Ce protocole décrit la détection de la migration des cellules souches squelettiques périostées médiées par CCL5 en temps réel à l’aide de la microscopie intravitale d’animaux vivants.
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Article de méthode
Ce protocole décrit la détection de la migration des cellules souches squelettiques périostées médiées par CCL5 en temps réel à l’aide de la microscopie intravitale d’animaux vivants.
Les cellules souches squelettiques périostées (P-SSC) sont essentielles à l’entretien et à la réparation des os tout au long de leur vie, ce qui en fait un point de mire idéal pour le développement de thérapies visant à améliorer la guérison des fractures. Les cellules périostées migrent rapidement vers une blessure pour fournir de nouveaux chondrocytes et ostéoblastes pour la guérison des fractures. Traditionnellement, l’efficacité d’une cytokine pour induire la migration cellulaire n’a été réalisée in vitro qu’en effectuant un test transwell ou scratch. Avec les progrès de la microscopie intravitale utilisant l’excitation multiphotonique, il a été récemment découvert que 1) les P-SSC expriment le gène migrateur CCR5 et 2) le traitement avec le ligand CCR5 connu sous le nom de CCL5 améliore la cicatrisation des fractures et la migration des P-SSC en réponse à CCL5. Ces résultats ont été saisis en temps réel. Décrit ici est un protocole pour visualiser la migration de la P-SSC de la niche des cellules souches squelettiques (SSC) de suture calvariaire vers une blessure après un traitement par CCL5. Le protocole détaille la construction d’une fixation de souris et d’un support d’imagerie, la préparation chirurgicale de la calvaire de la souris, l’induction d’un défaut de calvaire et l’acquisition de l’imagerie en accéléré.
La réparation des fractures est un processus dynamique et multicellulaire qui se distingue du développement et du remodelage du squelette embryonnaire. Au cours de ce processus, l’induction de signaux de blessure provenant de tissus endommagés est suivie du recrutement, de la prolifération et de la différenciation subséquente des cellules souches/progénitrices squelettiques, qui sont toutes essentielles à la stabilité globale et à la fixation des fractures1. En particulier, les premiers stades de la guérison des fractures nécessitent la formation de callosités molles, qui est principalement attribuée aux cellules résiden....
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Toutes les souris ont été maintenues dans des conditions exemptes d’agents pathogènes et toutes les procédures ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) du Baylor College of Medicine.
1. Préparation de la souris
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Il a été proposé que les progéniteurs squelettiques aient un potentiel migratoire ou circulatoire20. Récemment, des souris rapporteures Mx1-Cre+Rosa26-Tomato+α SMA-GFP+ (Mx1/Tomato/αSMA-GFP) ont été générées, dans lesquelles les P-SSC sont marquées par un double marquage Mx1+α SMA+ (Figure 2A,B). Une migration importante des P-SSC .......
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Au cours de la cicatrisation osseuse, les cellules périostées sont la principale source de chondrocytes et d’ostéoblastes nouvellement différenciés dans un callosité de blessure3. À l’instar de la moelle osseuse, des SSC ostéogéniques/chondrogènes ont également été identifiés dans le périoste4,5,6. L’évaluation des caractéristiques fonctionnelles endogènes du P-SSC est techniquement difficile. Souvent, la.......
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L.C.O. et D.P. divulguent un brevet en instance intitulé « Periosteal Skeletal Stem Cells in Bone Repair » (BAYM. P0264US. P1). Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Ce travail a été soutenu par le Bone Disease Program of Texas Award, le Caroline Wiess Law Fund Award et le NIAMS des National Institutes of Health sous les numéros de prix R01 AR072018, R21 AG064345, R01 CA221946 à D.P. Nous remercions M.E. Dickinson et T.J. Vadakkan dans le BCM Optical Imaging and Vital Microscopy Core et le BCM Advanced Technology Cores avec le financement des NIH (AI036211, CA125123 et DK056338).
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| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| ½ ; ” Tige optique | ThorLabs | TR2 | Pour support d’imagerie |
| Seringue 1 mL | BD | 309659 | |
| aiguille 27G | BD PercisionGlide | 305111 | |
| seringue à insuline 29G | McKesson | 102-SN05C905P | |
| 50 mL tube conicol | Falcon | 352098 | Pour la contention |
| Plaque d’angle réglable | Renishaw | R-PCA-5023-50-20 | Pour support d’imagerie |
| Lingettes imbibées d’alcool | Coviden | 6818 | |
| gommage chirurgical à la bétadine | Henry Schen | 67618-151-16 | |
| Buprénorphine SR-LAB | ZooPharm | 1mg/mL Sustained Release | |
| Combo III | Obtenu du vétérinaire du personnel | N/A | 37,6 mg/mL Kétamine ; 1,9 mg/mL Xylazine ; 0,37 mg/mL Acépronazine |
| Coverslip | Fisher | 12-545-87 | 24 x 40 premium superslip |
| Forcepts à pointe fine | FST | 11254-20 | |
| Kétamine | KetaVed | 50989-161-06 | 100 mg/mL |
| Leica TCS SP8MP avec DM6000CFS | Leica Microsystems | N/A | |
| Matrigel | R & D Systems | 344500101 | |
| Ruban médical | McKesson | 100199 | 7,6 cm x 9,1 m (3 po x 10 vg) |
| Méthocellulose | Microscopie électronique Sciences | 19560 | |
| Ciseaux de microdissection | FST | 1456-12 | |
| Platine motorisée | Anaheim automation | N/A | |
| Porte-aiguille | FST | 12500-12 | |
| Sutures non résorbables | McKesson | S913BX | monofilament nylon 5-0 sutures non résorbables avec aiguille coupante inversée C-1 attachée |
| Pommade ophtalmique | Rugby | 0536-1086-91 | |
| RANTES | Biolegend | 594202 | 10 µ ; g/50 et micro ; L |
| Pince à angle droit pour ½ ; ” poteau, 3/16" Hex | ThorLabs | RA90 | Pour monture d’imagerie |
| Chargement par ressort 3/16" Verrouillage hexagonal ¼ ; ” vis à oreilles | ThorLabs | TS25H | Pour monture d’imagerie |
| Cotons-tiges stériles | Henry Schen | 100-9249 | |
| DPBS stériles (1x) | Corning | 21-030-CV | |
| Champs stériles | McKessen | 25-517 | |
| Gants chirurgicaux | McKessen | 3158VA | |
| Pommade antibiotique triple | Taro Pharmaceuticals U.s.a., Inc. | 51672-2120-2 | |
| Kit de prélèvement sanguin Vacutainer | BD | REF 367298 | 25G Set de perfusion à aiguille papillon avec tube de 12" |
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