Summary
Presentato qui è un protocollo per l'elettroporazione a singola cellula in grado di fornire geni sia nei neuroni eccitatori che inibitori in una vasta gamma di età della coltura di fette ippocampali in vitro. Il nostro approccio fornisce un'espressione precisa ed efficiente dei geni nelle singole cellule, che può essere utilizzata per esaminare le funzioni cellulari autonome e intercellulari.
Abstract
L'elettroporazione si è affermata come un metodo critico per trasferire geni specifici nelle cellule per comprenderne la funzione. Qui descriviamo una tecnica di elettroporazione a una cellula che massimizza l'efficienza (~80%) della trasfezione genica in vitro nei neuroni inibitori eccitatori e specifici della classe nella coltura di fette ippocampali organotipiche del topo. Utilizzando grandi elettrodi di vetro, liquido cerebrospinale artificiale contenente tetrodotossine e impulsi elettrici lievi, abbiamo fornito un gene di interesse in neuroni piramidali CA1 ippocampali coltivati e internauri inibitori. Inoltre, l'elettroporazione potrebbe essere effettuata in fette ippocampali coltivate fino a 21 giorni in vitro senza alcuna riduzione dell'efficienza di trasfezione, consentendo lo studio di varie fasi di sviluppo della coltura delle fette. Con l'interesse crescente nell'esaminare le funzioni molecolari dei geni in una vasta gamma di tipi di cellule, il nostro metodo dimostra un approccio affidabile e diretto alla trasfezione genica in vitro nel tessuto cerebrale del topo che può essere eseguita con le apparecchiature e le tecniche di elettrofisiologia esistenti.
Introduction
In biologia molecolare, una delle considerazioni più importanti per uno studio è come fornire un gene di interesse in una cellula o popolazione di cellule per chiarire la sua funzione. I diversi metodi di somministrazione possono essere classificati come biologici (ad esempio, un vettore virale), chimici (ad esempio, fosfato di calcio o lipidi) o fisici (ad esempio, elettroporazione, microiniezione o biolistici)1,2. I metodi biologici sono altamente efficienti e possono essere specifici del tipo cellulare, ma sono limitati dallo sviluppo di specifici strumenti genetici. Gli approcci chimici sono molto potenti in vitro, ma le trasfettenze sono generalmente casuali; inoltre, questi approcci sono per lo più riservati solo alle cellule primarie. Tra gli approcci fisici, la biolistica è la più semplice e semplice da un punto di vista tecnico, ma ancora una volta produce risultati di trasfezione casuali con un'efficienza relativamente bassa. Per applicazioni che richiedono il trasferimento in cellule specifiche senza la necessità di sviluppare strumenti genetici, guardiamo all'elettroporazione asingola cella 3,4.
Mentre l'elettroporazione si riferiva solo all'elettroporazione sul campo, negli ultimi vent'anni sono stati sviluppati protocolli multipli di elettroporazione a singola cella in vitro e in vivo per migliorare laspecificità e l'efficienza 5,6,7, dimostrando che l'elettroporazione può essere utilizzata per trasferire geni a singole cellule e può quindi essere estremamente precisa. Tuttavia, le procedure sono tecnicamente impegnative, dispendiose in termini di tempo e relativamente inefficienti. In effetti, documenti più recenti hanno studiato la fattibilità dei carri meccanizzati di elettroporazione8,9, che possono aiutare ad eliminare molte di queste barriere per gli investigatori interessati all'installazione di tale robotica. Ma per coloro che cercano mezzi più semplici, i problemi con l'elettroporazione, vale a dire la morte cellulare, il fallimento della trasfezione e l'intasamento delle pipette, rimangono una preoccupazione.
Recentemente abbiamo sviluppato un metodo di elettroporazione che utilizza pipette di vetro con punta più grande, parametri di impulsi elettrici più lievi e un passaggio di ciclo della pressione unico, che ha generato un'efficienza di trasfezione molto più elevata nei neuroni eccitatori rispetto ai metodi precedenti, e ci ha permesso per la prima volta di trasfetto geni in internauri inibitori, tra cui internauri inibitori che esprimono somatostatina nella regione ippocampale CA1 della coltura organotipica del topo10. Tuttavia, l'affidabilità di questo metodo di elettroporazione in diversi tipi di internauron inibitori e stadi di sviluppo neuronale non è stata affrontata. Qui, abbiamo dimostrato che questa tecnica di elettroporazione è in grado di trasfetto i geni sia nei neuroni eccitatori che in diverse classi di internauri. È importante sottolineare che l'efficienza della trasfezione era elevata indipendentemente dai giorni in vitro (DIV) di coltura delle fette testate. Questa tecnica consolidata e di facile utilizzo è altamente raccomandata a qualsiasi ricercatore interessato a utilizzare l'elettroporazione a singola cellula per diversi tipi di cellule nel contesto del tessuto cerebrale del topo in vitro.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutti i protocolli sugli animali sono stati esaminati e approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) presso la University of Massachusetts Medical School. La preparazione della coltura delle fette, la preparazione del plasmide e l'elettroporazione sono anche dettagliate nei nostri metodi precedentemente pubblicati e possono essere indirizzate per ulterioriinformazioni 10.
1. Preparazione della coltura delle fette
- Preparare le colture di fette ippocampali organotipiche del topocome descritto in precedenza 11, usando topi postnatali di 6-7 giorni di entrambi i sessi.
- Preparare i mezzi di dissezione per la coltura di fette organotipiche costituite da (in mM): 238 saccarosio, 2,5 KCl, 1 CaCl2,4MgCl 2 , 26 NaHCO3,1 NaH2PO4e 11 glucosio in acqua deionizzata, quindi gas con 5% CO2/95% O2 a un pH di 7,4.
- Preparare supporti di coltura a fette organotipiche costituiti da: 78,8% (v/v) Minimum Essential Medium Eagle, Siero di cavallo 20% (v/v), 17,9 mM NaHCO3, 26,6 mM di glucosio, 2 M CaCl2, 2 M MgSO4, 30 mM HEPES, insulina (1 μg/mL) e 0,06 mM di acido ascorbico, pH regolato a 7,3. Regolare l'osmolarità a 310-330 osmol usando un osmometro.
- Seziona gli ippocampi da tutto il cervello usando due spatole e affetta (400 μm) usando un elicottero tissutale. Separare le fette utilizzando due forcep e trasferire a inserti di coltura cellulare da 30 mm in una piastra di 6 po 'riempita con mezzi di coltura (950 μL) sotto gli inserti.
- Conservare le colture di fette organotipiche in un incubatore di colture tissutali (35°C, 5% CO2)e cambiare il supporto di coltura delle fette ogni due giorni.
2. Preparazione plasmide
- Preparare il plasmide per il gene di interesse.
- Gene di proteina fluorescente verde potenziata subclone (EGFP) in un vettore pCAG.
- Purificare il plasmide pCAG-EGFP con un kit di purificazione privo di endotossine e dissolversi in una soluzione interna costituita da acqua trattata con pirocarbonato dietile contenente 140 mM K-metanosolfonato, 0,2 mM EGTA, 2 mM MgCl2e 10 mM HEPES, regolati in pH 7.3 con KOH (concentrazione di plasmidi: 0,1 μg/μL).
3. Preparazione pipetta di vetro
- Tirare pipette di vetro borosilicato (4,5 - 8 MΩ) su un estrattore di micropipette (Figura 1A).
NOTA: Le pipette in vetro utilizzate per le registrazioni di morsetti patch a celle intere sono ideali per l'elettroporazione. - Cuocere pipette di vetro durante la notte a 200 °C per sterilizzare.
- Controllare le dimensioni della punta della pipetta sotto un microscopio a dissezione per approssimare la resistenza elettrica.
- Facoltativo:Verificare la resistenza delle pipette collegando la pipetta all'elettrodo di elettroporazione e utilizzare il micromanipolatore per manovrare la punta della pipetta in liquido cerebrospinale artificiale sterilizzato a filtro (aCSF) contenente (in mM): 119 NaCl, 2,5 KCl, 0,5 CaCl2, 5 MgCl2, 26 NaHCO3, 1 NaH2PO4 e 11 glucosio in acqua deionizzata, gassato con il 5% di CO2/95% O2 a un pH di 7,4. Confermare la resistenza effettiva utilizzando la lettura sull'elettroporatore.
NOTA: Più nitida è la punta della pipetta, maggiore è la resistenza elettrica. La resistenza della pipetta dovrebbe essere inferiore a 10 MΩ. Pipette di vetro ad alta resistenza alla pipetta(Figura 1B)spesso si ostruiscono sulla punta durante l'elettroporazione ripetuta.
- Facoltativo:Verificare la resistenza delle pipette collegando la pipetta all'elettrodo di elettroporazione e utilizzare il micromanipolatore per manovrare la punta della pipetta in liquido cerebrospinale artificiale sterilizzato a filtro (aCSF) contenente (in mM): 119 NaCl, 2,5 KCl, 0,5 CaCl2, 5 MgCl2, 26 NaHCO3, 1 NaH2PO4 e 11 glucosio in acqua deionizzata, gassato con il 5% di CO2/95% O2 a un pH di 7,4. Confermare la resistenza effettiva utilizzando la lettura sull'elettroporatore.
4. Configurazione del carro di elettroporazione
- Installare l'elettroporatore su un impianto di elettrofisiologia standard a celle intere, dotato di un microscopio verticale montato su un tavolo di cambiata con micromanipolatore e pompa peristaltica.
- Installare il headstage dell'elettroporatore su un micromanipolatore e collegare un paio di altoparlanti all'elettroporatore. Collegare l'elettroporatore a un pedale che può essere utilizzato per inviare un impulso quando è pronto.
NOTA: Gli altoparlanti emettono un tono quando sono accesi, che è un indicatore della resistenza elettrica all'elettrodo. Ciò consente di determinare i relativi cambiamenti nella resistenza senza allontanare l'attenzione dalla procedura.
5. Preparazione dell'elettroporazione
- Trasferire inserti di coltura a fette da 6 piastre di pozzo a 3 cm piastre di Petri caricate con 900 μL di mezzi di coltura e conservare in un incubatore di CO2 da tavolo fino a quando non sono pronti per eseguire l'elettroporazione.
- Preincubare inserti di coltura fresca con mezzi di coltura a fette (1 mL) per almeno 30 minuti in una piastra di Petri da 3,5 cm a fette di coltura dopo l'elettroporazione.
- Pulire e preparare il carro per l'elettroporazione.
- Perfondere le linee con candeggina al 10% per 5 minuti per sterilizzare i tubi e la camera prima di iniziare l'esperimento per la giornata.
- Perfondere le linee con acqua autoclavata deionizzata per almeno 30 minuti per risciacquare completamente.
- Perfondere le linee con aCSF sterilizzato con filtro contenente tetrodotossine da 0,001 mM (TTX).
NOTA: TTX riduce al minimo la tossicità cellulare e la morte dovuta all'eccitazione troppo troppo degli internanti10.
- Impostare i parametri dell'impulso dell'elettroporatore: ampiezza di -5 V, impulso quadrato, treno di 500 ms, frequenza di 50 Hz e una larghezza dell'impulso di 500 μs.
- Riempire pipetta di vetro con 5 μL di soluzione interna contenente plasmidi.
- Rimuovere eventuali bolle d'aria intrappolate dalla punta della pipetta svolazzando e toccando delicatamente la punta più volte.
- Controllare la punta per eventuali danni visualizzandola al microscopio a dissezione o ripetendo il passaggio 3.3.1 per verificare la resistenza delle pipette.
NOTA: Se la punta è danneggiata, la pipetta di vetro deve essere scartata e questo passaggio deve essere ripetuto con una nuova pipetta di vetro precedentemente preparata al passaggio 3.
- Fissare saldamente la punta della pipetta all'elettrodo e accendere gli altoparlanti. Registrare la lettura (resistenza della pipetta) dell'elettroporatore quando la punta ha preso contatto con il mezzo aCSF.
- Tagliare la membrana di inserimento della coltura utilizzando una lama affilata e isolare una coltura di fette. Trasferire con cura la coltura della fetta nella camera di elettroporazione utilizzando forcep angolate affilate e fissarne la posizione con un'ancora a fette.
- Non mantenere la coltura della fetta al di fuori dell'incubatore per più di 30 minuti alla volta per prevenire effetti collaterali come cambiamenti nella salute neuronale onella funzione 12.
6. Cellule elettroporate di interesse
- Applicare una pressione positiva sulla pipetta con la bocca o utilizzando una siringa da 1 ml (pressione 0,2 - 0,5 ml) attaccata al tubo.
- Utilizzare i comandi della manopola tridimensionale del micromanipolatore per manovrare la punta della pipetta vicino alla superficie della coltura della fetta.
- Scegli una cellula bersaglio e avvicinati, mantenendo visibile al microscopio la pressione positiva applicata fino a quando non si forma una fossetta sulla superficie cellulare.
- Eseguire cicli di pressione.
- Applicare rapidamente una leggera pressione negativa per bocca in modo che si formi una guarnizione sciolta tra la punta della pipetta e la membrana plasmatica, indicata visivamente dalla membrana che sale in qualche modo nella punta della pipetta. Osservare un aumento (~2,5 volte la resistenza iniziale) nella resistenza delle pipette ascoltando un aumento del tono proveniente dagli altoparlanti. Riimposi rapidamente la pressione positiva in modo che la fossette si ri-forma.
- Completare immediatamente almeno altri due cicli di pressione senza fermarsi, quindi tenere premuta la pressione negativa per 1 s.
NOTA: Fermarsi tra un ciclo e l'altro, applicare troppa pressione o mantenere la pressione negativa per troppo tempo può causare danni significativi alle cellule e possibilmente causare la morte della cellula durante l'elettroporazione.
- Pulsare rapidamente l'elettroporatore una volta che si utilizza il pedale quando il tono degli altoparlanti raggiunge un apice stabile nel passo, indicando un picco di resistenza elettrica. Non aspettare al picco di resistenza per più di 1 s prima di inviare l'impulso.
NOTA: Non abbiamo osservato alcuna elettroporazione off-target quando si utilizza questo protocollo10. Solo le celle a contatto con la pipetta di vetro durante i cicli di pressione sono state trasfette. Il posizionamento della pipetta vicino ad altri neuroni non si trasfezione genica. - Ritrarre delicatamente la pipetta a circa 100 μm dalla cella senza applicare pressione.
- Riapplicazionere la pressione positiva, verificando che la resistenza sia simile alla lettura registrata nel passaggio 5.5, quindi avvicinarsi alla cella successiva.
- Rimuovere i potenziali zoccoli, indicati visivamente o da una resistenza alle pipette significativamente aumentata (>15% in più) dopo l'elettroporazione, applicando una pressione positiva.
NOTA: Se non c'è intasamento visibile e la resistenza è ancora significativamente più alta, scartare la pipetta e usarne una nuova. In media, una pipetta può essere utilizzata per un massimo di 20 eventi di elettroporazione se l'utente è attento10.
- Rimuovere i potenziali zoccoli, indicati visivamente o da una resistenza alle pipette significativamente aumentata (>15% in più) dopo l'elettroporazione, applicando una pressione positiva.
- Dopo l'elettroporazione, trasferire la coltura della fetta su un inserto di coltura fresco e incubare a 35 °C nell'incubatore per un massimo di 3 giorni.
7. Fissazione, colorazione e imaging di colture organotipiche di fette ippocampali
- Fissare le colture di fette organotipiche elettroporate 2 - 3 giorni dopo la trasfezione con paraformaldeide al 4% e saccarosio al 4% in soluzione salina tamponata con fosfato 0,01 M (1x PBS) per 1,5 h a temperatura ambiente.
- Rimuovere le fette fissive e incubare in saccarosio al 30% in tampone fosfato da 0,1 M (1x PB) per 2 ore.
- Posizionare le fette su un vetro scorrevole e congelarle mettendo il vetro scorrevole sopra il ghiaccio secco schiacciato. Scongelare le fette a temperatura ambiente e trasferirle in una piastra da 6 pomp po' riempita con 1x PBS.
- Macchiare le fette con anticorpi anti-GFP e coniglio anti-RFP nel tampone GDB (0,1% gelatina, 0,3% Triton X-100, 450 mM NaCl e 32% 1x PB, pH 7,4) per 2 ore a temperatura ambiente.
- Lavare le fette con 1x PBS tre volte a temperatura ambiente per 10 minuti ciascuno di lavaggio.
- Incubare le fette con anticorpo secondario coniugato anti-topo Alexa 488 e anticorpo secondario coniugato anti-coniglio Alexa 594 nel tampone GDB per 1 h a temperatura ambiente. Incubare le fette con DAPI (4 μg/mL) in 1x PBS per 10 min a temperatura ambiente.
- Lavare le fette con 1x PBS tre volte a temperatura ambiente per 3 minuti ogni lavaggio.
- Montare le fette su vetrini utilizzando il mezzo di montaggio ed eseguire l'imaging a fluorescenza.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La nostra elettroporazione a una cellula è in grado di fornire con precisione geni in neuroni eccitatori e inibitori visivamente identificati. Abbiamo elettroporato tre diversi tipi di cellule neuronali in tre diversi punti di tempo. Parvalbumin (Pv) o glutammato vescicolare di tipo 3 (VGT3) che esprimono neuroni sono stati visualizzati incrociando linee Pvcre (JAX #008069) o VGT3cre (JAX #018147) con linee TdTomato (una variante di proteina fluorescente rossa) (Jax #007905), rispettivamente chiamate linee Pv/TdTomato e VGT3/TdTomato. Le colture di fette organotipiche sono state preparate da topi C57BL/6J, Pv/TdTomato e VGT3/TdTomato.
In primo luogo, l'elettroporazione è stata eseguita in neuroni piramidali CA1 (Py) a 7, 14 o 21 giorni in vitro (DIV). L'EGFP è stato trasfetto in 5-20 neuroni piramidali nell'area dell'ippocampale CA1 attraverso questeetà di colturadelle fette (Figura 2B-D). I neuroni piramidali CA1 sono stati identificati usando il contrasto di interferenza differenziale (DIC). Per dimostrare la distribuzione anatomica e le differenze morfologiche tra neuroni piramidali e internauri inibitori nella coltura delle fette, i neuroni piramidali CA1 sono stati elettroporati con EGFP in un topo DIV7 Pv/TdTomato e la controsottenimento nucleare è stata eseguita per mostrare la posizione distinta dei neuroni positivi all'EGFP nello strato cellulare piramidale CA1 (Figura 2A).
Successivamente, questo protocollo è stato applicato anche agli internauri TdTomato-positive Pv e VGT3. L'elettroporazione EGFP è stata effettuata in 1-10 internauri con etichetta fluorescente. I neuroni TdTomato-positive Pv (Figura 3) e VGT3 (Figura 4) sono stati elettroporati con successo nell'area dell'ippocampo CA1. È interessante notare che la trasfezione del gene EGFP di interesse in tutti questi tipi neuronali inibitori non è stata significativamente influenzata dal DIV e non differisce con l'efficienza di trasfezione (~80%) osservata nei neuroni piramidali CA1 (Figura 5).
Figura 1: Due immagini rappresentative di pipetta di vetro.
(A) Visualizzare pipette a resistenza inferiore (6,5 MΩ), utilizzate in questo protocollo,epipette a resistenza (10,4 MΩ) a resistenza più elevata tipiche dei protocolli di elettroporazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Le colture organotipiche di fette ippocampali sono state elettroporate con EGFP (verde) in tre diversi punti di tempo.
(A) Coltura rappresentativa di fette ippocampali organotipiche in un topo DIV7 Pv/TdTomato. I neuroni piramidali CA1 sono stati elettroporati con EGFP (punte di freccia verdi e bianche) e non hanno mostrato sovrapposizioni con internauri Pv positivi al TdTomato (TdT) (punte di freccia rosse e gialle). È stata eseguita la controsottenimenti nucleari DAPI (blu). DG: dentare il giro. (B-D) I neuroni piramidali CA1 sono stati elettroporati con EGFP in tre diversi punti di tempo: (B) DIV7, (C) DIV14 e (D) DIV21. Le colture di fette organotipiche sono state fissate con il 4% di saccarosio, il 4% di paraformaldeide/ 1x PBS e sono state immagini senza ulteriori sezionamenti. Immagini in alto a sinistra e a basso ingrandimento dell'area CA1 ippocampale. Le punte di freccia rappresentano singoli neuroni piramidali CA1 mirati all'elettroporazione. I neuroni trasfettati con punte di freccia gialle vengono ingranditi nei pannelli inferiori. Le punte di freccia bianche indicano altri neuroni elettroporati al di fuori della vista ad alto ingrandimento. Immagini in alto a destra a basso ingrandimento di immagini fluorescenti sovrapposte (Sup) e Nomarski. Barre di scala: rispettivamente 500, 50, 100, 20 μm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Le colture di fette ippocampali organotipiche Pv/TdTomato sono state elettroporate con EGFP (verde) in tre diversi punti di tempo.
(A) DIV7, (B) DIV14 e (C) DIV21. Sovrapposizione con cellule tdtomato (TdT) positive con etichetta Pv (rosso) è stata osservata nello strato cellulare piramidale CA1 ippocampale e negli oriens. Negli inserti a basso ingrandimento (riga superiore), le punte delle frecce gialle rappresentano singoli internauri Pv destinati all'elettroporazione. Le punte delle frecce bianche indicano ulteriori internauri Pv positivi al TdTomato elettroporati al di fuori della vista ad alto ingrandimento. Barre di scala: 50, 20 μm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Le colture di fette ippocampali organotipiche VGT3/TdTomato sono state elettroporate con EGFP (verde) in tre diversi punti di tempo.
(A) DIV7, (B) DIV14 e (C) DIV21. Sovrapposizione con cellule tdTomato (TdT) -positive con etichetta VGT3 (rosso) è stata osservata nello strato cellulare piramidale CA1 ippocampale e negli oriens. Negli inserti a basso ingrandimento (riga superiore), le punte delle frecce gialle rappresentano singoli internauri VGT3 destinati all'elettroporazione. Le punte delle frecce bianche indicano ulteriori internauri VGT3 positivi al TdTomato elettroporati al di fuori della vista ad alto ingrandimento. Barre di scala: 50, 20 μm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Livelli comparabili di efficienza di trasfezione nei neuroni piramidali CA1, Pv/TdTomato e internauri VGT3/TdTomato in tre diverse età di coltura delle fette in vitro.
Grafici a barre di riepilogo di tre diverse età delle impostazioni cultura delle sezioni: DIV7 (sinistra), DIV14 (al centro) e DIV21 (a destra). Ogni simbolo rappresenta l'efficienza di trasfezione ottenuta da una coltura di fette organotipiche CA1 Py: DIV7 (12 colture di fette da 2 topi), DIV14 (8/2), DIV21 (8/2); Pv: DIV7 (5/2), DIV14 (6/2), DIV21 (6/2); VGT3: DIV7 (6/2), DIV14 (7/2), DIV21 (6/2). ANOVA unirise; n.s. (non significativo). I dati mostrati sono ± SEM. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Descriviamo qui un metodo di elettroporazione che trasfetta sia i neuroni eccitatori che inibitori con alta efficienza e precisione. Il nostro protocollo di elettroporazione ottimizzato ha tre innovazioni innovative per ottenere una trasfezione genica altamente efficiente. La nostra prima modifica è stata l'aumento delle dimensioni delle pipette rispetto ai protocolliprecedentemente pubblicati 3,5,6. Questo cambiamento ci ha permesso di elettroporare molti neuroni senza intasamento pipetta. Inoltre, è possibile che le pipette a bassa resistenza consentano l'uso di parametri di impulso elettrico più lievi rispetto ai metodi precedenti pur ottenendo il risultato desiderato3. Successivamente, il ciclo a pressione ripetuta prima dell'elettroporazione ha ridotto notevolmente la mortecellulare 10. Abbiamo spesso osservato che con l'applicazione di un singolo impulso di pressione negativa prima dell'elettroporazione, la membrana plasmatica si è attaccata all'interno della punta della pipetta, danneggiando la cellula. I cicli di pressione hanno aiutato molto meno membrana plasmatica attenersi alla pipetta, che ha migliorato la sopravvivenza e il recupero cellulare durante laprocedura 10. Infine, l'aggiunta di TTX in aCSF ha notevolmente migliorato il successo dell'elettroporazione nei neuroni inibitori10. Riteniamo che l'elettroporazione possa causare un'eccitazione troppo letale delle cellule che può essere prevenuta dal TTX. Soprattutto, questi miglioramenti critici offrono tassi di successo notevolmente elevati nell'elettroporazione sia ai neuroni eccitatori che inibitori (Figura 5). Sebbene non abbiamo riscontrato anomalie elettrofisiofisioiche nei nostri neuroni dopo la trasfezionecon questo metodo 10 nelle cellule mirate, è stato riferito che i cambiamenti di pH locali durante l'elettroporazione riducono la vitalità cellulare e l'ottimizzazione dei parametri di elettroporazione può essere relativamente difficile rispetto ad altri metodi di trasfezione genica13,14. Pertanto, è importante considerare gli effetti collaterali imprevisti dell'elettroporazione e ri-ottimizzare i parametri elettrici in base alle esigenze per ottenere un'elevata efficienza di trasfezione per qualsiasi applicazione specifica.
La tecnologia di microiniezione è stata utilizzata anche come potente approccio per fornire transgeni allecelle 2,15,16. Tuttavia, questo approccio generalmente produce una minore resa di trasfezione e richiede un alto livello di abilità. Al contrario, il nostro metodo può essere utilizzato con relativa facilità e a costi minimi per i laboratori che eseguono regolarmente studi di elettrofisiologia a cellule intere.
Recentemente, abbiamo dimostrato che più geni possono essere trasfettati sia in neuroni eccitatori che somatostatina che esprimono neuroni inibitori senza effetti collaterali sulle proprietà elettrofisiologiche10. In questo studio, dimostriamo che questo metodo di elettroporazione è altamente efficiente nei neuroni piramidali CA1 (Figura 2) e Pv (Figura 3) e VGT3 (Figura 4) internati inibitori. Inoltre, questa tecnica di elettroporazione ci consente di trasfetto geni di interesse con un tasso di successo di ~ 80% indipendentemente dal tipo di cella o dal numero di giorni in vitro(Figura 5). Sebbene la tecnica sia stata testata solo in vitro, le colture di fette ippocampali organotipiche negli stessi punti di tempo DIV che abbiamo testato hanno dimostrato di seguire morfologia e attività sinaptiche in vivo abbinate all'età, come si vede nelle fette ippocampaliacutamente preparate 17. Inoltre, poiché abbiamo testato questo metodo solo nei neuroni ippocampali, è possibile che ci possano essere sfide impreviste nell'applicazione di questa tecnica ai neuroni in altre regioni cerebrali. Il metodo invita all'esplorazione dei geni durante lo sviluppo della coltura delle fette organotipiche in cui la trasmissione sinaptica e la densità, tra le altre proprietà, cambiano nel tempo.
Questo protocollo è un miglioramento rispetto a quelli precedentemente stabiliti in quanto è allo stesso tempo a basso costo, meno tecnicamente impegnativo e più efficiente nella generazione di trasfezione genica mono neuronale5,6,7,8,9. Sembra anche essere un miglioramento rispetto ai metodi precedenti in termini di tassi più bassi di danni cellulari o morte, poiché abbiamo osservato che ~ 80% delle cellule sono state trasfette con successo e sane dopo la procedura. Questo metodo, quindi, offre una nuova opportunità per esaminare il ruolo dei geni in più tipi di cellule neuronali utilizzando modelli di topo fluorescenti. Studi futuri che utilizzano questo metodo possono concentrarsi sulle interazioni proteina-proteina tra cellule per esaminare specifiche funzioni molecolari o fisiologiche, comprese le interazioni proteiche transsinaptiche.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato da National Institutes of Health Grants (da R01NS085215 a K.F., T32 GM107000 e F30MH122146 ad A.C.). Gli autori ringraziano la signora Naoe Watanabe per l'abile assistenza tecnica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Plasmid preparation | |||
| Plasmid Purification Kit | Qiagen | 12362 | |
| Organotypic slice culture preparation | |||
| 6 Well Plates | GREINER BIO-ONE | 657160 | |
| Dumont #5/45 Forceps | FST | #5/45 | Angled dissection forceps for organotypic slice culture preparation |
| Flask Filter Unit | Millipore | SCHVU02RE | Filtration and storage of culture media |
| Incubator | Binder | BD C150-UL | |
| McIlwain Tissue Chopper | TED PELLA, INC. | 10180 | Tissue chopper for organotypic slice culture preparation |
| Millicell Cell Culture Insert, 30 mm | Millipore | PIHP03050 | Organotypic slice culture inserts |
| Osmometer | Precision Systems | OSMETTE II | |
| PTFE coated spatulas | Cole-Parmer | SK-06369-11 | |
| Scissors | FST | 14958-09 | |
| Stereo Microscope | Olympus | SZ61 | |
| Sterile Vacuum Filtration System | Millipore | SCGPT01RE | Filtration and storage of aCSF |
| Electrode preparation | |||
| Capillary Glasses | Warner Instruments | 640796 | |
| Micropipetter Puller | Sutter Instrument | P-1000 | Puller |
| Oven | Binder | BD (E2) | |
| Puller Filament | Sutter Instrument | FB330B | Puller |
| Single-cell electroporation and fluorescence imaging #1 | |||
| 3.5 mm Falcon Petri Dishes | BD Falcon | 353001 | |
| Airtable | TMC | 63-7512E | |
| CCD camera | Q Imaging | Retiga-2000DC | Camera |
| Electroporation System | Molecular Devices | Axoporator 800A | Electroporator |
| Fluorescence Illumination System | Prior | Lumen 200 | |
| Manipulator | Sutter Instrument | MPC-385 | Manipulator |
| Metamorph software | Molecular Devices | Image acquisition | |
| Peristaltic Pump | Rainin | Dynamax, RP-2 | Perfusion pump |
| Shifting Table | Luigs & Neuman | 240 XY | |
| Speaker | Unknown | Speakers connected to the electroporator | |
| Stereo Microscope | Olympus | SZ30 | |
| Table Top Incubator | Thermo Scientific | MIDI 40 | |
| Upright Microscope | Olympus | BX61WI | |
| Fluorescence imaging #2 | |||
| All-in-One Fluorescence Microscope | Keyence | BZ-X710 |
References
- Washbourne, P., McAllister, A. K. Techniques for gene transfer into neurons. Current Opinion in Neurobiology. 12 (5), 566-573 (2002).
- Capecchi, M. R. High efficiency transformation by direct microinjection of DNA into cultured mammalian cells. Cell. 22 (2), Pt 2 479-488 (1980).
- Rae, J. L., Levis, R. A.
- Teruel, M. N., Blanpied, T. A., Shen, K., Augustine, G. J., Meyer, T. A versatile microporation technique for the transfection of cultured CNS neurons. Journal of Neuroscience Methods. 93 (1), 37-48 (1999).
- Rathenberg, J., Nevian, T., Witzemann, V. High-efficiency transfection of individual neurons using modified electrophysiology techniques. Journal of Neuroscience Methods. 126 (1), 91-98 (2003).
- Tanaka, M., Yanagawa, Y., Hirashima, N. Transfer of small interfering RNA by single-cell electroporation in cerebellar cell cultures. Journal of Neuroscience Methods. 178 (1), 80-86 (2009).
- Wiegert, J. S., Gee, C. E., Oertner, T. G. Single-Cell Electroporation of Neurons. Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), 094904 (2017).
- Li, L., et al. A robot for high yield electrophysiology and morphology of single neurons in vivo. Nature Communication. 8, 15604 (2017).
- Steinmeyer, J. D., Yanik, M. F.
- Keener, D. G., Cheung, A., Futai, K. A highly efficient method for single-cell electroporation in mouse organotypic hippocampal slice culture. Journal of Neuroscience Methods. 337, 108632 (2020).
- Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neuroscience Methods. 37 (2), 173-182 (1991).
- Ibata, K., Sun, Q., Turrigiano, G. G. Rapid synaptic scaling induced by changes in postsynaptic firing. Neuron. 57 (6), 819-826 (2008).
- Li, Y., et al. Electroporation on microchips: the harmful effects of pH changes and scaling down. Science Reports. 5, 17817 (2015).
- Karra, D., Dahm, R. Transfection techniques for neuronal cells. Journal of Neuroscience. 30 (18), 6171-6177 (2010).
- Taverna, E., Haffner, C., Pepperkok, R., Huttner, W. B. A new approach to manipulate the fate of single neural stem cells in tissue. Nature Neurosciences. 15 (2), 329-337 (2011).
- Zhang, Y., Yu, L. C. Single-cell microinjection technology in cell biology. Bioessays. 30 (6), 606-610 (2008).
- De Simoni, A., Griesinger, C. B., Edwards, F. A. Development of rat CA1 neurones in acute versus organotypic slices: role of experience in synaptic morphology and activity. Journal of Physiology. 550, Pt 1 135-147 (2003).
