Summary
Questo metodo consente la registrazione della forza di contrazioni e contrazioni tetaniche e potenziali d'azione in tre tipi di unità motorie nel muscolo gastrocnemio mediale del ratto. L'isolamento funzionale di una singola unità motoria è indotto dalla stimolazione elettrica dell'assone.
Abstract
Questo lavoro delinea l'isolamento funzionale delle unità motorie (MU), un metodo elettrofisiologico standard per determinare le caratteristiche delle unità motorie nei muscoli posteriori (come il gastrocnemio mediale, il soleo o il muscolo plantaris) nei ratti sperimentali. Un elemento cruciale del metodo è l'applicazione di stimoli elettrici consegnati a un assone motore isolato dalla radice ventrale. Gli stimoli possono essere forniti a intervalli inter-impulso costanti o variabili. Questo metodo è adatto per esperimenti su animali in varie fasi della maturità (giovani, adulti o anziani). Inoltre, questo protocollo può essere utilizzato in esperimenti che studiano la variabilità e la plasticità delle unità motorie evocate da un ampio spettro di interventi. I risultati di questi esperimenti possono aumentare le conoscenze di base nella fisiologia muscolare ed essere tradotti in applicazioni pratiche. Questa procedura si concentra sulla preparazione chirurgica per la registrazione e la stimolazione delle MU, con particolare attenzione ai passaggi necessari per raggiungere la stabilità della preparazione e la riproducibilità dei risultati.
Introduction
Le unità motorie (MU) sono le più piccole unità funzionali di muscoli scheletrici. Pertanto, comprendere la loro funzione, plasticità e proprietà contrattili, così come i meccanismi della loro regolazione della forza, è fondamentale per il progresso nella fisiologia muscolare. Le proprietà contrattuali di base delle MU e le proporzioni dei loro tipi fisiologici sono state documentate per numerosi muscoli, prevalentemente i muscoli posteriori negli animali da esperimento. Tuttavia, sia la plasticità delle proprietà MU che i meccanismi di regolazione della forza MU non sono ancora pienamente compresi.
Il principio del metodo descritto è un'ampia denervazione dei muscoli dell'arto posteriore ad eccezione di quello studiato e la laminectomia alle vertebre lombari al fine di preparare sottili radichette ventrali, ognuna contenente un singolo assone motore "funzionale", stimolato elettricamente a registrare la forza e il potenziale d'azione del MU. Usando la tecnica descritta in questo articolo, è possibile isolare più della metà delle MU del muscolo gastrocnomio mediale in un esperimento riuscito. Il gastrocnemio mediale del ratto è composto in media da 52 MUs (femmine) o 57 MUs (maschi) di tre tipi fisiologici: S (lento), FR (resistente veloce) e FF (veloce a favore)1,2e hanno proprietà contrattili variabili3. Per gli esperimenti che confrontano i valori medi delle MU nei gruppi di controllo e sperimentali, sono necessari l'isolamento e la registrazione di 10-30 MU per ciascuno di questi gruppi. Criticamente, le singole MU possono essere accessibili per la stimolazione per periodi di tempo superiori a un'ora. Inoltre, poiché questa tecnica consente di registrare sia la forza MU che i potenziali d'azione, questo metodo è adatto per studiare fenomeni associati alla produzione di forza, valutare l'effetto della fatica e osservare la relazione tra la forza e i potenziali d'azione.
Studi precedenti hanno confermato che le proprietà della contrattile MU sono plastiche e possono essere modulate da numerosi interventi. Esperimenti con la tecnica qui descritta sono stati eseguiti su ratto mediale gastrocnemius4 o altri muscoli posteriori delratto 5,6 cosìcome sui muscoli delgatto 7, utilizzando un metodo simile di isolamento MU singolo. Un'altra serie di esperimenti che utilizzano treni di stimoli forniti a intervalli variabili inter-impulso ha fornito osservazioni riguardanti i processi di controllo motorio, e i risultati in generale rivolgono l'attenzione alla storia della stimolazione, compresi i notevoli effetti di uno spostamento della scala di tempo di uno stesso stimolo, cruciale per la produzione diforza 8,9.
Le MU possono anche essere studiate con metodi alternativi. In primo luogo, un metodo è la stimolazione diretta dei motoneuroni. Burke ha usato la stimolazione intracellulare dei motoneuroni nel gastrocnemio mediale del gatto e nel soleo con microelettrodi di vetro utilizzati in parallelo per determinare le proprietà elettrofisiologiche di questi neuroni1,10. Altri metodi sono stati proposti per studiare le MU nei muscoli umani, che richiedono un intervento notevolmente inferiore. Per tutti questi metodi, gli elettrodi stimolanti e di registrazione vengono inseriti nel muscolo o nel nervo e la forza viene registrata dal dito o dal piede. Il primo di questi metodi è stato usato per studiare le MU nel primo muscolo interosseo dorsale. Per questo muscolo, contraendo con una bassa forza, nell'elettromiogramma registrato con l'elettrodo dell'ago inserito nel muscolo sono stati identificati i potenziali d'azione di una sola unità motoria attiva. Quindi sono stati mediati i frammenti di una forza muscolare registrati in parallelo e seguendo ogni potenziale d'azione (media innescata da spike). Questo metodo consente l'estrazione della forza di un'unità motoria dalla registrazione della forzamuscolare 11. Tuttavia, la debolezza metodologica di questa procedura è che non è stata mediata una singola forza di contrazione, ma piuttosto frammenti di contrazioni tetaniche. Le MU umane possono anche essere studiate utilizzando il secondo metodo di microstimolazione elettrica intramuscolare utilizzando un elettrodoinserito nel muscolo 12, che stimola un frammento di un albero assonale, portando all'attivazione di una singola unità motoria. Il terzo metodo è la microstimolazione con un elettrodo inserito nel nervo. Quando l'elettrodo attiva un solo assone motore nel nervo, solo un'unità motoria si contrae13. Questi ultimi metodi hanno alcune limitazioni, tra cui stabilità e qualità della registrazione, restrizioni etiche e accesso al materiale sperimentale. Questo protocollo è stato ampiamente utilizzato nei gatti negli anni '70 e '8014.
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Protocol
Tutte le procedure devono essere approvate dal comitato etico locale e rispettate le linee guida dell'Unione europea sulla cura degli animali e la legge nazionale sulla protezione degli animali.
NOTA: Ogni sperimentatore coinvolto in questa procedura deve essere addestrato nelle procedure chirurgiche di base e deve ottenere una licenza valida per l'esecuzione di esperimenti su animali.
1. Anestesia
- Anestetizzare il ratto con un'iniezione intraperitoneale di pentobarbital di sodio (una dose iniziale di 60 mg·kg-1).
- Dopo circa 5 minuti, controllare la profondità dell'anestesia pizzicando l'orecchio o l'anelimb del topo con forcette smussate. Passare ai passaggi successivi del protocollo solo quando non viene osservata alcuna azione riflesse.
- Durante l'intervento chirurgico, controllare l'animale per le azioni riflesse ogni 10-15 minuti e integrare l'anestesia se l'animale risponde a un pizzico con movimento (di solito, 10 mg·kg-1·h-1 pentobarbital di sodio, IP).
2. Chirurgia
- Preparare l'animale per la procedura chirurgica radendo la pelliccia sopra l'arto posteriore sinistro dal tallone all'anca (primo segmento, isolamento muscolare e nervoso), l'arto posteriore destro dal tallone all'anca (il secondo segmento, elettrodo di terra) e il retro dalla coda ai segmenti toracici (terzo segmento, laminectomia). L'antisettico non è necessario a causa della natura acuta dell'esperimento.
- Posizionare il topo sull'addome su una pastiglia riscaldante (37 °C ± 1 °C.)
- Laminectomy
- Usando forbici affilate e smussate, tagliare la pelle lungo la colonna vertebrale dall'osso sacro fino alle vertebre toraciche.
- Separare la pelle dai muscoli sottostanti.
- Usando forbici a punta smussata, tagliare il muscolo longissimus su entrambi i lati del sacro e dei processi spinosi lombari.
- Identificare la vertebra S1 come segmento più basso. Utilizzando forbici affilate, tagliare e rimuovere i processi spinosi dalle vertebre L6 a L2. Successivamente, utilizzando rongeurs fini, rimuovere i processi trasversali L6-L2 ed eseguire una laminectomia sui segmenti L6 - L2 (prima processi trasversali, poi lamina, iniziano con il segmento vertebrale L6) per esporre i segmenti lombari del midollo spinale coperti dalla dura madre. Fai attenzione a non tagliare l'osso sacrale e il processo spinoso L1, che verrà utilizzato come punto di fissazione per l'immobilizzazione animale.
- Usando forbici affilate, tagliare il midollo spinale (il suo frammento caudale) e le radici dorsali e ventrali a livello del segmento delle vertebre L2, al bordo superiore della laminectomia. Posizionare piccoli pezzi di schiuma di gel essiccata per interrompere il sanguinamento. Quindi, posizionare un sottile cotone idrofilo imbevuto di salina sui segmenti esposti del midollo spinale.
- Isolamento del muscolo gastrocnemio mediale e del suo nervo
- Usando forbici affilate e smussate, fai un taglio longitudinale sul lato posteriore dell'arto posteriore sinistro, dal tendine d'Achille all'anca.
- Afferrare la pelle con le forcep e separare la pelle dai muscoli sottostanti su entrambi i lati dell'incisione.
- Individuare la fossa poplitea nella parte posteriore dell'articolazione del ginocchio, coperta dal muscolo bicipite femoris. Usando le forbici, fai un taglio tra la parte anteriore e posteriore di questo muscolo.
- Spostandosi verso l'alto, tagliare le due teste del bicipite femoris fino all'anca per esporre il nervo sciatico.
- Usando flessione smussata e forbici, separare il laterale dalla testa mediale del muscolo gastronemio e tagliare l'inserimento distale (tendine d'Achille) del muscolo gastrocnemio mediale. Conservare il frammento del tendine d'Achille il più a lungo possibile per utilizzarlo per connettersi al trasduttore di forza.
- Identificare il nervo gastrocnemio mediale (MG). Usando le forcep e le forbici, tagliare tutti i collaterali rimanenti del nervo sciatico, compresi i collaterali ai bicipiti posteriori e semitendinosi. Lasciare intatti i vasi sanguigni di alimentazione al gastrocnomio mediale.
- Infilare una legatura non elastica attraverso il tendine d'Achille e fare tre nodi.
- Posizionare un pezzo di cotone idrofilo imbevuto di salina sotto il nervo e il muscolo esposti.
- Utilizzando le forcep seghettate, chiudere la pelle sopra l'area azionata.
- Utilizzando forbici affilate contundenti, fare un'incisione di 2 cm nella pelle e nel tessuto connettivo sottostante lungo il lato anteriore dell'arto posteriore sinistro per l'immobilizzazione con un morsetto metallico (3.1.6.).
3. Preparazione per la registrazione e la stimolazione
- Fissazione della colonna vertebrale e delle gambe e disposizione muscolare
- Utilizzando un morsetto in acciaio, fissare l'arto posteriore sinistro mettendo il morsetto sulla tibia.
- Posizionare il ratto nel telaio regolabile su misura (filo di rame isolato, 1 mm), tirare su i lembi della pelle intorno alla laminectomia usando quattro legature e suturare la pelle al telaio al fine di formare una piscina per olio di paraffina (dimensione circa 50 mm x 50 mm) sul midollo spinale esposto.
- Usando un Dumont #55, sollevare la dura madre all'intersezione del midollo spinale, tagliarla caudally fino all'osso sacrale e ritrarla.
- Usando un'asta di vetro smussato, separare le radici dorsali e ventrali sinistra e destra a livelli successivi, facendo attenzione a non danneggiarle.
- Riempire la piscina sul midollo spinale con olio di paraffina caldo (37 °C), coprendo le radici ventrali e dorsali esposte.
- Posizionare il topo sulla piastra di alluminio su misura (lunghezza 260 mm, larghezza 120 mm, altezza 80 mm) con piscina (lunghezza 135 mm, larghezza 100 mm, profondità 45 mm) per i suoi arti posteriori collegati al sistema di riscaldamento a circuito chiuso. Il piatto è un luogo in cui l'animale sarà immobilizzato e l'esperimento verrà eseguito.
- Fissare il morsetto messo sull'arto posteriore sinistro con la barra metallica per immobilizzare l'ostacolo.
- Fissare la colonna vertebrale mettendo morsetti d'acciaio all'osso sacrale e alla vertebra L1 per immobilizzare il corpo animale ed eliminare i manufatti in vigore registrazioni relative ai movimenti respiratori.
- Collegare il muscolo gastrocnemio mediale sinistro con la legatura non elastica al trasduttore di forza (con conformità di 50 μm / 250 mN, intervallo di misurazione 0-1000 mN) attraverso il tendine d'Achille.
- Riempire la camera per gli arti posteriori con olio di paraffina caldo (37 °C) per coprire il muscolo gastroclio mediale e mantenere la temperatura dell'olio a 37 °C ± 1 °C utilizzando la sonda di temperatura e il sistema automatico.
- Posizionamento di elettrodi per la registrazione e la stimolazione di potenziali d'azione
- Inserire un elettrodo bipolare a filo d'argento attraverso la parte centrale del muscolo gastrocnemio mediale, perpendicolare al suo lungo asse. Mantenere una distanza di circa 5 mm tra i due elettrodi situati lungo un lungo asse del muscolo. Questi elettrodi saranno utilizzati per registrare i potenziali d'azione delle unità motorie (MUAP). Collegare gli elettrodi all'amplificatore a basso rumore.
- Allungare il muscolo operato a una tensione passiva di 100 mN, controllata dal trasduttore di forza. Per il gastrocnomio mediale del ratto in questo tratto le MU di tre tipi sviluppano la più alta forza di contrazione15.
- Utilizzando forbici affilate, fare un'incisione di 2 cm nella pelle dell'arto posteriore destro e inserire un elettrodo a filo d'argento da utilizzare come elettrodo di riferimento.
- Posizionare e fissare una piastra metallica isolata su misura (dimensione 30 mm x 13 mm) sopra le radici spinali esposte. Metti sul piatto coppie a sinistra di radici ventrali e dorsali (L4, L5 e L6).
- Aggiungere la salina alla piscina formata dalla pelle intorno alla laminectomia. Il livello salino dovrebbe essere al di sotto della piastra isolata.
- Posizionare un elettrodo stimolante del filo d'argento (due fili d'argento, diametro di 0,5 mm, lunghezza 50 mm) sulle radici spinali esposte, posizionare un palo positivo 3 mm sopra la piastra nell'olio, mentre il polo negativo nella salina (aggiunto alla piscina, sotto la piastra) e connettersi allo stimolatore.
4. Registrazioni di unità motorie
- Stimolante con impulsi rettangolari elettrici (durata 0,1 ms, ampiezza fino a 0,5 V), selezionare le radici ventrali (L4, L5 e L6); la stimolazione della radice ventrale evoca la contrazione dei muscoli mentre non esiste un tale effetto per le radici dorsali. Eliminare le radici dorsali dalla piastra. Per il gastrocnomio mediale, la maggior parte degli assoni si trova nella radice ventrale L5.
- Utilizzando un paio di forcep Dumont #55 e lenti d'ingrandimento, dividere le radici ventrali L5 o L4 in fasci molto fini di assoni (afferrare l'estremità tagliata del rootlet ventrale con entrambe le flessioni e sbucciare il rootlet); posizionare uno di questi fasci su un elettrodo di filo d'argento e stimolare (0,1 ms impulsi rettangolari di ampiezza fino a 0,5 V) per ottenere l'attività di un singolo MU. Un supporto solido (barra metallica) è molto utile per manipolare sottili fasci di assoni, che possono essere utilizzati come supporto per le mani per l'uso di forcep. Si noti inoltre che è necessaria un'ulteriore fonte di luce.
- Aumentando progressivamente l'intensità dello stimolo, identificare un singolo MU sulla base del carattere "tutto o nessuno" evocato della contrazione delle contrazioni e dello stimolo potenziale d'azione. Testare attentamente l'attività evocata a una stimolazione intorno alla soglia.
- Quando più di un MU si contrae nel muscolo studiato e aumenta il livello della forza, oltre ad aumentare l'ampiezza o cambiare forma del potenziale d'azione sono visibili, tornare al passaggio 4.2 e dividere di nuovo il fascio di assoni. Si noti che le MU più forti nel gastrocnomio mediale del ratto hanno una forza di contrazione circa 70 volte maggiore rispetto a quelle più deboli e quando mu molto forte si contrae il secondo, mu debole potrebbe non essere evidente. Si noti inoltre che alcune MU hanno le loro fibre muscolari situate fuori dall'area di registrazione dell'elettrodo e non sono visibili nell'elettromiogramma; in tal caso i cambiamenti nell'ampiezza dello stimolo possono avere effetto nella forza ma non nel potenziale d'azione.
- Stimolare un'unità motoria con un protocollo di stimolazione necessario per l'obiettivo dell'esperimento. Per un protocollo di stimolazione di base necessario per calcolare tutte le proprietà di base del contrattile dell'unità motore e dei potenziali d'azione, includere quanto segue.
- Includere 5 stimoli a 1 Hz (5 contrazioni singole registrate e medie; la media è l'eliminazione del rumore, che è particolarmente importante per le MU più deboli).
- Includere una serie di stimoli a frequenze 10, 20, 30, 40, 50, 60, 75, 100 e 150 Hz con una durata di 500 ms (queste registrazioni consentono il calcolo della relazione forza-frequenza, la forza tetanica massima a 150 Hz e l'abbassamento a 20-40 Hz di stimolazione).
- Includere la prova di fatica (tetani evocati da treni di 14 stimoli a frequenza di 40 Hz, ripetuti ogni secondo per 4 minuti).
- Includi almeno intervalli di tempo di 10 s tra tutti gli elementi del protocollo precedente.
- Ripetere il processo con unità motore isolate successive.
- Terminare l'esperimento ed eutanasiare l'animale mediante somministrazione intraperitoneale di una dose letale di sodio pentobarbitale (180 mg·kg-1).
5. Apparecchi elettronici
NOTA: Il programma per computer su misura controlla lo stimolatore, fornendo la possibilità di creare modelli variabili di stimolazione, compresi quelli indicati nel passaggio 4.4. Il programma collabora con il convertitore analogico-digitale (almeno 10 kHz per il MUAP e le registrazioni di forza).
- Collegare l'amplificatore CA al computer tramite il convertitore analogico-digitale e in parallelo all'oscilloscopio.
- Collegare il trasduttore di forza al computer tramite il convertitore analogico-digitale e in parallelo all'oscilloscopio. Usa il trasduttore di forza per controllare la forza muscolare passiva durante l'esperimento. Si noti che durante l'esperimento, la forza passiva può diminuire; pertanto, è necessario aumentare la lunghezza muscolare per mantenere costante la forza muscolare passiva.
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Representative Results
I parametri delle contrazioni delle unità motorie e dei potenziali d'azione possono essere calcolati sulla base di registrazioni quando sono garantite condizioni stabili di registrazioni. La figura 1 presenta una registrazione rappresentativa della singola contrazione di un MU veloce. La traccia superiore mostra il potenziale di azione dell'unità motore. Il ritardo tra l'erogazione dello stimolo e l'inizio del potenziale di azione dell'unità motore è dovuto al tempo di conduzione dalla radice ventrale al muscolo. La figura 2 mostra una registrazione rappresentativa della forza del tetano nonfusa di un MU veloce e di un treno di potenziali d'azione dell'unità motore.
Figura 1: Registrazione rappresentativa della singola contrazione di un MU veloce. Sopra la pista di forza, c'è un potenziale d'azione dell'unità motore. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Registrazione rappresentativa della forza tetano nonfusa di un MU veloce (registrazione centrale), di un treno di potenziali d'azione dell'unità motore (registrazione superiore) e di una posizione del tempo di un treno di stimoli applicati (sotto). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Se eseguita correttamente da scienziati esperti, la componente chirurgica del protocollo descritto deve essere completata entro circa due ore. Si dovrebbe prestare particolare attenzione a mantenere condizioni fisiologiche stabili dell'animale durante l'intervento chirurgico, in particolare la temperatura corporea e la profondità dell'anestesia, che dovrebbero essere sistematicamente controllate valutando i riflessi pinna e di astinenza. Dopo l'intervento chirurgico, dovrebbe essere possibile mantenere condizioni di registrazione stabili per almeno sei ore.
La procedura sperimentale cruciale inizia con la divisione della radice ventrale in filamenti molto sottili che portano all'isolamento di un singolo assone motorio al muscolo studiato. Infatti, i sottili filamenti delle radici ventrali contengono gruppi di assoni che innervano diversi muscoli dell'arto posteriore; tuttavia, poiché tutti i muscoli tranne quello studiato sono denervatati, quando il fascio stimolato di assoni contiene un solo assone al gastrocnemio mediale studiato è possibile evocare la singola contrazione MU solo in questo muscolo studiato. Dopo aver correttamente identificati l'attività evocata come singola contrazione MU, è possibile registrare una serie di registrazioni di forza (singola contrazione, tetano nonfuso, test di fatica) cruciali per una classificazione del MU come uno dei tre tipi fisiologici. Il vantaggio di questa tecnica è la capacità di registrare fino a 30 unità in un esperimento; inoltre, le MU possono essere immediatamente classificate come tipi veloci o lenti sulla base della presenza "sag"1,3. Inoltre, le MU possono essere classificate come velocemente attenuanti o resistenti rapidamente con una precisione molto elevata sulla base di un profilo della forza di contrazione tetanica nonfusache registra 16. Quest'ultimo metodo può essere utilizzato quando la prova di fatica classica non può essere eseguita. Vale anche la pena notare che la classificazione MU veloce / lenta può essere eseguita anche con un indice 20 Hz17.
Il protocollo di stimolazione proposto (fase 4.4) può essere adattato alle esigenze dello studio. Questo particolare set di stimolazioni consente di registrare le contrazioni (per calcolare i parametri di base delle contrazioni, inclusa la forza di contrazione, contrazione e tempo di rilassamento), il tetano massimo (quindi è possibile calcolare il rapporto contrazione-tetano), contrazioni tetaniche nonfuse a un insieme di frequenze di stimolazione (per classificare un MU come lento o veloce basandosi sulla presenza di cali o indice di 20 Hz, nonché per calcolare la curva forza-frequenza) e il test di fatica (necessario per calcolare l'indice di fatica). Il calcolo dell'indice di fatica è un metodo di base per classificare le MU come attenuanti o resistenti. Questo metodo è aperto alla modifica per produrre vari modelli di stimolazione; tuttavia, una possibile limitazione è il programma per computer che genera la distribuzione temporale degli stimoli consegnati all'assone. Inoltre, alcune modifiche aggiuntive possono essere introdotte per rispondere a specifiche domande di ricerca, come diversi elettrodi stimolanti per attivare diverse MU in parallelo18, un sensore laser aggiuntivo per registrare un meccanomiogramma (MMG) dalla superficie muscolare19 o un elettrodo di registrazione su un ramo nervoso al muscolo per calcolare la velocità di conduzione nervosa20.
Tuttavia, è importante essere consapevoli dei limiti e delle sfide di questa procedura. In primo luogo, una parte considerevole della configurazione sperimentale è su misura (cioè morsetti per l'arto e i segmenti delle vertebre, una piastra per radici ventrali ed elettrodi). La configurazione sperimentale comprende un tavolo in metallo solido con piastra (spessore 30 mm) per tutte le barre metalliche di supporto (necessarie per l'immobilizzazione animale e il trasduttore di forza) per consentire condizioni stabili per la registrazione della forza isometrica. L'applicazione di questo metodo richiede anche un ampio addestramento in chirurgia, nonché la preparazione di una complessa configurazione sperimentale che include un apparato elettronico e un programma per computer.
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Disclosures
Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dalla sovvenzione del Centro nazionale di ricerca polacco 2018/31/B/NZ7/01028.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Force transducer | custom-made | ||
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11255-20 | Dumont #55 with extra light and fine shanks |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11150-10 | Extra Fine Greafe Forceps |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11026-15 | Special cupped pattern for superior grip |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11023-10 | Slim 1x2 teeth |
| Forceps | Fine Science Tools | No. 11251-20 | Dumont #5 |
| Hemostats | Fine Science Tools | No. 13003-10 | Hartman |
| Isolation Unit | Grass Instruments | S1U5A | |
| Low Noise Bioamplifer | World Precision Instruments | Order code 74030 | |
| Needle holders | Fine Science Tools | No. 12503-15 | With tungsten carbide jaws |
| Rongeurs | Fine Science Tools | No. 16021-14 | Friedman-Pearson |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14101-14 | Straight sharp/blunt with large finger loops |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14075-11 | Curved blunt/blunt |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 14084-08 | Extra fine bonn |
| Scissors | Fine Science Tools | No. 15000-00 | Straight, ideal for cutting nerves |
| Stimulator | Grass Instruments | S88 | Dual Output Square Pulse Stimulator |
References
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