Summary
El objetivo de este protocolo es proporcionar una guía detallada paso a paso para el montaje de construcciones multigénicos utilizando el sistema de clonación modular basado en la clonación Golden Gate. También ofrece recomendaciones sobre pasos críticos para garantizar un montaje óptimo basado en nuestras experiencias.
Abstract
El método de clonación Golden Gate permite el montaje rápido de múltiples genes en cualquier disposición definida por el usuario. Utiliza enzimas de restricción de tipo IIS que cortan fuera de sus sitios de reconocimiento y crean un voladizo corto. Este sistema modular de clonación (MoClo) utiliza un flujo de trabajo jerárquico en el que diferentes partes del ADN, como promotores, secuencias de codificación (CDS) y terminadores, se clonan primero en un vector de entrada. A continuación, se ensamblan varios vectores de entrada en unidades de transcripción. Varias unidades de transcripción se conectan a un plásmido multigénico. La estrategia de clonación golden gate es de enorme ventaja porque permite un montaje sin cicatrices, direccional y modular en una reacción de una olla. El flujo de trabajo jerárquico normalmente permite la clonación fácil de una gran variedad de construcciones multigénicas sin necesidad de secuenciar más allá de los vectores de entrada. El uso de deserción de proteínas fluorescentes permite una fácil detección visual. Este trabajo proporciona un protocolo detallado paso a paso para el montaje de plásmidos multigéneros utilizando el kit de clonación modular de levadura (MoClo). Mostramos resultados óptimos y subóptimos del ensamblaje plásmido multigéneo y proporcionamos una guía para la detección de colonias. Esta estrategia de clonación es altamente aplicable para la ingeniería metabólica de levaduras y otras situaciones en las que se requiere clonación de plásmidos multi genes.
Introduction
La biología sintética tiene como objetivo diseñar sistemas biológicos con nuevas funcionalidades útiles para las industrias farmacéutica, agrícola y química. Ensamblar un gran número de fragmentos de ADN de una manera de alto rendimiento es una tecnología fundamental en biología sintética. Un proceso tan complicado puede dividirse en múltiples niveles con una complejidad decreciente, un concepto tomado de las ciencias básicas de la ingeniería1,2. En biología sintética, los fragmentos de ADN suelen ensamblarse jerárquicamente en función de la funcionalidad: (i) Nivel de pieza: "partes" se refiere a fragmentos de ADN con una función específica, como un promotor, una secuencia de codificación, un terminador, un origen de replicación; (ii) Nivel de unidades de transcripción (TU): un TU consiste en un promotor, una secuencia de codificación y un terminador capaz de transcribir un solo gen; (iii) Nivel multigénico: un plásmido multigénico contiene múltiples TUs que con frecuencia se componen de una vía metabólica completa. Este montaje jerárquico pionero por la comunidad BioBrick es el concepto fundamental para el montaje de grandes conjuntos de DNAs en biología sintética3.
En la última década4,5,6,7, la técnica de clonación Golden Gate ha facilitado significativamente el montaje jerárquico de ADN2. Muchos otros métodos de clonación de varias partes, como la clonación gibson8,clonación independiente de ligadura (SLIC)9,clonación basada en la escisión de uracil (USUARIO)10,la reacción de ciclismo de ligasa (LCR)11,y la recombinación in vivo (ensamblador de ADN)12,13,también se han desarrollado hasta ahora. Pero la clonación de Golden Gate es un método de ensamblaje de ADN ideal porque es independiente de secuencias específicas de genes, lo que permite un montaje sin cicatrices, direccional y modular en una reacción de una sola olla. La clonación golden gate aprovecha las enzimas de restricción de tipo IIS que reconocen una secuencia no palindrómica para crear voladizos escalonados fuera del sitio de reconocimiento2. A continuación, un ligase se une a los fragmentos de ADN recocido para obtener un ensamblaje de varias partes. La aplicación de esta estrategia de clonación al sistema de clonación modular (MoClo) ha permitido el montaje de hasta 10 fragmentos de ADN con más del 90% de transformadores proyectados que contienen la construcción correctamente montada4.
El sistema MoClo ofrece enormes ventajas que han acelerado el ciclo de diseño-construcción-prueba de biología sintética. En primer lugar, las piezas intercambiables permiten la clonación combinatoria para probar rápidamente un gran espacio de parámetros. Por ejemplo, la optimización de una vía metabólica generalmente requiere recorrer en bicicleta muchos promotores de cada gen para equilibrar el flujo de la vía. El sistema MoClo puede manejar fácilmente tareas de clonación tan exigentes. En segundo lugar, es necesario secuenciar la parte plásmida, pero normalmente no la TU o los plásmidos multigénicos. En la mayoría de los casos, el cribado por PCR de colonia o la digestión de restricción es suficiente para la verificación a nivel de TU y plásmido multigénico. Esto se debe a que la clonación del plásmido de la pieza es el único paso que requiere PCR, que con frecuencia introduce mutaciones. En tercer lugar, el sistema MoClo es ideal para construir vías metabólicas complejas multigénero. Por último, debido a los voladizos universales, los plásmidos de la parte se pueden reutilizar y compartir con toda la comunidad de bioingeniería. Actualmente, los kits MoClo están disponibles para plantas14,15,5,16,17,hongos6,18,19,20,21,22,bacterias7,23,24,25,26,27y animales28,29. Recientemente también se ha introducido una plataforma MoClo de variosreinos.
Para Saccharomyces cerevisiae,Lee et al.6 han desarrollado un versátil kit de herramientas MoClo, un excelente recurso para la comunidad de biología sintética de levadura. Este kit viene en un formato conveniente de 96 pozos y define ocho tipos de piezas de ADN intercambiables con una colección diversa de promotores bien caracterizados, proteínas fluorescentes, terminadores, etiquetas de péptido, marcadores de selección, origen de replicación y herramientas de edición del genoma. Este kit de herramientas permite el montaje de hasta cinco unidades de transcripción en un plásmido multigénico. Estas características son valiosas para la ingeniería metabólica de levadura, en la que las vías parciales o enteras se expresan en exceso para producir productos químicos dirigidos. Con este kit, los investigadores han optimizado la producción de geraniol, linalool31,penicilina32,ácido muconico33,índigo34y betalain35 en levadura.
Aquí proporcionamos un protocolo detallado paso a paso para guiar el uso del kit de herramientas MoClo para generar vías multigénero para la expresión episomal o genómica. A través del uso extensivo de este kit, hemos encontrado que la medición precisa de las concentraciones de ADN es clave para garantizar la distribución equimolar de cada parte en la reacción de Golden Gate. También recomendamos el ligase de ADN T4 sobre el ligase de ADN T7 porque el primero funciona mejor con un mayor número de voladizos36. Por último, cualquier sitio de reconocimiento interno de BsmBI y BsaI debe ser eliminado o domesticado antes del montaje. Alternativamente, uno puede considerar sintetizar piezas para eliminar varios sitios internos y lograr la optimización simultánea del codón. Demostramos cómo utilizar este kit de herramientas expresando una vía de cinco genes para la producción de β caroteno y licopeno en S. cerevisiae. Además, mostramos cómo noquear el locus ADE2 usando las herramientas de edición del genoma de este kit. Estos experimentos basados en colores fueron seleccionados para facilitar la visualización. También demostramos cómo generar proteínas de fusión y crear mutaciones de aminoácidos usando la clonación golden gate.
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Protocol
NOTA: El protocolo jerárquico de clonación que se ofrece en este kit de herramientas se puede dividir en tres pasos principales: 1. Clonación de plásmidos de piezas; 2. Clonación de unidades de transcripción (TUs); 3. Clonación de plásmidos multigénicos (Figura 1). Este protocolo parte del diseño de la imprimación y termina con las aplicaciones del plásmido multigénico clonado.
1. Diseño de imprimación para clonar el plásmido de la pieza (pYTK001):
- Diseñe las imprimaciones delanteras e inversas que contengan nucleótidos flanqueantes TTT al final de 5', un sitio de reconocimiento BsmBI con un nucleótido adicional (CGTCTCN), un voladizo de 4 nucleótidos (nt) (TCGG) complementario al del vector de entrada, un sitio de reconocimiento BsaI con un nucleótido adicional (GGTCTCN) y un voladizo específico de la pieza de 4 nt, además de la secuencia específica de la plantilla (Figura 2A). GoldenBraid 4.037 y GoldenMutagenesis38 son algunos de los software en línea que se pueden utilizar para el diseño de imprimación específico golden gate.
- Si los sitios de reconocimiento BsaI o BsmBI están presentes en cualquier parte, utilice un paso de domesticación para mutar estos sitios antes del ensamblado Golden Gate39. Para plásmidos integrativos (ver paso 4), nacionaliza cualquier sitio de reconocimiento de NotI. Para domesticar una pieza con un sitio de reconocimiento indeseable, divida la pieza en dos subpartes cerca del sitio indeseable (Figura 2A):
- Diseñe la imprimación delantera de la primera subparte de la misma manera que en el paso 1.1. pero diseñe la imprimación inversa con el sitio BsmBI y un voladizo específico del gen de 4 nt solamente.
- Diseñe la segunda imprimación delantera de sub-parte con el sitio BsmBI y el voladizo específico del gen de 4 nt solo que se superponga con la imprimación inversa de la primera sub-parte. Diseñe la imprimación inversa de la segunda subclave de la misma manera que en el paso 1.1.
- Introduzca las mutaciones deseadas en el reverso (para el paso 1.2.1) o en la imprimación delantera (paso 1.2.2) en la región específica del gen de la imprimación.
NOTA: Alternativamente, una pieza optimizada para BsmBI y BsaI y codón se puede sintetizar comercialmente. Para secuencias de codificación (CDS), una mutación sinónimo se puede incorporar fácilmente en el tercer nucleótido de un codón de aminoácidos. Para promotores y terminadores, sin embargo, se recomienda comprobar la actividad mutada del promotor o terminador utilizando un ensayo de reportero39. Si hay un sitio de restricción indeseable hacia el final de la secuencia, se puede mutar utilizando una imprimación inversa más larga. Si hay varios sitios indeseables, se puede realizar mutagénesis dirigida por el sitio que permite mutar varios sitios40.
- Ocasionalmente, es deseable fusionar dos proteínas como una sola pieza con un vinculador en el medio(Figura 2A). El vinculador ayuda a garantizar la integridad estructural de las dos proteínas individuales41.
- La imprimación delantera para el primer gen es la misma que en el paso 1.1. En la imprimación inversa, incluya un sitio BsmBI, un voladizo específico del gen de 4 nt y una secuencia de vinculador. El voladizo de 4 nt puede ser el vinculador o los primeros nucleótidos del segundo gen.
- Para el segundo gen, diseñe la imprimación delantera de tal manera que tenga un sitio de reconocimiento BsmBI y un voladizo de 4 nt complementario al de la imprimación inversa del primer gen. Diseñe la imprimación inversa del segundo gen como en el paso 1.1.
- Para amplificar las partes por reacción en cadena de la polimerasa (PCR)42, utilice una polimerasa de ADN de alta fidelidad para amplificar las partes de un ADN genómico, un CDNA o un plásmido. Compruebe el producto PCR en un gel de agarose del 1% seguido de purificación de gel. Se recomienda encarecidamente el uso de ADN purificado, si la purificación de gel es laboriosa, utilizar al menos una columna de espín para purificar el producto PCR.
2. Clonación de piezas en el vector de entrada (pYTK001) para crear plásmidos de pieza (Figura 2B)
- Para configurar la mezcla de reacción Golden Gate, añadir 20 fmol de cada producto PCR y el vector de entrada (pYTK001), 1 μL de 10X T4 t4 tampón de ligase, 0,5 μL de Esp3I (un isosquizomero altamente eficiente de BsmBI) y 0,5 μL de ligase T4. Añadir ddH2O para llevar el volumen total a 10 μL.
- Para configurar la reacción de clonación, ejecute el siguiente programa en un termociclo: 25-35 ciclos de 37 °C durante 5 min (digestión) y 16 °C durante 5 min (ligadura), seguido de una digestión final a 50 °C durante 10 minutos e inactivación enzimática a 80 °C durante 10 minutos.
NOTA: Se recomiendan 35 ciclos de digestión/ligadura al clonar múltiples piezas de ADN en el vector de entrada simultáneamente, por ejemplo, durante la clonación de genes de fusión o domesticar un gen. - Transforme toda la mezcla de reacción en la cepa DH5α o células equivalentes de Escherichia coli químicamente competentes por choque térmico. Se recomienda transformar todo el producto clonado de 10 μL en células E. coli químicamente competentes de 35 μL (2 X10 5 cfu/ml, cfu a partir de transformar 5 ng pYTK001 en 100 μL de las células competentes). Extender sobre una placa de caldo de lisogéneo (LB) con 35 μg/ml de cloranfenicol (Cm). Incubar a 37 °C durante la noche.
- Después de 16-18 h, saque la placa de la incubadora y mantenga la placa a 4 °C durante aproximadamente 5 h para permitir que la súper carpeta verde proteína fluorescente (sfGFP) se desarrolle para un color verde más intenso.
- Para facilitar la detección, coloque la placa en un ultravioleta (UV) o en un transilluminador de luz azul. El sfGFP que contiene colonias fluorescencia bajo la luz UV.
- Las colonias verdes son negativas porque contienen el pYTK001 sin cortar. Las colonias blancas son probablemente positivas. La clonación suele tener éxito si hay ~30-100% colonias blancas. Realizar más cribado de algunas colonias blancas por pcr de colonia o digestión de restricción (enzima sugerida: BsaI-HFv2).
- Purificar plásmidos de algunas de las colonias potencialmente correctas y confirmar las secuencias por secuencias de Sanger.
3. Montaje de plásmidos de piezas en plásmidos "casete"
NOTA: Un plásmido de casete contiene una unidad de transcripción definida por el usuario (TU) que consta de un promotor, un CDS y un terminador. Un plásmido de casete permite la expresión de un solo gen. Si los plásmidos de casete se ensamblarán en un plásmido multigénico, entonces el primer paso es determinar el número y el orden de las TUs en el plásmido multi gen. Estos determinarán qué conectores utilizar en los plásmidos de casete ya que los conectores vinculan las TUs en el plásmido multigénico. El primer conector izquierdo de TU debe ser ConLS, y el conector derecho del último TU debe ser ConRE. Se solaparán con ConLS' y ConRE' de plásmidos multigénero. El resto de los conectores deben estar en el orden numérico creciente. Por ejemplo, si el plásmido multigénero contiene cuatro TU, las combinaciones de conectores serían ConLS-TU1-ConR1, ConL1-TU2-ConR2, ConL2-TU3-ConR3 y ConL3-TU4-ConRE (Figura 1).
- Antes de montar unidades de transcripción, se recomienda montar un vector intermedio con las siguientes seis partes: el conector izquierdo, la deserción sfGFP (pYTK047), el conector derecho, un marcador de selección de levadura, un origen de levadura de replicación y la pieza plásmida con un mRFP1, un origen E. coli y el gen resistente a la ampicilina (pYTK083) (Figura 3).
- Purificar los seis plásmidos anteriores. Registre sus concentraciones utilizando un espectrofotómetro UV-Vis o un ensayo basado en fluorescencia y diluya cada plásmido con ddH2O para que 1 μL tenga 20 fmol de ADN. Calcule la concentración molar de ADN mediante una calculadora en línea.
NOTA: Es muy importante medir las concentraciones de ADN con precisión y canalizar con precisión para que el ensamblaje funcione, especialmente para ensamblajes con plásmidos de cinco a siete partes. Pequeños errores en la concentración de ADN de cada plásmido pueden causar una disminución significativa en la eficiencia de clonación. - Añadir 1 μL de cada plásmido, 1 μL de 10X T4 tampón de ligasa, 0,5 μL de BsaI-HFv2 (una versión altamente eficiente de BsaI) y 0,5 μL de ligase T4. Suba el volumen a 10 μL añadiendo ddH2O.
- Para configurar la reacción de clonación, ejecute el siguiente programa en el termociclo: 25-35 ciclos de 37 °C durante 5 min (digestión) y 16 °C durante 5 min (ligadura). Omita los pasos finales de digestión e inactivación de calor, ya que los sitios BsaI deben conservarse en el vector intermedio (Figura 3).
- Transforme toda la mezcla de reacción en la cepa DH5α u otras células competentes de E. coli. Extender en una placa LB con 50 μg/mL de carbenicilina (Cb) o ampicilina. Incubar a 37 °C durante la noche.
NOTA: Carbenicilina es un análogo estable de ampicilina. - Después de 16-18 h, saque el plato de la incubadora. La placa contendrá colonias de color rojo pálido y verde pálido(Figuras 6C y 6D). Mantenga la placa a 4 °C durante aproximadamente 5 h para que el mRFP1 y el sfGFP maduren. Utilice un uv o un transilluminador de luz azul para identificar las colonias verdes, que contienen el vector intermedio potencialmente correcto.
- Vete las colonias verdes en una placa LB + Cb e incuba a 37 °C durante la noche. Al día siguiente, salga de nuevo en una placa LB + Cm e incuba a 37 °C durante la noche. Las colonias que crecen en placas LB + Cm contienen plásmidos desensamblados porque se conservan vectores de piezas resistentes a cm.
- Elija las colonias que no crecen en la placa LB + Cm y realice digestións de restricción (enzimas sugeridas: BsaI-HFv2, Esp3I) para confirmar el plásmido correctamente ensamblado. Alternativamente, utilice pcr de colonia para la detección.
- Purificar los seis plásmidos anteriores. Registre sus concentraciones utilizando un espectrofotómetro UV-Vis o un ensayo basado en fluorescencia y diluya cada plásmido con ddH2O para que 1 μL tenga 20 fmol de ADN. Calcule la concentración molar de ADN mediante una calculadora en línea.
- Una vez que el vector intermedio se ha montado correctamente, el siguiente paso es ensamblar unidades de transcripción. Este es un ensamblaje de 4 piezas con las siguientes partes: el vector intermedio, un promotor, un CDS y un terminador.
- Purificar los plásmidos de cuatro partes. Registre sus concentraciones y diluya cada uno de los plásmidos para que 1 μL tenga 20 fmol de ADN.
- Para configurar la mezcla de reacción, siga el paso 3.1.2.
- Para configurar la reacción de clonación, siga el paso 2.2.
- Transforme toda la mezcla de reacción de clonación en las células y placas competentes de DH5α o E. coli equivalentes en LB + Cb. Incubar a 37 °C durante la noche.
- Después de 16-18 h, saque el plato de la incubadora. Aparecerán colonias blancas y verdes pálidas(Figuras 6E y 6F). Mantenga la placa a 4 °C durante aproximadamente 5 h para que el sfGFP madure. Utilice un uv o un transilluminador de luz azul para identificar las colonias blancas no fluorescentes. Estos contienen las unidades de transcripción potencialmente correctas.
- Salen y crecen 8-10 colonias blancas y realizan una colonia PCR. Purificar plásmidos de las colonias que dan positivo desde la colonia PCR. Llevar a cabo la digestión de restricción (enzima sugerida: Esp3I) para confirmar aún más el ensamblaje.
NOTA: Las unidades de transcripción de secuenciación normalmente no son necesarias porque la clonación implica sólo digestión de restricción y ligadura. Todas las secuencias de interés se han confirmado a nivel de plásmido parcial.
4. Montaje de plásmidos de casete en plásmidos "multigénicos":
NOTA: Los plásmidos multigénicos permiten la expresión de más de un gen. Dependiendo de la aplicación posterior, los plásmidos multigénicos podrían ser replicativos o integrativos. Los plásmidos replicativos tienen el origen de levadura de la replicación; por lo tanto, se puede mantener establemente cuando la célula de levadura se divide. Los plásmidos integrativos no tienen el origen de levadura de la replicación. En su lugar, tienen brazos homológicos de 5' y 3' que permiten la integración de múltiples genes en loci específicos del genoma a través de la recombinación homóloga.
- Para plásmidos multigénicos, ensambla primero un vector intermedio.
- Para ensamblar vectores intermedios replicativos (Figura 4A), ensamblar las siguientes seis partes: el conector izquierdo (ConLS'-pYTK008), la deserción sfGFP (pYTK047), el conector derecho (ConRE'-pYTK072), un marcador de selección de levadura, un origen de levadura de replicación, y la parte plásmida con mRFP1, un origen E. coli de replicación, y el gen resistente a la kanamicina (pYTK084).
- Para el ensamblaje, siga los pasos del 3.1.1 al 3.1.3.
- Transforme toda la mezcla de reacción de clonación en dh5α o células competentes equivalentes de E. coli, y placa en LB más 50 μg/mL kanamycina (Km). Incubar a 37 °C durante la noche.
- Para la proyección a base de color rojo/verde, siga el paso 3.1.5.
- Para la detección de desventuras, rayas y hacer crecer las colonias verdes en una placa LB + Km. A continuación, siga el paso 3.1.6.
- Para vectores multigénicos integradores(Figura 4B),determine primero el locus genómico de interés, luego diseñe aproximadamente 500 pares base de brazos de homología de 5' y 3' para integrarse a ese locus.
- Clonar los brazos homológicos de 5' y 3' del ADN genómico de levadura en el vector de entrada-pYTK001. Siga los pasos 1 y 2.
- Monte los siguientes siete plásmidos: el conector izquierdo (ConLS'-pYTK008), la deserción sfGFP (pYTK047), el conector derecho (ConRE'-pYTK072), un marcador de selección de levadura, el brazo homológico de 3', la parte plásmida con mRFP1, el origen E. coli de la replicación y el gen resistente a la kanamicina (pYTK090) y el brazo de homología de 5'.
- Para el montaje y la proyección, siga el paso 4.1.1.
- Para ensamblar vectores intermedios replicativos (Figura 4A), ensamblar las siguientes seis partes: el conector izquierdo (ConLS'-pYTK008), la deserción sfGFP (pYTK047), el conector derecho (ConRE'-pYTK072), un marcador de selección de levadura, un origen de levadura de replicación, y la parte plásmida con mRFP1, un origen E. coli de replicación, y el gen resistente a la kanamicina (pYTK084).
- Montaje del plásmido multigénico
- Purifique los plásmidos del vector intermedio obtenido en el paso 4.1 y los plásmidos de casete del paso 3. Registre sus concentraciones utilizando un espectrofotómetro UV-Vis o un ensayo basado en fluorescencia. Diluir cada uno en ddH2O para que 1 μL tenga 20 fmol de ADN.
- Añadir 1 μL de vector intermedio, 1 μL de cada unidad de transcripción, 1 μL de tampón de ligasa T4 de 10x, 0,5 μL de Esp3I y 0,5 μL de ligasa T4. Lleve el volumen a 10 μL del uso de ddH2O.
- Para configurar la reacción de clonación, siga el paso 2.2.
- Transforme toda la mezcla de reacción de clonación en células competentes dh5α o equivalentes de E. coli, y placa en LB + Km. Incubar a 37 °C durante la noche.
- Realice la proyección verde/blanca como en el paso 3.2.5.
- Purifique los plásmidos de unas pocas colonias blancas y realice digestións de restricción. Se recomienda utilizar la enzima NotI-HF porque hay dos sitios NotI en la parte del origen E. coli y del marcador de selección Km, respectivamente (Figura 4B). Si el plásmido ensamblado es muy grande, entonces se puede elegir otro sitio de restricción para su posterior confirmación. Alternativamente, pantalla con pcr de colonia antes de proceder a la digestión de restricción.
5. Aplicación de plásmidos multi genes para la expresión génica cromosómica o plásmida
- Integración de plásmidos multigénicos en el genoma de la levadura para la expresión génica cromosómica (Figura 5)
- Diseñe un ARN guía (gRNA) para el locus deseado. Se recomienda utilizar varios recursos en línea, como Benchling, CRISPRdirect43y CHOPCHOP44,para determinar la especificidad máxima en el objetivo.
- Clonar el GRNA sintetizado de 20 nt en el plásmido pCAS45 por clonación Gibson. Linealizar el plásmido pCAS por PCR utilizando una unión de primer par invertido a la 3' de la ribozyme HDV y el 5' del tracrRNA respectivamente (Figura 5). Alternativamente, clonar el gRNA en el plásmido de deserción de sgRNA (pYTK050) y ensamblar el plásmido de deserción en un plásmido de cassette con enlazadores. A continuación, ensamblar el Cas9 TU con el plásmido de la parte Cas9 (pYTK036). Por último, ensambla el Cas9 TU y el SgRNA TU en un plásmido multigénico replicativo.
- Linealizar 5-15 μg de plásmido multigénico integrador con 1 μL de enzima NotI-HF durante la noche. Transforme 1 μg de pCAS-gRNA y el plásmido multigéneo integrador linealizado en S. cerevisiae. Preparar células competentes utilizando un kit de transformación de levadura disponible comercialmente o siguiendo el protocolo de Geitz y Schiestl, 200746.
NOTA: No es necesario purificar el plásmido multigénico linealizado después de la digestión noti. - Peletizar las células después de la recuperación, desechar el sobrenadante, lavar con un volumen igual de agua. Coloque las células de levadura en la placa de deserción completa del medio sintético (CSM) o en la placa del medio de dextrosa peptona de extracto de levadura (YPD) con antibióticos, dependiendo del marcador selectivo de levadura. Incubar a 37 °C durante dos días para que se formen colonias. En caso de que no se observe ninguna colonia, incubar durante uno o dos días adicionales a 30°C.
- Examine las colonias de levadura para su integración por la colonia PCR47.
- Para curar el pCAS, desenvuelve la colonia con la correcta integración en una placa YPD no selectiva. Crecer a 30 °C durante la noche. Raya una colonia desde la placa YPD hasta una placa YPD fresca. De nuevo, crecer a 30 °C durante la noche. Raya una colonia desde la segunda placa YPD hasta una YPD más 100 μg/mL nourseothricin, el marcador de selección de pCAS. El curado exitoso ocurre cuando las células de levadura no crecen en la placa selectiva.
NOTA: Si el plásmido pCAS no se cura en dos rondas de YPD no selectivo, vuelva a rayar en un YPD fresco para otras rondas de 1-2.
- Transformación del plásmido multigénico replicativo para la expresión génica basada en plásmidos
- Transforme 100 ng-1 μg de plásmido multigéneo puro en células competentes de S. cerevisiae.
- Coloque las células de levadura inmediatamente después de la transformación en la placa de deserción CSM o YPD más placa antibiótica, dependiendo del marcador de selección de levadura utilizado. Incubar a 30°C durante 2-3 días para que se formen colonias.
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Representative Results
Aquí los resultados de cuatro plásmidos multigéneros replicativos para la producción de β caroteno (amarillo) y licopeno (rojo). Se construyó un plásmido multigénico integrador para interrumpir el locus ADE2, las colonias de las cuales son rojas.
Clonación de CDS en el vector de entrada (pYTK001)
ERG20 se amplió desde el genoma de la levadura y los tres genes carotenoides crtE, crtYB, crtI del plásmido pLM49448 en el vector de entrada pYTK001 como se describe. Los promotores de levadura pENO2, pTIP1, pPYK1 y pPDC1 y los terminadores tTDH2, tHSP26, tADH2, tACS2 fueron clonados como plásmidos de parte. Se introdujo una mutación puntual en CrtYB (G247A) para producir licopeno y se creó una construcción de fusión BTS1-ERG20 para canalizar mejor el prenil intermedio a carotenoides. Las figuras 6A y 6B muestran una placa representativa de la clonación exitosa de un plásmido de parte y proporcionan un ejemplo del cribado verde/blanco con 90,35 ± 4,22% de colonias totales potencialmente correctas (blancas).
Montaje de unidades de transcripción (plásmidos de casete)
Antes de montar el plásmido de casete, se finalizó el diseño del plásmido multigénico. Para las cuatro TUs carotenoides, cuatro vectores intermedios con conectores diferentes fueron clonados primero siguiendo el paso 3.1. Las cifras 6C y 6D muestran una placa representativa de un montaje exitoso del vector intermedio y proporcionan un ejemplo de la proyección rojo/verde, con 17,56 ± 3,32% de colonias totales positivas (verde). Aunque esta proporción es relativamente baja, el cribado es muy facilitado por la fluorescencia verde.
A continuación, las TUs para BTS1-ERG20, ERG20, crtE, crtYB, crtYB(G247A)y crtI se montaron siguiendo el paso 3.2 (Cuadro 1). Las figuras 6E y 6F muestran una placa representativa de un montaje exitoso de las TU y proporcionan un ejemplo de un método de cribado verde/blanco, con 65,02 ± 4,99% de colonias totales positivas (blancas).
Montaje de plásmidos multigénicos
Se montaron cuatro plásmidos multigénicos replicativos y uno integrador. Para plásmidos multigéneros replicativos, ERG20, BTS1-ERG20, crtE, crtYB, crtYB (G247A) y crtI se ensamblaron en cuatro combinaciones diferentes, creando cuatro plásmidos: dos para β caroteno y dos para la producción de licopeno(Tabla 2). La proporción de colonias potencialmente correctas (verde) para la clonación de vectores intermedios fue de 1,83 ± 0,15%(cifras 7A y 7B). Aunque este número parece bajo, el cribado se facilitó mediante la detección de la fluorescencia verde(Figura 7B). Una vez clonado el plásmido intermedio, la tasa de éxito del montaje de plásmidos multigénicos (blancos) del intermedio fue del 93,77± del 1,65%(cifras 7C y 7D). Las cifras 7E y 7F muestran un conjunto subóptimo de plásmidos multigéneros, ya que el número de colonias positivas (blancas) era insignificante. Después de transformarse en levadura, las colonias que producen β caroteno (amarillo) y licopeno (rojo) crecieron en el tercer día. Cuatro colonias de cada plato fueron rayadas en platos frescos y cultivadas durante dos días más. Las figuras 8A y 8B muestran que la fusión del BTS1-ERG20 dirige más geranilgeranilo-pirofosfato hacia la producción de carotenoides, como se ve en colores más oscuros que usando el ERG20 solo. Tras la extracción49 y cuantificación de los carotenoides por espectrofotometría UV-Vis con estándares auténticos, se observa que la fusión de BTS1-ERG20 conduce a la producción de 0,729 μg/mg β-caroteno, que es ~35 veces superior a 0,021 μg/mg β caroteno producido por la cepa con ERG20 solo. Asimismo, la producción de licopeno es ~16,5 veces mayor en la cepa con BTS1-ERG20 (1.126 μg/mg) en comparación con ERG20 (0,068 μg/mg) solo(Figura 8C).
Plásmidos multigénicos replicativos transformados en levadura con (A) BTS1-ERG20 fusión TU y (B) ERG20 TU. En cada placa, levadura en el lado izquierdo tiene plásmidos que contienen crtE TU, crtYB TU y crtI TU para la producción de β-caroteno y levadura en el lado derecho tiene plásmidos que contienen crtE TU, crtYB (G247A)TU, y crtI TU para la producción de licopeno.
Para el plásmido integrador, se montaron los brazos de homología de ConLS', sfGFP, ConRE', HIS3 (marcador de selección de levadura), ADE2 5' y 3' brazos de homología siguiendo el paso 4.1.2. Los brazos de homología de 5' y 3' estaban separados por 500 bp, eliminando ~180 aminoácidos después de la integración. Además, el brazo homológico 5' tenía seis codos de parada hacia el final 3'. La ADE2 mutada dio como resultado colonias rojas50. Se utilizó el ADE2 gRNA 5'-ATTGGGAC GTATGATTGTTGAGG-3'51' y siguió el paso 5.1 para la integración genómica. Después de 3-4 días, se observaron colonias rojas en la placa YPD + 100 μg/ml de nourseothricina, lo que indica que ADE2 había sido interrumpida con éxito(Cifras 8D y 8E).
Figura 1: Visión general del ensamblaje multigénico. El montaje se lleva a cabo en tres niveles. En 0 nivel 1, el CDS, o cualquier otra parte, se amplifica desde el genoma o sintetizado, y luego se clona en el vector de entrada pYTK001 utilizando la enzima BsmBI (o Esp3I). ColE1: Origen E. coli de la replicación; CmR: Gen resistente al cloranfenicol. En el nivel 2, la unidad de transcripción (TU) que contiene un promotor, un CDS y un terminador se ensambla utilizando la enzima BsaI. En el nivel 3, se ensamblan hasta cinco unidades de transcripción en un plásmido multigénico utilizando la enzima BsmBI (o Esp3I). El plásmido multigénico puede ser replicativo o integrador. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Primer diseño y clonación de plásmidos de parte. (A) Primer diseño para amplificar partes individuales, domesticar genes o crear mutaciones puntuales, y ensamblar proteínas de fusión. Las imprimaciones incluyen los sitios de reconocimiento y corte BsmBI y BsaI y el voladizo MoClo para un montaje adecuado. Los voladizos moclo se representan como 1, 2, 3, 4 y 5, 6, 7, 8. Las imprimaciones internas para la domesticación o la creación de proteínas de fusión contienen el BsmBI, pero no los sitios BsaI. Los voladizos para estos son secuencias internas personalizadas (NNNN y N'N'N'N' en púrpura). El terminal "ttt" se incluye para una digestión óptima de enzimas. GOI: gen de interés. (B) Clonación de piezas amplificadas en el vector de entrada pYTK001 utilizando BsmBI (o Esp3I). Los voladizos complementarios conducen a la integración de la pieza y a la eliminación del sitio de reconocimiento BsmBI. ColE1: Origen E. coli de la replicación; CmR: Gen resistente al cloranfenicol. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Montaje de la unidad de transcripción. Para ensamblar los plásmidos TU, se recomienda el montaje de un vector intermedio para facilitar el montaje combinativo de TU. Para ensamblar el vector intermedio, clone el Con LX (X: uno de los cinco conectores izquierdos), la deserción sfGFP, el Con RY (Y: uno de los cinco conectores correctos), una ORI de levadura (origen de replicación) y una parte del marcador de levadura en el vector de deserción mRFP1 utilizando la enzima BsaI. El plásmido intermedio es resistente a la ampicilina. Los sitios de reconocimiento BsaI se conservan para la clonación de plásmidos TU. Para clonar el plásmido TU, un promotor, un CDS y un terminador se ensamblan en el vector intermedio utilizando BsaI. El TU clonado tendrá sitios BsmBI en las regiones conLX y ConRY para el siguiente paso de ensamblaje multigénico. El TU clonado también es resistente a la ampicilina. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| nombre | ConLX (conector izquierdo) | promotor | CDS | terminador | ConRY (conector derecho) |
| BTS/ERG20 TU | LS | pENO2 | BTS1/ERG20 | tTDH2 | R1 |
| ERG20 TU | LS | pENO2 | ERG20 | tTDH2 | R1 |
| crtE TU | L1 | pTIP1 | crtE | tHSP26 | R2 |
| crtYB TU | L2 | pPDC1 | crtYB | tADH2 | R3 |
| crtYBG247A TU | L2 | pPDC1 | crtYBG247A | tADH2 | R3 |
| crtI TU | L3 | pPYK1 | crtI | tACS2 | re |
Tabla 1: Unidades de transcripción utilizadas en este estudio. Los promotores y terminadores fueron amplificados desde S. cerevisiae. BTS1 (sintasa de difosfato de geranilgeranilo) y ERG20 (pirofosfato farnesilo sintátido) se amplificaron desde S. cerevisiae. Los genes crtE (geranilgeranil diphosfato syntasa), crtYB (licopeno bifuncional cíclase/sintasa de fitoeno) y crtI (fitoeno desaturase) procedían de Xanthophyllomyces dendrorhous.
Figura 4: Conjunto plásmido multigénico. (A) Conjunto plásmido replicativo. El ensamblaje del vector intermedio replicativo incluye la clonación del Con LS', la deserción sfGFP, el Con RE', una ORI de levadura, un marcador de levadura y un origen y marcador E. coli en el vector de deserción mRFP1 utilizando la enzima BsaI. Los sitios de ConLS y ConRE' introducen sitios de reconocimiento BsmBI en el vector. Los conjuntos potencialmente correctos se pueden examinar buscando colonias verdes en una placa selectiva con kanamycin. Las TUs previamente montadas se pueden clonar en el vector intermedio utilizando la enzima BsmBI. Este plásmido contiene una ORI de levadura que le permite replicarse en un huésped de levadura. B) Conjunto plásmido integrativo. El montaje del vector intermedio integrativo incluye la clonación del Con LS', la deserción sfGFP, el Con RE', un brazo de homología de 5', un brazo de homología de 3', un marcador de levadura y el origen y el marcador E. coli en el vector de deserción RFP utilizando la enzima BsaI. Los conjuntos correctos deben aparecer en verde en una placa selectiva con kanamycin. Las unidades de transcripción realizadas previamente se pueden clonar en el vector intermedio replicativo utilizando la enzima BsmBI. Este vector no tiene una ORI de levadura y se integrará en el locus objetivo a través de CRISPR y recombinación homóloga. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| nombre | TU1 | QUW | TU3 | TU4 | producto |
| B/E-β-Caroteno | BTS1/ERG20 | crtE | crtYB | crtI | β caroteno |
| B/E-licopeno | BTS1/ERG20 | crtE | crtYBG247A | crtI | licopeno |
| E-β-Caroteno | ERG20 | crtE | crtYB | crtI | β caroteno |
| E-licopeno | ERG20 | crtE | crtYBG247A | crtI | licopeno |
Tabla 2: Plásmidos multigénicos utilizados en este estudio.
Figura 5: Integración CRISPR. (A) Clonación de plásmidos CRISPR y ayudante. El plásmido pCAS contiene la endonucleasa Cas9 y componentes (promotor de ARN, terminador SNR52, ribozyme HDV y tracrRNA) para una expresión óptima de un ARN. Clonar el plásmido pCAS+gRNA ensamblando el gRNA sintético con el pCAS linealizado usando la clonación gibson. (B) CRISPR ayudó a la integración genética. Paso 1: Cotransformación: pCAS +gRNA se co-transformó en levadura con el plásmido integrativo que contiene los genes de interés (GOI), un marcador selectivo de levadura, y 5' y 3' región de homología dirigida al locus genómico. Para una integración óptima, linealice el plásmido integrador con NotI. Paso 2: Integración en el locus objetivo: Crecimiento de la levadura transformada en una placa selectiva para el marcador de levadura, ya sea antibiótico o auxotrófico. Realice el genotipado para confirmar la integración. Paso 3: Cura el plásmido pCAS + gRNA rayando levadura en una placa no selectiva. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Placas representativas de clonación de nivel de vector de entrada y unidad de transcripción en E. coli. Placas representativas de la clonación exitosa de un gen en el vector de entrada pYTK001 bajo (A) luz visible y (B) luz UV. Las colonias positivas son blancas y las colonias negativas son verdes. La proporción de colonias positivas en general es de 90.35 ± 4.22%. Montaje correcto del vector intermedio para el montaje a nivel de unidad de transcripción y selección verde/rojo bajo (C) luz visible y (D) luz UV. Las colonias positivas son verdes. La proporción de colonias positivas en general es de 17.56 ± 3.32%. Montaje exitoso de la unidad de transcripción del vector intermedio y cribado verde/blanco bajo (E) luz visible y (F) luz UV. Las colonias positivas son blancas y las colonias negativas son verdes. La proporción de colonias positivas en general es: 65.02 ± 3.32 %. Los datos proceden de tres réplicas biológicas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Placas representativas de clonación plásmida multigénica en E. coli. Montaje del vector intermedio para montaje a nivel multigenial y selección roja/verde bajo (A) luz visible y (B) luz UV. Las colonias positivas son verdes y las colonias negativas son rojas. La proporción de colonias positivas en general es de 1.83 ± 0.15%. Montaje exitoso de múltiples TU desde el vector intermedio y selección verde/blanco (C) bajo luz visible y (D) luz UV. Las colonias positivas son blancas. La proporción de colonias positivas en general es de 93.77 ± 1.65%. Montaje subóptimo de plásmido multigéneo bajo(E)luz visible y (F) luz UV. El número de colonias positivas es insignificante. Los datos proceden de tres réplicas biológicas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Placas representativas de plásmidos integradores y replicativos en levadura. Plásmidos multigénicos replicativos transformados en levadura con (A) BTS1-ERG20 fusión TU y (B) ERG20 TU. En cada placa, levadura en el lado izquierdo tiene plásmidos que contienen crtE TU, crtYB TU y crtI TU para la producción de β-caroteno y levadura en el lado derecho tiene plásmidos que contienen crtE TU, crtYB (G247A)TU, y crtI TU para la producción de licopeno. (C) cuantificación β-caroteno y licopeno del extracto de levadura con cuatro plásmidos multigénero utilizando un espectrómetro UV-vis. La absorbancia máxima se registró a 450 nm y 470 nm para β caroteno y licopeno respectivamente. La cuantificación absoluta se realizó utilizando normas auténticas(Figura Complementaria S3). La fusión de BTS1-ERG20 conduce a la producción de ~35 veces más alta β caroteno y ~16.5 veces más licopeno en comparación con ERG20 solo. Placas representativas para la interrupción del locus ADE2 mediante la integración de un plásmido integrador multigénico con un GRNA y sin ADN auxiliar(D)y con gRNA y un plásmido integrador multigeno como ADN auxiliar (E). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El kit de clonación basado en MoClo desarrollado por Lee et al. proporciona un excelente recurso para el montaje rápido de una a cinco unidades de transcripción en un plásmido multigéneros, ya sea para replicación o integración en el genoma de la levadura. El uso de este kit elimina el cuello de botella de clonación que consume mucho tiempo y que con frecuencia existe para expresar múltiples genes en levadura.
Probamos cinco condiciones diferentes para los ciclos de digestión/ligadura de la clonación golden gate con ligasa de ADN T4. Encontramos que 30 ciclos de digestión a 37 °C durante 5 minutos y ligadura a 16 °C durante 5 minutos seguidos de un paso de digestión final a 50 °C durante 10 min y un paso de inactivación proteica a 80 °C durante 10 minutos resultaron en un 99,5% de colonias que eran potencialmente correctas en un conjunto de 4 piezas(Figura Suplementaria S1 y Tabla S3). El ligamento a 16 °C garantiza una actividad óptima del ligaso y el recocido del voladizo. La digestión final a 50 °C evita que los productos digeridos re-ligaduran. Este ciclo se siguió para todas las reacciones de ensamblaje a menos que se especificara lo contrario.
También hemos encontrado algunos pasos críticos que necesitan una atención especial para obtener resultados óptimos. Recomendamos encarecidamente ensamblar vectores intermedios con la deserción sfGFP antes de ensamblar unidades de transcripción. En teoría, las siete partes se pueden clonar en el vector E. coli con el mRFP1, seguido de cribado rojo/blanco. Sin embargo, en la práctica, mRFP1 desarrolla el color muy lentamente y es difícil distinguir entre las colonias E. coli de color rojo pálido y amarillo pálido bajo luz visible. Como sfGFP absorbe en el rango UV52,el uso de un uv o un transilluminador de luz azul facilita la detección de colonias de color verde brillante. Además, la clonación de un vector intermedio permite un montaje más fácil de las diversas combinaciones de promotores, CDS y terminadores, lo que permite una creación de biblioteca combinatoria más fácil, ya que un ensamblaje con cuatro partes suele dar como resultado colonias más positivas que un ensamblaje con más piezas. La Figura Suplementaria S2 muestra una disminución progresiva en la proporción de colonias potencialmente correctas de un ensamblaje de 6 piezas a un ensamblaje de 8 piezas.
Las concentraciones de todas las partes deben medirse meticulosamente para garantizar la concentración emolar de cada parte. Cuantificar las piezas utilizando un espectrómetro UV-Vis suele ser suficiente, pero los métodos más sensibles, como los ensayos basados en la fluorescencia, pueden dar mejores resultados. Si no se cuantifica con precisión todas las piezas, a menudo se produce una baja eficiencia de montaje. Uno debe seleccionar el Esp3I y BsaI-HFv2 altamente eficientes, respectivamente. Hemos observado que el T4 funciona bien tanto para los voladizos en el kit como para los voladizos personalizados son necesarios para fusionar dos partes, lo que es consistente con la literatura36,aunque el papel original recomendaba ligasa T76. Aumentar el número de ciclos puede aumentar el número de colonias potencialmente correctas hasta cierto punto. Por ejemplo, 25 ciclos de digestión y ligadura son suficientes para ensamblar de tres a cuatro partes, pero 30-35 ciclos dan mejores resultados para más partes.
La estrategia MolClo es ventajosa sobre los métodos alternativos de montaje de varias partes8,9,10,11,12 porque permite una clonación modular y altamente versátil. Sin embargo, la limitación principal es el paso de domesticación, ya que las piezas a veces tienen varios sitios BsmBI, BsaI o NotI. Mutar todas las piezas puede llevar mucho tiempo. En este caso, uno puede considerar sintetizar el CDS sin estos sitios de restricción. Sin embargo, para los promotores y terminadores, mutar incluso un solo nucleótido puede cambiar su funcionalidad. Por lo tanto, se recomienda validar la actividad de estas piezas utilizando un ensayo de reportero39. Otra limitación es que este kit sólo permite hasta cinco unidades de transcripción en un plásmido multigénico. Si se desean más unidades de transcripción, se pueden construir conectores adicionales seleccionando un conjunto de voladizos altamente compatibles36.
El kit proporciona 27 promotores, seis terminadores, siete marcadores de selección de levadura y dos levaduras de origen de replicaciones. Las piezas personalizadas, como promotores y terminadores, nativos o sintéticos, se pueden clonar en el vector de entrada siguiendo este protocolo. El kit moclo de levadura se ha utilizado principalmente para sobreexprimir vías metabólicas multigéneros para producir productos químicos de alto valor en levaduras. Este protocolo también se puede utilizar cuando se desean diferentes interruptores para circuitos biológicos en levadura. También existe un enorme potencial para aplicar este kit para la investigación de preguntas biológicas básicas sobre interacciones proteína-proteínas, localización de proteínas y actividades enzimáticas. En general, este protocolo es extremadamente flexible y fiable y puede soportar cualquier clonación exigente en la biología de la levadura.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por la Research Foundation para la Universidad Estatal de Nueva York (Premio #: 71272) y el Premio IMPACT de la Universidad en Buffalo (Premio #: 000077).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm Glass beads | RPI research products | 9831 | For lysing yeast cells |
| Bacto Agar | BD & Company | 214010 | Component of the yeast complete synthetic medium (CSM) |
| Bacto Peptone | BD& Company | 211677 | Component of the yeast extract peptone dextrose medium (YPD) |
| BsaI-HFv2 | New England Biolabs | R3733S | a highly efficient version of BsaI restriction enzyme |
| Carbenicillin | Fisher Bioreagents | 4800-94-6 | Antibiotic for screening at the transcription unit level |
| Chloramphenicol | Fisher Bioreagents | 56-75-7 | Antibiotic for screening at the entry vector level |
| CSM-His | Sunrise Sciences | 1006-010 | Amino acid supplement of the yeast complete synthetic medium (CSM) |
| Dextrose | Fisher Chemical | D16-500 | Carbon source of the yeast complete synthetic medium (CSM) |
| Difco Yeast Nitrogen Base w/o Amino Acids | BD & Company | 291940 | Nitrogen source of the yeast complete synthetic medium (CSM) |
| dNTP mix | Promega | U1515 | dNTPs for PCR |
| Esp3I | New England Biolabs | R0734S | a highly efficient isoschizomer of BsmBI |
| Frozen-EZ Yeast Trasformation II Kit | Zymo Research | T2001 | For yeast transformation |
| Hexanes | Fisher Chemical | H302-1 | For carotenoid extraction from yeast cells |
| Kanamycin | Fisher Bioreagents | 25389-94-0 | Antibiotic for screening at the multigene plasmid level |
| LB Agar, Miller | Fisher Bioreagents | BP1425-2 | Lysogenic agar medium for E. coli culturing |
| LB Broth, Miller | Fisher Bioreagents | BP1426-2 | Lysogenic liquid medium for E. coli culturing |
| Lycopene | Cayman chemicals | NC1142173 | For lycopene quantification |
| MoClo YTK | Addgene | 1000000061 | Depositing Lab: John Deuber |
| Monarch Plasmid Miniprep Kit | New England Biolabs | T1010L | For plasmid purification from E.coli |
| Nanodrop Spectrophotometer | Thermo Scientific | ND2000c | For measuring accurate DNA concentrations |
| NotI-HF | New England Biolabs | R3189S | Restriction enzyme for integrative multigene plasmid linearization |
| Nourseothricin Sulphate | Goldbio | N-500-100 | Antibiotic Selection marker for the pCAS plasmid used in this study |
| Phusion HF reaction Buffer (5X) | New England Biolabs | B0518S | Buffer for PCR using Phusion polymerase |
| Phusion High Fidelity DNA Polymerase | New England Biolabs | M0530S | High fidelity polymerase for all the PCR reactions |
| pLM494 | Addgene | 100539 | Plasmid used to amplify crtI, crtYB and crtE used in this study |
| Quartz Cuvette | Thermo Electron | 10050801 | For quantifing carotenoids |
| T4 ligase | New England Biolabs | M0202S | Ligase for Golden Gate cloning |
| Thermocycler | BIO-RAD | 1851148 | For performing all the PCR and cloning reactions |
| Tissue Homogenizer | Bullet Blender | Model: BBX24 | For homogenization of yeast cells |
| UV-Vis Spectrophotometer | Thermo Scientific | Genesys 150 | For quantifing carotenoids |
| Yeast Extract | Fisher Bioreagents | BP1422-500 | Component of the yeast extract peptone dextrose medium (YPD) |
| β-carotene | Alfa Aesar | AAH6010603 | For β-carotene quantification |
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