Summary

Induction d’une lésion complète de la moelle épinière de type transection chez la souris

Published: May 06, 2020
doi:

Summary

Ce protocole décrit comment créer une laminectomie précise pour l’induction de lésions stables de la moelle épinière de type transection dans le modèle de souris, avec des dommages collatéraux minimes pour la recherche sur les lésions médullaires.

Abstract

Les lésions médullaires (SCI) entraînent en grande partie une perte irréversible et permanente de la fonction, le plus souvent à la suite d’un traumatisme. Plusieurs options de traitement, telles que les méthodes de transplantation cellulaire, font l’objet de recherches pour surmonter les incapacités débilitantes découlant de la SCI. La plupart des essais précliniques sur les animaux sont menés dans des modèles de rongeurs de SCI. Tandis que les modèles de rat de SCI ont été largement utilisés, les modèles de souris ont reçu moins d’attention, même si les modèles de souris peuvent avoir des avantages significatifs au-dessus des modèles de rat. La petite taille des souris équivaut à des coûts d’entretien des animaux inférieurs à ceux des rats, et la disponibilité de nombreux modèles de souris transgéniques est avantageuse pour de nombreux types d’études. Induire des blessures reproductibles et précises chez les animaux est le principal défi pour la recherche sci, qui chez les petits rongeurs nécessite une chirurgie de haute précision. Le modèle de blessure de type transection a été un modèle de blessure couramment utilisé au cours de la dernière décennie pour la recherche thérapeutique basée sur la transplantation, mais une méthode normalisée pour induire une lésion complète de type transection chez la souris n’existe pas. Nous avons développé un protocole chirurgical pour induire une blessure complète de type transection chez les souris C57BL/6 au niveau vertébral thoracique 10 (T10). La procédure utilise une petite perceuse à pointe au lieu de rongeurs pour enlever avec précision le lamina, après quoi une fine lame avec bord de coupe arrondi est utilisé pour induire la transection de la moelle épinière. Cette méthode conduit à des blessures reproductibles de type transection chez les petits rongeurs avec un minimum de dommages collatéraux musculaires et osseux et minimise donc les facteurs confusionnels, en particulier lorsque les résultats fonctionnels comportementaux sont analysés.

Introduction

Les lésions médullaires (SCI) sont un problème médical complexe qui entraîne des changements radicaux dans la santé et le mode de vie. Il n’y a aucun remède pour SCI, et la pathophysiologie de SCI n’est pas complètement comprise. Les modèles SCI animaux, en particulier les modèles de rongeurs, offrent un outil précieux pour l’essai de nouveaux traitements, et ont été utilisés pour explorer sci depuis des décennies. À ce jour, plus de 72 % des études précliniques de sci ont employé des modèles de rats, comparativement à seulement 16 % qui ont utilisé des souris1. Bien que les rats, en raison de leur taille plus grande et de leur tendance à former des cavités semblables aux ISC humaines, aient toujours été les animaux modèles préférés pour étudier de nouvelles approches thérapeutiques, les souris (y compris de nombreux modèles transgéniques de souris) sont maintenant utilisées plus fréquemment pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la SCI2. Le modèle de souris offre des avantages supplémentaires en termes de manipulation plus facile, des taux de reproduction plus rapides et des coûts inférieurs à ceux des rats; souris présentent également un degré élevé de similitude génomique avec leshumains 1,2,3. L’inconvénient majeur du modèle de souris a été identifié comme étant la taille significativement plus petite qui crée des défis pour les interventions chirurgicales pour la création et le traitement des lésionsmédullaires 4,5.

Il y a une lacune dans la littérature existante qui accentue la nécessité d’un protocole chirurgical robuste et reproductible pour induire la SCI stable dans le modèle de souris. Par conséquent, nous fournissons une approche chirurgicale nouvelle et précise dans ce protocole pour surmonter ces limitations. Ce protocole fournit des lignes directrices approfondies pour induire une blessure de type transection chez la souris, car ce type de blessure a été reconnu comme étant le plus approprié pour étudier les changements régénératifs et dégénératifs à la suite d’uneblessure 6, ainsi que la neuroplasticité, les circuits neuronaux et l’ingénierie tissulaireapproche 7. Nous avons choisi d’induire la blessure dans la région thoracique inférieure, puisque le niveau thoracique SCI est employé le plus généralement dans la littérature1.

Protocol

Toutes les procédures ont été effectuées avec l’approbation du Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC et MSC/04/18 AEC) selon les lignes directrices du National Health and Medical Research Council of Australia. 1. Procédure de mise en place d’animaux pour la chirurgie Anesthésier et stabiliser l’animal. Utilisez des souris C57BL/6 femelles âgées de 8 à 10 semaines. Utilisez 5% d’isoflurane dans 1 L/min d’oxygène pour l’induction de l?…

Representative Results

La méthode qui en résulte, comme le montre la figure 1,implique une stabilisation adéquate de la souris (figure 1A) et une bonne visualisation de la colonne vertébrale et du tissu paraspinous (Figure 1B). Le processus épineux et la laminae peuvent être clairement visualisés avec la dissection musculaire minimale et la perte de sang (figure 1C,zone mise en évidence). Le perçage à pointe fine es…

Discussion

Cette méthode induit une lésion complète de type transection au niveau vertébral T10 chez la souris, ce qui entraîne une paraplégie complète de l’animal, en dessous du niveau de blessure. Dans l’ensemble, cette méthode entraîne un saignement minimal, des dommages collatéraux négligeables et une blessure stable et reproductible. Par rapport aux méthodes précédemment publiées de transection sans laminectomie10, cette méthode offre les avantages en termes de visualisation directe …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par une allocation d’étudiant international (PhD) de l’Université Griffith à RR, une subvention de la Perry Cross Foundation à JE et JSJ, une subvention de la Fondation Clem Jones à JSJ et JE, et une subvention de la Motor Accident Insurance Commission of Queensland à JSJ et JE.

Materials

Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL Provet BAYT I Post-operative care drug
Betadine 500 mL Provet BETA AS Consumable
Castroviejo needle holder, locking ProSciTech T149C Reusable
Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled ProSciTech TXD101A-X Reusable
Cotton swabs (5pcs) Multigate 21-893 Consumable
Dremel Micro DREMEL 8050-N/18 Cordless rotary tool
Dressing forceps fine Multigate 06-306 Single use disposable
Drill bits Kemmer Präzision SM 32 M 0550 070 Reusable
Dumont #7b forceps Fine Science Tools 11270-20 Reusable
Dumont tweezers, style 5 ProSciTech T05-822 Reusable
Fur trimmer WAHL WA9884-312 Zero Overlap Hair Trimmer
Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm ProSciTech TY-3032 Reusable
Isoflurane isothesia NXT 250 Provet ISOF 00 HS Anaesthetic agent
Colibri Retractor – 4cm Fine Science Tools 17000-04 Reusable
Scalpel handle ProSciTech T133 Reusable
Signature latex surgical gloves size 7.5 Medline MSG5475 Consumable
Sodium Chloride 0.9% STS PHA19042005 Consumable
Sterile Dressing Pack Multigate 08-709 Single use disposable
Sterile Fluid Impervious Drape 60×60 cm Multigate 29-220 Single use disposable
Surgical spirit 100 mL Provet # SURG SP Consumable
Suture Material – SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 Johnson & Johnson Medical 682G Silk Suture
Suture Material – Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 Johnson & Johnson Medical VCP421H Vicryl Suture
Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) Provet TEMG I Post-operative care drug

References

  1. Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
  2. Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
  3. Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V., Dionyssiotis, Y. . Topics in Paraplegia. , (2014).
  4. Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
  5. Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
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  7. Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
  8. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
  9. Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
  10. Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).

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Cite This Article
Reshamwala, R., Eindorf, T., Shah, M., Smyth, G., Shelper, T., St. John, J., Ekberg, J. Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice. J. Vis. Exp. (159), e61131, doi:10.3791/61131 (2020).

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