Summary
Denne teknik til at indgyde lægemidler direkte i luftrøret hos neonatale gnavere er vigtig for at studere virkningen af lokalt administrerede lægemidler eller biologiske stoffer på neonatale lungesygdomme. Derudover kan denne metode også bruges til at fremkalde lungeskade i dyremodeller.
Abstract
Behandling af neonatal gnaver med lægemidler indlagt direkte i luftrøret kan tjene som et værdifuldt redskab til at studere virkningen af et lokalt administreret lægemiddel. Dette har direkte translationel virkning, fordi overfladeaktivt stof og lægemidler administreres lokalt i lungerne. Selvom litteraturen har mange publikationer, der beskriver minimalt invasiv transoral intubation af voksne mus og rotter i terapeutiske forsøg, mangler denne tilgang i neonatale rottehvalpe. Den lille størrelse af orotracheal region / svælg i hvalpene gør visualisering af larynxlumen (stemmebånd) vanskelig, hvilket bidrager til den variable succesrate for intratracheal lægemiddellevering. Vi demonstrerer hermed effektiv oral intubation af neonatal rottehvalp - en teknik, der er ikke-traumatisk og minimalt invasiv, så den kan bruges til seriel administration af lægemidler. Vi brugte et operationsotoscope med et belysningssystem og en forstørrelseslinse til at visualisere trakealåbningen af rotte nyfødte. Lægemidlet indlægges derefter ved hjælp af en 1 ml sprøjte forbundet til en pipettespids. Nøjagtigheden af leveringsmetoden blev demonstreret ved hjælp af Evans blå farvestofadministration. Denne metode er let at blive trænet i og kan tjene som en effektiv måde at indgyde stoffer i luftrøret. Denne metode kan også anvendes til administration af inokulum eller agenser til simulering af sygdomstilstande hos dyr og også til cellebaserede behandlingsstrategier for forskellige lungesygdomme.
Introduction
Nyfødte født for tidligt har dårligt udviklede lunger, der kræver mange interventionelle terapier såsom langvarig ventilation. Disse indgreb placerer de overlevende nyfødte i høj risiko for efterfølgende følgevirkninger1. Eksperimentelle dyremodeller tjener som et vigtigt redskab til at simulere forskellige sygdomstilstande, studere sygdommens patobiologi og evaluere terapeutiske interventioner. Selvom der findes en bred vifte af dyremodeller fra mus, rotter og kaniner til fordærvende lam og svin, er mus og rotter de mest anvendte.
Den primære fordel ved at bruge mus og rotter er den relativt korte drægtighedsperiode og reducerede omkostninger. De er også let tilgængelige, lette at vedligeholde i sygdomsfrie miljøer, genetisk homogene og har relativt mindre etisk bekymring 2,3. En anden stor fordel ved gnavermodellen er, at den neonatale hvalp ved fødslen er på det sene kanalikulære/tidlige saccular stadium af lungeudviklingen, som morfologisk svarer til lungen hos et 24-ugers for tidligt født neonatalt menneskebarn, der fortsætter med at udvikle bronchopulmonal dysplasi4. Da deres lungeudvikling hurtigt skrider frem til færdiggørelse inden for de første 4 uger af livet, er det desuden muligt at studere den postnatale lungemodning inden for en rimelig tidsramme4. På trods af disse fordele er den lille størrelse af mus og rottehvalpe en kilde til bekymring for forskellige interventioner, hvilket tvinger de fleste forskere til at bruge voksne dyr i stedet for hvalpe5. Neonatale lunger er i et udviklingsstadium, og en nyfødts reaktion på et inciterende middel adskiller sig fra en voksen. Dette gør det hensigtsmæssigt at anvende neonatale dyremodeller til at studere humane neonatale sygdomstilstande.
Der er forskellige metoder til at administrere lægemidler / biologiske agenser til lungen. Dette omfatter intranasal 6,7 eller intratracheal 8,9,10 instillation samt aerosolindånding11,12. Hver tilgang har sine egne tekniske udfordringer, fordele samt begrænsninger13. Intratracheal indgivelsesvej for terapeutiske midler foretrækkes at studere den direkte terapeutiske virkning i organet, der omgår de systemiske virkninger. Denne rute kan også bruges til at studere lungepatologi forårsaget af inciterende midler. Der er både invasive og minimalt invasive teknikker til at gøre dette og er let at udføre hos voksne. Men hos hvalpe er der på grund af dyrets lille størrelse tekniske udfordringer forbundet med intubationsprocessen. Den nuværende undersøgelse præsenterer en enkel, konsekvent, ikke-kirurgisk intratracheal instillation (ITI) metode i rotte hvalpe, der kan bruges til at studere effekten af forskellige neonatale terapeutiske interventioner samt til at generere dyremodeller, der simulerer neonatale luftvejssygdomme.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle forsøg blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee (protokol nr. 2020-0035) ved Case Western Reserve University. Alle dyr blev behandlet i overensstemmelse med NIH's retningslinjer for pleje og anvendelse af forsøgsdyr.
1. Dyr
- Kommercielt få gravide Sprague Dawley rotter.
- Vedligehold dyrene på et godkendt veterinæranlæg med 14 timer/10 timer lys-mørk cyklus og 45-60% relativ luftfugtighed.
2. Fremstilling af testforbindelse
- Brug Evans blåt farvestof som testforbindelse til at vurdere effekten af den intratracheale instillationsprocedure.
- Der fremstilles en 0,25 % (w/v) opløsning af farvestoffet i fosfatbufret saltvand (pH 7,2), og filtersteriliseres ved hjælp af et sprøjtefilter på 0,45 μm.
3. Administration af anæstesi
- Bedøve rottehvalpe ved hjælp af gasanæstesi (3% isofluran i 100% ilt) ved hjælp af et modificeret leveringssystem tilpasset små rotte nyfødte.
- Kontroller for tab af hale- og pedalreflekser og overfladisk vejrtrækning for at sikre den rette dybde af anæstesi til udførelse af proceduren.
4. Intratracheal instillation (ITI)
- Brug rotteunger på postnatal dag 5 (PN 5) til ITI. Gennemsnitsvægten af en PN 5 rotte hvalp er 12 gram.
- Begræns den abethetiserede rottehvalp på en skrånende flad platform ved hjælp af laboratoriemærkningstape. Hvalpen fastholdes i en vinkel på ca. 45° i liggende stilling.
- Åbn munden på den nyfødte, og træk forsigtigt tungen ud til den ene side ved hjælp af en stump tang.
- Brug et lille otoskopspekulum med en diameter på 2 mm forbundet med otoskopet til at holde tungen forsigtigt og for korrekt visualisering af strubehovedet.
- Brug halslysesystemet, dvs. driftsotoskopet og forstørrelseslinsen til korrekt visualisering af stemmebånd (figur 1).
- Placer dyrene i en vinkel på 45° i et skrånende plan. De kablede stanglåg på musebure anvendes (figur 2).
BEMÆRK: Placering af dyret i en vinkel på 45 ° giver bedre visualisering af trakealåbning uden indblanding fra epiglottis. - Tag en langvinklet pipettespids, der bruges til at indlæse vestlige blotgeler. Skær bunden af pipettespidsen ved hjælp af et kirurgisk blad, så det passer godt ind i spidsen af 1 cc sprøjte.
- Brug den sterile 1 ml sprøjte monteret i en langvinklet pipettespids til at levere 30-50 μL af stoffet ind i lungen. Inverter sprøjten og aspirerer næsten 0,9 cc luft ind i 1 ml sprøjten, der er forbundet med pipettespidsen efterfulgt af farvestoffet eller det stof, der skal leveres. Dette gør det muligt at skubbe luften bag farvestoffet ind i luftrøret, efter at farvestoffet er administreret som vist i figur 3. Den intratracheale administration opnås ved at visualisere larynxlumen (stemmebånd) og indsætte pipettespidsen monteret på en sprøjte i trakeallumen.
- Brug otoskopets spekulum til at holde tungen og udsætte stemmebåndene. Speculum tjener rollen som bladet af et laryngoskop. Bøj pipettespidsen til en vinkel på 30° for at lette indføringen af midlet gennem det kegleformede spekulum i trakealåbningen.
- Indfør pipettespidsen i luftrørsåbningen til et punkt på ca. 2 mm ud over stemmebåndene. Skub sprøjtens stempel for at administrere farvestoffet eller lægemidlet gennem spekulumet på driftsotoskopet som vist i figur 3. Indførelsen af luft i lungen kort efter administrationen af midlet forhindrer stoffet i at komme tilbage til larynxhulen.
- Efter administration af hvalpen med farvestoffet eller det normale saltvand skal du placere hvalpene på en integreret cirkulerende væskeopvarmningspude (38 ° C), indtil deres åndedrætsbevægelser er regelmæssige. Efter fuldstændig genopretning fra anæstesi skal du genforene hvalpene med dæmningen.
5. Karakterisering af ITI-levering
- Efter ITI aflives rottehvalpene ved at give overdreven anæstesi (Ketamin 100 mg / kg og Xylazin 10 mg / kg) / thiopenton efterfulgt af ekssanguination på et passende tidspunkt efter administration. Aktiv dødshjælp blev udført som en del af forsøget med at indsamle lungevæv for at demonstrere effekten.
- Fastgør den aflivede rottehvalp på et dissektionsbræt og tør brystet og maven med 70% ethylalkohol.
- For at evaluere fordelingen af farvestoffet gennem lungen skal lungerne fjernes fra dyret ved hjælp af steril teknik og vises lungerne efter behov til billeddannelse (figur 4A,B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Instillationen af Evans blå afslørede multifokal fordeling af farvestoffet, der involverer alle lungelober (figur 4A, B). Vores resultat som vist i figur 4 viser effekten af fordelingen på alle lapper. Billedet er taget umiddelbart efter ITI af farvestoffet i luftrøret. 100% effektivitet blev opnået ved at indgyde farvestoffet i luftrøret efterfulgt af dets spredning i alle loberne på begge sider. Det forventes, at farvestoffet vil sprede sig yderligere inden for lungens lobule. Med gentagen administration har vi været i stand til at sikre 100% succes med at levere dette til lungen til både lobes og alle lobulaer. Vi har sikret, at intet farvestof når maven eller uden for lungerne. Dette vidner om effektiviteten af teknik som 100% administration i lungerne. Isofluranbedøvelsen tillod hurtigere genopretning af hvalpene efter proceduren.
Rotte hvalpe fra dag 5 tolererede denne procedure og tog mindre end 5 minutter at udføre efter anæstesi. Nogle dyr, selvom de udviklede forbigående apnø, genvandt det normale åndedrætsmønster på få minutter.
Figur 1: Otoskopkomponenter. (A) strømkilde 2,5 V (B) forstørrelseslinse (C) transilluminator (D) spekulum. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Dyrets placering. Placeringen af dyrene i en vinkel på 45° gav bedre visualisering af trakealåbning uden indblanding fra epiglottis. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Intratracheal instillation. Visualisering af trakealåbningen ved hjælp af otoskop / hals belysningssystem for at opnå direkte levering til lungerne. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: ITI-instillation og Evans blå farvning. (A) ITI-instillation leverer farvestoffet gennem lungerne. Farvestoffet kan ses fordelt på begge lungelapper som angivet med den sorte pil. Fravær af farvestof i maven bekræfter teknikkens succes (rød pil). (B) Lunger fra rotteunger indlagt med 50 μL 0,25% Evans blå farvestof. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intratracheal instillation er en fremragende metode, der giver flere fordele i forhold til de eksisterende metoder til respiratoriske sygdomsinterventioner samt udvikling af sygdomsmodeller. Det er en hurtig metode og med erfaring kan udføres med en gennemsnitshastighed på 2-3 minutter pr. Dyr. De vigtigste overvejelser for en vellykket intubation er korrekt sedation af dyret, det er korrekt positionering, især hovedet, samt nøjagtig dybde af placering / størrelse af speculaen i oropharynx. Korrekt sedation ville give tilstrækkelig arbejdstid for operatørerne, især begyndere. Placering af dyret i en 45 ° vinkel er vigtig for korrekt visualisering af stemmebånd. Placering af spekulum i den rigtige dybde hjælper med tilbagetrækning af tungen gennem hele proceduren, hvilket igen muliggør god visualisering af stemmebåndet. Et team på to personer kan nemt koordinere dette arbejde. Den ene kunne koordinere anæstesi og bur af dyr, mens den anden kunne håndtere indåndingen. Den mest teknisk udfordrende del af ITI er den korrekte intubation i luftrøret. Teknikkens succes bekræftes ved administration af farvestof efter intubation. Det er meget vigtigt at bekræfte det første trin med korrekt intubation, da der er en god chance for, at slangen glider ind i spiserøret, hvilket resulterer i levering af stoffet i maven snarere end lungen.
Den eneste del, man skal være forsigtig med, er det potentielle traume forbundet med misintubation. Man skal også være meget blid og forsigtig for at undgå at trænge gennem luftrøret eller vævet omkring stemmebåndene. Det anbefales også ikke at udføre ITI, hvis der har været 2 eller 3 misser2.
Der er forskellige veje til administration af lægemidler/biologiske agenser, hvor hver enkelt har sine egne iboende fordele og ulemper. Udvælgelsen af en metode er primært baseret på undersøgelsens mål og interventionens art. Både intranasal instillation og aerosoliseringsteknikker leverer midler til det øvre luftveje såvel som lungerne. Dette gavner undersøgelser, der involverer øvre luftveje13,21, men leveringen af et stof til lungerne er upålidelig. Derudover kan indtagelse, nysen og de varierende vejrtrækningshastigheder føre til uoverensstemmelser i de leverede doser. Imidlertid påvirker de fysisk-kemiske egenskaber af nogle stoffer deres effektive aerosolisering15. Forskere bruger intratracheal podning til at omgå dette problem, som uanset partikelstørrelse og viskositet leverer inokulum / lægemidler direkte ind i lungerne23.
De to vigtigste intratracheale leveringsmetoder omfatter transoral intratracheal14,15 og transtracheal instillation med eller uden trakeotomi16,17. ITI er en procedure, hvor en bred vifte af behandlingsdoser hurtigt kan administreres til et stort antal dyr, når de er trænet18. Mens transoral intratracheal instillation rutinemæssigt anvendes til voksne rotter, var den mere invasive teknik såsom kirurgisk snit påkrævet hos nyfødte 16,19,20. Forskere undgår stadig brugen af denne transorale ITI-teknik hos hvalpe på grund af flere grunde. Den lille størrelse af den neonatale gnaver gør visualiseringen af larynxlumen vanskelig sammen med dårlig succes i intubation. Det traditionelle metalalyngoskop, der anvendes til ITI hos voksne, kan heller ikke anvendes til nyfødte på grund af mundhulenes lille størrelse og det skrøbelige slimhindevæv 16,18,10. Mindre spekulum og katetre er nødvendige for at se strubehulen og levere terapi / midler i lungen. Operatøren skal være højt kvalificeret for at opnå dette. Endelig skaber genopretning fra anæstesi, hypotermi, moderens afvisning og kannibalisme yderligere problemer for rottens nyfødte opsving og overlevelse21,22. Vores undersøgelse anvendte brugen af gasbedøvelse efterfulgt af genopretning i varmepuder og genforening med lakterende dæmninger. Dette undgår problemer forbundet med hypotermi, moderens afvisning eller kannibalisme. Mange af de ikke-kirurgiske interventionsundersøgelser involverer en blind intubation af luftrøret gennem mundhulen. Dette er især ikke acceptabelt i tilfælde af lægemiddel, hvor effekten kan gå glip af, hvis den fejlagtigt indføres i spiserøret. I denne undersøgelse visualiseres trakealåbningen ved hjælp af et otoskop, og en let bøjet pipettespids indsættes direkte i luftrøret for at levere stoffet, farvestoffet i dette tilfælde. Vores teknik demonstrerer en effektiv måde at administrere lægemidlet i luftrøret hos en lille rottehvalp.
PROCESSEN med ITI er en pålidelig metode, når den udføres efter omhyggelig træning. Når det er trænet, kan det gøres hurtigt og effektivt som hos voksne gnavere 13,24,25. Den korrekte endotracheale instillation kan bekræftes ved flere metoder, herunder farvestoffets eller væskens bevægelse i en slange eller sprøjte 26,27,28. Da det er muligt at visualisere luftrørsåbningen i denne metode, er savnerne meget mindre. Apnø blev observeret hos nogle få hvalpe umiddelbart efter ITI, som blev genvundet spontant18,29. Brug af otoskop sammen med det mindste spekulum tjente som en perfekt pasform til det lille mundhule i neonatalrotten18. Resultaterne af denne undersøgelse viste, at stoffet konsekvent kan leveres til alle lungens lapper som bekræftet af farvestoflokaliseringen. Denne metode ville være af stor betydning i eksperimentelle undersøgelser, hvor neonatale rotter er forpligtet til pålideligt at efterligne neonatale lungesygdomme 30,31,32. Denne teknik kan også bruges til at udføre lungefunktionsundersøgelser33 samt celle - stamcelletransplantationsundersøgelser 34,35,36, som i øjeblikket anvender kirurgiske indgreb og kan være foruroligende for hvalpe.
Denne teknik bidrager også til principperne om forfining og reduktion i dyreforsøg. Denne metode tjener som et alternativ til direkte intratracheal injektion med en nål, som er en blind teknik og er invasiv, da den gennemborer luftrøret og forårsager smerte og blødning. I fuldstændig kontrast tjener denne teknik til at reducere smerte, samtidig med at den forfiner indførelsen af et lægemiddel i luftrøret, opnår øjeblikkelig reduktion af smerte og lidelse og forbedring af velfærden for dyr, der er involveret i forskning37. Derudover visualiseres administrationen af lægemiddel i luftrøret direkte, hvilket sikrer effektivitet. Selvom indånding af lægemiddel i luftrøret er almindeligt praktiseret i større dyr, er vores forfining til at bruge dette i en 5-dages gammel rottehvalp den innovation, vi gerne vil understrege her.
Denne artikel tilbyder en enkel, minimalt invasiv og reproducerbar metode, der kan bruges til administration af skadelige stoffer for at simulere patologiske tilstande samt til lokal administration af lægemidler, antioxidanter, celler / stamceller til neonatale terapier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev delvist støttet af R01HD090887-01A1 fra NICHD til AH. Forfatterne anerkender også de faciliteter, der leveres af Dr. Peter Mc Farlanes laboratorium, såsom inhalationsanæstesi / varmepudesystem. Catherine Mayers værdifulde hjælp til oprettelsen af systemet er værdsat. Finansieringsorganet spillede ingen rolle i udformningen af undersøgelsen, indsamlingen, analysen og fortolkningen af data eller i udarbejdelsen af manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
