Summary
Galvanische vestibulaire stimulatie bij mensen vertoont verbeteringen in vestibulaire functie. Echter, het is onbekend hoe deze effecten optreden. Hier beschrijven we hoe sinusoïdale en stochastische elektrische ruis toe te passen en de juiste stimulus amplituden te evalueren in individuele mediale vestibulaire Nucleus neuronen in de C57BL/6-muis.
Abstract
Er is aangetoond dat galvanische vestibulaire stimulatie (GVS) de balans maatregelen verbetert bij personen met een evenwichts-of vestibulaire handicap. Dit wordt voorgesteld te wijten zijn aan de stochastische resonantie (SR) fenomeen, die wordt gedefinieerd als de toepassing van een laag niveau/subdrempelwaarde stimulans om een niet-lineaire systeem te verhogen detectie van zwakkere signalen. Echter, het is nog onbekend hoe SR vertoont zijn positieve effecten op menselijke evenwicht. Dit is een van de eerste demonstraties van de effecten van sinusoïdale en stochastische ruis op individuele neuronen. Met behulp van de hele cel patch klem elektrofysiologie, sinusoïdale en stochastische ruis kan direct worden toegepast op individuele neuronen in de mediale vestibulaire Nucleus (MVN) van C57BL/6 muizen. Hier laten we zien hoe de drempel van MVN neuronen te bepalen om ervoor te zorgen de sinusoïdale en stochastische stimuli zijn subthreshold en vanaf deze, bepalen van de effecten die elk type van lawaai heeft op MVN neuronale winst. We tonen aan dat subdrempelige sinusoïdale en stochastische ruis de gevoeligheid van individuele neuronen in de MVN kan moduleren zonder de basale afvuren te beïnvloeden.
Introduction
Het vestibulaire (of Balance) systeem regelt ons gevoel van evenwicht door het integreren van auditieve, Proprioceptive, somatosensorische en visuele informatie. Afbraak van het vestibulaire systeem is aangetoond dat het optreedt als een functie van leeftijd en kan resulteren in evenwichts tekorten1,2. Echter, therapieën gericht op de werking van het vestibulaire systeem zijn schaars.
Er is aangetoond dat galvanische vestibulaire stimulatie (GVS) de balans maatregelen, autonome werking en andere sensorische modaliteiten binnen de mens3,4,5,6verbetert. Deze verbeteringen zouden te wijten zijn aan de stochastische resonantie (SR) fenomeen, dat is de toename van de detectie van zwakkere signalen in niet-lineaire systemen via de toepassing van subthreshold lawaai7,8. Deze studies hebben aangetoond verbeteringen in statische9,10 en Dynamic11,12 balans, en vestibulaire output tests zoals oculaire teller Roll (OCR)13. Echter, veel van deze studies hebben gebruikt verschillende combinaties van stimulus parameters zoals witte ruis9, gekleurde ruis13, verschillende stimulus frequentiebereiken en drempelmethode technieken. Daarom blijven optimale stimulus-parameters onbekend en dit protocol kan helpen bij het bepalen van de meest effectieve parameters. Naast stimulus parameters, het type van stimulus is ook belangrijk in de therapeutische en experimentele werkzaamheid. Het bovenstaande werk bij de mens werd uitgevoerd met behulp van elektrische ruis stimuli, terwijl een groot deel van de in vivo dierlijk werk gebruikt mechanische14,15 of optogenetische16 ruis stimuli. Dit protocol zal elektrische ruis gebruiken om de effecten op vestibulaire kernen te onderzoeken.
Eerder werd de toepassing van GV'S voor het stimuleren van primaire vestibulaire afferenten uitgevoerd in vivo in Squirrel Monkeys17, chinchilla's18, kippen embryo's15 en cavia's14. Echter, slechts twee van deze studies onderzocht het effect GVS heeft op de winst van primaire vestibulaire afferents14,15. Deze experimenten werden uitgevoerd in vivo, wat betekent dat de precieze patronen van stimulatie die worden opgelegd aan vestibulaire kernen niet kunnen worden bepaald. Voor onze kennis heeft slechts één andere studie stochastische ruis toegepast op individuele enzymatisch gedisiteerde neuronen in het centrale zenuwstelsel19. Er zijn echter geen experimenten uitgevoerd in de centrale vestibulaire kernen om geschikte stimulus parameters en drempel technieken te beoordelen, waardoor dit protocol preciezer is bij het bepalen van stimulerende effecten op individuele neuronen binnen de vestibulaire Kernen.
Hier beschrijven we hoe sinusoïdale en stochastische (elektrische) ruis rechtstreeks aan individuele neuronen in de mediale vestibulaire Nucleus (MVN) toe te passen, neuronale drempel te bepalen en veranderingen in Gain/gevoeligheid te meten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle beschreven experimentele protocollen zijn goedgekeurd door de Universiteit van Sydney dierenethiek Commissie (goedgekeurd protocolnummer: 2018/1308).
1. dieren
Opmerking: Muizen werden verkregen uit het Australische knaagdier centrum (ARC; Perth, Australië) en gehouden op de Medical Foundation Building Animal Facility aan de Universiteit van Sydney.
- Houd de muizen op een normale licht/donkere cyclus van 12 uur met milieu verrijking.
- Gebruik mannelijke en vrouwelijke C57BL/6 muizen (3 – 5 weken oud) voor alle experimenten.
2. voorbereiding van de oplossingen
- Bereid 1 L kunstmatige cerebrospinale vloeistof (ACSF) samengesteld uit 29 mM NaHCO3, 11 mm glucose, 120 mm nacl, 3,3 mm kcl, 1,4 mm Nah2po4, 2,2 mM MgCl2, 2,77 mm CACL2.
- Bereid 200 mL sucrose-ACSF (sACSF) met 29 mM NaHCO3, 11 mm glucose, 241,5 mm sucrose, 3,3 mm kcl, 1,4 mm Nah2po4, 2,2 mM MgCl2, 2,77 mm CACL2. Voorafgaand aan de opname van CACL2 aan de acsf en sacsf, gas de oplossingen met Manager (95% O2 en 5% Co2) tot vaststelling van een pH van 7,4 en Vermijd calcium neerslag (vertroebeling).
- Bereid K+-gebaseerde intracellulaire oplossing samengesteld uit 70 mm kalium gluconaat, 70 mm KCl, 2 mm NaCl, 10 mm Hepes, 4 mm EGTA, 4 mm mg2-ATP, 0,3 mm na3-GTP; met een uiteindelijke pH van 7,3 (aangepast met behulp van KOH).
Opmerking: het wordt aanbevolen om intracellulaire oplossingen met 0,22 μm filters te filteren en 0,5 mL aliquots van de oplossing bij-20 °C op te slaan.
3. voorbereiding van de hersenstam
- Voorafgaand aan brain stem-extractie, evenwichts de sacsf met Manager en koel bij-80 °c gedurende 25 minuten, zodat een ijsslurry wordt gevormd.
- Anaesthetiseer de muis met Isofluraan (3 – 5%) verzadigd in zuurstof (3 mL/min). Zodra de achterpoot reflexen afwezig zijn, onthood de muis met scherpe RVS schaar.
- Bloot de schedel door het maken van een sagittale incisie in de huid met behulp van een scheermesje (#22 afgerond).
- Met behulp van het puntige uiteinde van een paar standaardpatroon schaar maakt u een kleine incisie bij de Lambda en snijdt u langs de longitudinale spleet.
- Reflecteren zorgvuldig de gekoppelde pariëtale botten en de occipitale botten met behulp van een paar ondiepe bocht Pearson Rongeurs.
Opmerking: Gedurende deze hele procedure wordt de hersenen voortdurend in situ gebaand met behulp van de eerder bereide ijskoude sACSF-slurry. - Isoleer de hersenstam van de voor hersenen en de benige omhulling met behulp van een scheermesje (#11 recht) om de parieto-occipitale Sulcus en bij de caudal Medulla te snijden.
- Monteer de geïsoleerde hersenstam ventrale op een eerder geslepen trapeziumvormig polystyreen blok. Verwijder overtollig vocht rond het ontleed weefsel met een lont van weefsel papier om een goede weefsel hechting aan de snij fase te garanderen.
Opmerking: Het polystyreen blok is geknipt in een trapezium vorm, om ervoor te zorgen dat het rostrale migratoire uiteinde van de veroorzaakt past en taps toelomen in het ruggenmerg. - Gebruik Cyanoacrylaat lijm om het polystyreen blok te fixeren met de bijgevoegde hersenstam rostrale migratoire tot aan de snij fase.
- Gebruik een voorschot snelheid van 0,16 mm/s en een trillingsamplitude van 3,00 mm, bereid 200 μm dwarse segmenten van de MVN.
Opmerking: De locatie van de MVN wordt bepaald met behulp van Paxinos en Franklin Mouse Brain Atlas (figuren 79 – 89)20. De MVN (vermeld als MVe in Atlas) ligt onmiddellijk ventrolaterale naar de 4e ventrikel en is grootste recht voor de bevestiging van het cerebellum (tussen de inferieure colliculi en de OBEX). - Gebruik een pipet met kunststof-bies voor het overbrengen van plakjes op een filtreerpapier schijf in een carbogenated ACSF bij 25 °C gedurende ten minste 30 minuten voorafgaand aan de opname.
4. instrumenten
- Gebruik een standaard elektrofysiologische Setup om whole-Cell Patch clamp-technieken uit te voeren21.
- Micropipetten bereiden met behulp van een tweestapsprotocol (Heat Step 1:70; Heat Step 2:45) op een pipet-trekker (Zie de tabel met materialen). Micropipetten moeten een eindweerstand hebben van 3 – 5 MΩ met een interne oplossing wanneer ze in het bad worden geplaatst.
Opmerking: De gebruikte instellingen kunnen variëren afhankelijk van de temperatuur in de kamer en kunnen heel vaak veranderen.
5. whole-Cell patch klem elektrofysiologie
- Voor het verkrijgen van volledige-celpatch klem opnames van individuele neuronen in de MVN wordt een op K+gebaseerde interne oplossing gebruikt binnen de Recording pipetten.
- Breng een enkel weefsel segment over van de incubatie kamer naar de opname kamer en bevestig het segment met een nylon draad op een U-vormig gewicht. Parfumeer de opname kamer continu met carbogenated-ACSF bij 25 °C bij een debiet van 3 mL/min.
- Na het vullen van een micro pipet met interne oplossing, lokaliseer de MVN met een laag vermogen (10x) objectief objectief. Met behulp van een High-Power (40x) doelstelling, kunnen individuele neuronen binnen de MVN worden gevestigd.
Opmerking: Celkwaliteit is essentieel voor het waarborgen van kwaliteits opnames en duurzaamheid van de cel wanneer wordt geprobeerd de configuratie van de hele cel te bereiken. Een goede cel zal bolvormige vorm, een reflecterend celmembraan en een onzichtbare kern aantonen. Een slechte cel zal een grote zichtbare kern (ei-achtig) en een gezwollen/gekrompen uiterlijk hebben. - Voordat u het weefsel met de pipet schendt, moet u een kleine hoeveelheid positieve druk toepassen om vuil van de pipetpunt weg te duwen.
- Beweeg de pipet met behulp van de micromanipulator naar het gekozen neuron en een kleine Dimple moet zich op het neuronale membraan vormen. Laat positieve druk los en breng een kleine hoeveelheid negatieve druk aan.
- Zodra een 1 GΩ-afdichting is bereikt, breng dan zachte korte en scherpe positieve druk aan op de pipet houder via de zuig poort om het membraan te breken en een gehele celconfiguratie te creëren.
- Maak opnames van de hele cel stroomtang met behulp van standaardtechnieken21,22.
6. het toepassen van sinusvormige en stochastische ruis op individuele mediale vestibulaire Nucleus neuronen
- Breng de stochastische en sinusoïdale ruis in een reeks amplituden van 3 tot 24 pA om te bepalen van de neuronale drempel en de snelheid van het vuur.
- Bepaal de sensorische drempel door lagere en hogere stimulus intensiteiten te groeperen en een ANOVA uit te voeren om eventuele verschillen te observeren (zoals weergegeven in aanvullend figuur 1).
- Bereken de gemiddelde vuursnelheid over de 10 s-periode waarin de depolariserende stroom stap werd/zal worden geïnjecteerd voor elk afzonderlijk huidig niveau (d.w.z. 7 totale afleveringen; Figuur 1).
- Gebruik de waarden van de gemiddelde afvuren snelheid om een vuursnelheid te genereren ten opzichte van de huidige plot en voer een lineaire regressieanalyse uit om het verloop van de lijn van de beste pasvorm te bepalen. De helling van de lijn van de beste pasvorm is indicatief voor de neuronale Gain22.
Figuur 1: Diagrammatische profielen van controle-, sinusoïdale en stochastische ruis protocollen. A) opMVN-neuronen toegepaste (geen ruis) protocollen. B) sinusoïdale ruis protocol met een frequentie van 2 Hz.C) stochastische geluids protocollen waarbij de meerderheid van het vermogensspectrum ≤ 2 Hz is. Elk protocol dat hier wordt gepresenteerd heeft een amplitude van ± 6 pA met een 10 s depolariserende stroom die stijgt met 10 pA tot 50 pA. De ware stimulus heeft geen depolariserende huidige stap en is daarom de eerste aflevering van deze protocollen om neuronale versterkings veranderingen te bepalen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Initiële opnames kunnen informatie verschaffen over de effecten die sinusoïdale en stochastische ruis hebben op basale afvuren snelheden van individuele MVN-neuronen en hoe de stimuli de versterking van neuronen effect hebben. Figuur 2 toont aan dat noch sinusoïdale noch stochastische ruis basale afvuren snelheden van MVN neuronen veranderen in vergelijking met controle (geen ruis) opnames. Deze informatie is cruciaal voor het bepalen van de drempelwaarde van de afzonderlijke neuronen. Tijdens de toepassing van galvanische vestibulaire stimulatie voor de mens, wordt een sensorische drempel taak uitgevoerd om ervoor te zorgen dat de stimulus subthreshold13is. De subdrempelwaarde stimulus is een belangrijk onderdeel van de stochastische resonantie (SR) fenomeen7,8. In vitro moet deze drempel taak verschillend worden uitgevoerd en hiervoor is de activiteit of het basale ontstekings percentage van neuronen gekozen. Dit zorgt ervoor dat de stimuli zo dicht mogelijk bij de subdrempelwaarde liggen en daarom vergelijkbaar zijn met menselijke studies. Figuur 2b benadrukt dat het geselecteerde geluidsniveau (6 PA) subdrempelwaarde is, omdat kan worden waargenomen dat de gemiddelde afvuren snelheid begint te stijgen van 12 PA (experimentele drempel). Deze drempel werd objectief bepaald door de stimulus niveaus boven (18 en 24 pA) en onder (3 en 6 pA) de 12 pA-drempel te groeperen en wordt weergegeven in aanvullend figuur 1.
Vervolgens werd neuronale winst geëvalueerd door het onderwerpen van neuronen aan een reeks depolariserende stroom stappen (0-50 pA, met 10 pA te verhogen) met en zonder (controle) ruis (Figuur 1). Deze resultaten zijn cruciaal voor het bepalen van het effect dat stochastische lawaai op neuronen in het centrale vestibulaire systeem kan hebben en dus, potentieel hoe GVS is het opwekken van de gevolgen ervan voor menselijke evenwicht. Figuur 3 toont dat sinusoïdale (Figuur 3b) en stochastisch (Figuur 3a) ruis toegepast op subdrempelwaarde amplituden van 6 pa de winst van MVN neuronen kan veranderen. Deze resultaten werden beoordeeld door meting van de vuursnelheid tijdens elke 10 s huidige stap en het uitvoeren van een lineaire regressieanalyse om de versterking (gradiënt) van de lijn van de beste pasvorm te berekenen.
Figuur 2: het effect van sinusoïdale en stochastische ruis op MVN neuronale afvuren snelheid. A) Stochastic (SN; Middle trace) en sinusoïdale ruis (bottom trace) bij een 6 pa-amplitude vertonen geen significant effect op de basale afvuren snelheid van een individueel MVN-neuron in vergelijking met de controle (geen lawaai; bovenste spoor). B) vuursnelheid van MVN-neuronen in reactie op de controle (n = 53), stochastische en sinusoïdale ruis protocollen (zonder huidige stappen) van amplitudes 3 (SN, n = 30; sinus, n = 6), 6 (SN, n = 46; sinus, n = 17), 12 (SN, n = 13; sinus, n = 4), 18 (SN , n = 5; sinus, n = 0) en 24 (SN, n = 8; sinus, n = 0) pA. Lijnen/Whiskers geven de maximum-en minimumwaarden aan, het vak geeftde 25 th-75- percentielen aan en de lijn in het vak geeft de gemiddelde afvuren snelheid (spikes/s) aan. De onderbroken lijn geeft de experimentele drempel aan, zoals gekozen door de gemiddelde afvuren percentages te bundelen binnen 3 en 6 pA (onder 12 pA) en 18 en 24 pA (boven 12 pA), zoals weergegeven in aanvullend figuur 1. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: sinusoïdale en stochastische ruis Alter MVN neuronale winst. A) MVN neuronale afbrand snelheid bij elke depolariserende stroom stap en de overeenkomstige versterkings berekening in reactie op stochastische ruis. B) de gepresenteerde gegevens werden op dezelfde wijze gegenereerd als in Figuur 3a , maar tijdens de toepassing van sinusoïdale ruis. (C, D) Grafieken vertegenwoordigen de winsten berekend op basis van de lijnen van de beste pasvorm van A en B. Foutbalken geven aan dat S.D. statistische significantie werd bepaald door lineaire regressieanalyse met vergelijking van de verlopen van de lijnen van de beste pasvorm tussen controle en experimentele conditie. * * p < 0,02; p < 0,01. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Aanvullend figuur 1: objectieve bepaling van 12 pa-drempel. De vuur snelheden van minder dan 12 pA (3 en 6 pA) en meer dan 12 pA (18 en 24 pA) werden samengevoegd en gemiddeld. Deze gemiddelden werden vervolgens geanalyseerd met behulp van een ANOVA en statistische significantie tussen Sham en > 12 pA en tussen < 12 pA en > 12 pA. * p < 0,05. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De effecten van galvanische vestibulaire stimulatie (gv's) op het vestibulaire systeem zijn in vivo gemarkeerd bij mensen3,13,23, cavia's14, knaagdieren18 en niet-menselijke primaten24. Echter, geen van deze studies hebben de directe impact van elektrische ruis op de gevoeligheid van individuele neuronen in het vestibulaire systeem beoordeeld. Hier demonstreren we de eerste in vitro toepassing van stochastische ruis rechtstreeks aan individuele mediale vestibulaire Nucleus (MVN) neuronen.
Het primaire doel van het toepassen van stochastische ruis rechtstreeks op individuele MVN neuronen, is om te bepalen of het lawaai is het vertonen van een effect op neuronale gevoeligheid direct. Zo, vaststelling van hoe Stochastic resonantie (SR) van invloed op de balans bij de mens. Voor SR duidelijk, de stimulus moet worden subdrempelwaarde om ervoor te zorgen dat individuele neuronen niet openlijk worden geactiveerd7 (Figuur 2). Daarom moet de in-vitro neuronale afvuren rate vergelijkbaar blijven met controle (geen stimulus) voorwaarden. Deze stap is van cruciaal belang voor het protocol om de SR fenomeen te benadrukken, en kan afwijken voor andere neuronale populaties en daarom uitgevoerd iets anders.
Hoewel deze voorbereiding duidelijke voordelen biedt ten opzichte van vorige in vivo werk bij dieren14,15,17,18, zijn er nog enkele voorbehoud. Ten eerste, de stimuli worden toegepast op individuele neuronen en daarom de drempel van stochastische en sinusoïdale lawaai mag niet vertegenwoordigen wat er op een populatieniveau optreedt. Echter, met behulp van dit protocol zijn we in staat om wijzigingen te analyseren op een enkel neuron niveau en gebruik deze informatie om vervolgens te modelleren wat er kan gebeuren in gedrags studies. Ten tweede zijn deze elektrofysiologische opnames beperkt tot neuronen die spontane activiteit of responsen vertonen op directe stroom injectie om de natuurlijke activiteit te simuleren. Dit is een van de redenen voor het kiezen van de MVN als een doelwit voor het testen van de effecten van deze elektrische stimuli, als het vertoont spontane Neuronale activiteit21.
Een voordeel van het gebruik van Whole-Cell patch klem opnames van individuele MVN neuronen is dat de respons betrouwbaarder kan worden gekoppeld aan een specifieke output van het vestibulaire systeem. Gedrags studies zijn in staat om dergelijke informatie te verstrekken over de Otolith-oculaire route door de meting van oculaire vestibulaire-opgeroepen myogenic mogelijkheden (ovemps) en oculaire tegen rollen (OCRs) op een meer macroniveau13. Door middel van elektrofysiologische opnames, informatie over specifieke kernen betrokkenheid en dus, de specifieke trajecten betrokken kunnen worden opgehelderd. Verder heeft vorig werk in het stimuleren van primaire vestibulaire afferents in vivo belangrijke informatie verschaft over hoe gv's kunnen werken, maar kan niet direct inschatten hoe de centrale vestibulaire kernen reageren op14,15,17 ,18. Daarom, het benadrukken van de gevoeligheid en precisie van Whole-Cell patch klem opnames helpt bij het verhelderend hoe GVS vestibulaire werking kan verbeteren.
Toekomstige studies kunnen dit protocol toepassen op andere neuronale populaties die spontane activiteit weergeven. Eén studie heeft stochastische ruis toegepast op een niet-spontaan actieve neuronale populatie binnen de somatosensorische en auditieve cortices van ratten19. Echter, dit werd uitgevoerd in een celsuspensie van enzymatisch gezien piramidale neuronen en was het opnemen van na+ stromingen specifiek, die worden genomen uit postsynaptische cellen met behulp van spannings klem experimenten. In dit protocol werd de spontane activiteit van MVN-neuronen geregistreerd van individuele neuronen in dwars segmenten van de hersenstam met behulp van stroomtang experimenten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren geen belangenconflicten.
Acknowledgments
SPS werd gesteund door de University of Sydney postgraduaat Research beurs.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CaCl | Scharlau | CA01951000 | Used for ACSF and sACSF |
| D-(+)-Glucose | Sigma | G8270 | Used for ACSF and sACSF |
| EGTA | Sigma | E0396-25G | Used for K-based intracellular solution |
| HEPES | Sigma | H3375-25G | Used for K-based intracellular solution |
| KCl | Chem-supply | PA054-500G | Used for ACSF, sACSF and intracellular solution |
| K-gluconate | Sigma | P1847-100G | Used for K-based intracellular solution |
| Mg-ATP | Sigma | A9187-500MG | Used for K-based intracellular solution |
| MgCl | Chem-supply | MA00360500 | Used for ACSF and sACSF |
| Na3-GTP | Sigma | G8877-100MG | Used for K-based intracellular solution |
| NaCl | Chem-supply | SO02270500 | Use for ACSF and intracellular solution |
| NaH2PO4•2H2O | Ajax | AJA471-500G | Used for ACSF and sACSF |
| NaHCO3 | Sigma | S5761-1KG | Used for ACSF and sACSF |
| Sucrose | Chem-supply | SA030-500G | Used for sACSF |
| Isoflurane | Henry Schein | 1169567762 | Used for anaesthetising mice |
| EQUIPMENT | |||
| Borosilicate glass capillaries | Warner instruments | GC150T-7.5 | 1.5 mm OD, 1.16 mm ID, 7.5 cm length |
| Data acquisition software | Axograph | Used for electrophysiology and analysis | |
| Friedmen-Pearson Rongeurs | World precision instruments | 14089 | Used for dissection |
| Micropipette puller | Narishige | PP-830 | Used for micropipette |
| Multiclamp amplifier | Axon instruments | 700B | Used for electrophysiology |
| pH meter | Sper scientific | 860033 | Used for internal solution |
| Standard pattern scissors | FST | 14028-10 | Used for dissection |
| Sutter micromanipulator | Sutter | MP-225/M | Used for electrophysiology |
| Upright microscope | Olympus | BX51WI | Used for electrophysiology |
| Vibratome | Leica | VT1200 | Used for slicing brain tissue |
References
- Amiridis, I. G., Hatzitaki, V., Arabatzi, F. Age-induced modifications of static postural control in humans. Neuroscience Letters. 350 (3), 137-140 (2003).
- Iwasaki, S., Yamasoba, T. Dizziness and imbalance in the elderly: age-related decline in the vestibular system. Aging and disease. 6 (1), (2015).
- Fujimoto, C., et al. Noisy galvanic vestibular stimulation induces a sustained improvement in body balance in elderly adults. Scientific Reports. 6, 37575 (2016).
- Breen, P. P., et al. Peripheral tactile sensory perception of older adults improved using subsensory electrical noise stimulation. Medical Engineering & Physics. 38 (8), 822-825 (2016).
- Yamamoto, Y., Struzik, Z. R., Soma, R., Ohashi, K., Kwak, S. Noisy vestibular stimulation improves autonomic and motor responsiveness in central neurodegenerative disorders. Annals of Neurology. 58 (2), 175-181 (2005).
- Soma, R., Nozaki, D., Kwak, S., Yamamoto, Y. 1/f noise outperforms white noise in sensitizing baroreflex function in the human brain. Physical Review Letters. 91 (7), 078101 (2003).
- Wiesenfeld, K., Moss, F. Stochastic resonance and the benefits of noise: from ice ages to crayfish and SQUIDs. Nature. 373 (6509), 33-36 (1995).
- Moss, F., Ward, L. M., Sannita, W. G. Stochastic resonance and sensory information processing: a tutorial and review of application. Clinical Neurophysiology. 115 (2), 267-281 (2004).
- Goel, R., et al. Using low levels of stochastic vestibular stimulation to improve balance function. PloS one. 10 (8), e0136335 (2015).
- Inukai, Y., et al. Effect of noisy galvanic vestibular stimulation on center of pressure sway of static standing posture. Brain Stimulation: Basic, Translational, and Clinical Research in Neuromodulation. 11 (1), 85-93 (2018).
- Mulavara, A. P., et al. Using low levels of stochastic vestibular stimulation to improve locomotor stability. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 117 (2015).
- Iwasaki, S., et al. Noisy vestibular stimulation increases gait speed in normals and in bilateral vestibulopathy. Brain stimulation. 11 (4), 709-715 (2018).
- Serrador, J. M., Deegan, B. M., Geraghty, M. C., Wood, S. J. Enhancing vestibular function in the elderly with imperceptible electrical stimulation. Scientific Reports. 8 (1), 336 (2018).
- Kim, J., Curthoys, I. S. Responses of primary vestibular neurons to galvanic vestibular stimulation (GVS) in the anaesthetised guinea pig. Brain Research Bulletin. 64 (3), 265-271 (2004).
- Flores, A., et al. Stochastic resonance in the synaptic transmission between hair cells and vestibular primary afferents in development. Neuroscience. 322, 416-429 (2016).
- Huidobro, N., et al. Brownian Optogenetic-Noise-Photostimulation on the Brain Amplifies Somatosensory-Evoked Field Potentials. Frontiers in Neuroscience. 11, 464-464 (2017).
- Goldberg, J., Ferna, C., Smith, C. Responses of vestibular-nerve afferents in the squirrel monkey to externally applied galvanic currents. Brain Research. 252 (1), 156-160 (1982).
- Baird, R., Desmadryl, G., Fernandez, C., Goldberg, J. The vestibular nerve of the chinchilla. II. Relation between afferent response properties and peripheral innervation patterns in the semicircular canals. Journal of Neurophysiology. 60 (1), 182-203 (1988).
- Remedios, L., et al. Effects of Short-Term Random Noise Electrical Stimulation on Dissociated Pyramidal Neurons from the Cerebral Cortex. Neuroscience. 404, 371-386 (2019).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Gulf professional publishing. (2004).
- Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Inhibitory synaptic transmission differs in mouse type A and B medial vestibular nucleus neurons in vitro. Journal of Neurophysiology. 95 (5), 3208-3218 (2006).
- Camp, A., et al. Attenuated glycine receptor function reduces excitability of mouse medial vestibular nucleus neurons. Neuroscience. 170 (1), 348-360 (2010).
- Iwasaki, S., et al. Effect of Noisy Galvanic Vestibular Stimulation on Ocular Vestibular-Evoked Myogenic Potentials to Bone-Conducted Vibration. Front in Neurology. 8, 26 (2017).
- Goldberg, J., Smith, C. E., Fernandez, C. Relation between discharge regularity and responses to externally applied galvanic currents in vestibular nerve afferents of the squirrel monkey. Journal of Neurophysiology. 51 (6), 1236-1256 (1984).
