Summary

Inductie van volledige transsectie-type ruggenmergletsel bij muizen

Published: May 06, 2020
doi:

Summary

Dit protocol beschrijft hoe u een nauwkeurige laminectomie voor inductie van stabiele transsectie-type dwarslaesie in het muismodel, met minimale bijkomende schade voor het onderzoek van de dwarslaesie te creëren.

Abstract

Dwarslaesie (SCI) leidt grotendeels tot onomkeerbaar en permanent functieverlies, meestal als gevolg van trauma. Verschillende behandelingsopties, zoals celtransplantatiemethoden, worden onderzocht om de slopende handicaps die voortvloeien uit SCI te overwinnen. De meeste preklinische dierproeven worden uitgevoerd in knaagdiermodellen van SCI. Hoewel ratmodellen van SCI op grote schaal zijn gebruikt, hebben muismodellen minder aandacht gekregen, hoewel muismodellen aanzienlijke voordelen kunnen hebben ten opzichte van rattenmodellen. De kleine omvang van muizen komt neer op lagere onderhoudskosten voor dieren dan voor ratten, en de beschikbaarheid van tal van transgene muismodellen is voordelig voor vele soorten studies. Het induceren van herhaalbaar en nauwkeurig letsel bij de dieren is de belangrijkste uitdaging voor SCI-onderzoek, dat bij kleine knaagdieren een hoge precisieoperatie vereist. Het transsectie-type letsel model is een veelgebruikte schade model in de afgelopen tien jaar voor transplantatie-gebaseerde therapeutisch onderzoek, maar een gestandaardiseerde methode voor het induceren van een volledige transsectie-type letsel bij muizen bestaat niet. We hebben een chirurgisch protocol ontwikkeld voor het induceren van een volledig transsectietypeletsel bij C57BL/6 muizen op thoracale wervelniveau 10 (T10). De procedure maakt gebruik van een kleine tipboor in plaats van rongeurs om de lamina nauwkeurig te verwijderen, waarna een dun mes met afgeronde snijkant wordt gebruikt om de dwarslaesie van het ruggenmerg te induceren. Deze methode leidt tot reproduceerbare transsectie-type letsel bij kleine knaagdieren met minimale collateral spier-en botschade en minimaliseert daarom verstorende factoren, met name waar gedrags-functionele resultaten worden geanalyseerd.

Introduction

Dwarslaesie (SCI) is een complex medisch probleem dat resulteert in drastische veranderingen in gezondheid en levensstijl. Er is geen remedie voor SCI, en de pathofysiologie van SCI is niet grondig begrepen. Animal SCI-modellen, met name knaagdiermodellen, bieden een waardevol hulpmiddel voor het testen van nieuwe behandelingen en worden al tientallen jaren gebruikt om SCI te verkennen. Tot op heden heeft meer dan 72% van de preklinische SCI-studies rattenmodellen gebruikt, in vergelijking met slechts 16% die muizen hebben gebruikt1. Hoewel ratten, vanwege hun grotere omvang en de neiging om holtes te vormen die verwant zijn aan menselijke SCIs, van oudsher het voorkeursmodel waren voor het bestuderen van nieuwe therapeutische benaderingen, worden muizen (waaronder veel transgene muismodellen) nu vaker gebruikt om cellulaire en moleculaire mechanismen van de SCI2te bestuderen. Het muismodel biedt extra voordelen in termen van gemakkelijkere hantering, snellere voortplantingspercentages en lagere kosten dan ratten; muizen vertonen ook een hoge mate van genomische gelijkenis met mensen1,2,3. Het grote nadeel van het muismodel is geïdentificeerd als de aanzienlijk kleinere omvang die uitdagingen creëert voor chirurgische ingrepen voor het maken en behandelen van ruggenmergletsels4,5.

Er is een gat in de bestaande literatuur die de noodzaak benadrukt van een robuust en reproduceerbaar chirurgisch protocol om stabiele SCI in het muismodel te induceren. Daarom bieden we een nieuwe en nauwkeurige chirurgische aanpak in dit protocol om deze beperkingen te overwinnen. Dit protocol biedt diepgaande richtlijnen om een transsectie-type letsel bij muizen te veroorzaken, omdat dit letseltype is erkend als de meest geschikte om regeneratieve en degeneratieve veranderingen te bestuderen na een blessure6, evenalsneuroplasticiteit, neurale circuits en weefselengineering benaderingen7. We hebben ervoor gekozen om de schade in de lagere thoracale regio te induceren, omdat thoracale niveau SCI wordt het meest gebruikt in de literatuur1.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd met de goedkeuring van de Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC en MSC/04/18 AEC) onder de richtlijnen van de National Health and Medical Research Council van Australië. 1. Verdoven en stabiliseren van het dier. Gebruik 8-10 weken oude vrouwelijke C57BL/6 muizen. Gebruik 5% isofluraan in 1 L/min zuurstof voor inductie van anesthesie. Voor het onderhoud van anesthesie, gebruik 1,5-2% isoflurane in 1 L/min zuurstof. Bevest…

Representative Results

De resulterende methode zoals afgebeeld in figuur 1, omvat een adequate stabilisatie van de muis(figuur 1A) en een goede visualisatie van de wervelkolom en het paraspineuze weefsel (figuur 1B). Spinous proces en laminae kan duidelijk worden gevisualiseerd met minimale spierdissectie en bloedverlies(Figuur 1C, gemarkeerde zone). De fijne tip boren wordt uitgevoerd zoals weergegeven in <strong class="xfig…

Discussion

Deze methode veroorzaakt een volledige transsectie type letsel op het T10-wervelniveau bij muizen, wat resulteert in volledige dwarslaesie van het dier, onder het niveau van letsel. Over het geheel genomen resulteert deze methode in minimale bloedingen, verwaarloosbare bijkomende schade en een stabiele, reproduceerbare schade. In vergelijking met eerder gepubliceerde methoden van transsectie zonder laminectomie10,biedt deze methode de voordelen in termen van directe visualisatie zonder de kromming…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door een Griffith University International Student (PhD) stipendium aan RR, een Perry Cross Foundation Grant aan JE en JSJ, een Clem Jones Foundation Grant aan JSJ en JE, en een Motor Accident Insurance Commission van Queensland subsidie aan JSJ en JE.

Materials

Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL Provet BAYT I Post-operative care drug
Betadine 500 mL Provet BETA AS Consumable
Castroviejo needle holder, locking ProSciTech T149C Reusable
Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled ProSciTech TXD101A-X Reusable
Cotton swabs (5pcs) Multigate 21-893 Consumable
Dremel Micro DREMEL 8050-N/18 Cordless rotary tool
Dressing forceps fine Multigate 06-306 Single use disposable
Drill bits Kemmer Präzision SM 32 M 0550 070 Reusable
Dumont #7b forceps Fine Science Tools 11270-20 Reusable
Dumont tweezers, style 5 ProSciTech T05-822 Reusable
Fur trimmer WAHL WA9884-312 Zero Overlap Hair Trimmer
Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm ProSciTech TY-3032 Reusable
Isoflurane isothesia NXT 250 Provet ISOF 00 HS Anaesthetic agent
Colibri Retractor – 4cm Fine Science Tools 17000-04 Reusable
Scalpel handle ProSciTech T133 Reusable
Signature latex surgical gloves size 7.5 Medline MSG5475 Consumable
Sodium Chloride 0.9% STS PHA19042005 Consumable
Sterile Dressing Pack Multigate 08-709 Single use disposable
Sterile Fluid Impervious Drape 60×60 cm Multigate 29-220 Single use disposable
Surgical spirit 100 mL Provet # SURG SP Consumable
Suture Material – SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 Johnson & Johnson Medical 682G Silk Suture
Suture Material – Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 Johnson & Johnson Medical VCP421H Vicryl Suture
Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) Provet TEMG I Post-operative care drug

References

  1. Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
  2. Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
  3. Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V., Dionyssiotis, Y. . Topics in Paraplegia. , (2014).
  4. Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
  5. Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
  6. Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
  7. Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
  8. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
  9. Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
  10. Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).

Play Video

Cite This Article
Reshamwala, R., Eindorf, T., Shah, M., Smyth, G., Shelper, T., St. John, J., Ekberg, J. Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice. J. Vis. Exp. (159), e61131, doi:10.3791/61131 (2020).

View Video