Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Inductie van diffuus axonal hersenletsel bij ratten op basis van rotatieversnelling

doi: 10.3791/61198 Published: May 9, 2020
* These authors contributed equally

Summary

Dit protocol valideert een betrouwbaar, gemakkelijk uit te voeren en reproduceerbaar knaagdiermodel van diffuus axonaal letsel (DAI) dat wijdverspreide schade aan witte stof veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen.

Abstract

Traumatisch hersenletsel (TBI) is een belangrijke oorzaak van overlijden en invaliditeit. Diffuus axonal letsel (DAI) is het overheersende letselmechanisme bij een groot percentage TBI-patiënten die ziekenhuisopname nodig hebben. DAI gaat wijdverbreide axonale schade door schudden, rotatie of blast letsel, wat leidt tot snelle axonale stretch letsel en secundaire axonale veranderingen die worden geassocieerd met een langdurige impact op functioneel herstel. Historisch gezien zijn experimentele modellen van DAI zonder brandpuntsletsel moeilijk te ontwerpen. Hier valideren we een eenvoudig, reproduceerbaar en betrouwbaar knaagdiermodel van DAI dat wijdverspreide witte stofschade veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Traumatisch hersenletsel (TBI) is een belangrijke oorzaak van overlijden en invaliditeit in de Verenigde Staten. Tberose dragen bij tot ongeveer 30% van alle schadegerelateerde sterfgevallen1,2. De belangrijkste oorzaken van TBI verschillen tussen leeftijdsgroepen en omvatten valpartijen, hoge snelheid botsingen tijdens sport, opzettelijke zelfbeschadiging, motorvoertuig crashes en aanvallen1,2,3.

Brain diffuse axonale letsel (DAI) is een specifiek type TBI veroorzaakt door rotatieversnelling, schudden of ontploffing letsel van de hersenen als gevolg van onbeperkte hoofdbeweging in het moment na letsel4,5,6,7,8. Dai gaat gepaard met wijdverbreide axonale schade die leidt tot langdurige neurologische stoornissen die gepaard gaan met een slechte afloop, omslachtige kosten voor gezondheidszorg en een sterftecijfer van 33-64%1,2,4,5,9,10,11. Ondanks een belangrijk recent onderzoek naar de pathogenese van DAI, is er geen consensus over de beste behandelingsopties11,12,13,14.

In de afgelopen decennia hebben talrijke experimentele modellen geprobeerd om verschillende aspecten van DAI11,12,15,16nauwkeurig te repliceren . Echter, deze modellen hebben beperkingen gezien de unieke presentatie van DAI in vergelijking met andere focale verwondingen. Deze eerdere modellen veroorzaken niet alleen axonale letsel in witte stof regio's, maar ook resulteren in focale hersenletsel. Klinisch gaat DAI gepaard met microbloedingen, die een belangrijke oorzaak van schade aan witte stof kunnen vormen.

Slechts twee diermodellen zijn aangetoond dat de belangrijkste klinische kenmerken van DAI repliceren. Gennarelli en collega's produceerden de eerste laterale hoofd rotatie apparaat in 1982, met behulp van non-impact hoofd rotatie versnelling coma te induceren met DAI in een niet-menselijke primaten model15. Dit primatenmodel gebruikte gecontroleerde enkele rotatie voor versnelling en vertraging om het hoofd door 60° binnen 10-20 ms te verplaatsen. Primatenmodellen zijn echter erg duur4,11,16. Deels gebaseerd op het vorige model, een varken model van rotatie versnelling hersenletsel werd ontworpen in 1994 (Ross et al.) met vergelijkbare resultaten14.

Deze twee diermodellen, hoewel ze verschillende presentaties van typische pathologie produceerden, hebben sterk bijgedragen aan de concepten van DAI pathogenese. Snelle hoofdrotatie wordt algemeen aanvaard als de beste methode voor het induceren van DAI, en knaagdieren bieden een minder duur model voor de snelle hoofdrotatie studies11,16. Hier valideren we een eenvoudig, reproduceerbaar en betrouwbaar knaagdiermodel van DAI dat wijdverspreide witte stofschade veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen. Dit huidige model zal een beter begrip van de pathofysiologie van DAI en de ontwikkeling van meer effectieve behandelingen mogelijk maken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De experimenten werden uitgevoerd naar aanleiding van de aanbevelingen van de verklaringen van Helsinki en Tokio en de richtsnoeren voor het gebruik van proefdieren van de Europese Gemeenschap. De experimenten werden goedgekeurd door het Comité dierverzorging van ben-Gurion Universiteit van negev.

1. Ratten voorbereiden op de experimentele procedure

LET OP: Selecteer volwassen mannelijke Sprague-Dawley ratten met een gewicht van 300-350 g.

  1. Verkrijg goedkeuring voor het uitvoeren van deze experimenten van het Institutioneel Comité voor dierverzorging en -gebruik.
  2. Houd ratten op een kamertemperatuur van 22 ± 1 °C, met 12 uur licht en 12 uur donkere cycli. Zorg voor rat chow en water ad libitum.
  3. Voer alle experimenten uit tussen 6:00 en 12:00 uur.
  4. Gebruik een continu isoflurane toedieningssysteem om anesthesie te induceren. Zorg ervoor dat het vaporizersysteem gevuld is met isofluraan.
    1. Verdoof de ratten met 2% isofluraan.
    2. Bevestig dat de rat volledig verdoofd is door een gebrek aan beweging of pedaalreflex te observeren in reactie op een externe stimuli.

2. Inductie van diffuus axonaal letsel

OPMERKING: De inrichting bestaat uit de volgende componenten: 1) transparante plastic cilinder, 2) ijzergewicht (1308 g), 3) rotatiemechanisme bestaande uit een cilindrische buis, twee lagers waarop de as draait en een hoofdfixatie (voor oorpennen); 4) horizontaal platform waarop twee lagers zijn bevestigd.

  1. Plaats het apparaat op een zware, stabiele laboratoriumtafel.
  2. Bevestig het gewicht aan een touw tik die is verhoogd tot een hoogte van 120 cm.
  3. Laat het vrij vallende gewicht de bout raken, waardoor het rotatiemechanisme wordt geactiveerd. Met behulp van de laterale hoofdrotatie-inrichting wordt het hoofd van het knaagdier snel gedraaid van 0 tot 90°.
  4. Na inductie van diffuus axonal hersenletsel, breng de rat naar een herstelkamer.

3. Meting van roterende Kinematica/Biomechanische parameters.

  1. Meten rotatiekinematica/biomechanische parameters als volgt:
    Equation 1
    Equation 2
    Equation 3
    wanneer Fo - kracht die op het hoofd van dieren (kg) wordt uitgeoefend; M – moment van kracht; K – kinetische energie; m – massa van het dalende gewicht; g - gravitatieversnelling; h – hoogte (cm); D – afstand tussen de oorpennen (cm).
    OPMERKING: Voor het berekenen van de kracht die op het hoofd van het dier wordt uitgeoefend (Fo),is het noodzakelijk om de massa van het vallende gewicht, de hoogte waarop het gewicht valt en de afstand tussen de oorpinnen te kennen. De andere parameters blijven ongewijzigd.

4. Evaluatie van neurologische ernstscore na 48 uur

OPMERKING: Neurologische tekorten werden beoordeeld en beoordeeld met behulp van een neurologische ernstscore, zoals eerder beschreven17,18,19. Veranderingen in motorische functie en gedrag worden beoordeeld door een punt-systeem zodanig dat een maximale score van 24 ernstige neurologische disfunctie vertegenwoordigt. Een score van 0 geeft een intacte neurologische status aan. De volgende gedragsfuncties worden beoordeeld.

  1. Beoordeel het onvermogen van de rat om uit een cirkel (50 cm in diameter) te stappen wanneer deze in het midden wordt achtergelaten. Voer dit uit voor drie individuele sessies van 30 min, 60 min en meer dan 60 min.
  2. Test de rat op een verlies van rechtsreflex in drie sessies van 20 min, 40 min en meer dan 60 min.
  3. Voer de test voor hemiplegie, het onvermogen van de rat om gedwongen veranderingen in positie te weerstaan.
  4. Hef de rat bij zijn staart om de flexie van de achterpoot te testen.
  5. Plaats de rat op de grond om te testen zijn vermogen om rechtdoor te lopen.
  6. Test op drie afzonderlijke reflexen: de pinnareflex, de hoornvliesreflex en de schrikreflex.
  7. Beoordeel de rat met een klinische graad op basis van verlies van zoekgedrag en prostratie.
  8. Test ledematen reflexen voor plaatsing. Voer de test uit op de linker- en rechtervoorpoten en vervolgens de linker- en rechterachterpoten.
  9. Voer een functionele test uit via de bundelbalanceringstaak. De balk moet 1,5 cm breed zijn. Voer de test uit voor sessies van 20 s, 40 s en meer dan 60 s.
  10. Voer een balklooptest uit op de rat met balken van drie verschillende breedtes: 8,5 cm breed, 5 cm breed en 2,5 cm breed.

5. Hersenverzameling voor histologisch onderzoek na 48 uur

  1. Na 48 uur na het letsel euthanaseer de ratten door hun geïnspireerde gasmengsel te vervangen door 20% O2/80% CO2. Zorg ervoor dat CO2 wordt geleverd tegen een vooraf bepaald tarief in overeenstemming met de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee.
    1. Zorg voor de bevestiging van de dood in overeenstemming met de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee.
  2. Transcardiale perfuse de rat met 0,9% gehepariniseerde zoutoplossing bij temperatuur 4 °C, gevolgd door 500 mL van 4% paraformaldehyde in 0,1 M fosfaatbuffer zoutoplossing (pH 7,4).
  3. Na perfusie, uitvoeren onthoofding met een guillotine.
  4. Voer de hersenen collectie door het verwijderen van de calvarias met botsnijdende tangen om beschadiging van hersenweefsel te voorkomen.
  5. Verwijder de hersenen onmiddellijk en fix in een 4% gebufferde formaldehyde oplossing voor 48 uur bij 4 °C.
  6. Blokkeer hersenen in 5 mm coronale secties van de olfactorische bol gezicht naar de visuele cortex en bisect cerebellums en hersenstams.
  7. Na paraffine inbedding, gesneden coronale en sagittale secties (5 μm) uit de buurt van de thalamus door microtome sectie.

6. Immunochemische kleuring en onderzoek

  1. Leg de plakjes voorzichtig op glazen platen met een zachte borstel, 1 plakje per dia.
  2. Produceren immunochemische kleuring van βAPP.
    1. Deparaffineschijfjes met xyleen (3 keer voor 5 min per stuk) en hydrateren met geleidelijk gereduceerde concentraties ethanol bij kamertemperatuur: 3 min in 100% ethanol tweemaal, 3 min in 95% ethanol tweemaal, 3 min in 90% ethanol, 3 min in 70% ethanol en 3 min in DDW.
    2. Behandel gedeparaffineeerde en gehydrateerde hersensecties met 3% H2O2 gedurende 15 min bij kamertemperatuur om endogene peroxidaseactiviteit te blokkeren.
    3. Incubeersecties met 0,01 M natriumcontraat (pH 6.0) bij 98 °C gedurende 5 min voor het ophalen van antigenen.
    4. Houd de glijbanen 20 min in de buffer bij kamertemperatuur om af te koelen.
    5. Was secties met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) tweemaal gedurende 5 min.
    6. Blokkeer de secties met 2,5% normaal paardenserum gedurende 1 uur bij kamertemperatuur en incubeer 's nachts bij 4 °C in primaire konijnenanti-APP (1:4000) verdund in het blokkerende serum.
    7. Na incubatie in primair antilichaam, was secties in PBS bij kamertemperatuur.
    8. Incubeer secties in de juiste verdunde biotinylated secundair e.d. gedurende 15 min en was met PBS gedurende 3 min tweemaal bij kamertemperatuur.
    9. Incubeer in streptavidin-peroxidase gedurende 15 min en was opnieuw in PBS gedurende 3 min tweemaal bij kamertemperatuur.
    10. Incubeer secties met gebufferde substraatoplossing (pH 7.5) met waterstofperoxide en 3,3-diaminobenzidine chromogen oplossing en beschermen tegen licht totdat de kleur is ontwikkeld.
    11. Incubeer de dia's met DDW bij kamertemperatuur gedurende 5 min om de reactie te stoppen.
    12. Tegenvleksecties met Hematoxylin gedurende 3 min bij kamertemperatuur en was gedurende 5 min met stromend leidingwater.
    13. Dehydrateer de dia's met geleidelijk toenemende concentraties ethanol bij kamertemperatuur: 2 min in DDW, 2 min in 70% ethanol, 2 min in 90% ethanol, 2 min in ethanol 95%, 2 min in 100% ethanol en 3 min in xyleen drie keer.
    14. Droog en monteer met montagemedium.
  3. Bestudeer de plakjes onder microscoopvergroting van 200x met een 20 mm objectieve lens met behulp van een microscoop.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tabel 1 illustreert de protocoltijdlijn. Het sterftecijfer in dit model van DAI was 0%. Een Mann-Whitney-test wees uit dat het neurologischtekort aanzienlijk groter was voor de 15 DAI-ratten in vergelijking met de 15 sham ratten op 48 uur na interventie (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78 (zie tabel 2). De gegevens worden gemeten in tellingen en worden gepresenteerd als mediaan en 25-75 percentiel bereik.

Representatieve fotomicrografen van thalamische delen van hersenweefsel worden weergegeven in figuur 1. Fotomicrografen onthulden axonale en neuronale βAPP-immunoreactiviteiten na geïsoleerde DAI bij ratten 48 uur na letsel in vergelijking met de controlegroep (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1,1E-06, r = 0,92. De gegevens worden gemeten als tellingen en gepresenteerd als gemiddelde ± SD.

Groepen Tijd Procedures
DAI (15 ratten) 0 h Inductie diffuus axonale letsel
Sham (15 ratten) 48 uur Beoordeling van de neurologische ernstscore,
DAI (15 ratten) Immunochemische kleuring van BAPP.

Tabel 1: Demonstratie van de protocoltijdlijn. De verschillende groepen ratten op verschillende tijdstippen worden getoond: DAI = Diffuus axonal hersenletsel aan het begin van het experiment; Na 48 uur werd een neurologische ernstscore vastgesteld en immunochemische kleuring van βAPP werd uitgevoerd in beide groepen.

NSS waarden van de verschillende groepen op 48 uur
Dierengroep N NSS 48 uur na DAI
Sham 15 0 (0-0)
Dai 15 1 (1-1)*

Tabel 2: Neurologische ernstscore. Neurologisch tekort 48 uur na DAI voor 2 studiegroepen. Een Mann-Whitney test wees uit dat neurologisch tekort aanzienlijk groter was voor de 15 DAI ratten in vergelijking met de 15 sham ratten op 48 uur na interventie (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78. De gegevens worden gemeten in tellingen en worden gepresenteerd als mediaan en 25-75 percentiel bereik.

Figure 1
Figuur 1: Immunochemisch onderzoek. Representatieve fotomicrografieën van thalamische delen van hersenweefsel onthulden axonale en neuronale immunoreactiviteiten na geïsoleerde DAI bij ratten (B) 48 uur na letsel in vergelijking met de controlegroep (A). βAPP immunoreactiviteit werd gedetecteerd in de regio van belang in alle 15 DAI ratten, en helemaal niet in een van de schijnbediende ratten. Mann-Whitney test wees uit dat het aantal βAPP-positieve axonen aanzienlijk groter was voor 15 DAI ratten dan voor schijngewonde dieren op 48h na DAI (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1.1E-06, r = 0,92. Afbeeldingen zijn op de oorspronkelijke vergroting * 200. De gegevens worden gemeten als tellingen en gepresenteerd als gemiddelde ± SD. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Dit protocol beschrijft een knaagdiermodel van DAI. In DAI veroorzaakt rotatieversnelling op de hersenen een afschuifeffect dat axonale en biochemische veranderingen teweegbrengt die leiden tot verlies van axonale functie in een progressief proces. Secundaire axonale veranderingen worden veroorzaakt door een snelle axonale stretch letsel en zijn variabel in hun omvang en ernst4,5,10. Binnen enkele uren tot dagen na het primaire letsel zullen biochemische veranderingen leiden tot het verlies van axonale functie4,5,10. Na de blessure verandert de doorlaatbaarheid van het axonmembraan, waardoor een massale calciuminstroom mogelijk is. De inname van calcium zorgt ervoor dat de mitochondriën opzwellen en breken, het vrijgeven van caspases en het activeren van caspase gemedieerde progressieve celdood4,5,10,11,20. Secundaire axonale letsel kan aanwezig zijn in de vorm van de axonale bollen aan het gescheurde uiteinde of in de vorm van varicosities langs de lengte van de axon4,21,22. Het verlies van zenuwimpulsovergang wordt uitgedrukt door de aggregatie van het β-amyloïde precursoreiwit (βAPP), een enkel transmembraaneiwit aanwezig in de meeste cellen en weefsels4,23,24,25,26. Immunohistochemische analyse van βAPP accumulatie is momenteel de gouden standaard klinische en experimentele techniek voor de beoordeling van DAI4,9,10,20,27. Studies hebben βAPP immunoreactiviteit gemeld vanaf ongeveer 2 uur na letsel, maar er zijn aanwijzingen dat de voortdurende veranderingen gedurende een of meer jaren na de blessure23,28,29. De meest kwetsbare gebieden zijn de hersenstam, parasagittale witte stof van de hersenschors, en corpus callosum11.

De gemeenschappelijke in vivo diermodellen van DAI zijn het laterale vloeibare percussiemodel30,31, de botsversnellingsschade32,33 en het gecontroleerde corticale botsmodel34,35,36. Deze modellen bieden een aantal nuttige resultaten, maar met aanzienlijke beperkingen.

Vloeibare percussie modellen in dierlijke modellen induceren hersenletsel door het injecteren van verschillende volumes van zout in de gesloten schedelholte op de middellijn, vooral in kat en konijn modellen, of lateraal in knaagdier modellen30,31. De ernst van de verwonding kan variëren van mild tot ernstig door de vloeistofdruk aan te passen. Hoewel dit model betrouwbaar en reproduceerbaar is, is het geen ideaal model van de menselijke DAI, omdat percussieletsel kneuzing en/of subarachnoïdale bloeding en het type primaire impact onderscheidt van echte verwondingen37,38. Bovendien maken de effecten van hersengeometrie en intracraniale structuur op richting, verplaatsing en snelheid het zeer moeilijk om een nauwkeurige biomechanische analyse van de schade uit te voeren39.

De impact versnelling letsel model32,33 maakt gebruik van gesegmenteerde messing gewichten vrij vallen van een bepaalde hoogte door middel van een Plexiglas geleidebuis op een metalen helm vastgesteld door tandheelkundige acryl aan de schedel hoekpunt van de rat. Dit model is goedkoop, gemakkelijk uit te voeren, en kan produceren gesorteerd DAI, maar er is ook een mogelijkheid van kneuzingen en schedelfracturen, afbreuk te doen aan de reproduceerbaarheid van het model. Bovendien, de geïnduceerde schade gaat om een onevenredig kleiner volume van de hersenen dan bij de mens39.

Het model van gecontroleerde corticale impact maakt gebruik van een pneumatische of elektromagnetische impact apparaat om een rigide impactor rijden op de blootgestelde, hele dura door middel van een eenzijdige craniotomie, wat leidt tot vervorming van de onderliggende cortex16,17. Luchtdruk is verantwoordelijk voor de slagsnelheid, en de diepte van corticale vervorming wordt geregeld door verticale aanpassing van de dwarsbalk waar de cilinder is bevestigd. Net als de vloeibare percussie model, het veroorzaakt vooral brandpuntsletsel.

Met betrekking tot deze nadelen, een nieuwe gewijzigde knaagdier model is ontwikkeld met de opening van de dura mater over de contralaterale halfrond om meer wijdverspreide axonale letsel40produceren . Echter, de meeste eerdere modellen vereisen craniotomie, en de resultaten van axonale pathogenese kan worden beïnvloed door kneuzing en bloeding die meestal verschijnen in eerdere modellen. Bovendien is het mechanisme van letsel in deze modellen anders dan de menselijke DAI veroorzaakt door de versnelling-vertraging bewegingen van de hersenen.

Er zijn verschillende stappen in het protocol die kritisch zijn en een zorgvuldige afweging verdienen. Men moet van mening zijn dat het hoofd van de rat stevig moet worden bevestigd aan de oorpinnen, of dat de rat uit het apparaat kan vallen. Bij het vallen kunnen andere krachten een rol spelen die de nauwkeurigheid van eventuele berekeningen zal beïnvloeden. Ook moet het ijzergewicht het specifieke gewicht zijn en op de specifieke hoogte die in dit protocol wordt vermeld, vallen. Deze metingen zijn empirisch bepaald en zijn verplichte voorwaarden voor de reproductie van het model. De installatie van de kunststof cilinder moet zich onder een hoek van 90° ten opzichte van het rotatiemechanisme, namelijk de bout, plaatsen. Dit komt omdat het de hit aan de bout die het rotatiemechanisme drijft. Anders wordt de wrijving van het ijzergewicht ten opzichte van de plastic cilinder geïntroduceerd, wat zal leiden tot een afname van de kracht die op het hoofd van de rat wordt uitgeoefend.

Er zijn enkele beperkingen aan dit model. De ontwikkeling van DAI bij de mens is voornamelijk secundair aan een impact van een ander object. In dit geval beweegt de persoon naar het object, beweegt het object naar de persoon toe of bewegen ze allebei naar elkaar toe. Bij een dergelijke botsing ontwikkelt een patiënt een gecombineerd hoofdletsel, waarbij diffuse axonale schade slechts een deel van de TBI is. Hier, de toegepaste rotatie versnelling is het belangrijkste mechanisme dat leidt tot de ontwikkeling van DAI zonder andere elementen van hoofdletsel.

Het hier voorgestelde model lijkt de complicaties van schedelbreuken en kneuzingen te verlichten die wijdverspreide schade aan witte stof veroorzaakten zonder beperkt extra letsel. Net als bij andere recente knaagdiermodellen is dit model effectief en biedt het een lage (0%) Sterftecijfer. Het is een reproduceerbare en betaalbare techniek die kan dienen als een waardevolle bron voor een beter begrip van de pathofysiologie van DAI om meer effectieve behandelingen te ontwikkelen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs erkennen dankbaar Dr Nathan Kleeorin (Afdeling Werktuigbouwkunde, Ben-Gurion Universiteit van de Negev) voor zijn hulp bij de biomechanische metingen. Ook danken we professor Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko en Evgenia Goncharyk van de afdeling Fysiologie, Faculteit Biologie, Ecologie en Geneeskunde, Oles Honchar Dnipro University, Dnipro, Oekraïne voor haar steun en behulpzame bijdragen aan onze discussies.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.01 M sodium citrate SIGMA - ALDRICH
2.5% normal horse serum SIGMA - ALDRICH H0146 Liquid
4 % buffered formaldehyde solution
Anti-Amyloid Precursor Protein, C - terminal antibodyproduced in rabbit SIGMA - ALDRICH Lot 056M4867V
biotinylated secondary antibody Vector BA-1000-1.5 10 mM sodium phosphate, pH 7.8, 0.15 M NaCl, 0.08% sodium azide, 3 mg/ml bovine serum albumin
bone-cutting forceps
DAB Peroxidase (HRP) Substrate Kit (with Nickel), 3,3’-diaminobenzidine vector laboratory
embedding cassettes
ethanol 99.9 % ROMICAL Flammable Liquid
guillotine
Hematoxylin SIGMA - ALDRICH H3136-25G
Hydrogen peroxide solution Millipore 88597-100ML-F
Isofluran, USP 100% Piramamal Critical Care, Inc
Olympus BX 40 microscope Olympus
paraffine paraplast plus leica biosystem Tissue embedding medium
phosphate-buffered saline (PBS) SIGMA - ALDRICH P5368-10PAK Contents of one pouch, when dissolved in one liter of distilled or deionized water, will yield 0.01 M phosphate buffered saline (NaCl 0.138 M; KCl - 0.0027 M); pH 7.4, at 25 °C.
Streptavidin HRP ABCAM ab64269 Streptavidin-HRP for use with biotinylated secondary antibodies during IHC / immunohistochemistry.
xylene

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41 (2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9 (2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313 (2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. e3063 (2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).
Inductie van diffuus axonal hersenletsel bij ratten op basis van rotatieversnelling
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).More

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter