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Neuroscience

직접 분사 Lentiviral 벡터의 하이라이트 쥐 척수에서 여러 모터 통로

Published: March 15, 2019 doi: 10.3791/59160

Summary

이 프로토콜에서는 쥐 척수 조직으로 retrogradely 운송할 수 있는 바이러스 성 벡터의 주입을 보여 줍니다. 벡터는 시 냅 스에서 찍은 이며 대상 뉴런의 세포 체에 이송. 이 모델은 중요 한 척추 경로 또는 유전자 치료 응용 프로그램에 대 한 대상 셀의 역행 추적에 적합 합니다.

Abstract

신 경계에 있는 세포에 관심사의 단백질을 도입 하는 것은 대부분 분자에 대 한 액세스를 제한 하는 타고 난 생물학적 장벽 때문 도전적 이다. 척수 조직에 직접 주입 셀 시체에 대 한 액세스를 제공 하는 이러한 장벽을 무시 하거나 synapses 분자를 포함 될 수 있습니다. 이 방법으로 바이러스 성 벡터 기술 결합 유전자 치료 또는 요로 추적을 위해 신경 조직으로 대상 유전자의 도입에 대 한 수 있습니다. 여기 바이러스 고효율 역행 전송 (HiRet)에 대 한 설계는 propriospinal 수 (PNs) 척수 및 brainstem 핵 뉴런에 특정 전송 격려의 시 냅 스에서 소개 된다. PNs를 대상으로 rubrospinal 및 reticulospinal 책자 뿐만 아니라 척추 세그먼트에 걸쳐 서로 그들의 상호 모터 통로에서 받은 수많은 연결의 활용. HiRet 벡터를 사용 하 여 constitutively 활성 녹색 형광 단백질 (GFP) 쇼 고화질 세부 셀 시체, 축 삭 및 수지상 버는 흉부 PNs와 pontine reticular 형성에 reticulospinal 신경의 대표적인 추적 HiRet은 brainstem 경로 및 PNs에 잘 통합 하지만 corticospinal 지역 신경으로 나이 종속 통합을 보여줍니다. 요약 하자면, 척수 주입 바이러스 성 벡터를 사용 하 여 대상된 책자의 뉴런으로 관심사의 단백질의 도입에 대 한 적합 한 방법입니다.

Introduction

바이러스 성 벡터는 결함 유전자, upregulate 중요 한 성장 단백질에 대 한 보상 또는 제조 마커 단백질 구조와 시 냅 스의 연결을 강조 하는 세포로 유전 물질을 발생 시킬 수 있는 중요 한 생물 학적 도구 그들의 목표입니다. 이 문서는 형광 추적 주요 모터 통로 강조 하기 위해 고효율 retrogradely 이동식 lentiviral 벡터의 쥐 척수에 직접 주입에 집중 한다.  이 방법은 매우 적절 한 뉴런의 다양 한 인구에 관심사의 단백질을 소개 axonal 재생 및 regrowth 연구 이며 또한 신경 기능 매핑 연구1,2에 대 한 침묵 하는 데 사용 되었습니다.

대부분의 척추 모터 통로의 해 부 세부 BDA 등 불 화-골드3,,45,,67 클래식 추적기와 직접 주입 연구를 통해 해명 했다 , 8. 이러한 추적기 금 간주 됩니다 하지만 손상 된 축 삭에 의해 통풍 관 등 특정 단점이 있을 수 있습니다 또는 백색 질 주사를 주변에 통과에 축 삭 사이트9,10,11 . 이 통로 연결의 잘못 된 해석으로 이어질 수 있는 고 어디 손상 되거나 절단 축 삭으로 염료 흡수 나중 분석12동안 섬유 재생에 대 한 오해 수 재생 연구에 단점이 될 수 있습니다.

그들은 신경 인구13,14,15,,1617,18에에서 안정적이 고 장기적인 식 제공 lentiviral 벡터는 유전자 치료 연구에서 인기 ,19. 그러나, 전통적으로 포장된 lentiviral 벡터 역행 전송 제한 수 및 실행할 수 있는 면역 체계가 반응을 사용 하는 경우4,,2021 vivo에서. HiRet 되 나 매우 효율적인 역행 전송 벡터 역행 전송22,23향상 하이브리드 벡터 만들려고 광견병 바이러스 당단백질으로 바이러스 성 봉투를 수정 하 여 카토 외에 의해 제작 되었습니다.

퇴행 성 추적 해당 셀의 축 삭에 의해 촬영 하 고 세포 체에 수송을 대상 신경의 시 냅 스 공간으로 벡터를 소개 합니다. HiRet의 성공적인 전송 모터 뉴런22에 근육 및 쥐 및 대주교23,24 의 두뇌에 신경 시 냅 스에서 입증 되었습니다. 이 프로토콜에서는 특별히 propriospinal 수 및 brainstem 신경 세포의 시 냅 스 터미널을 대상으로 요 추 척수에 주입을 보여 줍니다. PNs는 많은 다른 척추 경로에서 연결을 수신 하 고 따라서 척수 및 brainstem에 있는 신경 세포의 다양 한 인구를 대상으로 이용 될 수 있다. 이 연구에서 레이블이 신경 회로 innervating hindlimb 모터 기능에 관련 된 모터 신경 풀을 나타냅니다. 강력한 라벨 척수 및 brainstem, 포함 고 충실도 수지상 아 버 및 축 삭 맨끝에서 볼 수 있다. 우리 또한 경부 척수 내에서 이전 연구에서 propriospinal 및 brainstem reticulospinal 통로25를이 방법을 사용 했습니다.

이 프로토콜에는 바이러스 성 벡터는 쥐의 요 추 척수에 주입 방법을 보여 줍니다. 영화 1 에서 보듯이 절 개 마지막 갈비뼈에 있는 L1 척추 식별 대상 이다. L1-L4 척수를 통해 근육을 노출 하는 3-4 cm 절 개에 대 한 꼬리 랜드마크로 사용 됩니다. T11-T13 척추의 등 쪽 측면의 laminectomies 수행 되 고 beveled 유리 바늘 0.8 m m 중간 인하 1.5 m m에서 측면 이동은 바이러스 삽입 회색 문제에 깊은.

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Protocol

다음 수술 및 동물 치료 절차의 모든 동물 관리 및 사용 위원회의 사원 대학에 의해 승인 되었습니다.

1. 미리 수술 준비

  1. 가져온된 유리 바늘 바이러스 주입 3.5 nanoliter 유리 모 세관 펫 nanoliter 인젝터에 대 한 설계를 사용 하 여 수술 전에 몇 일을 위한 준비. 두 바늘 템플릿을 만들 제조업체의 지침에 따라 2 단계 바늘 끌어당기는 사람에 각 피 펫을 당겨.
  2. Microscissors 초과 유리의 약 1-2 m m 절단 하 여 바늘의 팁을 구체화 합니다. 30 ~ 40 µ m 가늠 구멍으로 바늘을 현미경 교정 슬라이드 현미경 측정 대략 조리개 크기입니다.
  3. 30 °에 위치 하는 바늘 micropipette beveller 30-40 µ m 조리개와 45 ° 경사진된 각도 팁을 만드는 데 사용 합니다. 교정 슬라이드에 버 니 어 규모와 조리개 너비를 확인 합니다. 물과 에탄올 파편을 멀리 세척 하 고 정기적으로 블랙 마커는 바늘 표시를 유연한 바늘 첨부와 주사기를 사용 하 여 유리 바늘을 통해 전달 합니다.
  4. 이전에 70% 에탄올으로 청소 대상된 페 트리 접시에 바늘을 놓고 자외선 아래 Biosafety 두건에서 30 분 동안 소독 합니다.
  5. HiRet lentivirus 절차 직전 냉장고에서 적당 한 볼륨을 제거 하 여 준비 합니다.
    참고: 적합 한 볼륨 포함 사출에 필요한 금액 (1 µ L 당 주입 주사의 수 x) 작은 양의 여분의 볼륨 pipetting 및 로드 하는 손실에 대 한 계정에 플러스. 전송 하 고 사용에 얼음에 바이러스를 저장 합니다.
  6. 버 니 어 가늠 micromanipulator에 그것을 배치 하는 micropump에 그것을 연결 해 인젝터를 준비 합니다.
  7. 유리 바늘 준비, 신중 하 게 주사기와 레드 오일 등 착 색된 염료를 로드 하는 유연한 바늘으로 복. 아니 거품 바늘에 남아 확인 하십시오. 바늘, 처리할 때 무 균 기술을 사용 하 여을 팁 감동 자제 합니다.
  8. 인젝터, 바늘 세탁기에 올바르게 장착 되어, 인젝터 모자에 꽉, 끝장 이다 고 철강 인젝터 바늘 확장에 유리 바늘 삽입 약 ¾ 유리 바늘의 길이. 바이러스는 이후 단계에서 바늘에 로드 될 수 있습니다.

2. 마 취와 수술 사이트 준비

  1. 디지털 스케일에 동물을 무게. 필요한 마 취의 볼륨을 결정 하 고 수술 후 체중의 모니터링을 위한 수술 체중을 기록 합니다. 여성 Sprague-Dawley 쥐 약 200-250 g이이 프로토콜에 사용 되었다.
  2. 쥐 isoflurane 흡입 또는 주사 마 취 제/xylazine 솔루션 중 하나를 사용 하 여 anesthetize (k / x). 여기, 케 타 민 intraperitoneally 67 mg/kg 및 6.7 mg/kg의 복용량에 xylazine에 주입 됩니다.
  3. 단단히 발을 곤란 하 게 하 여 적절 한 마 취 비행기를 확인 합니다. 재귀 철수 경우 진행 하기 전에 몇 가지 추가 분을 기다립니다.
    참고: 또한 수염, 눈 및 의식의 표시 호흡 속도 관찰 합니다. 수염은 꿈 틀, 눈 깜박임, 부드럽게 만질 때 또는 빠르고 얕은 호흡은, 경우 마 취 비행기 깊은 프로토콜 진행 하는 때까지 기다립니다. 또한 laminectomy 주입 수술을 통해 이러한 징후를 모니터링 합니다. 동물 마 취 얕은 평면 표시, 관리 케 타 민 전용 평등의 부스터 샷 ½에 원래 k / 복용량 x.
  4. 쉐이브는 견의 열 등 한 각도를 엉덩이에서 등 쪽 midline 따라 쥐. 쉽고 더 정확 하 게 면도 긴장 된 동물의 피부를 당겨.
  5. 두 눈에 안과 연 고를 적용 합니다.
  6. 살 균 소독 사이트 면도 영역에 적용 됩니다. 첫 번째 스크럽 모든 머리카락과 파편 5% 요오드 솔루션 및 지우기 멀리 멸 균 거 즈를 담가. 이 단방향 슬쩍 70% 에탄올에 배어 무 균 거 즈와 그렇게 따릅니다 아무 영역에 두 번 연결. 이 같은 기술을 사용 하 여 교류 요오드와 에탄올에 젖은 거 즈를 두 번 더.

3. 수술 필드 및 악기 준비

  1. 압력가 마로 소독 외과 도구 살 균 필드를 만드는 살 균 포장 풀기으로 메스, rongeurs, 쥐 이빨 집게, 봄이 위, hemostats, 중간 지점 곡선 겸 자 및 견인 기 또는 가중치 후크를 포함 하는 세트를 준비 합니다.
  2. 메 마른 외과 장갑의 패키지를 열고 메 마른 장갑 랩 테이블에 배치 합니다. 무 균 포장의 오염을 방지 하기 위해 사용 되는 도구에 대 한 추가적인 살 균 필드로 사용 합니다.
  3. 살 균 필드에 #10 메스 블레이드를 놓습니다. Hemostats와 핸들에 블레이드를 보호 합니다. 위치 멸 균 식 염 수, 4.0 크롬 다 봉합 및 재료 제어는 cauterizer, 멸 균 거 즈, (근육 출혈)에 대 한 살 균 면 밀고 도포 또는 접근 가능한 장소 (뼈 물림)에 대 한 bonewax gelfoam 등 출혈.
  4. 동물을 검색 하 고 메 마른 헝겊에 그것을 설정 합니다. 소변 수집 하 방광 아래 거 즈를 놓습니다. 복 부 아래 압 연된 수건으로 대상 영역을 버팀대. 사용 가능한 경우 특히 더 절차에 대 한 살 균 옷감 밑 수술 난방 패드를 놓습니다.
    참고: 무 균 생존 수술 시 중요 하다입니다. 또는 개별 수술 장갑 낀된 손, 그리고 사용 구슬 균 악기 불 임이 손상 된 경우의 불 임을 유지 하기 위해 손에서 70% 에탄올 스프레이 병을 유지 합니다.

4. 척추 열 노출과 laminectomy 사이트 식별

  1. L1 척추를 찾으려고 피부 절 개를 마지막 갈비뼈에서 손가락을 부드럽게 눌러 만들 수는 있는 영역을 식별 합니다. 랜드마크로 이것을 사용 하 여 만들 3-4 cm 피부 절 개를 끝 #10 수술 메스 그냥 열 등 근육을 노출 하는 L1. 부드러운 확산에 의해 피부를 긴장 늦추지 잡고 누르고 단단히 메스 블레이드와 깨끗 한 절 개를 보장 하기 위해.
  2. 잘라내어 집게와가 위 필요한 경우 표면 지방 확산. (대상 척추에 따라 거기 수 있습니다 또는 큰 지방 패드가 근육을 표면 수 없습니다).
  3. 메스 블레이드 또는 손가락의 평면 spinous 프로세스에 대 한 느낌. 종종 중간 지역 어느 한쪽에 백색 근 막의 "V"에 의해 설명 될 것입니다. 쥐 이빨 집게, 상위 프로세스에 안전 하 게 잡아 다음 가능한 프로세스에 가까운 2 긴, 깊은 상처를 확인 하 실 수 있도록 작은 rostral 상처를 확인 하십시오. 컷의 깊은 지점에는 척추의 등 쪽 표면 메스 블레이드와 함께 느낄 수 있습니다.
  4. 브래킷으로와 가시성을 개선 하기 위해 가중치 걸 제쳐두고 옆 근육을 잡아. 메스, 봄이 위 또는 그들의 머리의 모양을 결정 하 rongeurs 프로세스 주위 명확한 근육.
    주: 척수 척수 조직 중지 이전 개발 뼈 보다 성장으로 척추 칼럼의 전체 길이 연장 하지 않습니다 기억 하십시오. 즉, 대상 척추 수준 다르게 명명 된 척추 아래 있을 수 있습니다.
  5. T11 및 인접 T12, T13 프로세스를 찾습니다.
    참고: 올바른 척추 레벨을 대상으로 지원 쥐 척수 아틀라스와 매우 비슷한이 마우스에서 개요 이전 연구에서 찾을 수 있습니다 척추 구조6,33. T9 같은 rostral spinous 프로세스 중간 랜드마크 줄 그대로 둡니다.

5. 한 laminectomy 수행

  1. 대상 영역 올바르게 식별 되 면 laminectomies T11 T13의 등 쪽 측면의 수행 합니다. 부드럽게 척추 척추 인 대, 뼈의 초기 물린 rongeurs 삽입 하 좋은 사이트는 공개를 확산. 정밀한 제어를 증가 하는 반 폐쇄 위치는 rongeurs 잡으십시오.
  2. rongeurs와 작은 물린 취하여 spinous 프로세스와 척추의 등 쪽 부분을 제거 합니다. 수 척수 손상 또는 경질을 방해 하지 않도록 주의 하십시오. 약간 풀 수 있도록 쥐 이빨 집게와 척추에서 척수 들어올린 척수 조직을 공격 하는 경향이 감소.
  3. 선택을 취소 뼈 멀리는 중간에서 중간 혈관 관찰 될 수 있도록 합니다. 명확 하 게 표시 척수 조직 하 고는 무료로 파편 창 남겨 주세요.
  4. 집게와 척수를 부드럽게 터치 합니다. 그들의 마 취 비행기 깊은 경우에 일부 동물 뛰어 유연 수 있습니다. Lidocaine 같은 마비 에이전트의 몇 방울 주입 절차 동안 점프 방지 하기 위해 척수에 직접 적용 됩니다.
  5. Spinous 프로세스 rostral와 laminectomy 창 꼬리에 고정 집게를 고정 하 여 척추 홀더에 동물을 확보. 움직임을 호흡의 효과 부정 하는 척추 홀더를 사용 하 여 동물의 복 부를 올립니다. 이 바늘 안정성을 증가 하 고 주입의 적절 한 깊이 보장.

6. 바이러스 로딩과 인젝터 위치

  1. Parafilm의 조각에 약 5 µ L를 pipetting는 팁 드롭 안에 바늘을 위치 하는 인젝터에 바이러스를 로드 합니다.
  2. 20-100 nL/s의 속도에서 바이러스의 최대 4 µ L를 철회 하는 micropump를 사용 합니다.
  3. 주사 바늘의 팁이 차단 되지 않습니다 보장 하기 위해 바늘에서 바이러스의 작은 금액을 출시 하는 컨트롤러를 설정 합니다. 실험실 지우기와 초과 바이러스를 닦아내십시오.
    참고: 강철 바늘으로 해밀턴 주사기는 가져온된 유리 펫을 사용할 수 있습니다.
  4. 버 니 어 눈금 표시 되도록는 micromanipulator를 놓고 바늘 척수의 중간에 위치 합니다.
    참고: 중간 선 때로는 척수의 앞쪽 표면에서 실행 하는 큰 혈관에 의해 찾을 수 있습니다. 그러나,이 개별 쥐, 다를 수 있습니다 그리고 중간 대상으로 비교해보면 그대로 spinous 프로세스를 확인 해야 합니다.
  5. 0.8 m m는 micromanipulator에 버 니 어 규모를 사용 하 여 옆으로 바늘을 직접.
  6. 들여쓰기, 하지만 하지 puncturing, 경질까지 척수에 바늘을 낮춥니다. 그것은 1.5 m m의 깊이에 침 몰 될 때까지 경질 바늘 찔린 빠른 트위스트 동작을 사용 합니다.

7. 척수에 바이러스를 주입

  1. 일단 바늘 장소에 프로그램 400 nL/분 확인 그 바이러스의 속도로 주입 하는 인젝터가 염료의 진행을 관찰 하 여 척수를 입력. 분명 한 누설 또는 척수 조직의 돌출 되어야 한다. 누설, 관찰 하는 경우이 때로는 200 nL/분 사출 속도 감소 시켜 해소 수 있습니다.
  2. 주입이 완료 되 면, 허용 2-5 분 (에 따라 볼륨 주입) 척수에 바늘은 바이러스의 확산을 촉진 하기 위하여.
  3. 천천히 바늘을 철회 하 고 주입 사이트로 이동 합니다. 각 6 개의 사이트 약 1 m m L1-L4 척추 조직의 길이 따라 간격으로 바이러스의 1 µ L를 주사. 동일한 바늘으로 제대로 작동 하 고 각 주입에 대 한 사용할 수 있습니다.

8. 상처 폐쇄 및 수술 후 관리

  1. 척추 홀더에서 동물을 제거 하 고 견인 기 또는 측면 근육을 확산 하는 데 사용 하는 걸 꺼내. 닫기 전에 모든 파편의 분명히 상처 인지 확인 합니다.
  2. 4.0 크롬 다 봉합 사를 사용 하 여 근육 봉합 봉합 스레드 내부 피부 자극의 가능성을 줄이기 위해 매듭에 가까이 잘라.
  3. 피부 상처 9 mm 클립을 사용 하 여 닫을 주식. 있도록 최적의 치유, 스테이플링 전에 피부의 가장자리를 라인.
  4. 패드와 모니터까지 반쯤 온난화 물 대류에 동물을 놓습니다.
  5. 유체와 감염을 방지 하기 위해 cefazolin와 같은 항생제를 피하 메 마른 염 분의 5-10 mL를 주사. 동물 때 외래, 가정 그것의 감 금에 다시 배치 하 고 초기 진통제를 제공 합니다.  고통을 고 통과의 어떤 표시 든 지에 대 한 쥐를 모니터링 하 고 통증의 완화에 대 한 당신의 IACUC 승인 절차에 따라 치료.

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Representative Results

성공적인 주입 및 전송 바이러스 성 벡터의 일방적인 신경 척수 및 brainstem 핵 특정의 강력한 인구의 변환 될 합니다. 그림 1 에서는 신경 세포와 axons 흉부 척수 및 brainstem에서 4 주 후 주입의 pontine reticular 형성의 틀에 박힌 라벨을 보여 줍니다. 상당한 GFP 식 주입 (그림 1A, 박스형된 지역)에 동측 측에 흉부 척수의 회색 문제에 신경 세포에서 볼 수 있다. 몇 가지 신경 contralateral 측면, 특히 정중 선 근처에 관찰 된다. 백색 질에서 GFP 식 관찰 됩니다 (그림 1A, 화살표 및 화살표), 동측 코드에서 축 삭에 특히 지역에서에서 전형적인 propriospinal 축 삭 (화살촉). 그림 1A' a, 신경 셀 시체와 모 수석에서 보여주는 전형적인 식 박스형 영역의 더 높은 확대를 보여줍니다. 뉴런에 GFP 식 또한 brainstem 핵 pontine reticular 형성 등에서 관찰 될 수 있다 (그림 1B, 더 높은 확대에 박스형 영역의 그림 1B').

Figure 1
그림 1: 척수 및 Brainstem에 뉴런의 변환. (A) GFP 식 신경 (박스형된 지역), propriospinal (화살촉)의 축 삭 및 흉부 척수에서 다른 책자 (화살표)의 축 삭. (A') GFP 라는 신경 세포와 모 수석 brainstem에 a (B) pontine reticular 대형 박스형된 영역에서 신경 식의 높은 확대. (B') B에서박스 영역의 더 높은 확대. 스케일 바: (A) = 500 μ m; (B) = 1 밀리미터; (A'), (B') = 50 μ m. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.

Movie 1
영화 1: 는 쥐의 요 추 척수에 주사를 대상으로. 타겟팅의 기본 및 바이러스 성 벡터의 쥐 척수에 주입이 비디오 요약. 이 비디오를 보려면 여기 클릭 하십시오 (다운로드 오른쪽 클릭.)

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Discussion

두뇌 및 척수에 있는 신경 세포의 유전자 조작 하이라이트 감각, 모터 및 자율 경로 부상27,28, 후 신경 책자의 재 성장 잠재력을 탐구 하 고 형광 추적 통해 역임 했다 29 , 30 , 31 , 32 , 33. 직접 척수에 주입 retrogradely 운송할 수 있는 바이러스 성 벡터의 중앙 신경 조직에이 방법을 매핑 경로 대 한 탁월한 선택을 만들고 그들의 시 냅 스 연결을 통해 신경 인구를 타겟팅 할 수 있습니다. HiRet 벡터는 특별히 보여준다 선택적인 통풍 관 신경 시 냅 스22,,2425, 이전 추적에서 마찬가지로 구조적된 벡터 부상된 축 삭 또는 없는 셀에 아무 확산을 보였다 34 , 35, HiRet 구문22,,2325를 갖춘 결과와 일치 하는. 따라서, 역행 추적 프로그램으로 HiRet의 직접 분사 부상 후 소성을 받아야 하는 interneuronal 회로 탐험을 위한 이상적인 방법입니다.

척수에는 바이러스 성 벡터의 성공적인 주입에 관련 된 두 가지 중요 한 개념 있다. 첫 번째 유리 바늘, 올바른 목표 수립은 고 두 번째 조직에 바늘에서 바이러스의 적절 한 흐름을 보장. 이 프로토콜에는 역행 추적 관련 된, 올바른 영역을 대상으로 관심의 인구는 신경의 시 냅 스 연결의 철저 한 이해를 필요로 합니다. 요 추 척수에 연결 하는 Propriospinal 및 reticulospinal 신경 세포는 여기의 대상. 이 신경은 brainstem PNs 하기 V-7은 회 백 질 내로의 대다수와 자 궁 경부 및 흉부 척수 세그먼트에 걸쳐 퍼진다. 신경의 적절 한 인구 변환 수 있도록, 6 바이러스 성 주사 4 척추 세그먼트에 걸친 지역 만들어집니다. L1-L4 세그먼트는 중앙 패턴 발생기 및 척수의 다른 지역에 그들의 알려진된 연결의 존재로 인해 선택 됩니다. 일단은 올바른 척추 부합 하기 알려져 있습니다, 해부학 적 랜드마크를 통해 이러한 대상의 실제 위치는 결정적 이다. 해 부 구조와 척추 모양의 세부 정보를 표시 하는 지도 확인 대상 건축물8,36유용할 수 있습니다. 이 프로토콜의 대부분 동일 하나 주입 또는 6 만들어집니다; 여부 주목 한다 차이점은 척추 세그먼트 laminectomy, 및 이상의 4 µ L를 주입 하는 경우 추가 바이러스 유리 바늘을 다시 로드 해야 하는 사실을 통해 노출 수에만. 프로토콜 쉽게 마우스에 맞게 수 있습니다. 작은 크기로 인해 바이러스 코드를 주입의 볼륨을 아래로 조정 해야 하 고 올바른 척추 하기를 명 중 하는 데 필요한 측정 조정 합니다. 마우스에 비슷한 수술의 여러 동영상 이전 게시37,38되었습니다.

다음 고려 사항은 조직에 적절 한 보급 이다. 바늘의 주의 준비는 조리개 바깥쪽 그리고 파편에 팁, 차단 하지 및 색된 염료의 전면을 통해 척수에 바늘에서 흐름의 시각화는 바이러스 성 정지에 대 한 충분 한 인지 확인 하는 데 필요한 정지 조직을 관통 하 고 그 확인에 도움이 되는. 일단 정지를 조직에 배포 척수 내에서 바늘 2-5 분 동안 유지 적절 한 보급을 보장 합니다.

타깃 집단의 성공적인 변환 수 있습니다 또한 바이러스 titer, serotype 및 감염 효율성 등 주입의 기본 속성에 따라 달라 집니다. 우리는 적어도 10의 게놈 복사 titer 찾을10 GC/mL HiRet lentivirus 위한 vivo에서 실험을 위해 잘 작동. 높은 titers 또는 주입 볼륨 높은 라벨 인덱스, 표시 될 수 있습니다 하지만 주의 의도 지역 또는 contralateral 척수로 바이러스 확산 수 이후 촬영 합니다. 고려 또한 벡터의 차 있는 굴곡 운동에 따라 관심의 레이블 셀에 대 한 적절 한 형식으로 주어져야 한다. 특정 바이러스 serotypes 뉴런39의 다른 인구에 있는 더 나은 감염 및 변환 속도 할 수 있습니다. 그러나이 벡터에 대 한 수정 수 있습니다 영향을 그것의 차 있는 굴곡 운동40전통적인 lentiviral 벡터 VSV G 봉투 단백질으로 인해 세포 유형의 광범위 감염으로 알려져 있습니다. HiRet 구조는 매우 효율적인 역행 전송22,23 허용 하 고 propriospinal 시험에서 효과적 이다 광견병 바이러스의 퓨전 당단백질 (막힐-B)와 pseudotyping에 의해 봉투 수정 및 reticulospinal 책자, 신경 숫자 비교로 추적 방법을 통해 fluorogold 및 microruby4,41 등 (HiRet 벡터 참조 히라노 외의 건설의 세부.) 그러나 22., 그것은 않았다 하지 충분히 라벨 이러한 실험에 성인 corticospinal로 비록 다른 연구1높은 효율으로 신생아에 중부 표준시를 레이블을지 않습니다. 그것은 가능한 그 수용 대상된 시 냅 스, 보안 등 p75에서 HiRet 이해에 필요한NTR만 약하게 이것은 아직도 조사 되 고 비록 성인 중부 표준시 뉴런42,43에 표현. 어떤 경우에,이 사용 되 고 벡터 대상된 셀에 대 한 적절 한 결정의 중요성을 보여 줍니다. 이 실험에서 뇌와 척수 조직 처리 되었고 증폭 및 모든 뇌 영역에 허리 코드에서 전송에 대 한 풍부한 시간을 보장 하기 위해 4 주 후 조사. HiRet는 빨리 역행 axonal 교통을 통해 수송 된다 그리고 이렇게 짧은 실험 기간 주행 거리 적은와 같은 경우 자 궁 경부 척수에 주입 영역 경우 적절 한 수 있습니다.

직접 주입 수술은 척수에 바이러스 성 벡터 기술 도입에 대 한 유용한 도구입니다. 유전자 실험은 유리한 안정 허용으로 HiRet의 사용, 지속적인 transgene 식, 오래 이며 비 독성 신경에. 이 실험에서 아무 GFP 라벨을 하지 않습니다 직접 주입 지역에 시 냅 스 연결 하는 신경에 모습 이었다. 이것은 또한 흉부 타 박상 부상25를 가진 동물에 이전 학문에서. 또한, HiRet-GFP 척추 모터 신경 또는 지 루트 ganglion 신경 정도 demyelinated 좌 골 신경 (게시 되지 않은 관찰)에 주입 하는 경우 라벨을 수 없었다. 함께, 이러한 데이터 HiRet 축 삭을 통해 쉽게 입력 하지 않습니다 고 효율적으로 transduces 신경의 시 냅 스에 벡터에 의해 대상 인구의 신경 연결의 더 상세 하 고 충실도 높은 지도 제공 하는 것이 좋습니다. 이 역행 adeno 관련 바이러스 (rAAV-레트로), 통로44 에서 축 삭에 의해 채택 되기 위하여 알려 지는 다른 retrogradely 운송할 수 있는 바이러스 벡터에 비해 우위 이며 HiRet 재생성 매핑 연구에서 특히 유용 하 고 척수 손상된에서 회로 다시 연결. HiRet의 장점 또한 침묵 또는 절제 연구25,44,45,,4647신경 인구의 특정 대상에 대 한 수 있습니다.

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Disclosures

저자는 공개 없다.

Acknowledgments

이 작품은 신경 성 질환의 국가 학회 및 치기 R01 R01NS103481에서 교부 금에 의해 투자 되었다 고 소아과 연구에 대 한 슈 라 이너 스 병원 SHC 84051와 SHC 86000 국방부 (SC140089)를 부여 합니다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.

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References

  1. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  2. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  3. Brichta, A. M., Grant, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. Vol. 2, hindbrain and spinal cord. , Academic Press. (1985).
  4. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Structure & Function. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  5. Rexed, B. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the cat. The Journal of Comparative Neurology. 96 (3), 414-495 (1952).
  6. Schmued, L. C., Fallon, J. H. Fluoro-gold: A new fluorescent retrograde axonal tracer with numerous unique properties. Brain Research. 377 (1), 147-154 (1986).
  7. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  8. Watson, C., Paxinos, G., Kayalioglu, G., Heise, C. Atlas of the rat spinal cord. The spinal cord. , 238-306 (2009).
  9. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  10. Geed, S., van Kan, P. L. E. Grasp-based functional coupling between reach- and grasp-related components of forelimb muscle activity. Journal of Motor Behavior. 49 (3), 312-328 (2017).
  11. Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  12. Steward, O., Zheng, B., Banos, K., Yee, K. M., et al. Response to: Kim et al., "axon regeneration in young adult mice lacking nogo-A/B." neuron 38, 187-199. Neuron. 54 (2), 191-195 (2007).
  13. Brown, B. D., et al. A microRNA-regulated lentiviral vector mediates stable correction of hemophilia B mice. Blood. 110 (13), 4144-4152 (2007).
  14. Lo Bianco, C., et al. Lentiviral vector delivery of parkin prevents dopaminergic degeneration in an alpha-synuclein rat model of parkinson's disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (50), 17510-17515 (2004).
  15. Malik, P., Arumugam, P. I., Yee, J. K., Puthenveetil, G. Successful correction of the human cooley's anemia beta-thalassemia major phenotype using a lentiviral vector flanked by the chicken hypersensitive site 4 chromatin insulator. Annals of the New York Academy of Sciences. 1054, 238-249 (2005).
  16. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  17. Wang, G., et al. Feline immunodeficiency virus vectors persistently transduce nondividing airway epithelia and correct the cystic fibrosis defect. The Journal of Clinical Investigation. 104 (11), R55-R62 (1999).
  18. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. The red nucleus and the rubrospinal projection in the mouse. Brain Structure & Function. 217 (2), 221-232 (2012).
  19. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2010).
  20. DePolo, N. J., et al. VSV-G pseudotyped lentiviral vector particles produced in human cells are inactivated by human serum. Molecular Therapy. 2 (3), 218-222 (2000).
  21. Higashikawa, F., Chang, L. Kinetic analyses of stability of simple and complex retroviral vectors. Virology. 280 (1), 124-131 (2001).
  22. Hirano, M., Kato, S., Kobayashi, K., Okada, T., Yaginuma, H., Kobayashi, K. Highly efficient retrograde gene transfer into motor neurons by a lentiviral vector pseudotyped with fusion glycoprotein. PLoS One. 8 (9), e75896 (2013).
  23. Kato, S., et al. A lentiviral strategy for highly efficient retrograde gene transfer by pseudotyping with fusion envelope glycoprotein. Human Gene Therapy. 22 (2), 197-206 (2011).
  24. Kato, S., et al. Selective neural pathway targeting reveals key roles of thalamostriatal projection in the control of visual discrimination. The Journal of Neuroscience. 31 (47), 17169-17179 (2011).
  25. Sheikh, I. S., Keefe, K. M., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  26. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. NeuroImage. 68, 22-29 (2013).
  27. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. The Journal of Neuroscience. 27 (22), 6068-6078 (2007).
  28. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. The Journal of Neuroscience. 26 (11), 2923-2932 (2006).
  29. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. PLoS One. 9 (2), e87447 (2014).
  30. Chamberlin, N. L., Du, B., de Lacalle, S., Saper, C. B. Recombinant adeno-associated virus vector: Use for transgene expression and anterograde tract tracing in the CNS. Brain Research. 793 (1-2), 169-175 (1998).
  31. Filli, L., et al. Bridging the gap: A reticulo-propriospinal detour bypassing an incomplete spinal cord injury. The Journal of Neuroscience. 34 (40), 13399-13410 (2014).
  32. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. The Journal of Gene Medicine. 14 (1), 20-34 (2012).
  33. Smith, G. M., Onifer, S. M. Construction of pathways to promote axon growth within the adult central nervous system. Brain Research Bulletin. 84 (4-5), 300-305 (2011).
  34. Morcuende, S., Delgado-Garcia, J. M., Ugolini, G. Neuronal premotor networks involved in eyelid responses: Retrograde transneuronal tracing with rabies virus from the orbicularis oculi muscle in the rat. The Journal of Neuroscience. 22 (20), 8808-8818 (2002).
  35. Ugolini, G. Specificity of rabies virus as a transneuronal tracer of motor networks: Transfer from hypoglossal motoneurons to connected second-order and higher order central nervous system cell groups. The Journal of Comparative Neurology. 356 (3), 457-480 (1995).
  36. Gelderd, J. B., Chopin, S. F. The vertebral level of origin of spinal nerves in the rat. The Anatomical Record. 188 (1), 45-47 (1977).
  37. Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic injection of a viral vector for conditional gene manipulation in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. 73, e50313 (2013).
  38. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus. Journal of Visualized Experiments. 53, e2834 (2011).
  39. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Human Gene Therapy. 22 (9), 1129-1135 (2011).
  40. Cronin, J., Zhang, X. Y., Reiser, J. Altering the tropism of lentiviral vectors through pseudotyping. Current Gene Therapy. 5 (4), 387-398 (2005).
  41. Reed, W. R., Shum-Siu, A., Onifer, S. M., Magnuson, D. S. Inter-enlargement pathways in the ventrolateral funiculus of the adult rat spinal cord. Neuroscience. 142 (4), 1195-1207 (2006).
  42. Mao, X., Schwend, T., Conrad, G. W. Expression and localization of neural cell adhesion molecule and polysialic acid during chick corneal development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (3), 1234-1243 (2012).
  43. Charles, P., et al. Negative regulation of central nervous system myelination by polysialylated-neural cell adhesion molecule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (13), 7585-7590 (2000).
  44. Tervo, D. G., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  45. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  46. Liu, Y., et al. A sensitized IGF1 treatment restores corticospinal axon-dependent functions. Neuron. 95 (4), 817-833 (2017).
  47. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).

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Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).

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