Summary
Aquí, presentamos un protocolo de electrocardiografía no invasiva (ECG), optimizado para ratones postnatales tempranos, que no requiere el uso de anestésicos.
Abstract
La electrocardiografía (ECG) se ha considerado durante mucho tiempo como un método eficaz y fiable para evaluar la función cardiovascular (y cardiopulmonar) tanto en modelos humanos como animales de enfermedad. La frecuencia cardíaca individual, el ritmo y la regularidad, combinados con parámetros cuantitativos recogidos del ECG, sirven para evaluar la integridad del sistema de conducción cardíaca, así como la fisiología integrada del ciclocardíaco. Este artículo proporciona una descripción completa de los métodos y técnicas utilizados para realizar un ECG no invasivo en cachorros de ratón perinatal y neonatal tan pronto como el primer día postnatal, sin necesidad de usar anestésicos. Este protocolo fue diseñado para abordar directamente la necesidad de un método estandarizado y repetible para obtener ECG en ratones recién nacidos. Desde una perspectiva traslacional, este protocolo resulta ser totalmente eficaz para la caracterización de defectos cardiopulmonares congénitos generados utilizando líneas transgénicas de ratón, y particularmente para el análisis de defectos que causan letalidad en o durante los primeros días postnatales. Este protocolo también tiene como objetivo abordar directamente una brecha en la literatura científica para caracterizar y proporcionar datos normativos asociados con la maduración del sistema de conducción cardíaca postnatal temprana. Este método no se limita a un punto de tiempo postnatal específico, sino que permite la recopilación de datos de ECG en cachorros de ratón neonatal desde el nacimiento hasta el día 10 postnatal (P10), una ventana que es de importancia crítica para modelar enfermedades humanas in vivo, con especial énfasis en la cardiopatía congénita (CHD).
Introduction
La función cardíaca se puede medir de diferentes maneras, la más común de las cuales incluye el uso de electrocardiografía (ECG) para analizar la conducción de corriente eléctrica a través del corazón, así como su ciclo cardíaco general y la función1. La electrocardiografía sigue siendo una herramienta de diagnóstico útil para identificar y caracterizar anomalías cardíacas tanto en modelos humanos como animales de enfermedad1,2. Las irregularidades en la lectura de un electrocardiograma se pueden encontrar en el desarrollo cardíaco anormal (es decir, enfermedad cardíaca congénita (CHD)), y pueden incluir arritmias que se manifiestan como cambios en la frecuencia cardíaca (por ejemplo, bradicardia) y el ritmo (por ejemplo, "bloqueos cardíacos"), que sugieren defectos en la integridad y/o función del miocardio subyacente. Cambios como estos pueden predisponer a los pacientes a una disfunción cardíaca potencialmente mortal (p. ej., insuficiencia cardíaca congestiva y/o paro cardíaco) y aumento de la mortalidad3,4. Dadas las altas tasas de mortalidad con enfermedad coronas coronarias graves y no tratadas, es fundamental desarrollar un método estandarizado y repetible para recolectar ECG durante este período posnatal temprano.
Aunque no somos los primeros en abordar este problema, los métodos previos de recogida de ECG en un cachorro de ratón han incluido tradicionalmente procedimientos invasivos (aguja subcutánea o electrodos de alambre) y /o el uso de anestésicos5,6,7. Las ventajas de realizar análisis de ECG no invasivo incluyen minimizar el dolor y deshacer el estrés en el animal. Mientras que el experimentador todavía debe ser cauteloso acerca de causar el estrés del cachorro, el dispositivo está diseñado para evitar factores de estrés comunes con el fin de producir datos precisos. En el contexto de la evaluación de la función cardíaca, la introducción de anestesia en animales que pueden tener anomalías cardiopulmonarias podría potencialmente enmascarar o incluso exacerbar las condiciones subyacentes. Los anestésicos pueden afectar la conducción eléctrica alterando la despolarización y/o la repolarización de las células. Finalmente, el uso de anestesia puede poner al cachorro recién nacido en un mayor riesgo de hipotermia, lo que podría confundir aún más cualquier patología inherente. El siguiente protocolo no introduce anestésicos, procedimientos invasivos ni molestias pronunciadas al cachorro. Una vez finalizada la configuración del equipo, la configuración del dispositivo y la recopilación de datos que involucran al animal se pueden completar de manera eficiente, después de lo cual los cachorros pueden ser devueltos a su madre. Además, este sistema permite realizar análisis repetidos y/o en serie, lo que es ideal para experimentos que requieren análisis a lo largo del tiempo, introducción de terapias farmacológicas, etc.
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Protocol
El siguiente protocolo sigue los estándares del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Nueva Inglaterra. La observación estrecha del protocolo debe proporcionar lecturas de ECG satisfactorias en todos los neonatos examinados (n > 70).
1. Preparaciones del dispositivo
- Conecte el dispositivo al puerto USB de un ordenador con el software ECG descargado en él. El dispositivo de medición comenzará automáticamente a calentarse hasta (37 oC/98,6 oF). La unidad de calefacción interna se encuentra dentro de la unidad de medida y calienta sólo la superficie de plástico. Los electrodos de alambre de plata no se calientan.
- Permita aproximadamente 15 minutos para que la superficie alcance la temperatura. Utilice este tiempo para reunir y configurar animales.
NOTA: El protocolo puede estar en pausa en este punto y la plataforma puede permanecer enchufada y calentada durante un período prolongado de tiempo. En ausencia de una plataforma de electrodo autocalentamiento, también se puede utilizar una almohadilla de calentamiento segura para animales para evitar que la madre y los cachorros se vuelvan hipotérmicos.
2. Preparaciones para animales
- Recoger la madre y los cachorros y mantener dentro de la jaula de la casa hasta que esté listo para recoger.
- Una vez que la unidad de medición se haya calentado a la temperatura, retire el cachorro del ratón de la jaula y limpie el tórax con un 70% de etanol pulverizado en una toallita. Coloque el cachorro sobre la superficie calentada del plástico.
- Deje que el ratón se aclimate a la superficie en la oscuridad durante aproximadamente 2-5 minutos.
3. Configuración de la plataforma del ratón y del electrodo (aplicación del electrodo)
- Utilice una espátula de metal, sonda o espiga de madera para recoger una pequeña gota de adhesivo, gel de conducción eléctrica (un gel de electrodo de alta conductividad de secado rápido comúnmente utilizado para la colocación de electrodos de roedores).
NOTA: Cualquier objeto sólido no sólido se puede utilizar para aplicar el gel conductor, siempre y cuando el objeto no deje fibras sintéticas o material similar en los electrodos que puedan interferir con la calidad de la señal eléctrica. - Usando la espátula/espiga, toque suavemente la parte superior de cada una de las cuatro superficies de electrodos aplanadas presionando suavemente hacia abajo y tirando del gel conductor en un ángulo oblicuo lejos del centro de la construcción del electrodo. Asegúrese de que cada electrodo individual esté completamente cubierto con el gel.
ADVERTENCIA: Este paso es extremadamente importante para asegurar que el gel de electrodo conductor no se adhiera a más de un solo electrodo. Las hebras adhesivas que se forman entre electrodos pueden realizar la carga y potencialmente interferir con o acortar la señal eléctrica deseada. El protocolo no debe pausarse en este momento, ya que el gel comenzará a solidificarse y a ser adherente. Asegúrese de instalar el ratón en la plataforma dentro de 5-10 minutos después de aplicar gel conductor (o sustitución de gel de electrodo conductor equivalente). - Coloque la espátula de metal o la espiga de madera con el resto del gel al costado.
- Coloque el esternón del cachorro del ratón neonatal hacia abajo y propenso con la cabeza del cachorro mirando hacia el borde USB saliente de la plataforma. Asegúrese de que una parte del pecho del cachorro esté cubriendo cada uno de los cuatro electrodos. Sujete suavemente los antebrazos del cachorro a su lado mientras mantiene pulsados simultáneamente durante aproximadamente 1 min para permitir que el gel conductor se ajuste.
- Coloque parachoques de silicona de goma en los lados derecho e izquierdo del cachorro. Los parachoques deben asegurar el cachorro en cada lado y proporcionar estabilidad para evitar movimientos excesivos del ratón, pero NO deben impedir todo movimiento del ratón. Una vez instalado, observe el ratón por un momento y ajuste la colocación del parachoques según sea necesario.
ADVERTENCIA: No comprima el ratón demasiado apretadamente, ya que esto puede interferir con la mecánica respiratoria y la frecuencia respiratoria. - Utilice la espiga que se dejó a un lado para aplicar el gel conductor restante en el electrodo de cola de puesta a tierra y colocar en la grupa del cachorro. Aplique una presión suave para permitir que el gel se ajuste antes de liberar el cachorro.
- Coloque el parachoques de silicio final en la parte superior de la grupa del ratón para mantener el electrodo de puesta a tierra en su lugar.
ADVERTENCIA: No aplique fuerza excesiva mientras coloca el parachoques final, ya que esto podría causar molestias al cachorro y/o desplazar el electrodo de puesta a tierra. - Agarra toda la plataforma y coloca suavemente dentro de la jaula de Faraday.
ADVERTENCIA: Tenga cuidado y asegúrese de que el parachoques de silicona superior no se desplace una vez que la jaula de Faraday esté en su lugar. - Antes de grabar, asegúrese de que el cachorro del ratón no se está moviendo excesivamente y asegúrese de que el cuerpo y la cabeza del ratón parezcan seguros.
ADVERTENCIA: Asegúrese de que la cabeza del cachorro del ratón es capaz de moverse un poco libremente dentro de los parachoques y no está completamente hocico hacia abajo en la plataforma. La plataforma elevada está diseñada para elevar ligeramente el tórax del ratón y evitar la asfixia, pero esto debe ser monitoreado de cerca.
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Representative Results
Un ECG ideal tendría una señal clara y prominente que permite analizar todas las ondas en varios marcos de tiempo diferentes (Figura 1). El laboratorio empleó inicialmente una aplicación personalizada de un aparato de electromiografía para producir ECGs de una calidad insatisfactoria, lo que sólo nos permitió analizar parámetros básicos como la frecuencia cardíaca (Figura S1). Esto inspiró el trabajo con una empresa para desarrollar un prototipo novedoso dispositivo ECG específicamente para el análisis de los primeros cachorros de ratón postnatal.
Una lectura de mala calidad no tiene ritmos discernibles, muestra interferencia clara y tiene ondas o incoherencias a través de la lectura (Figura 2). Para lograr el ECG de la más alta calidad, siga las instrucciones cuidadosamente. Tenga cuidado con la aplicación de la conducción de gel, ya que es moderadamente adhesivo, y puede requerir tiempo adicional para permitir que el ratón se acomode al dispositivo. Al hacer esto, reduce el riesgo de que el ratón se mueva, hay un cortocircuito fuera de los electrodos, y para el uso correcto del dispositivo. Los ratones deben colocarse en el dispositivo para que la cabeza esté orientada hacia los cables que conectan el dispositivo al puerto USB y en una posición propensa (Figura 3). El ratón debe estar asegurado por parachoques de goma para mantenerlos firmemente en su lugar, con dos en el lado y uno en la parte superior (Figura 3). Estos parachoques deben asegurar el ratón, pero no deben inhibir el ratón de mover la cabeza. El diseño del ratón es importante para la lectura, ya que los cables están parados. Los cables se configuran de modo que los dos electrodos delanteros son de plomo I(Figura 3). Los dos electrodos traseros son Los conductores II y III, con el electrodo de tierra en la grupa del cachorro (Figura 3). Configurar el ratón de esta manera permitirá obtener mejores resultados.
El programa utilizado permite el análisis del ECG en el programa. Esto proporciona análisis de aspectos clave, como la frecuencia cardíaca, los intervalos R-R, el intervalo complejo QRS, el intervalo QT y el intervalo PR. Dada esta capacidad, era posible establecer un conjunto de datos de valores normativos para un ratón perinatal (Tabla 1). Estos resultados normativos se basaron en ratones que fueron analizados dentro de un día después del nacimiento. Se encontró que un latido del corazón promedio era de 357,2 latidos por minuto(bpm). Los intervalos medios R-R, QRS, QT y PR fueron 169,1, 16,9, 45,4 y 36,3 milisegundos (ms), respectivamente (Tabla 1). Es importante destacar que la configuración se puede utilizar para analizar patrones de ECG de ratones neonatales que sufren de defectos cardíacos congénitos (Figura S2).
| Edad del cachorro | Ave/STDEV | Frecuencia cardíaca (bpm) | Intervalo R-R (ms) | Duración de PR (ms) | Duración QRS (ms) | Duración QT (ms) | St Duración (ms) | Duración T (ms) | P Duración (ms) |
| P1 | Promedios | 357.2 | 169.1 | 36.3 | 16.9 | 45.4 | 16.4 | 18 | 12.8 |
| Desviación estándar | 36.3 | 20 | 10.9 | 5.8 | 16 | 7.4 | 7.2 | 3.1 | |
| P3 | Promedios | 412.4 | 149.2 | 46.4 | 14.5 | 53 | 22.3 | 16.2 | 14.8 |
| Desviación estándar | 55.4 | 21.4 | 6.8 | 11 | 12.2 | 6.9 | 4.6 | 3.1 | |
| P5 | Promedios | 505.5 | 119.2 | 46.7 | 11.7 | 51.3 | 20.8 | 18.8 | 14.2 |
| Desviación estándar | 19.2 | 4.6 | 13.3 | 5.8 | 8.1 | 11.4 | 4.6 | 2.3 | |
| P7 | Promedios | 555.3 | 108.7 | 40 | 9.5 | 43.6 | 20.3 | 13.7 | 14 |
| Desviación estándar | 34.2 | 7 | 2.5 | 0.6 | 6 | 7.1 | 3.2 | 2.7 |
Tabla 1: Resultados representativos de las mediciones de ECG para el cachorro de ratón perinatal promedio P1, P3, P5 y P7.
Figura 1: Lecturas electrocardiográficas representativas de ratones neonatales en el primer (A, P1.0), tercero (B, P3.0) y séptimo (C, P7.0) día postnatal.
(A-C) Las imágenes representan ejemplos de seguimientos de ECG de buena calidad utilizando el dispositivo no invasivo de 2 pistas, capturado en un fotograma de 1,5 s de la lectura. Las características notables de las buenas lecturas de ECG incluyen ritmos claros y discernibles, como se describe colectivamente por la presencia de ondas P consistentes seguidas de un complejo QRS y posteriores ondas T, visibles en ambos Leads I-II de cada punto de tiempo postnatal. Los ejemplos también incluyen una baja relación señal-ruido (artefacto mínimo) y una línea isoeléctrica discernible. Tira de ECG superior (rojo): Plomo I; tira de ECG inferior (verde): Plomo II. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: ECG representativo leído con complicaciones.
Esta imagen es representativa de una lectura de ECG de mala calidad utilizando el dispositivo no invasivo de 2 pistas en el primer día posnatal (P1.0). Las imágenes anteriores fueron capturadas en un marco de lectura de 1,5 s. Los trazados de ECG de mala calidad se caracterizan por la ausencia de latidos discernibles (y formas de onda de ciclo cardíaco específicas), junto con artefacto pronunciado (alta relación señal:ruido), e incoherencias notables entre los conductores I y II de un cachorro de ratón dado. Para mejorar este ECG, tanto el dispositivo como los parachoques de silicona que fijan el cachorro requerirían un reposicionamiento dentro de la jaula de Faraday. Para minimizar las interferencias electromagnéticas, la eliminación de todos los dispositivos móviles cerca del aparato tendría que llevarse a cabo. La medida final de solución de problemas implicaría el reposicionamiento del cachorro del ratón en los electrodos del dispositivo y/o más gel conductor tendría que ser (re-)aplicado. Tira de ECG superior (rojo): Plomo I; tira de ECG inferior (verde): Plomo II. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Colocación del cachorro de ratón y electrodos de plomo de las extremidades para la recolección de ECG postnatal temprano.
(A) Izquierda: Perspectiva anterior de la colocación del ratón en la plataforma del electrodo dentro de la jaula Faraday (negro). Derecha: Vista lateral que ilustra la colocación adecuada del ratón en la parte superior de los electrodos/plataforma elevados; parachoques de silicona de apoyo (no en la imagen) se colocan a cada lado y a través de la parte superior del cachorro del ratón dentro de la jaula de Faraday. (B) Cables de extremidades bipolares y colocación de electrodos en el ratón neonatal. La ilustración muestra el punto de contacto de cada electrodo elevado en la superficie torácica ventral del cachorro de ratón. (B,C) Colocación de electrodos, direccionalidad del plomo torácico y (C) correspondiente, trazas representativas de ECG de un cachorro de ratón neonatal en P1.0 (Lead I (rojo); Plomo II (verde)). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Seguimientos representativos de ECG de ratones neonatales en múltiples puntos de tiempo posnatales.
El ECG representativo lee(top 2 traces) y los ciclos cardíacos ilustrados(fila inferior)de los cachorros de ratón neonatal en el primer(A, P1.0), el tercero (B, P3.0) y séptimo (C, P7.0) día postnatal. Cada imagen representa un seguimiento de ECG ejemplar utilizando el dispositivo no invasivo de 2 pistas, capturado en un fotograma de 1,5 segundos de la lectura(A-C, Lead I (superior/rojo); Plomo II (abajo/verde)). Mientras que las formas de onda individuales parecen sufrir cambios morfológicos con el aumento de la edad, características notables y consistentes incluyen latidos claros y discernibles, como se describe colectivamente por la presencia de ondas P consistentes seguidas de un complejo QRS y ondas T subsiguientes, visibles en ambos leads I-II de cada punto de tiempo postnatal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura S1: Ilustración de electrodos tradicionales de plomo en las extremidades para la colección no invasiva de ECG postnatal temprano. (A, izquierda) Vista lateral de la colocación de ratón y electrodos dentro de la jaula de Faraday (caja). (B) Los electrodos de piel autoadherentes tradicionales se colocan en la superficie dorsal del cachorro. (A, derecha) La señal similar a la ECG puede interpretarse con el uso del transductor de electromiografía tradicional para producir un trazado minimalista de ECG discernible sólo en el plomo II(C, inferior). (B-C) Colocación de electrodos, direccionalidad del plomo torácico y el correspondiente rastreo representativo de ECG de un cachorro de ratón neonatal en P1.0 (Lead II; púrpura). Haga clic aquí para descargar esta figura.
Figura S2: Lecturas electrocardiográficas comparativas de cachorros de control de littermate y cachorros mutantes con cardiopatía congénita en el primer día postnatal (P1.0). (A,B) Las imágenes representan ejemplos de trazas de ECG de buena calidad de cachorros neonatales sanos (A, CONTROL) en comparación con los cachorros nacidos con CHD (B, CHD MUT) en P1.0. El dispositivo no invasivo de 2 tiempos se utilizó para capturar los seguimientos de ECG en intervalos de 10,0(A, B, superior)y 1,5 segundos(A, B, inferior). Las diferencias notables en la frecuencia cardíaca son evidentes en el MUT CHD (B), visualizado por la disminución del número de ciclos cardíacos (complejos) visibles en el período de tiempo dado. La comparación también revela irregularidades en la morfología general de las formas de onda QRS, la frecuencia y la regularidad general de los ciclos cardíacos en el CHD MUT (B) en comparación con el control (A). Plomo I (rojo); Plomo II (verde)). Haga clic aquí para descargar esta figura.
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Discussion
Los puntos de datos recogidos en cachorros perinatales de 1 ratón de día 1 están ligeramente por debajo de los valores medios esperados para ratones adultos (500-700 latidos por minuto). 8 Hay un aumento en la frecuencia cardíaca a medida que el ratón envejece, que cae más en línea para los valores esperados (Tabla 1). Sin embargo, es importante destacar que los valores neonatales estaban en el extremo inferior de este rango, apoyando la idea de que los valores normativos deben documentarse de manera específica de la edad. Este método es diferente de otros protocolos de electrocardiograma en que no hay ningún trauma físico en el ratón. El protocolo es totalmente no invasivo, no requiere el uso de anestesia, y es óptimo para ratones inmediatamente después del nacimiento. Ningún otro dispositivo de electrocardiograma permite que los cachorros tan jóvenes sean analizados de esta manera9,10,11. Este protocolo tiene como objetivo establecer un método de referencia fiable para generar datos normativos específicos para la población neonatal de ratones, pero aplicables a las poblaciones pediátricas humanas.
Al realizar un electrocardiograma en un animal tan pequeño, es importante tener cuidado con todos los pasos. Sin embargo, hay algunos pasos clave que pueden cambiar la calidad de los resultados. El primero es aplicar el gel conductor. Si hay demasiado gel, habrá una mayor probabilidad de que los electrodos se conecten y sean cortos. Si no hay suficiente gel, no habrá una conexión segura. El mejor método para aplicar el gel es acercarse al electrodo desde la esquina exterior y rodar el gel sobre la parte superior del electrodo. Es muy importante que se tenga mucho cuidado para asegurar que no haya hilos entre electrodos, lo que interferiría con la presencia y/o calidad de la actividad eléctrica. Puede ser útil tomar una herramienta delgada (por ejemplo, fórceps) y ejecutarla entre los electrodos para recoger cualquier hilo perdido que pueda no ser aparentemente visible. Aunque no se requiere formalmente como parte del protocolo, este paso adicional podría servir como una precaución adicional para garantizar una conducción óptima y un ruido mínimo.
Si la presencia de ruido estático hace que el ECG sea ilegible(Figura 2), puede ser útil eliminar todos los dispositivos electrónicos de la vecindad inmediata (mesa superior). Esto es especialmente útil si alguno de los dispositivos electrónicos presentes en las cercanías se está moviendo, ya que este movimiento puede ser recogido por el dispositivo de grabación ECG12. También es importante no introducir ningún movimiento externo durante la recopilación de datos. Los movimientos externos que podrían interferir con la calidad del ECG podrían incluir el ajuste de objetos en la misma superficie cercana, y deben evitarse hasta después de que se complete la lectura. Además de los dispositivos externos, los cachorros de ratón muy activos también pueden causar interferencia eléctrica asociada con movimientos excesivos del cuerpo. La probabilidad de este tipo de interferencia musculoesquelética aumenta a medida que los cachorros maduran, lo que debe tenerse en cuenta al seleccionar las edades para la recopilación de datos. En el caso de que el cachorro se desplaza de los electrodos de una manera que compromete significativamente la calidad de la lectura del ECG, se debe considerar el reposicionamiento del cachorro. Reposicionar el ratón antes de optar por volver a aplicar el gel de electrodo puede proporcionar mejores resultados en la mayoría de los casos y ahorrar tiempo y reactivos adicionales. Antes de cambiar la posición del cachorro, seleccione el botón de pausa en el software. La pausa de la ejecución detendrá la grabación activa del ECG, pero seguirá realizando un seguimiento del tiempo. Cabe destacar que cuando se reanude la grabación, el ECG aparecerá más adelante que en pausa. Deslice la plataforma del dispositivo fuera de la era Faraday con el ratón todavía posicionado entre los parachoques. Retire los parachoques que rodean el ratón y levante suavemente el cachorro de los electrodos. Vuelva a colocar el cachorro en los electrodos siguiendo el mismo protocolo de sostener suavemente el ratón en su lugar durante 1 min para que el gel se adhiera (paso 3.4-3.5). Intente cambiar la posición del ratón para que los electrodos estén en el tórax entre las extremidades superiores (Figura 3). Si bien se diseña como un método ideal y no invasivo para recoger ECG en ratones neonatales, una limitación asociada a este protocolo sería el aumento de la movilidad asociada con la recopilación de datos en un ratón no anestesiado, ya que el ratón también puede moverse y desplazarse por el dispositivo que afectará a la calidad de la lectura. Mientras que el movimiento puede ser limitado con el posicionamiento de los parachoques de silicona, esto no se puede prevenir sin el uso de sedación o anestesia.
En la situación en la que una grabación ECG viene con interferencias pesadas (Figura 2) a pesar de haber minimizado todas las interferencias eléctricas, el siguiente paso que se debe tomar es reposicionar el cableado externo que conecta la plataforma de grabación a la jaula Faraday. Es muy importante que el cableado externo permanezca correctamente conectado a la plataforma de grabación durante la adquisición de datos. Si se reposiciona el cableado externo, asegúrese de volver a conectar este cableado cuidadosamente en ambos extremos, hasta que se pueda obtener una grabación más clara. Si el uso de la jaula Faraday proporcionada con el dispositivo no es adecuado, el dispositivo se puede utilizar en otras jaulas Faraday.
Si la grabación no está clara o el ratón se ha movido de los electrodos, retire el ratón del dispositivo y limpie los electrodos tomando fórceps y quitando todo el gel conductor. Debido a que el gel conductor es soluble en agua, también se puede utilizar agua tibia para eliminar suavemente el exceso de gel de la piel del cachorro. Vuelva a aplicar el gel y vuelva a colocar el cachorro.
Para obtener los mejores resultados, asegúrese de que el dispositivo se limpia correctamente antes y después de cada uso. El gel se seca y se puede quitar con fórceps para extraerlo del dispositivo, pero el gel es soluble en agua, por lo que se puede utilizar un paño húmedo para limpiar los electrodos de la plataforma de grabación.
Los ratones más viejos han sido más activos en el proceso de grabación, por lo que es importante vigilarlos de cerca, ya que a menudo se mueven desde los electrodos e incluso pueden moverse fuera de la plataforma del dispositivo. Si bien es posible que una lectura clara no se realice de inmediato, con la solución de problemas y el reposicionamiento, ha habido éxito en la obtención de grabaciones utilizables con este dispositivo (Figura 1). Los ratones activos pueden necesitar ser devueltos a su madre y reanalizados después de un descanso. También se pueden sujetar en la palma de una mano y cubrirse suavemente para proporcionar calor y oscuridad hasta que el cachorro se asiente.
Este dispositivo está diseñado para recopilar datos de ECG sobre cachorros de ratón desde la edad de nacimiento hasta P10 (Figura 4). Los cachorros mayores que P10 probablemente no podrán encajar en el dispositivo con la jaula Faraday, un componente esencial para maximizar las relaciones señal-ruido. Incluso en P10, es probable que sea necesario realizar ajustes de posicionamiento para acomodar un tamaño de cuerpo más grande en el dispositivo. Tenga mucho cuidado al mover el dispositivo dentro y fuera de la jaula de Faraday. La eliminación del parachoques superior permitirá que el ratón se acueste sobre la plataforma del electrodo con la jaula de Faraday circundante. Dado que los ratones a esta edad son más activos, son más propensos a moverse fuera de los electrodos sin la estabilización del parachoques superior. El parachoques superior también se puede colocar delante del cachorro para ayudar a desalentar al cachorro que se mueve fuera del dispositivo.
La novedad de este dispositivo y el protocolo correspondiente incluyen la optimización para su uso inmediatamente después del nacimiento, la capacidad del sistema para acomodar un rango de edad más amplio (P1-P10) y la necesidad abordada por este método para ampliar las aplicaciones traslacionales de los métodos de investigación in vivo en el campo de la fisiología cardiovascular y más allá. Aunque hay disponibles dispositivos sofisticados que utilizan ecocardiografía para cuantificar ciclos cardíacos en ratones macnatos13,una gran ventaja de este protocolo es que permite un medio relativamente simple y asequible para abordar los parámetros electrofisiológicos básicos, que es muy atractivo en el entorno actual de financiación científica.
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Disclosures
Los autores no reportan conflictos de intereses.
Acknowledgments
Los autores reconocen el generoso apoyo de la Sociedad de Corazones Diminutos (KLT), el Programa UNE COBRE (NIGMS otorga el número P20GM103643; LAF), y el Programa de Becas SURE en la Universidad de Nueva Inglaterra (VLB), así como el apoyo técnico al paciente de Ashish More (iWorx, Dover, NH). La Figura 3, la Figura 4 y la Figura S1 se crearon con el software Biorender.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| LabScribe4 | iWorx | LabScribe4 | Software used to record ECG |
| Neonatal Mouse ECG & Respiration System | iWorx | RS-NMECG : Neonatal Mouse ECG | ECG device |
| Tensive Conductive Adhesive Gel | Parker Laboratories, Inc | 22-60 | Tac-gel used as conductive gel for ECG |
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