., Ugolini, G. Neuronal premotor networks involved in eyelid responses: Retrograde transneuronal tracing with rabies virus from the orbicularis oculi muscle in the rat. The Journal of Neuroscience. 22 (20), 8808-8818 (2002).
  35. Ugolini, G. Specificity of rabies virus as a transneuronal tracer of motor networks: Transfer from hypoglossal motoneurons to connected second-order and higher order central nervous system cell groups. The Journal of Comparative Neurology. 356 (3), 457-480 (1995).
  36. Gelderd, J. B., Chopin, S. F. The vertebral level of origin of spinal nerves in the rat. The Anatomical Record. 188 (1), 45-47 (1977).
  37. Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic injection of a viral vector for conditional gene manipulation in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. 73, e50313 (2013).
  38. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus. Journal of Visualized Experiments. 53, e2834 (2011).
  39. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Human Gene Therapy. 22 (9), 1129-1135 (2011).
  40. Cronin, J., Zhang, X. Y., Reiser, J. Altering the tropism of lentiviral vectors through pseudotyping. Current Gene Therapy. 5 (4), 387-398 (2005).
  41. Reed, W. R., Shum-Siu, A., Onifer, S. M., Magnuson, D. S. Inter-enlargement pathways in the ventrolateral funiculus of the adult rat spinal cord. Neuroscience. 142 (4), 1195-1207 (2006).
  42. Mao, X., Schwend, T., Conrad, G. W. Expression and localization of neural cell adhesion molecule and polysialic acid during chick corneal development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (3), 1234-1243 (2012).
  43. Charles, P., et al. Negative regulation of central nervous system myelination by polysialylated-neural cell adhesion molecule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (13), 7585-7590 (2000).
  44. Tervo, D. G., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  45. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  46. Liu, Y., et al. A sensitized IGF1 treatment restores corticospinal axon-dependent functions. Neuron. 95 (4), 817-833 (2017).
  47. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).

Tags

神経科学、問題 145、ウイルスのベクトル、逆行のトレース、脊髄注射、レンチ ウイルス、遺伝子療法、神経科学
レンチ ウイルスのベクトルの直噴ハイライト ラット脊髄における複数の運動経路
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, More

Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter