Summary
Rygmarvsmikrocirkulation spiller en afgørende rolle i rygmarvsskade. De fleste metoder tillader ikke realtidsvurdering af rygmarvsmikrcirculation, hvilket er afgørende for udviklingen af mikrocirkulationsrelaterede behandlinger. Her foreslår vi en protokol ved hjælp af Laser-Doppler-Flow Needle sonder i en stor dyremodel af iskæmi / reperfusion.
Abstract
Rygmarvsskade er en ødelæggende komplikation af aorta reparation. På trods af udviklingen i forebyggelsen og behandlingen af rygmarvsskader er forekomsten stadig betydeligt høj og påvirker derfor patientens resultat. Mikrocirkulation spiller en central rolle i væv perfusion og iltforsyning og er ofte adskilt fra makroemodynamik. Således er direkte evaluering af rygmarvsmikrocirkulation afgørende for udviklingen af mikrocirkulationsrelaterede behandlinger og evaluering af eksisterende tilgange med hensyn til mikrocirkulation af rygmarven. Men, de fleste af de metoder giver ikke real-time vurdering af rygmarvs mikrocirkulation. Formålet med denne undersøgelse er at beskrive en standardiseret protokol for real-time rygmarvs mikrocirkulatoriske evaluering ved hjælp af laser-Doppler nål sonder direkte indsat i rygmarven. Vi brugte en svin model af iskæmi / reperfusion at fremkalde forringelse af rygmarvsmikrcirkulation. Derudover blev der anvendt en fluorescerende mikrosfæreindsprøjtningsteknik. I første omgang blev dyr bedøvet og mekanisk ventileret. Derefter, laser-Doppler nål sonde indsættelse blev udført, efterfulgt af placeringen af cerebrospinalvæske dræning. En median sternotomi blev udført for eksponering af den faldende aorta til at udføre aorta cross-fastspænding. Iskæmi/reperfusion blev forårsaget af supra-cøliaki aorta krydsfastspænding i alt 48 min, efterfulgt af reperfusion og hæmodynamisk stabilisering. Laser-Doppler Flux blev udført parallelt med makroemodynamisk evaluering. Derudover blev automatiseret cerebrospinalvæskeafløb brugt til at opretholde et stabilt cerebrospinalt tryk. Efter afslutningen af protokollen blev dyrene ofret, og rygmarven blev høstet til histopatologisk og mikrosfæreanalyse. Protokollen afslører muligheden for rygmarvsmikroperfusion målinger ved hjælp af laser-Doppler sonder og viser et markant fald under iskæmi samt nyttiggørelse efter reperfusion. Resultaterne viste sammenlignelig adfærd til fluorescerende mikrosfære evaluering. Afslutningsvis kan denne nye protokol give en nyttig stor dyremodel til fremtidige undersøgelser ved hjælp af realtid rygmarvsmikroperfusionsvurdering i iskæmi / reperfusionsforhold.
Introduction
Rygmarvsskade forårsaget af iskæmi/reperfusion (SCI) er en af de mest ødelæggende komplikationer ved aortareparation forbundet med reduceret udfald1,2,3,4. Nuværende forebyggelses- og behandlingsmuligheder for SCI omfatter optimering af makroemodynamiske parametre samt normalisering af cerebrospinalvæsketryk (CSP) for at forbedre rygmarvs perfusionstrykket2,5,6,7,8,9. På trods af implementeringen af disse manøvrer varierer forekomsten af SCI stadig mellem 2% og 31% afhængigt af kompleksiteten af aortareparation10,11,12.
For nylig har mikrocirkulation fået øget opmærksomhed13,14. Mikrocirkulation er det område af cellulær iltoptagelse og metabolisk udveksling og spiller derfor en afgørende rolle i organfunktion og cellulær integritet13. Nedsat mikrocirkulatorisk blodgennemstrømning er en vigtig faktor for vævskæmi forbundet med øgetdødelighed 15,16,17,18,19. Svækkelse af rygmarvsmikrocirkulation er forbundet med nedsat neurologisk funktion og resultat20,21,22,23. Derfor er optimering af mikroperfusion til behandling af SCI en mest lovende tilgang. Persistens af mikrocirkulatoriske forstyrrelser, på trods af makrocirkulatorisk optimering, er blevet beskrevet26,27,28,29. Dette tab af hæmodynamisk sammenhæng forekommer hyppigt under forskellige forhold , herunder iskæmi/reperfusion, og understreger behovet for direkte mikrocirkulatorisk evaluering og mikrocirkulationsrelaterede behandlinger26,27,30.
Hidtil har kun få undersøgelser brugt laser-Doppler sonder til real-time vurdering af rygmarvs mikrocirkulatorisk adfærd20,31. Eksisterende undersøgelser har ofte anvendt mikrosfæreindsprøjtningsteknikker, som er begrænset af periodisk brug og post mortem-analyse32,33. Antallet af forskellige målinger ved hjælp af mikrosfæren injektion teknik er begrænset af tilgængeligheden af mikrosfærer med forskellige bølgelængder. I modsætning til Laser-Doppler-teknikker er det desuden ikke muligt at foretage en realtidsvurdering af mikroperfusion, da der er behov for behandling og analyse efter slagtning af væv for denne metode. Her præsenterer vi en eksperimentel protokol til realtidsvurdering af rygmarvsmikrcirculation i en svin stor dyremodel af iskæmi / reperfusion.
Denne undersøgelse var en del af et stort dyreprojekt, der kombinerer en randomiseret undersøgelse, der sammenlignede krystalloiders indflydelse vs. kolloider på mikrocirkulation i iskæmi / reperfusion samt en undersøgende randomiseret undersøgelse af virkningerne af væsker vs. vasopressorer på rygmarvsmikroperfusion. Flow sonde 2-punkts kalibrering samt trykspidskateter kalibrering er tidligere blevet beskrevet34. Ud over den rapporterede protokol blev fluorescerende mikrosfærer anvendt til måling af rygmarvsmikroperfusion, som tidligere beskrevet, ved hjælp af 12 prøver af rygmarvsvæv for hvert dyr, med prøver 1-6, der repræsenterer den øvre rygmarv og 7-12, der repræsenterer den nedre rygmarv35,36. Mikrosfære injektion blev udført for hvert måling trin efter afslutningen af Laser-Doppler optagelser og makroemodynamiske evaluering. Histopatologisk evaluering blev udført ved hjælp af Kleinman-Score som tidligere beskrevet37.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Undersøgelsen blev godkendt af den statslige kommission for pleje og brug af dyr i byen Hamburg (reference nr. 60/17). Dyrene modtog pleje i overensstemmelse med »Vejledning for pleje og anvendelse af laboratoriedyr« (NIH-publikation nr. 86-23, revideret 2011) samt FELASA's anbefalinger og forsøg blev udført i henhold til retningslinjerne for ARRIVE24,25. Denne undersøgelse var et akut forsøg, og alle dyr blev aflivet i slutningen af protokollen.
BEMÆRK: Undersøgelsen blev udført hos seks tre måneder gamle han- og hunsvin (tysk Landrace), der vejer ca. 40 kg. Dyr blev bragt til dyreplejen mindst 7 dage før forsøgene og blev opstaldt i overensstemmelse med dyrevelfærdsanbefalingerne. Dyrene blev forsynet med mad og vand ad libitum, og deres sundhedstilstand blev regelmæssigt vurderet af den ansvarlige dyrlæge. En fastetid på 12 timer blev opretholdt forud for forsøgene. Hele forsøgsproceduren og håndteringen af dyrene blev overvåget af den ansvarlige dyrlæge.
1. Anæstesi induktion og vedligeholdelse af anæstesi
- For anæstesi induktion og vedligeholdelse af anæstesi, præmedicinere dyrene og dybt bedøve dem ved hjælp af en intramuskulær injektion efterfulgt af intravenøse injektioner, hvis det er nødvendigt, at udføre endotracheal intubation. Derefter fremkalde og opretholde anæstesi ved hjælp af en kombination af et flygtigt anæstesimiddel med en kontinuerlig opioidapplikation suppleret med en ekstra opioid bolus injektion.
- Udfør intramuskulære injektioner af ketamin 20 mg kg-1, azaperone 4 mg kg-1og midazolam 0,1 mg kg-1 til præmedicinering og sedation.
- Placer et venekateter i en øreåre, sikre korrekt fiksering, og vurdere funktionalitet ved hurtig anvendelse af 10 mL saltvand.
- Placer dyret i en liggende position på et opvarmningstæppe for at forhindre varmetab.
- Etablere grundlæggende overvågning med elektrokardiografi (EKG) og puls oximetry at overvåge cardio-lungetilstand af dyrene, og forbinde den til den grundlæggende overvågning hardware.
- Giv 15L·min-1 ilt via en svineformet maske til foroxygenation.
- Indsprøjt intravenøs boli på 0,1 mg kg-1 af 1% propofol, hvis det er nødvendigt, og udfør endotracheal intubation.
- Fast placering med ende tidevandskaptografi og auskultation, giv 0,1 mg•kg-1 pancuronium, og sørg for korrekt fiksering af endotrakealrøret.
- Etablere volumenstyret ventilation ved hjælp af tidevandsvolumener på 10 mL·kg-1 kropsvægt-1, et positivt endeudløbstryk på 10 cmH2O og en brøkdel af inspireret ilt (FiO2) af 0,3 ved hjælp af anæstesimaskinen. Ventilatorfrekvensen justeres for at opretholde en co2-spænding ved udtløbende (etCO2) på 35-45 mmHg.
- Indfør et gastrisk rør, udfør sugning af mavevæsker, fastgør røret korrekt og tilslut det til en opsamlingspose. Luk forsigtigt dyrets øjne for at forhindre tørhed i øjnene under anæstesi.
- Anæstesi ved kontinuerlig infusion af fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) og sevoflurane (3,0% udløbet koncentration, leveret af dampen). Sørg for et passende niveau af anæstesi ved omhyggelig observation af vitale tegn og ventilationsparametre samt ved fravær af bevægelser under hele protokollen, idet der lægges særlig vægt på faserne af kirurgisk stimulus. Giv yderligere bolusdoser af fentanyl (50 μg), hvis der er tegn på smerte eller angst.
BEMÆRK: Sikre tilstedeværelsen af forskere, der har erfaring med dyrebedøvelse under hele proceduren, og brug tilsyn af en erfaren dyrlæge til at sikre korrekt anæstesi. - Giv en baseline infusionshastighed på 10 mL·kg-1·h-1 afbalancerede krystalloider for at kompensere for væsketab under anæstesi, kirurgisk præparat og udførelse af forsøgsprotokollen. Brug en væskevarmer for at forhindre varmetab.
- Rengør forsigtigt grisens hud ved hjælp af sæbevand. Brug en huddesinfektionsopløsning, der indeholder povidone-jod, til at mindske hudforureningen. Brug sterile handsker til kirurgiske præparater. Påfør 300 mg clindamycin som antimikrobiel profylakse, og gentag doseringen efter 6 timer.
2. Sonde placering
- Placer dyret i højre sideposition, og flex dyrets ryg for at udvide rummet mellem ryghvirvlerne.
- Kirurgisk udsætte paravertebrale område til fremstilling af spinøse processer og vertebrale buer (Figur 1A).
- Placer en vaskulær 14 G perifer venekateter paramedian i rygmarven på niveau med brysthvirvler (Th) 13/14 eller lændehvirvel (L) 1/2 mellem to rygmarvsbuer (Figur 1B).
- Tag nålen ud, sæt laser/Doppler-nålesonden over venekateteret (Figur 1C), og test signalkvaliteten ved tilslutning til den udpegede hard- og software. Sørg for, at der er et stabilt signal med moderat pulsatilitet.
- Fastgør forsigtigt sonden med suturer (Figur 1D) og brug polstring for at forhindre forskydning eller forskydning af sonden.
- Ved perkutan placering af cerebrospinalvæskeafløb til måling og styring af cerebrospinaltryk identificeres niveauet af L 4/5 eller L 5/6, huden og det subkutane rum med indføringsnålen fjernes, og indlægsnålen fjernes.
- Placer en saltvandsfyldt sprøjte på nålen, og indfør forsigtigt nålen med konstant tryk på den væskefyldte sprøjte.
- Når et tab af modstand mærkes som bevis for epidural position, genindfør inlay nålen, og indføre nålen 2-3 mm yderligere for at punktere dura mater og fjerne indlægålen.
- Kontroller intrathecal position ved hurtigt dryp af klar spiritus. Indfør dræning op til 20 cm dybde, fastgør Luer-lock adapteren, og kontroller positionen ved omhyggelig aspiration af spiritus.
- Fastgør forsigtigt dræning med suturer, og tilslut det til cerebrospinalvæskeafløbssystemet.
- Eksponer kraniet bag venstre øre, og udfør forsigtigt en borehul trepanation af huden ved hjælp af en 6 mm bore vedhæftet fil.
- Introducer en anden laser doppler sonde direkte ind i hjernen. Fastgør forsigtigt sonden med suturer, og test signalkvaliteten ved tilslutning til udpeget hard- og software. Igen, sørg for, at der er et stabilt signal med moderat pulsatilitet.
- Afbryd alle sonder, læg forsigtigt dyret i en liggende position, hvilket sikrer upåvirket sondeposition. Sørg for, at mindst 4-5 forskere udfører denne manøvre.
- Tilslut sonderne igen, og kontroller signalkvaliteten igen.
- Tilslut udgangskanalerne for laser-Doppler-hardwaren til forstærkeren og synkron anskaffelseshardwaren og -softwaren for desuden at optage laser/Doppler Flux samtidigt med makrokromodynamiske signaler.
- Kalibrer Flux pr. enhed (PU) med 2-punkts kalibrering.
- Tryk på Enter for at åbne menuen, og vælg den analoge outputindstilling.
- Brug den viste konverteringsfaktor (5,0 V = 1000 PU) til at kalibrere Flux med 2-punkts kalibrering til brug sammen med den synkrone anskaffelsessoftware.
- Vælg Vend tilbage for at vende tilbage til den forrige menu, og vælg Måling for at fortsætte målingen.
- Åbn den synkrone anskaffelsessoftware. Vælg nul alle input i menuen Installation. Tilslut alle indgange med de brugte enheder og sonder.
- Udfør 2-punkts kalibrering for Flux ved at klikke på rullemenuen på Flux-kanalen. Vælg 2-punkts kalibrering. Angiv enhedsomregning til til, og vælg BPU som enheder. For punkt 1skal du indstille 0 V til 0 BPU. For punkt 2skal du indstille 5,0 V til 1000 BPU. Vælg angiv enheder for alle og nye data. Tryk på OK for at lukke menuen.
- Start kontinuerlig cerebrospinalvæskeafløb med et måltryk på 10 mmHg og drænvolumen på 20 mL·h-1.
3. Kateter placering
- Eksponer begge lårpulsårer.
- Ligate den distale del af højre lårpulsåre, midlertidigt okkludere den proksimale lumen af arterien ved hjælp af et fartøj loop, udføre en 2 mm snit af fartøjet ved hjælp af en Potts 'saks, og indføre styretråden.
- Førføringsledningen yderligere indføring, sikring af modstandsfri indsættelse og undgå enhver knæk af ledningen; indføring af kateteret over ledningen.
- Fix kateteret med suturer.
- Sikre korrekt position ved aspiration af arteriel blod verificeret med blodgas analyse og arteriel signal måling efter korrekt forbindelse til blodtryk og trans-kardiopulmonal overvågning hard- og software.
- Placer en 5 mm flow-sonde på venstre lårpulsåre, og test signalkvaliteten ved tilslutning til flowmeteret.
- Luk begge lyske med suturer.
- Eksponer den rigtige halspulsåre samt den rigtige indre halspulsåre til placering af 8 Fr. introducer kapper.
- For kateterplacering skal du fortsætte på samme måde som beskrevet i 3.2-3.4.
- Tilslut side-lumen af halspulsåren introducer kappe til den grundlæggende tryk overvågning og lunge termodilution hardware til arteriel trykmåling.
- Indfør et trykspidskatetre i den stigende aorta, og kontroller positionen ved at oprette forbindelse til forstærkeren og synkron erhvervelse hard- og software.
- Placer en Svane-Ganz lungepulsåren kateter via venøs skeden i lungepulsåren ved at puste ballonen med luft på 20 cm dybde og forsigtigt indsætte det, indtil en kile tryk ses i den hæmodynamiske kurve. Deflat ballonen og træk kateteret 2 cm tilbage. Sørg for at opfylde signalkvaliteten af lungepulsårens tryk. Tilslut termistorerne til grundlæggende trykovervågning og lunge termodilutionshardware.
- Brug sonografisk vejledning til perkutan placering af en 12 Fr. 5-Lumen central venøs kateter til lægemiddeladministration og central venøs trykmåling i den ydre højre halspulsåre. Brug 6 trin-tilgang til sonografisk placering38
- Tilslut det distale lumen af kateteret til blodtryk og trans-kardiopulmonal overvågning hard- og software. Skift alle lægemidler og infusioner til det centrale venekateter. Brug forskellige lumen til smertestillende midler, væsker og katekolaminer, og spar de store lumen til administration af kolloider under volumen-loading trin.
4. Kirurgisk præparat
- Udfør en mini-laparotomi, mobilisere blæren, indsætte en foley kateter til urin dræning, puste ballonen med saltvand, og fastsætte kateteret med pose suturer.
- Tilslut kateteret til en urinopsamlingspose, der viser urinmængden i mL.
- Forøg FiO2 til 1,0, og gen administration 0,1 mg kg-1 pancuronium intravenøst.
- Udfør en median sternotomi ved hjælp af elektrokauteri til prepping ned til brystbenet. Disseker forsigtigt brystbenet fra det omgivende væv. Udfør retrosternal placering af en komprimering for at forhindre skader.
- Stop ventilationen og del knoglen med en oscillerende sav. Fortsæt ventilationen, og reducer FiO2 til 0,3. Brug elektrokauteri til at reducere blødning, og forsegle brystbenet med knoglevoks.
- Mobilisere omhyggeligt toppen af venstre lunge, og opdele den venstre laterale del af mellemgulvet for at lette kirurgisk eksponering.
- Udsæt den faldende aorta proksimale for cøliakistammen ved blid tilbagetrækning af venstre lunge, sikring af uforstyrret ventilation og undgå traumer til venstre lunge (Figur 2A) og opdele det omgivende væv (Figur 2B). Giv 7 mlkg -1 hydroxyethylstivelse kolloid, hvis der er behov for hæmodynamisk stabilisering.
- Placer et overhold omkring den faldende aorta for at sikre korrekt eksponering (Figur 2C).
- Fastgør en flowsonde omkring den faldende thorax aorta (Figur 2D). Sørg for korrekt signalkvalitet ved at oprette forbindelse til flowmodulet og synkron erhvervelse af hard- og software. Brug kontaktgel til at forbedre signalkvaliteten, hvis det er nødvendigt.
- Fastgør en karløkke omkring den faldende aorta, distal til flowsonden for at markere området med aortakrydsfastspænding.
5. Vurdering og dataindsamling
- Nul alle katetre og niveaukatetre ved hjælp af væskefyldte linjer placeret på det rigtige atrieniveau.
- Placer nål EKG elektroder og forbinde dem til synkron erhvervelse hard- og software.
- Vurdering af trans-kardiopulmonal termodilution samt aorta flow og trykmålinger er tidligere blevet beskrevet 34.
- Til måling af hjerteudgang ved hjælp af lungepulsåren termodilution skal du udføre 3 injektioner med 10 mL kold saltvand og notere den middelværdi, der vises af grundlæggende overvågningshardware.
- Start laser-Doppler-softwaren ved blot at trykke på Start, og sæt et mærke for hvert måletrin ved omhyggeligt at mærke trinnene som M0 til M5.
6. Eksperimentel protokol
- Udfør målinger af grundlinjer (M0).
- Udfør hæmodynamisk optimering ved hjælp af volumenbelastningstrin på 7 ml-1 hydroxyethylstivelse kolloid. Udfør hvert volumenbelastningstrin over 5 minutter ved hjælp af trykinfusioner. Efter afslutningen af hvert volumen-loading trin, tillade 5 min for ekvilibrering. Begynd volumenbelastning, indtil stigningen i hjerteproduktionen er <15%.
- Gentag målinger (M1) efter afslutningen af hæmodynamisk optimering.
- Fremkalde iskæmi/reperfusion i alt 48 min supra-cøliaki aorta krydsfastspænding ved at placere en aortaklemme på det markerede område.
- Påfør aortafastspænding i stigende rækkefølge af intervaller på 1-, 2-, 5-, 10- og 30-min. for at forbedre dyrenes overlevelse under forsøgsprotokollen.
- Fortsæt aorta cross-fastspænding efter hvert interval efter højst 5 min eller efter normalisering af lårpulsåren flow.
- Udfør manuel indstrømning okklusion af ringere vena cava at forhindre blodtryk stigninger på > 100 mmHg gennemsnitlige arteriel tryk.
- Giv om nødvendigt bolusindsprøjtninger af noradrenalin eller adrenalin i fastspændingsfasen for at forhindre fald i det gennemsnitlige arterietryk under 40 mmHg.
- Gentag målingerne i slutningen af 30-minutters fastspændingsintervallet før reperfusion (M2).
- Åbn gradvist klemmen for at sikre hæmodynamisk stabilitet. Luk klemmen, hvis blodtrykket falder for hurtigt og lad stabiliseringen være.
- 7 ml kg-1 hydroxyethylstivelse kolloider samt yderligere bolusindsprøjtninger på 10-20 μg noradrenalin og/eller adrenalin til stabilisering. Giv 2 mL kg-1 af 8,4% natriumbicarbonat, hvis pH falder til under 7,1. Sørg for korrekt justering af åndedrætsfrekvensen for at sikre normocapnia.
- Gentag målinger 1 time efter reperfusion (M3).
- Gentag hæmodynamisk optimering som beskrevet under 6,2, og gentag målinger (M4).
- Udfør endelige målinger 4,5 timer efter induktion af iskæmi/reperfusion (M5).
7. Aktiv dødshjælp
- Administrere 40 mmol kaliumchlorid intravenøst for aktiv dødshjælp for at fremkalde ventrikelflim og asystole.
- Afslut ventilationen, og fjern alle katetre.
8. Organhøst
- Placer dyret i en udsat position, og fjern nålesonderne såvel som dræning.
- Eksponer rygsøjlen ved hud snit og fjernelse af muskelvæv ved hjælp af en skalpel og sammentrækninger.
- Brug en oscillerende sav til at opdele rygsøjlen paramedian på begge sider, og fjerne rygsøjlen del af rygmarven ved omhyggeligt at flytte den spinøse proces sidelæns for at løsne de resterende forbindelser.
- Brug sammenkrammer til forsigtigt at løfte rygmarven fra kaukaslen til kraniende ender, og bruge en skalpel til at skære rygmarvsnervene til at fjerne rygmarven.
- Opbevar rygmarven i 4% formalin indtil yderligere udnyttelse for histopatologisk evaluering eller mikrosfære kvantificering.
9. Statistisk analyse
- Brug statistisk software.
- Sørg for normal fordeling ved inspektion af histogrammer og log-transform variabler, hvis det er nødvendigt.
- Udsætte de afhængige variabler-rygmarv Flux, hjerte output, puls, slagtilfælde volumen, systolisk arterielt tryk, gennemsnitlige arterietryk, diastolisk arterielt tryk, central venøs tryk, systemisk vaskulær modstand - samt øvre og nedre rygmarvs mikroperfusion som vurderet med fluorescerende mikrosfærer, hvis det ønskes - til generelle lineære blandet model analyser, ved hjælp af den rutinemæssige GENLINMIXED for kontinuerlige data med en identitet link funktion.
- Brug grundlæggende justeringer.
- Angiv modeller med faste effekter for variabel grundlinje og målepunkt. Overvej målepunkt som gentagne foranstaltninger hos dyr.
- Rapportér p-værdier for faste effekter for målepunkt for hver parameter.
- For rygmarvs fluorescerende mikrosfæreanalyse, bruge regionen (nedre rygmarv, øvre rygmarv) ud som fast effekt og interaktion mellem region og målepunkt til at evaluere interaktioner mellem regioner og målepunkt, og rapport p-værdier af faste effekter for interaktion samt.
- Beregning af basisjusterede marginale midler med 95 % konfidensinterval (CI) for alle afhængige variabler ved målepunkterne M1-M5 efterfulgt af sammenligninger på parvis via mindst signifikante forskelstest.
- Ekspresvariabler som middelværdi (95% CI). Udtryk dyrenes vægt som middel ± standardafvigelse.
- Præsenter ikke-justerede p-værdier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Alle seks dyr overlevede indtil protokollens afslutning. Dyrenes vægt var 48,2 ± 2,9 kg; fem dyr var handyr, og et dyr var hunner. Spinallål sonde indsættelse samt rygmarv Flux måling var muligt i alle dyr.
Eksempler på mikrocirkulatoriske optagelser i realtid af rygmarvsmikalier i kombination med cerebral mikrocirkulatoriske og makroemodynamiske optagelser under aorta krydsfastspænding for induktion af iskæmi samt under ublukkelse og reperfusion er vist i figur 3A, figur 3B. Afbrydelsen af faldende aorta flow blev efterfulgt af et markant fald i rygmarven Flux, mens trykket i den stigende aorta steg (Figur 3A). Reperfusion førte til modsatte virkninger (Figur 3B).
Statistisk analyse af makro- og mikrocirkulatoriske parametre er vist i tabel 1. Blandede model-anslåede marginale midler og deres konfidensintervaller indikerer markant reduktion af rygmarven Flux under iskæmi. I modsætning hertil steg cerebral Flux markant under iskæmi, som angivet med de anslåede marginale midler og deres konfidensintervaller. Dette blev ledsaget af stigning i arteriel tryk, puls, og systemisk vaskulær modstand, mens hjerte output og slagtilfælde volumen faldt. Fluorescerende mikrosfæreanalyse afslørede et markant fald i rygmarvs mikrocirkulatoriske blodgennemstrømning i den nedre rygmarv, mens der ikke var nogen signifikant ændring i den øvre rygmarv, som angivet ved de anslåede marginale midler og deres konfidensintervaller. Reperfusion førte til modsatte virkninger. Selv om der var et yderligere fald i hjerte output, slagtilfælde volumen, og arteriel tryk i slutningen af protokollen, rygmarv Flux samt rygmarvs mikrocirkulatoriske blodgennemstrømning var stabil.
Resultaterne af denne undersøgelse viser evnen af Laser / Doppler nål sonder til at opdage real-time ændringer i rygmarvsen mikroperfusion. Som forventet, faldet i rygmarvsmikrcirculation under iskæmi var drastisk med minimal mikrocirkulatorisk Flux. Genopretning af rygmarven Flux opstod efter reperfusion. Lavere rygmarvsperfusion, som vurderet med fluorescerende mikrosfærer, viste en sammenlignelig adfærd og støttede dermed metoden. Som forventet, øvre rygmarvs perfusion og cerebral Flux viste forskellige adfærd. Selv om rygmarvsmikrcirculation var stabil, faldt makrocirkulationen i slutningen af protokollen, hvilket viste et tab af hæmodynamisk sammenhæng. Mens strømmen i den faldende aorta var nul under iskæmi, reperfusion førte til en genopretning af aorta flow. Histopatologisk analyse afslørede mild nekrose i rygmarven med Kleinman-score for den nedre rygmarv mellem 0 og 2 og for den øvre rygmarv mellem 0 og 1.
Figur 1:Placering af laser/Doppler nålesonde i rygmarven. (B) Punktering af rygmarven ved hjælp af et venekateter. (C) Indsættelse af nålesonden efter fjernelse af indlægålen. (D) Fiksering af nålesonden. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Eksponering af den faldende aorta og placering af flowsonde og fartøjssløjfe. (A) Eksponering af den faldende aorta efter mobilisering af toppen af venstre lunge og dividere af den venstre sidesidede del af mellemgulvet. (B) Opdeling af det omgivende væv til kirurgisk eksponering. (C) Placering af et overhold omkring den faldende aorta for at sikre korrekt cirkulær eksponering. (D) Placering af flow sonde samt fartøj loop omkring faldende aorta. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Prøveoptagelser af mikrocirkulatoriske og makroemodynamiske signaler under iskæmi samt reperfusion. Prøveoptagelser af EKG, tryk i den stigende aorta målt ved hjælp af et mikrotipkateter, flyder i den faldende aorta målt ved hjælp af en ultralydsstrømsonde, rygmarv samt cerebral mikrocirkulatorisk FLUX målt ved hjælp af laser / Doppler nålsonder. (A) 50 s prøve under induktion af iskæmi ved overkåliaki aorta kryds fastspænding. (B) 20 s prøve under reperfusion induktion ved skånsom genåbning af aorta cross-clamp. Klik her for at se en større version af dette tal.
| M1 | M2 | M3 | M4 | M5 | ||
| Rygmarvsflux | 61.35 (41.96-89.70) | 6.78 (4.63-9.91) | 58.97 (40.33-86.22) | 66.05 (45.17-96.57) | 59.09 (40.41-86.40) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,878 | p = 0,777 | p = 0,886 | |
| Cerebral Flux | 41.12 (28.17-60.04) | 71.73 (49.13-104.73) | 60.34 (41.33-88.10) | 59.91 (36.93-78.71) | 49.82 (34.12-72.74) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p = 0,023 | Sammenligning på parvis M1 | p = 0,001 | p = 0,045 | p = 0,173 | p = 0,341 | |
| Rygmarvsmikroperfusion (ml/min/g) | Øvre rygmarv | 0.071 (0.058-0.087) | 0.063 (0.052-0.078) | 0.088 (0.072-0.11) | 0.082 (0.067-0.100) | 0.083 (0.068-0.102) |
| Sammenligning på parvis M1 | p = 0,420 | p = 0,146 | p = 0,344 | p = 0,281 | ||
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | ||||||
| Nedre rygmarv | 0.079 (0.065-0.097) | 0.031 (0.026-0.039) | 0.111 (0.090-0.136) | 0.089 (0.073-0.110) | 0.105 (0.086-0.129) | |
| Interaktionsmålingspunkt · Rygmarvsregion: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,021 | p = 0,400 | p = 0,051 | |
| Hjerteudgang (l/min) | 4.15 (3.69-4.61) | 3.13 (2.67-3.60) | 3.30 (2.84-3.76) | 3.67 (3.20-4.13) | 2.67 (2.00-2.93) | |
| Hovedeffektmålepunkt:: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,007 | p = 0,125 | p < 0,001 | |
| Puls (bpm) | 74.42 (53.70-95.15) | 131.09 (110.36-151.82) | 88.92 (68.19-109.65) | 80.62 (59.89-101.35) | 99.38 (78.65-120.11) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p = 0,002 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,314 | p = 0,666 | p = 0,092 | |
| Slagvolumen (ml) | 55.50 (49.20-61.81) | 25.33 (19.03-31.64) | 37.00 (30.69-43.31) | 45.33 (39.03-51.64) | 27.17 (20.86-33.47) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p < 0,001 | p = 0,004 | p < 0,001 | |
| Systolisk arterielt tryk stigende Aorta (mmHg) | 94.36 (85.20-103.52) | 122.05 (112.89-131.20) | 76.72 (67.56-85.88) | 88.36 (79.20-97.52) | 73.36 (64.20-82.52) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,006 | p = 0,321 | p = 0,002 | |
| Gennemsnitlig arterielt tryk stigende Aorta (mmHg) | 78.18 (68.68-87.67) | 107.29 (97.80-116.78) | 59.08 (49.58-68.57) | 70.38 (60.89-79.87) | 58.35 (48.85-67.84) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,005 | p = 0,217 | p = 0,004 | |
| Diastolisk arterielt tryk stigende Aorta (mmHg) | 59.20 (49.41-69.00) | 93.76 (83.97-103.56) | 45.18 (35.38-54.98) | 52.48 (42.69-62.28) | 45.33 (35.54-55.13) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,038 | p = 0,302 | p = 0,040 | |
| Systemisk vaskulær modstand (dyn x sek x cm-5) | 1421.13 (1236.94-1632.74) | 208089.94 (181128.10-239085.87) | 1335.36 (1162.29-1534.21) | 1412.62 (1229.54-1622.97) | 1807.46 (1573.21-2076.60) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p < 0,001 | Sammenligning på parvis M1 | p < 0,001 | p = 0,407 | p = 0,938 | p = 0,005 | |
| Flow (l/min) Faldende Aorta | 3.27 (0.96-5.58) | 0 | 3.27 (0.96-5.58) | 3.54 (1.23-5.85) | 4.54 (2.32-6.85) | |
| Hovedeffektmålepunkt: p = 0,003 | Sammenligning på parvis M1 | p = 0,998 | p = 0,844 | p = 0,381 | ||
Tabel 1: Ændringer i hæmodynamiske parametre under protokollen. Værdier angives som basisjusterede estimerede marginale midler med konfidensintervaller på 95 %. Ikke-justerede p-værdier af F-test af målepunkts vigtigste virkninger gives for hver parameter samt af interaktionseffekter mellem region og målepunkt for øvre og nedre rygmarvsmikroperfusion. Der præsenteres også ikke-justerede p-værdier for parvise sammenligninger af individuelle målepunkter med M1. Målepunkter er: M1 = Hæmodynamisk optimering før iskæmi/reperfusion, M2 = Under iskæmi, M3 = 1 time efter reperfusion M4 = Hæmodynamisk optimering efter iskæmi/reperfusion, M5 = 4,5 timer efter induktion af iskæmi/reperfusion.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
SCI induceret af rygmarvs iskæmi er en stor komplikation af aorta reparation med enorm indvirkning på patientens resultat1,2,3,4,10,11,12. Mikrocirkulations-målrettede behandlinger til forebyggelse og behandling af SCI er mest lovende. Protokollen giver en reproducerbar metode til real-time rygmarvs mikrocirkulatoriske evaluering og giver mulighed for at evaluere virkningerne af nye terapeutiske tilgange på rygmarvs mikrocirkulation under iskæmi / reperfusion betingelser.
Der er nogle kritiske metodiske trin i denne eksperimentelle model. For at forhindre tab af dyr skal forskerne have erfaring med bedøvelsesteknikker (cerebrospinalvæskeafløbsindføring, sonografisk vaskulær adgang og hæmodynamisk terapi under aortaeksponering, aorta kryds fastspænding og reperfusion) samt i kirurgiske teknikker (sternotomi, kareksponering, kirurgisk eksponering af den faldende aorta). Indsættelse af rygmarvsnål sonde kræver erfaring, dyb viden om anatomi, og lyd tekniske færdigheder. Det er dog vores erfaring, at indlæringskurven er betydeligt stejl, og de fleste erfarne forskere vil opnå succes på kort tid, selv om flere forsøg skal undgås for at forhindre rygmarvsskader, der kan påvirke metoden.
Et andet kritisk skridt er ændringen fra højre sidevært til liggende position for at forhindre forskydning eller beskadigelse af rygmarvsnål sonde. Til denne manøvre anbefales 4-5 personer, korrekt polstring af indsættelsesstedet er afgørende, og omhyggelig forsigtighed bør tages for ikke at forvrede sonden. Eksponering af den faldende aorta kræver også nogle kritiske skridt. Toppen af venstre lunge skal mobiliseres for at tillade blid tilbagetrækning af venstre lunge for at udsætte det kirurgiske felt. Derudover skal den venstre sidesidede del af mellemgulvet dissekeres for at lette eksponeringen. Under aorta forberedelse, optimal kommunikation mellem de forskere, der udfører kirurgi og dem, der giver anæstesi og hæmodynamisk forvaltning er nødvendig for at sikre tilstrækkelig kardiopulmonal stabilitet. Under aorta kryds fastspænding anbefales manuel kompression af den ringere vena cava for at reducere venøs afkast. Uden denne manøvre kan der forekomme alvorlige efterbelastningsstigninger, der kan føre til skadelig myokardieskade39,40.
Reperfusion bør udføres forsigtigt med væsker, vasopressorer, og inotroper klar til brug. Under reperfusion opstår der dramatiske ændringer, der kan føre til alvorlig hypotension, hjertearytmier og kredsløbssvigt41. Forsigtig observation af hæmodynamisk adfærd, hurtig indledning af interventioner samt brug af en struktureret og blid ydeevne i denne kritiske fase kan dog forhindre tab af dyr. Hertil kommer, at brugen af stigende intervaller af aorta kryds fastspænding, efterfulgt af tidsperioder for at forbedre regenerering, som anvendes i protokollen, inducerer iskæmiske pre-conditioning effekter, der forbedrer hæmodynamiske stabilitet under reperfusion42,43.
Modellen giver mulighed for at overvåge rygmarvsmikrcirculation ud over makrocirkulatorisk evaluering. På grund af tabet af hæmodynamisk sammenhæng, der ofte ses hos højrisikokirurgi og kritisk syge patienter, er direkte evaluering af rygmarvsmikrocirkulation nødvendig13,30. Sublingual mikrocirkulation bruges ofte til at erstatte direkte mikrocirkulatorisk evaluering i interesseorganet44. Der er imidlertid påvist afstandtagen mellem sublingual mikrocirkulation og vitale organer, der understreger værdien af direkte mikrocirkulatorisk evaluering i rygmarven, som anvendes i forsøgsmodel45. Endelig har modellen den fordel, at realtidsovervågning af rygmarvsblodgennemstrømningen i forhold til fluorescerende mikrosfæreevaluering, som er begrænset af periodisk brug og post mortem-analyse46. Virkningen af real-time vurdering kan bedst ses, når man ser på eksempel optagelser under iskæmi samt reperfusion induktion, viser hurtige ændringer i rygmarvsmikroperfusion. Det bør dog overvejes, at laser-Doppler sonde indsættelse i rygmarven kan føre til små, men betydelige, skader på rygmarven.
Da rygmarvens integritet muligvis kan påvirke de hæmodynamiske parametre, kan dette være en ulempe ved metoden. Men brugen af laser-Doppler teknikker til at vurdere rygmarvsmikroperfusion er tidligere blevet brugt47,48,49,50. Desuden, selv om vi ikke observerede hæmodynamiske ændringer efter sonde indsættelse, kunne vi ikke udelukke hæmodynamiske virkninger forårsaget af denne metode. Det skal bemærkes, at hæmodynamiske ændringer også kan fremkaldes ved brug af mikrosfære injektioner, som dog ville være af mindre betydning i store dyr51. Desuden kan sensorisk eller motorisk funktion blive påvirket af sondeindføring, og derfor bør brugen af sensorisk eller motorisk fremkaldt potentiel vurdering udføres med forsigtighed i kombination med laser-Doppler-evaluering.
I den forbindelse kan mikrosfæreindsprøjtningsteknikken være fordelagtig. Derudover bør teknikkerne ikke anvendes til kroniske forsøg; Dette gælder dog også for mikrosfæreinindsprøjtninger, som er begrænset til akutte forsøg, fordi de er afhængige af post mortem vævsanalyse. De fleste undersøgelser ved hjælp af laser-Doppler teknikker blev udført i små dyr47,48,49,50 Her beskriver vi en teknik til brug hos svin, som en stor dyremodel, som kunne lette oversættelse til kliniske undersøgelser. Den paramedian-introduktionsteknik overvinder problemet med store spinøse processer hos grise, hvilket komplicerer korrekt placering af rygmarvssonder. Desuden har teknikken den fordel, at laminectomy eller fjernelse af duravæv ikke er nødvendig, hvilket forhindrer et konstant tab af spiritus. Da cerebrospinalvæsketrykket har en enorm indvirkning på rygmarvsperfusion32, har modellen den fordel at måle og optimere cerebrospinalvæsketryk ud over rygmarvsmikroperfusion og vil adressere effekten af cerebrospinalvæsketryk på rygmarvsmikrofusion i fremtidige projekter.
Protokollen har nogle begrænsninger, der bør nævnes. Absolutte værdier af rygmarv Flux varierer betydeligt mellem dyr på grund af forskelle i nøjagtig sondeposition og nærhed af større rygmarvskar. Derfor bør der foretages oprindelige justeringer, når der sammenlignes værdier. Intra-individuelle forskelle mellem målepunkter er imidlertid meget konsekvente, så længe der udvises omhyggelig forsigtighed for at undgå bevægelser af nålesonden under protokollen. Desuden blev denne undersøgelse ikke udformet som en sammenligningsundersøgelse mellem Laser-Doppler og de fluorescerende mikrosfæremetoder. I betragtning af antallet af dyr udførte vi ikke en korrelationsanalyse mellem disse to metoder.
Selv om begge metoder viste en sammenlignelig adfærd med betydelige reduktioner under iskæmi og nyttiggørelse efter reperfusion for begge, en sammenligning af metoderne bør behandles ved hjælp af korrekt designede undersøgelser i fremtiden. Ikke desto mindre, brugen af mikrosfærer desuden aktiveret evaluering af forskellige adfærd for øvre og nedre rygmarvs mikroperfusion. Derudover afslørede histopatologisk analyse kun moderat rygmarvsnekrose sammenlignet med andre modeller af rygmarvs iskæmi37. Forlængelse af varigheden af iskæmi samt udelade pre-conditioning foranstaltninger kan føre til mere alvorlige ændringer, der kan ønskes af nogle forskere. Selv om vi evaluerede kun milde histopatologiske ændringer, kan dette være anderledes med en længere varighed af iskæmi. I denne henseende kan en længere periode efter iskæmi/reperfusion forud for protokollens ophør også have ført til mere alvorlige histopatologiske ændringer. Men protokollen muliggjorde hæmodynamisk stabilitet en time efter reperfusion uden behov for yderligere eller endda kontinuerlig inotrope eller vasopressor ansøgning.
Til evaluering af forskellige hæmodynamiske interventioner giver denne model optimale betingelser. Selvom vi brugte væskeoptimering som et eksempel på hæmodynamisk intervention, kan andre tilgange evalueres med denne metode. Mens denne protokol giver mikrocirkulatorisk evaluering i en model af iskæmi / reperfusion, varigheden af iskæmi begrænser evalueringen af terapeutiske tilgange under iskæmi forud for reperfusion. Desuden opstod der under iskæmi en variation i hæmodynamiske ændringer (f.eks. hypertension, hypotension, takykardi, bradykardi samt hjertearytmier). Manuel indstrømning okklusion yderligere påvirker hæmodynamiske variabler i denne fase. Derfor anbefales protokollen ikke til evaluering af terapeutiske tilgange under iskæmi før reperfusion. Men, andre eksperimentelle indstillinger, såsom brugen af embolisering eller ligation teknikker, kan kombineres med rygmarvslaser / Doppler nål sonde evaluering, som beskrevet i denne protokol.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Constantin J.C. Trepte har modtaget en ærespris for foredrag af Maquet. Alle andre forfattere erklærer ingen interessekonflikter. Denne undersøgelse blev støttet af European Society of Anæstesiologi Young Investigator Start-Up Grant 2018.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne takke Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, samt Fru Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, Tyskland, for at yde præ- og perioperativ dyrepleje og deres tekniske bistand til dyrehåndtering. Forfatterne vil endvidere gerne takke Dr. Daniel Manzoni, Institut for Vaskulær Kirurgi, Hôpital Kirchberg, Luxembourg, for hans tekniske bistand.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CardioMed Flowmeter | Medistim AS, Oslo, Norway | CM4000 | Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery |
| CardioMed Flow-Probe, 5mm | Medistim AS, Oslo, Norway | PS100051 | Flow-Probe Femoral Artery |
| COnfidence probe, | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | MA16PAU | Flow-Probe Aorta |
| 16 mm liners | |||
| DIVA Sevoflurane Vapor | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Vapor | |
| Hotline Level 1 Fluid Warmer | Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany | HL-90-DE-230 | Fluid Warmer |
| Infinity Delta | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Basic Monitoring Hardware | |
| Infinity Hemo | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware | |
| LabChart Pro | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | v8.1.16 | Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software |
| LiquoGuard 7 | Möller Medical GmbH, Fulda, Germany | Cerebrospinal Fluid Drainage System | |
| Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | SPR-350 | Pressure-Tip Catheter Aorta |
| moor VMS LDF | moor Instruments, Devon, UK | Designated Laser-Doppler Hardware | |
| moor VMS Research Software | moor Instruments, Devon, UK | Designated Laser-Doppler Software | |
| Perivascular Flow Module | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | TS 420 | Flow-Module for Flow-Probe Aorta |
| PiCCO 2, Science Version | Getinge AB, Göteborg, Sweden | v. 6.0 | Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software |
| PiCCO 5 Fr. 20cm | Getinge AB, Göteborg, Sweden | Thermistor-tipped Arterial Line | |
| PowerLab | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | PL 3516 | Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware |
| QuadBridgeAmp | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | FE 224 | Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition |
| Silverline | Spiegelberg, Hamburg, Germany | ELD33.010.02 | Cerebrospinal Fluid Drainage |
| SPSS statistical software package | IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA | v. 27 | Statistical Software |
| Twinwarm Warming System | Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany | 12TW921DE | Warming System |
| Universal II Warming Blanket | Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany | 906 | Warming Blanket |
| VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) | moor Instruments, Devon, UK | Laser-Doppler Probe | |
| Zeus | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Anesthesia Machine |
References
- Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
- Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
- Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
- Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
- McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
- Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
- Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
- Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
- Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
- Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
- Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
- Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
- Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
- Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
- De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
- De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
- Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
- Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
- Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
- Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
- Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
- Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
- Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
- Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
- Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
- Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
- De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
- van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
- Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8 (2015).
- Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
- Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
- Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
- Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
- Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
- Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
- Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
- Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
- Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
- Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
- Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
- Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
- Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
- Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
- Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
- Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
- Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
- Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).
