Summary
Cet article décrit comment effectuer des tests de comportement sexuel chez les souris mâles.
Abstract
Le comportement sexuel est très spécifique aux espèces. Bien que les rongeurs aient des comportements sexuels légèrement différents, les souris et les rats ont un modèle comportemental sexuel similaire. Le but de cet article est de décrire le modèle femelle olérot-induit par l’hormone et la procédure expérimentale pour l’évaluation du comportement sexuel des souris mâles. Les éléments comportementaux sexuels les plus importants sont démontrés dans la vidéo et les illustrations. Les étapes critiques, les avantages et les limites du test de comportement sexuel sont également expliqués. Enfin, les paramètres de comportement sont présentés, et le montage, l’intromission, et les processus d’éjaculation dans l’accouplement sont distingués. Les paramètres comportementaux sont évalués en fonction de la durée et du dénombrement au cours de la période d’essai.
Introduction
Le comportement sexuel chez les souris mâles matures résulte de l’interaction d’une série de systèmes hormonaux et de systèmes neuronaux connexes et interdépendants dans différents circuits cérébraux1. Il faut aussi des expériences de développement, de l’apprentissage, du contexte et un partenaire approprié. L’analyse comportementale est une réflexion importante sur la fonction neuronale ou neurocrine. Par conséquent, l’étude sur le comportement sexuel sur les modèles animaux a été largement utilisée dans les neurosciences comportementales et d’autres recherches connexes2. L’éthogramme des comportements sexuels chez les rongeurs a été expliqué dans de nombreux articles et livres1,3,4. Par exemple, la description de Scahs et Barfield du comportement sexuel dans le rat5 a aidé à comprendre un modèle comportemental similaire chez les souris5. La souris est l’un des sujets les plus couramment utilisés pour des études comportementales. Hull et coll.6 ont donné une introduction détaillée des comportements sexuels masculins de souris : Quand une souris mâle rencontre une femelle, elle commence à étudier la région anogenitale de la femelle. Puis, le mâle appuie ses pattes avant contre les flancs de la femelle pour monter la femelle par l’arrière. La femelle présente une posture sexuellement réceptive caractéristique, pliant sa colonne vertébrale vers le bas dans un arc et déplaçant sa queue d’un côté du corps, exposant un introitus d’ouverture pour la pénétration sexuelle du mâle (c.-à-d., seigneurose). Après le montage, le mâle fait des poussées pelviennes rapides et superficielles peu profondes, suivies de poussées vaginales lentes et profondes. Après de nombreuses intromissions, une poussée de longue durée entraîne l’éjaculation du sperme, au cours de laquelle la souris mâle peut geler pendant environ 25 s avant de descendre ou de tomber de la femelle6. À l’éjaculation, les glandes accessoires de souris mâles peuvent produire un mélange contenant du sperme qui durcit pour former le bouchon copulatoire. Enfin, après l’éjaculation, le mâle commence le toilettage génital et affiche un manque d’intérêt pour la femelle. En bref, la séquence de base du comportement sexuel masculin consiste à renifler, suivre, monter, intromission, éjaculation, et le toilettage post-éjaculation. Le comportement sexuel de souris montre des différences de tension. Par exemple, les retards d’éjaculation varient de 594 à 6943 s, et le nombre d’intromissions varie de 5 à plus de 100. Les retards post-éjaculation varient de 17 à 60 min. Cependant, l’introduction d’une nouvelle femelle peut diminuer cet intervalle de temps. Dans certains cas, le mâle éjacule sur la première intromission avec la nouvelle femelle7.
Les principaux événements pour l’évaluation du comportement sexuel sont le montage, l’intromission, et l’éjaculation. Les scientifiques comportementaux ont recommandé la mesure non seulement de la fréquence de chaque action, mais aussi de sa latence et de son intervalle de temps5,8. Parmi les principaux indicateurs de mesure dans les études antérieures, mentionnons : nombre de montures, nombre d’intromissions, latence de montage, latence d’intromission, latence d’éjaculation, latence de mont post-éjaculatoire (ou intervalles post-éjaculatoires), latence d’intromission post-éjaculatoire, nombre de séries copulatoires et durée des séries copulatoires. Park et coll.8 et Sachs et coll.5 ont décrit comment identifier chaque action de montage, d’intromission et d’éjaculation des rongeurs. Le montage est défini comme le mâle montant de la femelle de l’arrière, palpant ses flancs avec ses pattes antérieures, et poussant son pénis rapidement et à plusieurs reprises sans insertion pénienne. L’intromission, également connue sous le nom d’insertion pénienne, est identifiée par un ou plusieurs des actes suivants : une poussée longue et profonde après des poussées superficielles rapides, un coup de pied rapide avec un postérieur, et un retrait latéral marqué du mâle de la femelle. L’éjaculation est identifiée par une poussée pelvienne terminale qui est plus lente et plus profonde que celle d’une intromission et une réduction de l’élévation de l’arrière-pays. Une série copulatoire est identifiée par chaque séquence du montage à l’éjaculation. Les définitions des paramètres comportementaux utilisés dans la présente étude sont énumérées comme suit : 1) Latence croissante : le temps de l’introduction de la femelle au premier montage du mâle ; 2) Latence d’intromission : le temps de l’introduction de la femelle à la première intromission ; 3) Latence d’éjaculation : le temps de la première intromission à la première éjaculation (généralement suivant la dernière poussée pelvienne); 4) Latence de montage post-éjaculatoire : le temps de l’éjaculation au montage suivant ; 5) Latence d’intromission post-éjaculatoire : le temps de l’éjaculation et de la prochaine intromission ; 6) Nombre de montures : nombre de temps de montage avant la première éjaculation ; 7) Nombre d’intromissions : nombre d’intromissions avant la première éjaculation; 8) Nombre de séries copulatoires : nombre de séries copulatoires pendant la période d’observation; 9) Durée des séries copulatoires : le temps de toutes les séries copulatoires pendant la période d’observation.
Le comportement sexuel et le comportement connexe peuvent être effectués dans la cage à la maison de l’homme ou dans une arène fermée, parmi laquelle un appareil appelé Rissman "No Secrets" boîte en miroir est introduit pour observer le comportement d’accouplement3. Une caméra vidéo est placée devant la boîte pour enregistrer simultanément l’action des souris d’une vue latérale et à travers un miroir incliné d’une vue ventrale. Cependant, cette méthode nécessite des lumières vives, ce qui conduit inévitablement à une plus grande accoutumation afin d’éliminer le stress environnemental chez la souris. En ce qui concerne la méthode de mesure, l’analyse comportementale vidéo est recommandée pour enregistrer et quantifier le comportement4. Un enregistreur vidéo qui dispose d’une option d’avance vidéo image par image avec des vitesses d’obturation recommandées supérieures à 1/1000 s peut être utilisé pour enregistrer les mouvements rapides de la souris. La caméra infrarouge haute résolution est nécessaire lors de l’enregistrement dans un environnement sombre. Pour analyser le film, un ordinateur avec un accapareur de cadre pour permettre aux cadres individuels de comportement d’être capturés pour la manipulation informatique est nécessaire. Les souris sont extrêmement polyvalentes et peuvent afficher un comportement compensatoire après presque n’importe quel traitement. L’ambiguïté peut exister au sujet de chaque partie de corps mobile4. Par conséquent, l’analyse de certains comportements peut nécessiter encore une plus grande résolution et des caméras à plus grande vitesse.
Les comportements sexuels masculins chez la souris sont affectés par de nombreux facteurs, y compris les différences de souches, les changements d’hormones, et les mutantions de gène1,3,9,10. McGill et Blight11 ont illustré les différences de tension dans les comportements d’accouplement de souris. Par exemple, les mâles C57BL/6 gagnent généralement l’intromission rapidement et éjaculent en environ 20 min11. Les mâles DBA/2 sont lents à gagner l’intromission mais éjaculent rapidement. Les mâles BALB/c sont lents à obtenir l’éjaculation (latence moyenne de 1 h) en raison d’une longue période de cour11. La testostérone facilite et maintient le comportement sexuel masculin2, et les changements dans les niveaux de testostérone peuvent modifier la performance de comportement sexuel12. La castration chirurgicale et le traitement antiandrogène peuvent réduire le niveau de testostérone et entraîner un déclin rapide des comportements sexuels et même la motivation sexuelle et l’excitation sexuelle13. La testostérone administrée peut restaurer les comportements précopulatoires et copulatoires chez les souris castrées. Enfin, les souris knockdown et knockdown affichent des différences dans les facettes des comportements sexuels par rapport aux souris de type sauvage. Par exemple, les souris mâles avec des mutations ciblées d’Adcy3, Cnga2, et Gnao montrent une capacité réduite de détecter les phéromones, tandis que les souris à élimination directe Trpc2 montrent la préférence altérée du partenaire14,15,16. D’autres effets de transgéniques et ko sur le comportement sexuel des souris sont expliqués par Crawley3.
Ici, une des procédures les plus communes pour évaluer le comportement sexuel dans l’appariement d’une souris mâle avec une femelle oovariectomized qui a été hormonalement apprêtée à être réceptive est décrite. Un protocole expérimental est présenté pour mener des expériences de comportement sexuel chez la souris. En outre, un exemple de changement des modèles de comportement sexuel résultant de l’isolement social chez les souris CD-1 est montré.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux lignes directrices des Principes des soins aux animaux de laboratoire (publication des NIH no 80-23, révisée en 1996) et sous l’approbation et la supervision de l’Academy of Experimental Animal Centre de l’Institut of Medicinal Développement des plantes (Chine).
1. Élevage
- Maison des souris femelles et mâles à 25 oC pour 12 h cycles foncés/ 12 h.
- Fournir un accès gratuit à l’eau et un régime standard granulés.
- Permettre aux souris de s’acclimater à leur environnement pendant 7 jours avant l’opération si elles sont transportées d’une autre installation.
2. Ovariectomy chez les souris femelles
- Anesthésiez la femelle (8 semaines postnatales, pas moins de 6 semaines) avec de l’isoflurane (4 à 5 % pour l’induction, 1 à 2 % pour l’entretien) en 100 % d’oxygène par l’intermédiaire d’un masque de cône facial.
- Vérifiez que la profondeur appropriée de l’anesthésie a été atteinte en s’assurant qu’il n’y a pas de mouvements volontaires pour plus de 30 s, en combinaison avec un taux respiratoire approprié (p. ex., 1 respiration par 2 s ou plus). Alternativement, testez la réponse de la souris à une légère pression sur les pieds des pattes postérieures.
REMARQUE : Le taux respiratoire normal est de 180/min. Une baisse de taux de 50% est acceptable pendant l’anesthésie17.- Utilisez la pommade ophtalmique pour prévenir le séchage cornéen et les traumatismes oculaires sous anesthésie.
- Maintenez la température corporelle de la souris à 36 oC ou au-dessus de. Fournir un soutien thermique supplémentaire pendant la période d’anesthésie si nécessaire.
- Stérilisez et désinfectez tous les instruments chirurgicaux et les surfaces dures de la table d’opération avec 75 % d’éthanol avant l’utilisation.
- Placez l’animal sur un drapé stérile.
- Raser la fourrure bilatéralement sur la colonne lombaire sur le dos de la souris pour exposer la peau.
- Stériliser la peau exposée avec 75% d’éthanol.
- Faire une seule incision de milieu de ligne (environ 0,5 cm de longueur) sur le dos du centre des deux racines de cuisse vers la tête de 1 cm de distance (la position est indiquée dans la figure 1).
- Utilisez de petits ciseaux pour pénétrer la peau pour libérer doucement le tissu sous-cutané du muscle sous-jacent afin d’exposer la couche musculaire.
- Localiser l’ovaire sous la fine couche musculaire et faire une petite incision (environ 5 mm de longueur) pour entrer dans la cavité péritonéale.
- Utilisez de petites pincettes pour tirer légèrement le tissu sur le côté gauche de la cavité abdominale pour montrer l’ovaire gauche enveloppant autour du tissu adipeux blanc (une masse translucide et irrégulière vue à l’œil nu, voir la figure 1).
- Rétractez le coussin de graisse ovarienne entourant l’ovaire avec des forceps émoussés pour exposer l’oviduct.
- Effectuez une seule ligature autour de l’oviducte pour prévenir les saignements.
- Utilisez de petits ciseaux pour couper doucement l’oviducte et retirer l’ovaire.
- Vérifiez soigneusement l’oviduct pour confirmer que tous les tissus ovariens sont enlevés. L’ovaire est d’environ 5 mm à 4 mm et 3 mm avec des nodules irréguliers à la surface.
- Remettre la partie restante de l’oviducte dans la cavité abdominale.
- Suture de la couche musculaire avec des sutures absorbables.
- Tirez la peau vers le côté droit pour exposer la couche musculaire sur le côté droit et enlever l’ovaire droit en répétant les étapes 2.9-2.16.
- Fermez l’incision cutanée en utilisant des sutures absorbables.
- Injecter chaque souris par voie intrapétoninenelle avec de la pénicilline de sodium (10 000 unités/10 g par souris) pour prévenir l’infection.
- Injecter de la lidocaïne (4 mg/kg, 0,4 ml/kg d’une solution de 1%) sous la peau le long du site de l’incision. Fournissez également de l’ibuprofène (50 à 60 mg/kg/jour; 10 ml de Motrin pour enfants dans 500 ml d’eau) continuellement dans l’eau potable pendant 3 jours pour le traitement de la douleur.
- Placez chaque souris dans une cage stérilisée individuellement.
- Garder sous observation étroite pendant environ 1-2 h jusqu’à ce que complètement récupéré de l’anesthésie.
- Récupérez les animaux sur du papier absorbant dans une cage propre sans literie. Cette étape minimise le risque d’obstruction trachéale ou de pneumonie. Fournir un soutien thermique supplémentaire pendant la récupération anesthésique. Surveillez le site chirurgical pour éviter la rupture de la plaie.
- Après la période de récupération (environ 24 h après la chirurgie), remettez les souris à leur cage d’origine.
- Ne pas effectuer l’expérience pendant au moins 2 semaines après la chirurgie.
3. Estrus induit par les hormones chez les femelles
- Déterminer le stade estrous des femelles en effectuant un frottis vaginal tel que décrit dans McLean et coll.18. Aucun changement de cycle d’estrus n’indique que l’ovariectomy de la femelle a été réussi.
- Injecter du benzoate d’estradiol (20 g par souris, dissous dans 0,1 ml d’huile d’olive stérilisée, intraperitoneally) 48 h avant le test de comportement sexuel.
- Injecter de la progestérone (500 g par souris, dissoute dans 0,1 ml d’huile, intraperitoneally) 4 h avant le test de comportement sexuel.
REMARQUE : L’admissibilité d’une femelle estrus est déterminée par la femelle acceptant l’insertion génitale d’une souris mâle 3 fois ou plus, quand ils cohabitent avec un mâle sexuellement actif et expérimenté dans une cage.
4. Préparation pour le test de comportement sexuel
- Effectuez le test de comportement sexuel des souris mâles dans une boîte rectangulaire et ouverte (40 cm x 40 cm x 40 cm) avec des murs noirs en plexiglas, à l’exception d’un mur avant transparent qui permet l’observation du mouvement de la souris.
- Réglez l’éclairage de la salle générale à 650 lux.
REMARQUE : Les souris ne doivent pas être éclairées directement pour éviter les comportements anormaux. - Utilisez un appareil photo numérique relié à un ordinateur pour filmer le mouvement et le comportement des souris.
- Effectuez le test comportemental sur les souris mâles pendant les premières heures du cycle sombre.
5. L’accoutumation
- Gardez la salle d’expérience tranquille.
- Placez les souris à tester au centre de la boîte à champ ouvert, ce qui leur permet d’explorer l’environnement librement pendant 30 minutes.
- Habituez les souris pendant 2 jours consécutifs avant le jour d’essai dans l’appareil pour empêcher le stress du nouvel environnement.
REMARQUE : Les souris doivent se déplacer et explorer librement sans ressentir de stress. Les souris mâles et femelles doivent être habituées à l’environnement d’essai.
6. Essais comportementaux
- Allumez la caméra avant le début du test.
- Placez la souris à tester au centre du champ ouvert dans la boîte d’essai, permettant une exploration gratuite pendant 5 minutes pour s’acclimater à l’environnement.
- Placez une femelle dans l’estrus dans la boîte d’essai.
- Enregistrez les comportements sociaux et d’accouplement et les interactions entre les souris mâles et femelles pendant 30 min.
- Éteignez la caméra et confirmez que la vidéo est enregistrée.
- Sortez la femelle de la boîte d’essai et enregistrez la formation d’une prise vaginale.
REMARQUE : Une souris femelle qui a accepté l’accouplement ne peut pas être employée dans un autre test de comportement sexuel en une journée. - Placez la femelle dans sa cage.
- Retournez le mâle dans sa cage.
- Nettoyez l’urine, les excréments et le rembourrage dans l’appareil.
- Enlever l’odeur des souris testées avec 75% d’éthanol.
- Commencez le test de la souris mâle suivante en répétant les étapes 6.1-6.10.
7. Extraction de données comportementales
- Rejouez l’enregistrement vidéo et extrayez les paramètres comportementaux (voir la figure 2).
- Enregistrez le nombre de montures en 30 min.
- Enregistrez le nombre d’intromissions en 30 min. Comptez une poussée pelvienne comme intromission.
- Enregistrez le temps de l’introduction de la femelle au premier montage comme latence de montage.
- Enregistrez le temps de l’introduction de la femelle à la première intromission comme latence d’intromission.
- Enregistrez le temps de la première intromission à la première éjaculation comme latence d’éjaculation.
- Enregistrez le temps de l’éjaculation au montage suivant comme latence de montage post-éjaculatoire.
- Nombre record de séries copulatoires en 30 min. Une série copulatoire est chaque séquence allant du montage à l’éjaculation.
- Enregistrez le temps de toutes les séries copulatoires en 30 min comme la durée de la série copulatoire.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Une comparaison du comportement sexuel entre les souris CD-1 élevées dans l’isolement et les souris CD-1 group-housed est montrée. Les souris CD-1 mâles ont été assignées au hasard dans un groupe d’isolement (IS, une souris par cage, n - 30) et un groupe de groupe (GH, cinq souris par cage, n - 15). Les souris ont subi l’élevage d’isolement du jour postnatal 23 au jour 93. Ensuite, les deux groupes de souris ont été évalués pour le comportement sexuel. Notre étude a révélé que le taux de réussite de la copulation avait tendance à être plus faible dans le groupe IS que dans le groupe GH (IS: 80,0%, GH: 86,7%), bien qu’aucune différence statistiquement significative entre les groupes n’ait été observée (p - 0,458). La latence de montage a été plus longue dans le groupe IS que dans le groupe GH (p - 0,002, figure 3A), ce qui indique que le premier a eu besoin de plus de temps pour initier un comportement sexuel. La latence d’intromission était plus longue dans le groupe IS que dans le groupe DE GH (p - 0,015, figure 3B), indiquant que le premier a exigé plus de temps pour effectuer l’insertion du pénis dans le vagin de la femelle. Aucune différence statistiquement significative entre les deux groupes n’a été observée en termes de latence d’éjaculation et de latence de montage post-éjaculatoire. La durée de la série copulatoire a été plus courte dans le groupe IS que dans le groupe GH (p - 0,002, figure 3C). Aucune différence statistiquement significative entre les deux groupes n’a été observée en ce qui concerne le nombre de montures, le nombre d’intromissions et le nombre de séries copulatoires19 (voir le tableau 1).
| Élevage d’isolement | Logés par groupe | t/t' | P | |
| ¡n | 30 | 15 | ||
| Montage de latence a | 788,70 à 262,77 | 365,03 à 288,65 | -3.87 | 0.002 |
| Latence d’intromission | 937,30 à 369,87 | 542,94 à 352,40 | -2.75 | 0.015 |
| Latence d’éjaculation | 16,58 à 9,78 | 17,37 à 13,03 | -0.2 | 0.845 |
| Latence de montage post-éjaculatoire | 173,00 à 89,84 | 192,87 à 106,91 | 0.58 | 0.565 |
| Durée des séries copulatoires | 88,27 à 52,40 | 151,65 à 40,87 | 3.44 | 0.002 |
| Nombre de montures b | 2,4 à 2,0 | 3,3 à 3,3 | 1.09 | 0.282 |
| Nombre d’intromissions | 20,1 à 12,9 | 22,6 à 12,3 | 0.58 | 0.564 |
| Nombre de séries copulatoires | 7,0 à 4,3 | 9,3 à 4,6 | 1.55 | 0.131 |
| Moyenne et SD; une unité est deuxième (s). b unité est compte. | ||||
Tableau 1 : Paramètres comportementaux sexuels des souris dressées par l’isolement et logées en groupe.
Figure 1 : Ovariectomy des souris femelles. La position de l’incision verticale et l’ovaire droit sont montrés. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Processus de comportement sexuel des souris. La flèche rouge indique la femelle et la flèche jaune indique le mâle. (A) Le mâle reniflant les zones anales-génitales au début du comportement sexuel. (B) Le mâle montant de la femelle. (C) La posture d’intromission du mâle. (D) L’éjaculation du mâle. (E) Le mâle toilettant les parties génitales après l’éjaculation. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Résultats du test de comportement sexuel. (A) Parcelle de boîte de la latence croissante des souris IS et GH. (B) Parcelle de boîte de la latence d’intromission des souris IS et GH. (C) La durée totale d’accouplement des souris IS et GH. p 'lt; 0.05,'p 'lt; 0.01. Ce chiffre a été modifié à partir de Liu et al.19. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Il y a quelques étapes critiques dans le protocole présenté. En ce qui concerne l’ovariectomy des femelles, l’ouverture d’incision chirurgicale du dos est moins préjudiciable que celle de l’abdomen. Étant donné que la position de l’ovaire est profonde, tirant d’autres organes lorsque l’incision est coupée ouverte de l’abdomen conduit souvent à des saignements et entraîne une vision chirurgicale peu claire20. Nous avons effectué l’incision sur le dos pour atteindre l’ovaire facilement et raccourcir le temps chirurgical, ainsi que pour assurer la sécurité de la chirurgie.
Le maintien des conditions stériles pendant la chirurgie est important pour la survie. Quatre variables principales sont prises en compte lors d’une intervention chirurgicale : l’espace chirurgical, les instruments, le chirurgien et l’animal. Pour l’espace chirurgical, y compris les espaces de travail et les salles chirurgicales, toutes les surfaces nécessaires sont nettoyées et désinfectées avec des désinfectants appropriés (p. ex., eau de Javel diluée, produits de peroxyde d’hydrogène) avant la chirurgie. En outre, la vapeur pressurisée avec un autoclave est recommandée. Pendant une intervention chirurgicale, la circulation est limitée dans la salle chirurgicale. Dans une intervention chirurgicale, les instruments et les matériaux nouvellement stérilisés doivent être utilisés pour chaque animal. Lorsque les instruments tombent à l’extérieur du champ stérile ou sont contaminés, ils doivent être immédiatement remplacés. Pendant ce temps, après avoir se laver/ frotter les mains et les bras à fond, les chirurgiens ont besoin d’enfiler toutes les tenues stériles, y compris une robe stérile et des gants chirurgicaux stériles. Si un matériau est contaminé, l’article affecté doit être modifié immédiatement avant la chirurgie (p. ex., nouvelle robe ou gant chirurgical). Enfin, les cheveux du site chirurgical et des environs doivent être enlevés pour la prévention de la contamination. La peau doit être nettoyée avec 75% d’éthanol après l’épilation. Des tondeuses électriques ou de la crème dépilatoire peuvent être utilisées pour enlever les cheveux. Avant la chirurgie, un drapé stérile est placé sur l’animal permettant l’accès au site chirurgical pour la prévention de la contamination.
Trois aspects du traitement post-chirurgical des animaux exigent l’attention : la récupération anesthésique, l’analgésie et la surveillance chirurgicale du site, et l’enlèvement de suture. À la fin de l’intervention chirurgicale, les animaux doivent être surveillés pendant la récupération de l’anesthésie. L’animal ne doit pas être laissé sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris suffisamment de conscience pour maintenir la récurrence sternale et ne devrait pas être retourné à la compagnie d’autres animaux jusqu’à ce qu’il ait complètement récupéré. En outre, des conditions de récupération appropriées doivent être fournies, y compris un environnement chaud exempt d’objets qui pourraient causer des dommages. Par exemple, des essuie-tout au lieu de la literie d’épi de maïs sont utilisés dans la récupération des souris et de gros jouets ou bols d’eau sont retirés des grands enclos d’animaux. Selon les lignes directrices de l’Université du Minnesota, l’ovariectomy des femelles provoque une douleur modérée à sévère. Ainsi, l’analgésie doit être administrée directement postopératoirement par injection parentérale ou gavage oral21. Dans cette étude, une injection de lidocaïne sous la peau a été effectuée après la chirurgie et l’eau contenant de l’ibuprofène a été administrée pendant au moins 1-2 jours pour le traitement de la douleur. Cependant, un vétérinaire doit être consulté dans l’élaboration du plan analgésique. Enfin, la santé post-chirurgicale de l’animal et le site chirurgical doivent être observés et enregistrés pendant au moins 3 jours. Une ligne d’opération ou des pinces de blessure sont utilisées pour suturer l’incision, qui doit être enlevée de la peau 7-14 jours après la chirurgie21. Dans cette étude, une ligne absorbable pour suturer l’incision pour éviter l’enlèvement de suture a été employée.
L’estrus de la femelle a été artificiellement contrôlé avec l’ovariectomy et l’utilisation d’hormone, au lieu d’employer une femelle avec l’estrus normal. Cette mesure a été prise pour assurer la cohérence de la réceptivité sexuelle de la femelle dans le test et garantir la fiabilité des mesures lors de la surveillance du comportement d’accouplement masculin. En outre, la femelle d’estrus hormone-induite peut être réutilisée dans un ensemble d’expériences, et l’influence de la grossesse est empêchée. L’estrus chez la femelle est induit par l’injection de benzoate d’estradiol et de progestérone avant l’expérience. Cette méthode est facile à gérer, a un taux de réussite élevé, et plusieurs femelles estrus peuvent être obtenues en même temps, améliorant ainsi considérablement l’efficacité du test.
Les souris sexuellement naïves et expérimentées présentent des comportements différents. Il faut faire attention à la fiabilité de l’expérience à différents stades du développement de souris. Le changement dynamique dans le comportement sexuel doit être pris en considération avant de mener le test et dans l’étape de conception expérimentale. Dans cette étude, des mâles sexuellement naïfs ont été employés pour le test de comportement sexuel et seulement la première occurrence du comportement sexuel a été mesurée sans aucune formation avant le test. La copulation est le résultat final d’une série de détection, de montage, d’intromission et d’éjaculation. Il y a une limitation au protocole expérimental actuel lorsqu’il est appliqué aux souris mutantes. Par exemple, les souris mâles avec des mutations ciblées d’Adcy3, Cnga2, et Gnao montrent la capacité réduite de détecter les phéromones14,15,16, tandis que les souris à élimination directe Trpc2 montrent la préférence du partenaire altéré22. Le protocole actuel peut ne pas être en mesure d’afficher le comportement sexuel des souris mutantes en raison de sa capacité réduite à détecter les phéromones.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous remercions Lu Cong, Zhang Hongxia, Zhang Beiyue et Hu Mi pour leurs suggestions pour les expériences.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Choral hydrate | Sinopharm Chenmical Reagent Co., Ltd. | 20160225 | |
| Coated VICRYL Plus Sutures | Ethicon, Inc. | missing | |
| Estradiol benzoate | J&K Scientific, Ltd. | L930Q170 | |
| Ethanol absolute | Beijing Chemical Works Co., Ltd. | 20160715 | |
| Ibuprofen (Children's Motrin) | Shanghai Johnson & Johnson Co., Ltd. | 160629478 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd. | 217180501 | |
| Lidocaine | HebeI Tiancheng Pharmacreutical Co., Ltd. | 1170506107 | |
| Male and female CD-1 mice | Vital River Beijing | SCXK( )2013-0023 |
|
| Olive oil | |||
| Penicillin sodium | North China Pharmaceutical Co., Ltd. | F5126420 | |
| Progesterone | J&K Scientific, Ltd. | LR50Q07 | |
| Sony digital camera | Sony Corporation | HDR-CX290E | |
| Test box | DIY | ||
| ThinkStation Computer | Lenovo | S/N PCOGLQKG | |
| Vaporizer for Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd. | E05904-009M |
References
- The staff of the Jackson laboratory. Biology of the Laboratory Mouse. , Second Edition, Dover publications, inc. New York. Chapter 11 (2007).
- Burns-Cusato, M., Scordalakes, E. M., Rissman, E. F. Of mice and missing data: what we know (and need to learn) about male sexual behavior. Physiology & Behavior. 83 (2), 217-232 (2004).
- Crawley, J. N. What's Wrong With My Mouse?. , Second Edition, John Wiley & Sons, Inc. (2006).
- Whishaw, I. Q., Haun, F., Kolb, B. Analysis of Behavior in Laboratory Rodents. Modern Techniques in Neuroscience Research. Windhorst, U., Johansson, H. , Springer. Berlin, Heidelberg. (1999).
- Sachs, B., Barfield, R. Functional Analysis of Masculine Copulatory Behavior in the Rat. 7, (1976).
- Hull, E. M., Dominguez, J. M.
- Mosig, D. W., Dewsbury, D. A. Studies of the copulatory behavior of house mice (Mus musculus). Behavioral Biology. 16 (4), 463-473 (1976).
- Park, J. H. Assessment of Male Sexual Behavior in Mice. Mood and Anxiety Related Phenotypes in Mice. Gould, T. 63, Humana Press. (2011).
- Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
- Levine, L., Barsel, G. E., Diakow, C. A. Mating behaviour of two inbred strains of mice. Animal Behavior. 14 (1), 1-6 (1966).
- McGill, T. E. Sexual Behavior in Three Inbred Strains of Mice. Behaviour. 19 (4), 341 (1962).
- James, P. J., Nyby, J. G. Testosterone rapidly affects the expression of copulatory behavior in house mice (Mus musculus). Physiology & Behavior. 75 (3), 287-294 (2002).
- Arteaga-Silva, M., Rodriguez-Dorantes, M., Baig, S., Morales-Montor, J. Effects of castration and hormone replacement on male sexual behavior and pattern of expression in the brain of sex-steroid receptors in BALB/c AnN mice. Comparative Biochemistry and Physiology - Part A: Molecular & Integrative Physiology. 147 (3), 607-615 (2007).
- Zhang, Z., et al. Deletion of Type 3 Adenylyl Cyclase Perturbs the Postnatal Maturation of Olfactory Sensory Neurons and Olfactory Cilium Ultrastructure in Mice. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 1 (2017).
- Mandiyan, V. S., Coats, J. K., Shah, N. M. Deficits in sexual and aggressive behaviors in Cnga2 mutant mice. Nature Neurosciemce. 8 (12), 1660-1662 (2005).
- Choi, C. I., et al. Simultaneous deletion of floxed genes mediated by CaMKIIalpha-Cre in the brain and in male germ cells: application to conditional and conventional disruption of Goalpha. Experimental & Molecular Medicine. 46, 93 (2014).
- Pelch, K. E., Sharpe-Timms, K. L., Nagel, S. C. Mouse model of surgically-induced endometriosis by auto-transplantation of uterine tissue. Journal of Visualized Experiments. (59), e3396 (2012).
- McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification. Journal of Visualized Experiments. (67), e4389 (2012).
- Liu, Z. W., et al. Postweaning Isolation Rearing Alters the Adult Social, Sexual Preference and Mating Behaviors of Male CD-1 Mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 13, 21 (2019).
- TIan, E. P., Long, T., Qin, D. N. Establishment and applications of mating model in male rat. Chinese Journal of Andrology. 22 (1), 7-10 (2008).
- University of Minnesota Academic Health Center Research Service. Anesthesia Guidelines: Mice. , Available from: https://www.researchservices.umn.edu/services-name/research-animal-resources/research-support/guidelines/anesthesia-mice (2019).
- Leypold, B. G., et al. Altered sexual and social behaviors in trp2 mutant mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (9), 6376-6381 (2002).
