Summary
这里介绍的是一个协议，通过前体监测维持压力的动脉灌注压力和流量，以及血管树成分，包括毛细管床和腹膜，研究活体murine心脏组织中的冠状微循环，因为隔膜动脉是可控和加压的。
Abstract
冠状动脉色调以及毛细血管的开启或关闭在很大程度上决定了在不断的输液压力向心肌细胞的血液。然而，很难监测整个心脏冠状动脉和毛细血管的动态变化，这主要是由于它的运动和不停的跳动。在这里，我们描述了一种方法，使监测动脉输液率，压力和直径变化的动脉和毛细血管在小鼠右心室肌肉。鼠标隔膜动脉在恒定的流量或压力下与另一个动态测量一起凝结和灌注。在用荧光标记的叶酸（例如， Alexa Fluor - 488 或 - 633 标记为小麦 - 格姆阿胶素， WGA ））进行注水后，右心室肌和隔膜中的动脉和毛细血管（和其他血管）很容易成像。然后，在存在或没有心脏收缩的情况下，可以测量容器直径的变化。当基因编码的荧光蛋白表达时，可以监测特定特征。例如，在表达NG2-DsRed的鼠标心脏中可视化了心率。该方法为研究毛细毛虫在心脏的生理功能提供了有益的平台。它还适用于通过同时测量血管/毛细管直径和动脉发光压力来研究试剂对心脏血流量的影响。这种准备，结合最先进的光学成像系统，使人们能够研究血液流动及其控制在细胞和分子水平的心脏在近生理条件下。
Introduction
适当的冠状动脉压力流量调节可保证心脏有足够的血液供应，以满足其代谢需求1.然而，尽管过去几十年在体内和体外进行了广泛的研究，但最近才清楚冠状动脉压力流在心脏中是如何动态调节的。原因之一是由于心脏的不断跳动，难以为此类研究建立生理工作模式。无论如何，已经建立了各种方法来观察活组织或动物的冠状微血管，但这些方法都未能达到恒定/稳定的焦点和测量压力，流量和微血管直径在同一时间2，3。10年前，在跳动的心脏中引入了冠状动脉微血管的直接可视化，但小血管的直径测量具有挑战性，许多与微循环相关的专门细胞类型的特定功能同样令人烦恼。即使是频闪法和浮动目标系统也不能同时提供上述信息。然而，使用上述技术已获得大量有价值的资料，这有助于我们更深入地了解冠状动脉血流的调节。本文描述的方法将帮助人们详细研究和理解冠状动脉、动脉和微血管的成分对刺激和代谢需求的反应。
我们为开展这些研究而建立的工作模式是建立在韦斯特霍夫等人先前的工作基础上的。在小鼠心脏的隔膜动脉凝固后，生理盐水溶液用于渗透动脉，以保持肌细胞和心脏组织的其他成分滋养。使用适当的荧光指示器监测动脉注水压力、流量和血管直径等生理功能。该方法使我们能够在活组织生理压力下可视化冠状微血管床，并首次研究微循环调节背后的细胞机制。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
所有动物护理均符合马里兰大学巴尔的摩分校的指导方针和机构动物护理和使用委员会批准的协议。
1. 制定解决方案
注意：提前准备解决方案。实验中使用了两种基本溶液：（1） 用于沐浴超富的生理盐水溶液 （PSS）和 （2） 泰罗德用于流明香水的溶液。需要用 CO2 连续冒泡才能保持 PSS 的 pH。HEPES 缓冲的 Tyrode 溶液用于流明而不是 PSS，以避免气泡进入容器，因为气泡会损坏内皮细胞7 并阻止流动。
- PSS 解决方案：请参阅表 1中 PSS 解决方案的公式和组成。制作 10 升 Ca2+无葡萄糖无葡萄糖 PSS 库存解决方案，并在室温下存放。1小时在任何程序之前，拿出1升的股票溶液和泡沫与5%的CO 2（74%N2和21%O2），以保持pH的解决方案在〜7.4。添加 1.8 葡萄糖和 1.8 mL CaCl2 （1M 库存）8.
注：仅在pH为+7.4时冒泡后添加Ca2+， 否则，Ca2+ 将被沉淀。 - 泰罗德的解决方案：在表1中查看泰罗德解决方案的公式和组成。过滤溶液（0.22μm），并储存在4°C，供将来使用9。
- 泰罗德的解决方案与BDM（2，3-丁尼迪翁单体）：添加BDM作为可逆肌溶酶抑制剂，以防止收缩的肌细胞10。重量 600 毫克 BDM，并添加到 200 mL 的泰罗德溶液。用 BDM 搅拌溶液，直到完全溶解。无需进一步过滤。
- 将包含 BDM 的 Tyrode 解决方案存储在 4 °C 以供将来使用。
2. 室内准备
- 按照制造商的说明，提前用多二甲基硅氧烷 （PDMS） 涂上解剖室和实验室。
- 用包含 BDM 的 Tyrode 溶液填充解剖室。
- 手术前1小时打开冷水机组。将温度设置为 4 °C。
3. 坎努拉准备
- 打开微便士拉拔器。根据制造商的说明选择设置。
- 拿一个干净的玻璃管（使用的玻璃管的外径和内径分别为1.2毫米和0.69毫米）。
- 将玻璃管插入带有 U 形铂加热灯丝的 Sutter 移液器拉拔器的凹槽夹子中。
- 激活拉拔器以产生两个管子，每个管子都有一个细长的尖端。
- 在解剖显微镜下使用一把细细的剪刀切割每个管子的尖端，使尖端的最终直径在 100 到 150μm 之间。
- 火抛光切管的尖端，稍微圆尖锐的边缘。
- 使用铂线（用精细控制加热）沿着轴弯曲管，该线位于轴的侧面，距离尖端约 2 毫米。管子的弯曲角度应在 45° 左右。
- 将刀具的开放端插入压力肌图室的支架，并拧紧配件。将装有 Tyrode 解决方案的 5 mL 注射器连接到配件的另一侧。将管子连接到安装在机舱上的微操纵器（见图 1和图2）。
- 使用注射器 （5 mL） 将 Tyrode 的溶液填充罐中，冲洗它、气泡的管子和连接器。
- 在制罐程序之前，测量管内的注水压力超过给定的流量范围（50 至 300 μL/min， 图 3）。只有在使用新手杖时才这样做。
注：管内的注水压力与流量成正比，并符合线性（图3）。
4. 提取鼠标心脏
- 将一只C57BL/6小鼠（性别，8-16周大）放入麻醉盒中，麻醉盒与异丙苯丙和氧的罐体相连。
- 打开氧气罐，启动异氟化气的流动。等待~5分钟，直到鼠标完全麻醉。
- 麻醉后，将鼠标从麻醉盒中取出，将肝素IP（注射到腹腔，360单位，0.5 mL/鼠标），以避免血管内血块形成。然后把鼠标放回麻醉盒。
- 注射肝素10分钟后，将鼠标移到加热床上，用贴标签胶带稳定其爪子。使用鼻锥用异氟兰将鼠标完全麻醉。
- 用钳子将鼠标的腹部皮肤抬起隔膜上方，并用手术剪刀切割和暴露隔膜。
- 切膜片和胸骨。打开胸膛
- 解剖胸腔的心脏，尽可能靠近胸壁。
- 将心脏放入含有30mBDM的冰冷泰罗德溶液中。
- 清洁心脏以去除肺等结缔组织。
- 将心脏转移到充满Tyrode含有30 mM BDM的溶液的预冷解剖室。
5. 隔膜动脉的准备和凝固
- 打开伺服泵。将伺服泵设置为"流"模式。让它高速运行，直到管子充满Tyrode的溶液，将用于渗透血管流明。确保管子里没有气泡。然后降低速度。
- 将心脏固定在 PDMS 上，避免对心脏中间区域造成任何损伤。
- 删除右侧和左侧。切开右心室，使用解剖显微镜拆下右心室自由墙。
- 暴露和识别隔膜动脉。将尼龙线（直径30μm）放置在隔膜动脉下，并系上松结，供将来使用。
注：使用解剖显微镜可以轻松识别隔膜动脉。在大多数情况下，隔膜动脉是来自右冠状动脉的隔膜上的主要动脉。 - 使用细剪刀移除左心室自由墙。
- 将肌制备转移到放置管子的实验室中。房间内装满了泰罗德含有 BDM 的溶液。这个房间的底部涂有一层薄薄的（约2毫米）的PDMS。
- 调整管子的位置（使用微操纵器），使隔膜动脉的坎化。拧紧结。
- 使用小针固定在室底的肌，使显微镜目标能够清楚地看到血管。注意管子的角度和位置，确保管子的尖端与动脉壁平行。
- 通过通过管子逐渐从注射器中排出溶液来测试罐装。如果所有元素都正常工作，肌中的残余血液将在这个过程开始时退出组织，只有 Tyrode 的溶液稍后才能看到。
6. 稳定准备
- 打开提供超级输液解决方案的离心泵。然后以 3-4 mL/min 的速度在浴缸中不断用预加气的 PSS 将制剂灌装。
- 打开超级输液解决方案的温度控制器。将浴缸的温度调整为~35-37°C。
- 将管子连接到伺服泵。阅读压力伺服控制器上显示的压力。
- 监控流量和压力。流量 （μL/min） 和动脉注水压力 （mm Hg） 使用数字化器进行数字化，并使用相关软件进行记录（图 2）。
- 调整流量以设置压力~10 mmHg，并让它运行约10分钟。
- 增加发光溶液的流量，使动脉压力~60 mmHg。通过减去管子的压力下降（图3），获得动脉本身的最后灌注压力。
注：如果选择压力伺服控制器上的"压力"模式，这些实验的发光压力设置为~60 mmHg。然后监视流量的变化。 - 通过监测流量和/或压力水平，让样品稳定约 30-60 分钟。动脉压力的逐渐增加通常观察到在罐装后注入的开始。一个新的稳定状态将在大约30分钟内自行建立（图4）。
- 在注水压力稳定后（在恒定流量下）启动实验。
7. 用荧光标记的小麦胚芽凝胶素 （WGA） 装载制剂
- 通过将 100μg 的连体 WGA 添加到泰罗德溶液的 5 mL 中，准备泰罗德包含 Alexa-Fluor-488 结合 WGA 的解决方案。
- 小心地将香水从普通泰罗德的溶液切换到含有荧光标记的WGA的溶液中。重要的是要小心地切换香水，以便不引入气泡。
- 在大约 30 分钟的 WGA 注入或 WGA 解决方案即将用完时，将香水变回 Tyrode 的正常溶液。
8. 动脉和毛细血管的共生成像
- 打开尼普考磁盘心目显微镜系统。
- 使用显微镜在传输光模式下使用低功耗目标 （4 倍） 定位隔膜动脉。
注：塞普塔尔动脉可以通过跟随管子的位置找到。 - 开始与旋转盘共振成像，并选择488纳米激发激光器，40倍客观放大，并调整激光强度和采样率（每张图像10-500毫秒）。
- 为共生显微镜设置顶部和底部成像位置，以定义成像范围并输入 z 堆栈成像的参数。
- 根据正在使用的系统的建议设置步幅大小或根据需要设置步幅大小。
- 选择 z 堆栈设置和/或时间系列设置。
- 选择或设置一个新文件夹来存储新图像。
- 单击"运行"以开始录制成像以供将来分析（图 5）。
9. 示例血管除尘器实验：针刺引起的血管化（视频 1）。
- 准备皮纳西迪尔库存溶液（DMSO中的100 mM），并存储在4°C。
- 准备 10 mL 的泰罗德解决方案。加入 10 μL 的皮纳西迪尔库存溶液，使皮纳西迪尔最终浓度达到 100 μM。
- 想象低放大率的肌（ 4 倍目标），包括隔膜动脉和分支动脉。
- 将发光溶液切换到含有小黄素的溶液中。
10. 例血流量控制实验：血管收缩器引起的动脉输液压力在恒流时增加（图6）
- 准备内啡林-1 （ET-1） 库存溶液 （10 μM）， 并存储在 -20 °C。
- 准备 10 mL 的泰罗德解决方案。添加 10 μL 的 ET-1 股票解决方案 （10 μM），使 ET-1 的最终浓度达到 10 nM。
- 记录光压与恒定的流动和图像的肌肉。
- 将发光溶液切换到包含解决方案的 ET-1。
11. 毛细木带毛细的示例图像 （图 7）
- 牺牲本协议第 4 节中描述的 NG2DsRedBAC 转基因鼠标。
- 提取心脏，封装隔膜动脉，并按照协议5-7加载样品与亚历克萨-弗鲁尔-488结合WGA。
- 想象肌肉在 488 nm 和 560 nm 兴奋，和 510 - 525 nm ， 575 - 625 nm 排放使用腹膜 .动脉压力将在40 mmHg左右。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
当荧光血管标记在血管流明中灌注时（这里 WGA 与 Alexa Fluor-488 结合），就可以使用高速共生显微镜可视化 图 5（ 左面板）中显示的整个血管树。进一步的放大使毛细的成像细节（图5，右面板）。由于加压系统支持对发光压力的持续监测，这种制剂可用于将动脉直径的变化与动脉压力关联使用。 视频 1 显示，当从流明中送达对 ATP 敏感的K+ 通道 （KATP）激动剂皮纳西迪尔时，动脉的直径增加。 图 6 显示，当从流明中应用血管收缩器 ET-1 时，动脉直径降低，当流量保持不变时，亮压增加。
由于结合特定细胞标记的高分辨率显微镜功能，此过程还可用于可视化与微循环相关的许多其他细胞类型。在这里，我们使用小鼠（NG2DsRedBAC转基因小鼠），在近地点特定促进剂 （NG2） 下表达 DsRed 荧光蛋白，并用 WGA-Alexa Fluor 488 标记容器。这使我们能够在更好地模仿活体动物生理状况的条件下，同时对小鼠肌（图 7 ）中的毛细毛细木（绿色）和佩里西特（红色）进行成像。
图1：鼠标隔膜动脉的凝固。
（A）传输的光图像显示了一个罐头肌肉的例子。微操纵器、手杖和样品（右心室肌隔膜）表示为标签。（B） 放大缩小字体功能放大缩小字体功能请点击这里查看此数字的较大版本。
图2：所有实验中使用的设备。
（A） 实验中使用的设置的主要组件。（B）图示说明了肌制备与生理控制实验设备之间的联系。 请点击这里查看此数字的较大版本。
图3：管内压力的测量。
（A） 一个示例，说明如何通过测量管内在一系列流量（50-300 微升/分钟）中的压力来确定管内电阻。（B） 管内压力与 6 罐管流动的关系。管内的压力与流量成正比，由表达式 Pc=0.08f-12.25 配合，其中 Pc 作为管内的压力，f 作为流。N=6 罐管。 请点击这里查看此数字的较大版本。
图4：在稳定过程中，注水压力在恒定流量下发生变化。
（A） 在恒定流量（±250 μL/min）稳定期间的典型注水压力记录。请注意，在稳定 30 分钟后，注入压力会增加。（B） 统计数字显示，在调子发展时，在稳定前后有香水压力。维持初始压力的动脉平均流量 （+60 mmHg） 为 201.7 ± 8.6 μL/min （n= 45 小鼠）。 请点击这里查看此数字的较大版本。
图5：毛细血管和动脉的成像。
（A） 图像显示了装有小麦胚芽凝胶素 （WGA） 的动脉和毛细血管。（B） 放大缩小字体功能放大缩小字体功能请点击这里查看此数字的较大版本。
图6：ET-1增加光压，降低动脉直径。
（A） 动脉直径随着ET-1（10nM）的应用而改变。（B） 显示ET-1直径变化的WGA荧光轮廓。动脉的直径反映在动脉壁上荧光峰值强度之间的距离。（C） 在 ET-1 （10 nM） 的存在下，亮压在恒定流量下增加。 请点击这里查看此数字的较大版本。
图7：毛细管与从NG2-DsRed鼠标的围网。
心脏腹膜（红色）和毛细血管（绿色）在加压（ 40 mmHg ）和注入鼠标右心室肌的图像。右面板，左面板中盒装区域的放大图像。 请点击这里查看此数字的较大版本。
视频1：皮纳西迪尔引起的血管化。 从流明中应用了皮纳西迪尔（100μM）。在动脉树上可以看到血管化。 请点击这里下载此视频。
| 生理盐水溶液的组成 | |||
| 试剂 | 最终浓度 （mM） | 分子量 | g/10 升 |
| Nacl | 112 | 58.44 | 65.45 |
| 氯化钾 | 5 | 74.55 | 3.73 |
| 姆格索4 | 1.2 | 120.37 | 1.44 |
| 纳赫2PO4 | 1.2 | 119.98 | 1.44 |
| 纳科3 | 24 | 84.01 | 20.16 |
| 葡萄糖 | 10 | 180.16 | 使用前将 1.8 葡萄糖添加到 1 升 PSS |
| 卡克莱2 | 1.8 | 110.99 | 使用前添加1.8毫升1 M卡Cl2至1升PSS |
| 泰罗德解决方案的组成 | |||
| 试剂 | 最终浓度 （mM） | 分子量 | 克/升 |
| Nacl | 140 | 58.44 | 8.18 |
| 氯化钾 | 5 | 74.55 | 0.37 |
| 纳赫2PO4 | 0.33 | 119.98 | 0.04 |
| 海佩斯 | 10 | 238.3 | 2.38 |
| 葡萄糖 | 5.5 | 180.16 | 0.99 |
| 卡克莱2 | 1.8 | 110.99 | 添加1.8毫升1 M卡Cl2解决方案 |
| MgCl2.6H2O | 0.5 | 203.3 | 添加0.5毫升1 M M MgCl2解决方案 |
| 注：将pH调整为7.4，带1M NaOH。 | |||
表1：解决方案的组成。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
在目前的工作中，我们引入了一种非常简单但非常实用的外生体方法，以研究生理条件下心脏的冠状微循环。这种方法是从机械调查修改使用大鼠2。具有挑战性的新增技术是高速和高光学分辨率的成像技术。因此，我们能够利用目前市售的先进光学成像系统。通过仔细解剖和放置功能肌肉准备在有利的位置，我们能够可视化动脉，毛细血管前动脉，毛细血管，以及腹膜，并能够测量动脉压力和 / 或流动，同时控制其他。使用高速旋转盘共分显微镜监测动脉和毛细管直径的变化。光学图像与生理盐水溶液内部注入的结合，使这种制备有助于评估生物医学治疗的效果，以及研究心脏血液流动的生理和病理调节机制。
多年来，心脏肌在心脏生理学研究中得到了广泛的应用。然而，如果考虑"工作"或"新陈代谢"或"电活动"的特征，缺乏注水会减损生理。显然，不敷杂的肌显然不是生理上的。然而，几十年前， Westerhof 等人从大鼠身上做了加压薄制剂，以研究血流调节2 ，但由于处理困难，这种制剂并没有像我们在这里那样用于小鼠。这些调查人员也无法确定如何调节血流量所需的细节。我们很幸运，小鼠隔膜动脉直径约100μm，灌注压力约60毫米汞，比大鼠小，但足够大，适合我们的工作。实际上，需要特别注意制备管和连接管。避免管子和管子中出现任何气泡。气泡很容易困在连接区域，并会阻塞或扭曲血液流动。因此，仔细检查这些区域。此外，使用尖端相对较大的管子会很有帮助，只要它足够小，可以进入动脉，因为较大的管子可以保持动脉畅通，并使流畅。如果在记录过程中观察到压力突然和意外增加（在恒定流量下），则管子的尖端很可能卡在动脉壁上，或者手杖被组织碎片堵塞。因此，管子的位置对于保持流量和压力稳定非常重要。制精速度越快，对组织就越好。这导致其生理功能的更快恢复。我们建议在精制上花费的时间不要超过~45分钟（从心脏提取到完成罐头）。
无论一个人多么小心，这个看似简单的方法需要实践来完善。有时，无论解剖过程中的谨慎程度，还是整个过程的快速性和效率，制剂对任何刺激都没有反应。浴温应恒定，在 35 至 37 °C 之间。 另一个重要的事情是运行一个例行的参考检查组织功能（例如，对KCl的反应）为每一个实验，无论是在你的实验完成之前或之后。我们使用ET-1或KCl（70mM）作为参考。最后，在完成实验时检查和确定管子是否仍然到位非常重要。如果管子不合时宜或动脉因管尖而断裂或扭曲，则忽略数据。两件重要的事情值得注意，集中在"准备的移动"和"数据分析"。即使在"静默"中，准备工作仍在进行（视频1）。小运动不是高速旋转盘共处成像的问题。降低输液压力或使用Na+ 通道阻滞剂可以防止或尽量减少运动，而不会干扰微血管功能。我们使用 ImageJ-win64（斐济）和/或 MATLAB 与船舶直径测量定制软件对所获取的数据进行了离线分析。我们在这里没有详细说明直径分析，因为任何软件（例如Vasotracker11） 都应该能够分析直径的变化。
通过将生理调查与光学成像技术和高速共振显微镜相结合，这种制剂可广泛应用于1）测试新药对心脏血流量的调节作用：2） 研究细胞间交流（心肌细胞之间和之间、毛细血管内皮细胞、腹腔细胞和动脉平滑肌肉细胞以及成纤维细胞之间）：3）利用荧光标记的转基因小鼠1研究不同细胞类型的动态功能变化。此方法包括在"近"生理学下用网络可视化心脏组织的某些部分。虽然我们也许能够通过在体内模拟制剂和/或在香水中包括一些红血球，但它不能用全方位的代谢和工作负担来取代真正的体内成像。由于共分显微镜的视野有限，它也可能不用于大型动物身上。然而，它应该是研究小动物（包括小鼠和大鼠）冠状微循环调节的分子和细胞机制的有用工具。在研究其他组织或器官的血流量控制时，可以扩展和采用类似的概念，包括但不限于胃肠道系统、胰腺、甲状腺、淋巴结、肝脏、肾脏、骨骼肌肉、大脑12、直肠、结节、骨骼、皮肤、子宫、睾丸、卵巢、肾上腺、脂肪等。这种方法将改善和促进对生理条件下细胞和分子水平血流量控制和调节机制的了解。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
没有。
Acknowledgments
这项工作部分得到了生物医学工程和技术中心的支持：NIH （1U01HL116321） 和 （1R01HL142290） 和美国心脏协会 10SDG4030042 （GZ）， 19POST34450156 （HCJ）.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M CaCl2 solution | MilliporeSigma, USA | 21115 | |
| 1 M MgCl2 solution | MilliporeSigma, USA | M1028 | |
| AxoScope software | Molecular Devices, San Jose, CA, USA | ||
| Chiller/water incubator | FisherScientific, USA | Isotemp 3016S | |
| Confocal | Nikon Instruments, USA | A1R | |
| Custom glass tubing | Drummond Scientific Company | 9-000-3301 | |
| Digidata 1322A | Molecular Devices, San Jose, CA, USA | ||
| Dissecting microscope | Olympus, Japan | SZX12 | |
| Endothelin-1 | MilliporeSigma, USA | E7764 | |
| Forceps | Fine Scientific Tools | 11295-51 | |
| Heparin Sodium Salt | Sigma-Aldrich, USA | H3393 | |
| Inline solution Heater | Warner Istruments, Hamden, CT, USA | SH-27B | |
| Isoflurane | VETone, Idaho, USA | 502017 | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments, Novato, CA, USA | P-97 | |
| Micropipette/cannula holder | Warner Istruments, Hamden, CT, USA | 64-0981 | |
| NG2DsRedBAC transgenic mouse | The Jackson Laboratory | #008241 | |
| Nylon thread for tying blood vessels | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | THR-G | |
| PDMS (polydimethylsiloxane) | SYLGARD, Germantown, WI, USA | 184 SIL ELAST KIT | |
| Peristaltic pump | Gilson, Middleton, WI, USA | minipuls 3 | |
| Pressure Servo Controller | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | PS-200-S | |
| Scissors | Fine Scientific Tools, Foster City, CA, USA | 15000-10 | |
| Servo Pump | Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA | PS-200-P | |
| Temperature controller | Warner Instruments, Hamden, CT, USA | TC-324B | |
| Wheat Germ Agglutinin, Alexa Fluor 488 Conjugate | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA USA | W11261 |
References
- Zhao, G., Joca, H. C., Nelson, M. T., Lederer, W. J. ATP- and voltage-dependent electro-metabolic signaling regulates blood flow in heart. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117, 7461-7470 (2020).
- Schouten, V. J., Allaart, C. P., Westerhof, N. Effect of perfusion pressure on force of contraction in thin papillary muscles and trabeculae from rat heart. Journal of Physiology. 451, 585-604 (1992).
- Tillmanns, H., et al. Microcirculation in the ventricle of the dog and turtle. Circulation Research. 34, 561-569 (1974).
- Martini, J., Honig, C. R. Direct measurement of intercapillary distance in beating rat heart in situ under various conditions of O2 supply. Microvascular Research. 1, 244-256 (1969).
- Nellis, S. H., Liedtke, A. J., Whitesell, L. Small coronary vessel pressure and diameter in an intact beating rabbit heart using fixed-position and free-motion techniques. Circulation Research. 49, 342-353 (1981).
- Marcus, M. L., et al. Understanding the coronary circulation through studies at the microvascular level. Circulation. 82, 1-7 (1990).
- Ralevic, V., Kristek, F., Hudlicka, O., Burnstock, G. A new protocol for removal of the endothelium from the perfused rat hind-limb preparation. Circulation Research. 64, 1190-1196 (1989).
- Zhao, G., Adebiyi, A., Blaskova, E., Xi, Q., Jaggar, J. H. Type 1 inositol 1,4,5-trisphosphate receptors mediate UTP-induced cation currents, Ca2+ signals, and vasoconstriction in cerebral arteries. Amercian Journal of Physiology-Cell Physiology. 295, 1376-1384 (2008).
- Zhao, G., Li, T., Brochet, D. X., Rosenberg, P. B., Lederer, W. J. STIM1 enhances SR Ca2+ content through binding phospholamban in rat ventricular myocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112, 4792-4801 (2015).
- Stowe, D. F., Boban, M., Graf, B. M., Kampine, J. P., Bosnjak, Z. J. Contraction uncoupling with butanedione monoxime versus low calcium or high potassium solutions on flow and contractile function of isolated hearts after prolonged hypothermic perfusion. Circulation. 89, 2412-2420 (1994).
- Lawton, P. F., et al. a Low-Cost and Open Source Pressure Myograph System for Vascular Physiology. Frontiers in Physiology. 10, 99 (2019).
- Kim, K. J., Filosa, J. A. Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation. Journal of Physiology. 590, 1757-1770 (2012).
