Summary
我々は、マウスにおいて一貫して堅牢な下降胸部大動脈瘤を誘導する外科的プロトコルを説明する。この手順は、左胸部切読術、胸部大動脈暴露、および大動脈壁上のブタ膵臓エラスターゼに浸したスポンジの配置を含む。
Abstract
疾病対策センターによると、大動脈瘤(AA)は1999年から2016年にかけて、すべての人種と性別で主要な死因と考えられていました。動脈瘤は、進行性の弱体化と大動脈の最終的な膨張の結果として形成され、重大な直径に達すると破裂または裂傷する可能性がある。胸部の下降大動脈瘤の動脈瘤は、下降胸部大動脈瘤(dTAA)と呼ばれ、米国における動脈瘤症例の大部分を構成する。含まれていないdTAA破裂はほとんど普遍的に致死的であり、選択的修復は罹患率および死亡率が高い。我々のモデルの目的は、dTAAの病態生理学を解明し、成長を止めるか、dTAAのサイズを小さくする分子標的を探すことを、具体的にdTAAを研究することです。胸部病理を正確に研究するマウスモデルを有することにより、標的治療を開発してdTAAを特異的に試験することができる。この方法は、外科的暴露後の外マウス大動脈壁に直接ブタ膵臓エラスターゼ(PPE)を配置する上に基づいている。これは、大動脈壁を弱め、数週間から数ヶ月にわたって動脈瘤形成を可能にする破壊的で炎症性反応を作成します。マウスモデルには限界がありますが、dTAAモデルは予測可能なサイズの堅牢な動脈瘤を生成します。さらに、このモデルは、dTAAの成長を停止したり、破裂を防ぐことができる遺伝的および医薬的標的をテストするために使用することができる。ヒト患者では、このような介入は動脈瘤破裂を避け、外科的介入が困難な場合に役立つ可能性がある。
Introduction
この方法の目的は、大動脈瘤形成中の胸部大動脈下のマウスの発達、病態生理学、および構造変化を研究することである。我々のモデルは、それによって様々な遺伝的および薬理学的阻害剤の試験を可能にするマウスの胸部大動脈瘤(dTAA)を誘導する再現性と一貫性のある方法を提供する。この研究は、dTAA疾患を有するヒトの生存可能な治療戦略に翻訳することができる薬物および遺伝子治療を同定するのに役立つ。
dTAAは、胸部大動脈の壁が弱くなり、引き裂いたり破裂したりすると臨界直径に達するまで時間の経過とともに拡張する場合に形成される。臨床的には、dTAAは沈黙の中で進行することができ、大動脈壁の構造が歪むまでサイズが大きくなりますが、最終的には失敗し、致命的な結果をもたらします。関連して、症状は通常、動脈瘤が危険なサイズ(100-150%膨張)に達し、解剖または破裂のリスクが高い場合にのみ発症する1、2。dTAA破裂は、ほぼ普遍的に致命的な3であり、選択的外科的修復は有意な罹患率4、5を運ぶ。さらに、ほとんどの患者は、外科的修復6、7の前に約5年間大動脈瘤の診断を運ぶ。このウィンドウは、非外科的に介入する都合の良い時間を表します。したがって、dTAAの進行を治療または遅らせる医療療法が必要であり、動脈瘤研究の分野に大きな進歩を表すだろう。dTAA病因の不完全な理解のため、現在利用可能なdTAAの治療法はありません。
過去20年間、いくつかのdTAA動物モデルが開発されましたが、これらのモデルはそれぞれ私たち自身とは異なり、堅牢な動脈瘤を生み出しませんでした。私たちの最も類似したマウスdTAAモデルは、大リモコンのアドベンティシアにCaCl2の直接適用を含むイコノミディスら8によって開発されました。私たちのモデルは、イコノミディスによって定められた技術の多くから適応されたが、私たちのモデルは3つの別々の方法でユニークです。まず、我々のモデルでは、大器はCaCl2暴露の15分間と比較して、3〜5分間局所エラスターゼにさらされる。第二に、大動脈拡張は、CaCl2モデルにおける16週と比較して、2週間で起こる。最後に、我々のモデルは、CaCl2アプリケーションによって生成される20-30%の大動脈拡張と比較して、一貫して約100%の拡張の動脈瘤を生成します(これは、大動脈の増加として定義されているように、本当に動脈瘤とは考えられません)直径 >50%)アンジオテンシンIIの注入で強い動脈瘤を形成するApo Eノックアウトマウスのような動脈瘤形成の他の非外科的マウスモデルがある。しかしながら、これらのマウスは、下降胸部大動脈9、10において特に動脈瘤ではなく、上腎または上昇胸部大動脈瘤を発症する。
このプロトコルの合理的な方法は、マウスモデルでdTAAを研究するためのシンプルで安価な、時間の適切な方法を持つことです。マウスモデルは、他の血管疾患に影響を与えることがわかった多くの遺伝的および細胞特異的ノックアウトを利用するユニークな機会を提供します。当社の特定のTAAモデルの使用は好評を得ており、それを利用した実験は、インパクトの大きなジャーナル11,12に掲載されています。この時点で、モデルは、腹部大動脈瘤(AAA)マウスモデルに有意な影響を及ぼした遺伝的および薬理学的治療を調査するために使用されてきた。しかし、当研究室ではdTAAモデルの利用が拡大しており、ヒトの標的治療として利用できるdTAA形成に特有の標的を見つけています。
このモデルはマウスのマイクロ外科機能がある実験室のために最も適している。技術的には困難ですが、以前の手術経験のない研究者でも一貫して実行できます。マウスの外科経験のない研究者のためにモデルはおよそ20の手術セッション(またはおよそ50のマウス)で習得することができる。以前の外科経験を持つ研究者のために、モデルは5つの手術セッション(およそ20マウス)で習得することができる。私たちは、高品質のビデオで、習得する時間をさらに減らすことができると信じています。熟練が達成された後、処置は外科のための35分および終末収穫のための20分で完了することができる。私達の実験室の外科医は5-10%の手術の死亡率と1日あたり10-12の完全な外科を完了できる。死亡の最も一般的な原因は、解剖中に胸部、麻酔毒性、または大動脈の裂傷に入ると肺損傷である。dTAAの研究に加えて、このモデルはまた胸部の他の介入を研究する研究者のための胸部大器および肺のヒラムへの安全で、容易なアクセスのためのガイドとして役立つ。
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Protocol
動物プロトコルは、バージニア大学の施設動物管理および使用委員会(No.3634)によって承認されました。
1. 麻酔と挿管の誘導
- 呼吸が目に見えて遅くなるまで、8-10週齢の雄C57BL/6マウスを5%のイソルランと酸素混合物の連続的な流れを持つ閉じたチャンバーに置きます。
注:マウスの異なる株、性別および年齢は、実験プロトコルに応じて使用することができる。雌マウスは、サイズが小さく、気道が小さいため、挿管がより困難な場合があります。 - Vandivortら13.によって説明されているようにマウスを挿管する。
注: 挿管ステップは、このモデルの中で最も学習と実行の両方が困難な部分です。上記の参照著者は、彼らのビデオのステップを説明する優れた仕事を行います。
2. マウスを外科ボードに固定する
- 気管内管(ET)チューブを接続し、胸の上昇を確認し、マウスを右横の脱口位置に置きます。イゾフランを約3%に回し、両眼に潤滑を施します。人工呼吸器は、毎分約200回の呼吸と225 μLの潮の容積を提供するように設定する必要があります。
注:イソファランが5%のままの場合、毒性は急速である。しかし、イソフランに対する応答は可変なので、麻酔流量は約10〜20sの毎に起こり、粘膜および露出した組織の検査に酸素化が適切に現れるように、麻酔流量を計算する必要があります。 - ETチューブをテープでボードに固定します。前足が鼻に沿って、テープで固定できるように、右腕を大げさで伸ばします。
- 右腕と尾部の間に張力の線を作成するために、尾を引っ張り、背骨の延長を作り出します。
注:尾と右の足の両方をラインに固定すると、ETチューブの挿入または外注を防ぎます。 - 左足を自然な位置にテープで留えます。巻いたガーゼとテープの上に左腕を心から引き出します。
3. 手術準備
- マウスの左脇腹を左肩から左腹部に電気バリカンで剃ります。
- 綿の先端のアプリケーターを使用して、手術部位の上にベタジン溶液をブラシします。新しい綿の先端のアプリケーターを使用して、外科的部位の上に70%のエタノール溶液を磨きます。乾燥させてください。無菌のドレープを置く。
- 注意:電気焼灼が使用され、エタノールに点火することができるように進む前に、すべてのエタノールが完全に乾燥していることを確認してください。
4. 胸部への参入
- 外科的はさみを使用して、血胸の中間点で1cmの横切開を行います。手持ち式の電気焼灼を使用して、肋骨が見えるまで筋肉層を分割します。
- リブの2mm部分を直接焼き上がします。
注:肋骨に電気焼灼を使用する場合は、自発呼吸周波数を観察してください。マウスが焼灼中に横隔膜収縮を起こした場合、先端が胸郭に入り、肺を穿刺することがあり、これは通常このモデルでは致命的である。 - 焼き付いた部分よりも優れたリブ空間に濡れた細かい綿先端のアプリケーターを使用して、胸膜空間に侵入するために組織の上に先端を回転させます。3 mm x 2 mm のスポンジを胸部に濡れ、肺の崩壊に役立てるようにします。
注:それは非常に繊細なので、柔らかく、濡れたスポンジだけが肺に接触させてください。 - 横隔膜が見えるまで、焼きリブの上部の側面に沿って切断するには、はさみを使用してください。
5. 大動脈暴露
- 肋骨のリトラクタを配置し、胸部切開を開くためにそれらを使用します。慎重に肺の表面からスポンジを削除します。
- 6 mm x 4 mm のスポンジを濡らして、肺を覆い、両端が太った側道を向くようにします。(広い平らな)肺リトラクターをスポンジに置き、下降胸部大声が露出するまで心室にそっとスライドさせます。
- #7鉗子を使用して、結合組織と脂肪を約5mmのセクションで大動脈から解剖します。
注:小さな静脈が大横に横に走っている可能性があります。解剖中にそれらを引き裂くことを避ける(少なくとも14倍の倍率を使用すると、この合併症を避けるのに役立ちます)。
6. エラスタース暴露
- 0.5 mm x 1 mm のスポンジを 12 μL のブタ膵臓エラスターゼで飽和させ、大動脈の露出面に置きます。
注:スポンジが反対の肺に触れないようにしてください。 - 所定の時間(通常3〜5分)の後、#7鉗子でエラスターゼスポンジを取り除きます。肺リトラクタを取り外します。生殖不能生理生理生理の1 mLで胸腔を灌漑する。
注:生理生理生理で灌漑する前に肺リトラクタを取り外し、肺スポンジが飽和して柔らかくなるため、肺の表面から取り外しやすくなります。 - 残りの生理生理生理を吸収するために、巻き2"x 2"ガーゼを使用してください。イソファランを2%に下げる。
7. 胸部の閉鎖
- 肺スポンジを取り外します。卵性肺リトラクタを取り外します。rostral 肺リトラクタを取り外します。
- 3を中断6-0非吸収性縫合糸は、肋骨に反対し、それぞれに緩い結び目を結ぶが、結びつかない。縫合針で肺に触れないように細注意してください。
- 人工呼吸器の流出管を塞いで肺を再膨張させるか、または3ウェイストップコックを利用してETチューブを通して0.5〜1.0mLの空気を急速に吹き出すことによって肺を再膨張させる。
注:気圧外傷を避けるために、空気で満たされたシリンジの過度の使用を避け、1.0 mL以下の空気を使用してください。 - 非吸収性縫合糸を結ぶ。実行中の5-0吸収性マルチフィラメント縫合糸で筋肉層を再おおよそ行います。イソファランを1%に下げる。
- 7-10中断5-0非吸収性縫合糸で皮膚を閉じます。イソファランを0%にします。
8. 回復
- ブプレノルフィンの6 μg(0.3mg/mL懸濁液の0.02 mL)を皮下に投与する。右足、尾部、左腕からテープを取り外し、その後に右腕テープを取り外します。
- マウスが四肢を動かすと、ETチューブから滑り落ちるように尾を引いて吐き出します。高酸素含有量の暖かいチャンバーに置き、その位置に置きます。
注:通常の立ち位置に自分自身を回すことができるとき、酸素室からケージにマウスを移動しても安全です。さらに、マウスは、手術後最初の24〜48時間に頻繁に繁栄する痛み、苦痛、または障害の徴候を監視し、示されているように追加の鎮痛またはソフト食品を提供する必要があります。
9. 大動脈瘤の暴露(末端収穫手順)
注:一般に、組織の収穫は、最大膨張の期間を表すので、14日で行われます。しかし、実験に応じて、収穫手順のタイミングは、実験に応じて、3日と4+週間の間にいつでも行うことができます。
- 上記のように、マウスを作動場に挿管して安全にする(セクション1-3)。はさみを使用して、腹膜に入らないよう注意して左脇腹から中央腹部に皮膚を切開します。
- 後部左脇腹から左肩のレベルまで皮膚を切開する。次に、軸索を通して胸骨に90°の角度で切開します。
注:この切開は、完全に元の皮膚切開を囲む必要があります。 - 焼灼を使用して、マウスの腹部の側面に向かって皮膚フラップを解剖し、左片胸を露出させる。腹部に入り、腹部から背部まで左の費用の余白に沿って切開し、左の横隔膜の下側を露出させるためにはさみを使用します。ダイヤフラムの横端が開く可能性があります。
- 前のステップで作成されていない場合は、ダイヤフラムを最も横端に切開します。この穴に焼灼の先端を置き、xyphoidプロセスにコストマージンをオフにダイヤフラムを焼く。湿った細かい綿の先端のアプリケーターを使用して、胸壁への接着から肺を穏やかに解放し、肺を中間に押す。
注:接着が簡単に胸壁から外れない場合は、焼灼を使用してそれらを削除します。そうすることで、重い出血を引き起こす可能性のある肺を引き裂くのを避けるのに役立ちます。 - 胸壁の内側を肋骨1から肋間マージンまで焼き付け、中間軸線に向かって背中を付けますが、大動脈から少なくとも2mmです。焼き線に沿って胸壁をカットします。
注:この技術は、肋間動脈からの出血を回避します。 - 肋骨1の優れたマージンに沿ってカットし、胸骨の横縁に沿って口頭で切断し、左肋骨ケージを取り除きます。肺にリトラクタを置き、中間に引っ張ります。ダイヤフラムにリトラクタを配置し、できるだけ多くの大様を露出させるために口頭で描画します。
- 乾燥した綿の先端のアプリケーターを使用して、大動脈瘤および影響を受けない遠位セグメントから接着を取り除きます。ビデオマイクロメトリーを使用して、影響を受けない制御セグメントの直径とエラスターゼ処理動脈瘤の最も広い部分の直径を測定します。
注:ビデオマイクロメトリー測定は、方程式1の対照セグメントと比較して動脈瘤セグメントの膨張率を計算するために使用されます。動脈瘤セグメント1に0.5mm遠位の制御セグメントが選択されます。
方程式 1
- ハームズ鉗子で大断をつかみ、治療されたセグメントに遠位でするだけです。ハサミを使って遠位を切って鉗子を切り、脊柱から大脳を解剖する。処置されたセグメントに大動脈近位を切り取り、動脈瘤大動脈を取り除く。
- ツベルクリン注射器と針を使用して、必要に応じて生理生理生理とプロセス組織で大動脈ルーメンを洗浄します。
方程式 1Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
我々のプロトコルの適用は生理食べ物の制御と比較されるマウスの強いdTAAで起因する。開発されたTAAは、形状がフシフォームであり、大通りの処理部(図1および図2)11でのみ発生する。図2は、組織収穫時のビデオマイクロメトリー測定の例を示す。方程式 1 を使用すると、この例では大動脈拡張が 130% です。
Johnston et al. al.11による本来の研究では、野生型エラスターゼ処理マウス(WT TAA)における大動脈拡張の有意な増加を示した(3、7、14、および21日)野生型マウス(WT対照)。最大大動脈拡張は14日目に起こった(WT TAA: 99.6 ± 24.7% 対 WT対 WT 制御: 14.4 ± 8.2%; p < 0.0001) (図3)11.教皇ら12による別の実験は、14日で同様の膨張を示す。
糸学を調べるとき、WT TAAは薄く断片化されたエラスチン繊維を有する。また、平滑筋細胞(SMαA)染色が少なく、マクロファージ(Mac2)およびインターロイキン-1β(IL-1β)発現が増加する一方で(図4)。
図 1: 胸部大動脈瘤(TAA)モデルおよび装置のセットアップのサンプル写真。左から右へ、(1)左胸部切除術による胸部大動脈の初期暴露、(2)胸膜の解剖、(3)エラスターゼ浸漬スポンジの塗布、(4)スポンジ除去。大動脈摘出(5)について、胸部切除術を再び開き、胸部大動脈を解剖して測定した。(6)右図は、食道、肺、ヘミアジゴス静脈との大腸の相対的な関連を示す。この図は、ジョンストンら11から適応されています。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 2: TAAのサンプルビデオマイクロメトリー測定。C=非露出対照セグメント、A=エラスターゼ処理動脈瘤セグメント、RL=右肺、E=食道、T=尾、H=頭部。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 3: TAA形成中の経度経過に大動脈径。平均大動脈径(mm±SD)は、エラスターゼ(WT TAA、灰色)または経時に生理生理生(WT対照、緑)に曝露されたWTマウスにおいて。WT TAA と WT コントロールの間には、アスタリスク (p < 0.05) でマークされたすべての時点で大きな違いが生じしました。最大大動脈拡張は14日目に起こります(WT TAA: 99.6 ± 24.7% 対 WT コントロール: 14.4 ± 8.2%; p < 0.0001)。誤差符は標準偏差を表します。この図は、ジョンストンら11から適応されています。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 4: WTエラスターゼTAAおよびWT生理生理組織の組織学的検査。WTコントロール(生理用水スポンジ)およびWT TAA(エラスターゼスポンジ)の大動脈断面を14日目に試料する。エラスチン、平滑筋細胞(SMαA)、マクロファージ(Mac2)、インターロイキン-1β(IL-1β)の染色。スケールバー = 50 μm.この図は、ジョンストンら11から適応されています。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 5: 個々のエラスターゼボトルの用量応答検査。ポイントの各グループは、エラスターゼ浸漬スポンジが持続することを許可される事前に指定された時間を表します。これらのデータは、100-130%の膨張のための理想的な消化時間を推定するために使用されます。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
胸部および腹部大動脈は、細胞的および発生的に異なり、動脈瘤疾患14、15、16に関連する。したがって、TAAを研究するための特定の動物モデルが必要である。他のマウスdTAAモデルは8が公開されているが、我々は本当に動脈瘤(50%以上の膨張)と考えることができる下降胸部大動脈拡張を作成する唯一のモデルである。さらに、我々のモデルは比較的速く実行され、CaCl2モデル8の16週間とは対照的に14日間で最大膨張をもたらす。この効率は、潜在的に人間の試験11、12に翻訳することができる特定の薬理学的介入の研究を容易にした。ただし、このプロトコルにはいくつかの困難な側面と制限があります。
我々のモデルは、いくつかの以前のAAAモデルで使用されている精製されたブタ膵臓エラスターゼを利用しています。作用機序は、大脳の媒体におけるエラスチンの分解と堅牢な炎症反応の作成であると考えられており、適合性が低く、最終的には弱い壁につながる。エラスターゼの消化効果は、ボトルによって異なります。一貫した消化効果を確保するために、用量応答曲線は、エラスターゼの新しいボトルごとに行われるべきです。用量は、エラスターゼ浸漬ガーゼが持続することを許可される時間に対応する。このような曲線の例を図 5に示します。特定のエラスターゼスポンジ暴露時間は、14日間で100-130%の拡張の動脈瘤を作成する暴露持続時間を見つけることを目標に検討される。この例の曲線では、このエラスターゼのボトルに対して4分間の消化時間が指定されています(注意すべき、利用可能なエラスターゼの最小量は10mLで、これは約830匹の個々のマウスに対して十分です)。過度のエラスターゼ消化は、術中出血や早期破裂を引き起こす可能性があり、不十分な暴露は十分な消化および動脈瘤拡張を引き起こすことができない。
このモデルは胸腔を開くことを含むので、肯定的な圧力換気の使用は必須である。当初は、直接視力下で前頸部解剖と耳下耳下挿管を利用していましたが、追加の切開と閉鎖が必要なため、この方法には時間がかかりました。ヴァンディボルトら13.の詳細に従って、直接オロトラヒール挿管を利用しています。このモデルの新しい外科医を訓練するとき、私達は実際の外科に移る前にそれを習得するために挿管の技術を広範囲に練習することを推薦する。マウスが正常に挿管されると、挿管のたびに浮上が増加し、連続して成功の可能性が減少し、致命的な気道損傷の可能性が高くなるにつれて、チューブを外用しないように細注意する必要があります。また、挿管に必要な時間はほぼ常に致命的であるため、手術中の挿管のリスクを最小限に抑えるために細かい注意を払う必要があります。私たちのプロトコルで詳述されているように、少量の緊張の下で右腕と尾部を固定することは、手術中にrostralまたはAUDAlシフトを防ぎ、したがって、排泄のリスクを最小限に抑えます。
麻酔の制御は、このモデルで不可欠です。Vandivort et al.13が挿管に関する研究で議論したように、深いレベルの下での引き下げが必要である。挿管手順中にマウスが意識を持っている場合、ETチューブ挿入に対する抵抗は気管損傷および食道挿管を引き起こす可能性がある。イソファラン毒性のリスクを軽減するために、ETチューブの気管配置が確認されたら、イソファランの混合物の割合は誘導に使用されるものの約半分に減少する必要があります。イソファランの理想的なパーセンテージを達成するために、マウスは10〜20秒ごとに自発的な横隔膜収縮を持つ必要があります。手術が進行するにつれて、イソファランは徐々に下げられ、最後の皮膚閉鎖ステッチが置かれた後に完全にオフにする必要があります。マウスが目を覚ますと、マウスが目を覚ますと、マウスがまだ麻酔から回復している間にテープ拘束を取り除く必要があります。残留イソファルランの回収と消散を支援するために、我々は最近、マウスが排泄直後に高酸素温暖化環境で回復するように手順を変更した。
マウス肺は非常に繊細で、穿刺、不適切な取り扱い、またはエラスタース暴露による損傷は、ほとんど常に死にます。肺損傷の最も一般的なポイントは、胸膜への最初のエントリです。肋骨に焼灼を使用する場合(ステップ4.2)、我々は自発呼吸周波数に細心の注意を払い、呼吸の直後に数秒間焼灼を活性化することをお勧めします。これは胸壁を通して肺に焼灼の先端を運転することができる胸部の予期しない膨張を防ぐのを助ける。次のステップで濡れた綿先端のアプリケーターを使用して組織と胸膜を優しく破壊し、鋭い器具が肺表面に合わないため、肺損傷の発生率を最小限に抑えるのにも役立ちました。最後に、エラスターゼ浸漬スポンジのいずれかが肺に直接接触した場合、重度の損傷が発生する可能性があります。これは、大動脈解離中に反対の胸膜空間に入らず、スポンジを準備して、少しの位置を変え、大動脈に直接置くことができるようにすることで回避できます。手術の終わりに、左肺を再膨張させようとする試みは、人工呼吸器の流出管を塞いで行うべきである。それが失敗した場合、3ウェイストップコックを通して空気の0.5〜1.0 mLの直接注入は肺を再拡張することができる。これらの方法の両方が機能しない場合は、通常どおり閉鎖を続行する必要があります。大きな肺損傷がなければ、マウスは部分的に膨張した肺を比較的よく許容し、肺はほとんど常に組織収穫時に膨張することがわかった。
このモデルにはいくつかの制限があります。実験モデルは、ヒト大動脈疾患を完全にモデル化していません。dTAAは、ヒトTAA形成が多因子であり、数十年ではないにしても何年にもわたって起こる間、我々のモデルでエラスターゼの1つの適用後14日で起こる。しかし、動脈瘤を発症するのに数ヶ月から数年かかるマウスモデルは、調査能力では役に立たない。ヒトの病気とは異なり、エラスターゼ誘発動脈瘤は、術後2週間で最大拡張に達するとサイズが小さくなります。この回帰は、術後にマウスの食事療法で補充されたβ-アミノプロピオニトリル(BAPN)の使用で克服することができる。エラスターゼ暴露モデルと組み合わせると、BAPN補充は継続的な成長と最終的に破裂を可能にし、ヒト疾患の慢性を模倣する。私たちの研究室は、以前にAAA17でBAPNを研究しており、現在、我々のプロトコルをさらに洗練するためにdTAAモデルでそれを使用しています。dTAAモデルを用した一次実験では、28日間で約30%の破裂率が実証されています。
将来的には、このモデルを使用して、ヒトの動脈瘤治療に翻訳可能な他の遺伝的および薬理学的治療法を評価する予定です。このプロトコルは、胸部大腸にアクセスするための簡単で安全な方法を記述するので、胸部大腸の介入をテストしたい他のラボで使用することができます。
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Disclosures
著者は何も開示していない。
Acknowledgments
この研究は、AHAサイエンティスト開発助成金14SDG18730000(M.S.)、NIH K08 HL098560(G.A.)およびRO1 HL081629(G.R.U.)助成金によって支援されました。このプロジェクトは、研究と教育のための胸部外科財団(TSFRE)研究助成金(PI:G.アイラワディ)によって支援されました。コンテンツは著者の責任のみであり、必ずしもNHLBIまたはTSFREの見解を表すものではありません。アンソニー・ヘリングとシンディ・ドドソンの知識と技術的専門知識に感謝します。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Angiocatheter (22G) | Used for ET Tube | ||
| Dumont Tweezers; Pattern #7 x2 | Roboz | RS-4982 | |
| Graefe Tissue Forceps | Roboz | RS-5158 | |
| Harms Forceps x2 | Roboz | RS-5097 | |
| Intracardiac Needle Holder; Extra Delicate; Carbide Jaws; 7" Length | Roboz | RS-7800 | |
| KL 1500 LED Light Source | Leica | 150-400 | |
| M205A Dissction Microscope | Leica | CH 94-35 | |
| Iris Scissors, 11cm, Tungsten Carbide | World Precision Instruments | 500216-G | |
| Metal Clip board | Use with the Mouse Retractor Set | ||
| Mouse Retractor Set | Kent | SURGI-5001 | Need 2 short and 1 tall fixators |
| Mouse Ventilator MiniVent Type 845, 115 V, Power Supply with US Connector | Harvard Apparatus | 73-0043 | MiniVent Ventilator for Mice (Model 845), Single Animal, Volume Controlled |
| Sigma Aldrich | Elastase from porcine pancreas | E0258-50MG | Can be purchased in various size bottles |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | Recommend using rechargable AA batteries |
| Spring Scissors, 10.5cm | World Precision Instruments | 14127 | |
| Steril Swabs (Sponges) | Sugi | 31603 | Can be cut to size |
| Surgi Suite Surgical Platform | Kent | Attach to clip board | |
| Tech IV Isoflurane Vap | Jorgensen Laboratories | J0561A | Anesthesia vaporizer |
References
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