Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Sanntidsvurdering av ryggmargsmikroperfusjon i en porcin modell av iskemi/reperfusjon

Published: December 10, 2020 doi: 10.3791/62047
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1, 4, 1, 5, 1, 6, 6, 1
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

Summary

Ryggmargsmikrosirkulasjon spiller en sentral rolle i ryggmargsskaden. De fleste metoder tillater ikke sanntidsvurdering av ryggmargsmikrosirkulasjon, noe som er viktig for utviklingen av mikrosirkulasjonsmålrettede terapier. Her foreslår vi en protokoll ved hjelp av Laser-Doppler-Flow Needle-sonder i en stor dyremodell av iskemi/reperfusjon.

Abstract

Ryggmargsskade er en ødeleggende komplikasjon av aorta reparasjon. Til tross for utviklingen for forebygging og behandling av ryggmargsskade, er forekomsten fortsatt betydelig høy og påvirker derfor pasientutfallet. Mikrosirkulasjon spiller en nøkkelrolle i vevsperfusjon og oksygentilførsel og blir ofte dissosiert fra makrohemodynamikk. Dermed er direkte evaluering av ryggmargsmikrosirkulasjon avgjørende for utviklingen av mikrosirkulasjonsmålrettede terapier og evaluering av eksisterende tilnærminger med hensyn til ryggmargsmikrosirkulasjon. Imidlertid gir de fleste metodene ikke sanntidsvurdering av ryggmargsmikrosirkulasjon. Målet med denne studien er å beskrive en standardisert protokoll for sanntids mikrosirkulasjon av ryggmargen ved hjelp av laser-Doppler nål sonder direkte satt inn i ryggmargen. Vi brukte en porcin modell av iskemi / reperfusjon for å indusere forverring av ryggmargen mikrosirkulasjon. I tillegg ble det brukt en fluorescerende mikrosfæreinjeksjonsteknikk. I utgangspunktet ble dyr bedøvet og mekanisk ventilert. Deretter ble laser-Doppler nål sondeinnsetting utført, etterfulgt av plassering av cerebrospinalvæskedrenering. En median sternotomi ble utført for eksponering av den synkende aorta for å utføre aorta kryssklemming. Iskemi/reperfusjon ble indusert av supra-cøliaki aorta kryssklemming i totalt 48 min, etterfulgt av reperfusjon og hemodynamisk stabilisering. Laser-Doppler Flux ble utført parallelt med makrohemdynamisk evaluering. I tillegg ble automatisert cerebrospinalvæskedrenering brukt til å opprettholde et stabilt cerebrospinaltrykk. Etter ferdigstillelse av protokollen ble dyr ofret, og ryggmargen ble høstet for histopatologisk og mikrosfæreanalyse. Protokollen avslører muligheten for mikroperfusjonsmålinger i ryggmargen ved hjelp av laser-Doppler-sonder og viser en markert reduksjon under iskemi samt gjenoppretting etter reperfusjon. Resultatene viste sammenlignbar oppførsel med fluorescerende mikrosfæreevaluering. Til slutt kan denne nye protokollen gi en nyttig stor dyremodell for fremtidige studier ved hjelp av sanntids spinalmargsmikroperfusjonsvurdering i iskemi / reperfusjonsforhold.

Introduction

Ryggmargsskade forårsaket av iskemi/reperfusjon (SCI) er en av de mest ødeleggende komplikasjonene ved aortareparasjon forbundet med redusert utfall1,2,3,4. Nåværende forebyggings- og behandlingsalternativer for SCI inkluderer optimalisering av makrohemodynamiske parametere samt normalisering av cerebrospinalvæsketrykk (CSP) for å forbedre ryggmargsperfusjonstrykket2,5,6,7,8,9. Til tross for implementeringen av disse manøvrene varierer forekomsten av SCI fortsatt mellom 2% og 31% avhengig av kompleksiteten av aortareparasjon10,11,12.

Nylig har mikrosirkulasjonen fått økt oppmerksomhet13,14. Mikrosirkulasjon er området for cellulær oksygenopptak og metabolsk utveksling og spiller derfor en kritisk rolle i organfunksjon og cellulær integritet13. Nedsatt mikrosirkulasjonsblodstrøm er en viktig determinant for vevs iskemi forbundet med øktdødelighet 15,16,17,18,19. Svekkelse av ryggmargsmikrosirkulasjon er forbundet med redusert nevrologisk funksjon og utfall20,21,22,23. Derfor er optimalisering av mikroperfusjon for behandling av SCI en mest lovende tilnærming. Vedvarende mikrosirkulasjonsforstyrrelser, til tross for makrosirkulasjonsoptimalisering, er beskrevet26,27,28,29. Dette tapet av hemodynamisk sammenheng forekommer ofte under ulike forhold, inkludert iskemi / reperfusjon, understreker behovet for direkte mikrosirkulasjonsevaluering og mikrosirkulasjonsmålrettede terapier26,27,30.

Så langt har bare få studier brukt laser-Doppler-sonder for sanntidsvurdering av ryggmargens mikrosirkulasjonsadferd20,31. Eksisterende studier har ofte brukt mikrosfæreinjeksjonsteknikker, som er begrenset av periodisk bruk og post-mortem analyse32,33. Antall forskjellige målinger ved hjelp av mikrosfæreinjeksjonsteknikk er begrenset av tilgjengeligheten av mikrosfærer med forskjellige bølgelengder. I motsetning til Laser-Doppler-teknikker er det heller ikke mulig å vurdere mikroperfusjon i sanntid, da vevsbehandling og analyse etter mortem er nødvendig for denne metoden. Her presenterer vi en eksperimentell protokoll for sanntidsvurdering av ryggmargsmikrosirkulasjon i en porcin stor dyremodell av iskemi/reperfusjon.

Denne studien var en del av et stort dyreprosjekt som kombinerte en randomisert studie som sammenlignet påvirkningen av krystallloider vs. kolloider på mikrosirkulasjon i iskemi/reperfusjon samt en utforskende randomisert studie om effekten av væsker vs. vasopressorer på ryggmargsmikroperfusjon. Strømningssonde 2-punkts kalibrering samt trykkspisskateterkalibrering er tidligere beskrevet34. I tillegg til den rapporterte protokollen ble fluorescerende mikrosfærer brukt til måling av ryggmargsmikroperfusjon, som tidligere beskrevet, ved hjelp av 12 prøver av ryggmargsvev for hvert dyr, med prøver 1-6 som representerer øvre ryggmarg og 7-12 som representerer nedre ryggmarg35,36. Mikrosfæreinjeksjon ble utført for hvert måletrinn etter ferdigstillelse av Laser-Doppler-registreringer og makrohemodynamisk evaluering. Histopatologisk evaluering ble utført ved hjelp av Kleinman-Score som tidligere beskrevet37.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studien ble godkjent av Den statlige kommisjonen for omsorg og bruk av dyr i Hamburg kommune (referanse nr. 60/17). Dyrene fikk omsorg i samsvar med 'Guide for the Care and Use of Laboratory Animals' (NIH-publikasjon nr. 86-23, revidert 2011) samt FELASA anbefalinger og eksperimenter ble utført i henhold til ARRIVE-retningslinjene24,25. Denne studien var en akutt studie, og alle dyrene ble euthanized på slutten av protokollen.

MERK: Studien ble utført hos seks tre måneder gamle hann- og hunngriser (tysk Landrace) som veide ca. 40 kg. Dyr ble brakt til dyrepleiefasilitetene minst 7 dager før forsøkene og ble plassert i samsvar med dyrevelferdsanbefalinger. Dyr ble gitt mat og vann ad libitum, og deres helsestatus ble regelmessig vurdert av den ansvarlige veterinæren. En fastetid på 12 timer ble opprettholdt før forsøkene. Hele eksperimentell prosedyre og håndtering av dyrene ble overvåket av den ansvarlige veterinæren.

1. Anestesiinduksjon og vedlikehold av anestesi

  1. For anestesiinduksjon og vedlikehold av anestesi, premedicate dyrene og dypt berolige dem ved hjelp av en intramuskulær injeksjon etterfulgt av intravenøse injeksjoner, om nødvendig, for å utføre endotrakeal intubasjon. Deretter induserer og opprettholder anestesi ved å bruke en kombinasjon av et flyktig anestesimiddel med en kontinuerlig opioidapplikasjon supplert med en ekstra opioidbolusinjeksjon.
  2. Utfør intramuskulære injeksjoner av ketamin 20 mg·kg-1, azaperon 4 mg·kg-1og midazolam 0,1 mg·kg-1 for premedikasjon og sedasjon.
  3. Plasser et venøst kateter i en ørevene, sikre riktig fiksering og vurder funksjonaliteten ved rask påføring av 10 ml saltvann.
  4. Plasser dyret i en liggende stilling på et varmeteppe for å forhindre varmetap.
  5. Etablere grunnleggende overvåking med elektrokardiografi (EKG) og pulsoksymetri for å overvåke dyrenes kardiopulmonale tilstand, og koble den til den grunnleggende overvåkingsmaskinvaren.
  6. Administrer 15 L·min-1 oksygen via en grisformet maske for preoksygenering.
  7. Injiser intravenøs boli på 0,1 mg·kg-1 av 1% propofol, om nødvendig, og utfør endotrakeal intubasjon.
  8. Sikre riktig plassering med endet tidevannshettenografi og auskultasjon, administrer 0,1 mg•kg-1 pancuronium, og sørg for riktig fiksering av endotrakealrøret.
  9. Etablere volumstyrt ventilasjon ved hjelp av tidevannsvolumer på 10 ml·kg-1 kroppsvekt-1, et positivt sluttutløpstrykk på 10 cmH2O og en brøkdel av inspirert oksygen (FiO2)på0,3 ved hjelp av anestesimaskinen. Juster ventilatorfrekvensen for å opprettholde en sluttutløpende karbondioksidspenning (etCO2) på 35-45 mmHg.
  10. Introduser et magerør, utfør sug av magevæsker, fest røret riktig og koble det til en oppsamlingspose. Lukk forsiktig dyrets øyne for å forhindre tørrhet i øynene under anestesi.
  11. Opprettholde anestesi ved kontinuerlig infusjon av fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) og sevofluran (3,0% utløpt konsentrasjon, levert av dampen). Sikre tilstrekkelig anestesinivå ved nøye observasjon av vitale tegn og ventilasjonsparametere, samt ved fravær av bevegelser under hele protokollen, og vær spesielt oppmerksom på fasene av kirurgisk stimulans. Gi ytterligere bolusdoser av fentanyl (50 μg) hvis det er noen indikasjon på smerte eller nød.
    MERK: Sørg for tilstedeværelsen av forskere som har erfaring med dyrebedøvelse under hele prosedyren, og bruk tilsyn av en erfaren veterinær for å sikre riktig anestesi.
  12. Administrer en baseline infusjonshastighet på 10 ml·kg-1·h-1 balanserte krystallloider for å kompensere for væsketap under anestesi, kirurgisk forberedelse og utførelse av den eksperimentelle protokollen. Bruk en væskevarmer for å forhindre varmetap.
  13. Rengjør forsiktig grisens hud ved hjelp av såpevann. Bruk en huddesinfeksjonsløsning som inneholder povidon-jod for å redusere hudforurensningen. Bruk sterile hansker til kirurgiske preparater. Påfør 300 mg clindamycin som antimikrobiell profylakse, og gjenta doseringen etter 6 timer.

2. Plassering av sonde

  1. Plasser dyret i riktig lateral posisjon, og bøy dyrets rygg for å utvide plassen mellom ryggvirvlene.
  2. Eksponer det paravertebrale området kirurgisk for fremstilling av spinøse prosesser og vertebrale buer (figur 1A).
  3. Plasser en vaskulær 14 G perifer venekateterparamedian i ryggmargen på nivået av thorax vertebra (Th) 13/14 eller lumbale vertebra (L) 1/2 mellom to vertebrale buer (Figur 1B).
  4. Fjern kanylen, sett laser-/Doppler-nålesonden over venekateteret (figur 1C), og test signalkvaliteten ved tilkobling til den angitte hard- og programvaren. Forsikre deg om at det er et stabilt signal med moderat pulsatility.
  5. Fest proben forsiktig med suturer (figur 1D) og bruk polstring for å forhindre dislokasjon eller knekking av sonden.
  6. For perkutan plassering av cerebrospinalvæskedrenering for måling og kontroll av cerebrospinaltrykk, identifiser nivået på L 4/5 eller L 5/6, punkter huden og det subkutane rommet med innføringsnålen, og fjern innleggsnålen.
  7. Legg en saltvannsfylt sprøyte på kanylen, og introduser nålen forsiktig med konstant trykk på den væskefylte sprøyten.
  8. Når et tap av motstand er følt som bevis for epidural posisjon, gjeninnføre innlegg nålen, og introdusere nålen 2-3 mm videre for å punktere dura mater og fjerne innlegg nålen.
  9. Kontroller intrathecal posisjon ved rask drypping av klar brennevin. Introduser drenering opp til 20 cm dybde, fest Luer-lock adapteren og kontroller posisjonen ved forsiktig aspirasjon av brennevin.
  10. Fest dreneringen forsiktig med suturer, og koble den til cerebrospinalvæskedreneringssystemet.
  11. Utsett skallen bak venstre øre, og utfør forsiktig en borehullsutdeling av huden ved hjelp av et 6 mm borfeste.
  12. Introduser en ny laserdopplersonde direkte inn i hjernen. Fest proben forsiktig med suturer, og test signalkvaliteten ved tilkobling til utpekt hard- og programvare. Igjen, sørg for at det er et stabilt signal med moderat pulsatility.
  13. Koble fra alle sonder, plasser dyret forsiktig i en liggende stilling, og sørg for upåvirket sondeposisjon. Sørg for at minst 4-5 forskere utfører denne manøveren.
  14. Koble til sondene på nytt, og kontroller signalkvaliteten på nytt.
  15. Koble utgangskanalene til laser-Doppler-maskinvaren til forsterkeren og synkron anskaffelsesmaskinvaren og programvaren for i tillegg å registrere laser / Doppler Flux samtidig med makrohemodynamiske signaler.
  16. Kalibrer fluks i henhold til enhet (PU) med 2-punkts kalibrering.
    1. Trykk Enter for å åpne menyen og velge den analoge utgangsinnstillingen.
    2. Bruk den viste konverteringsfaktoren (5,0 V = 1000 PU) til å kalibrere Flux med 2-punkts kalibrering for bruk med den synkrone anskaffelsesprogramvaren.
    3. Velg Gå tilbake til forrige meny, og velg Mål for å fortsette med målingen.
    4. Åpne den synkrone anskaffelsesprogramvaren. Velg null alle innganger på Oppsett-menyen. Koble alle innganger til de brukte enhetene og sondene.
    5. Utfør 2-punkts kalibrering for Flux ved å klikke på rullegardinmenyen til Flux-kanalen. Velg 2-punkts kalibrering. Sett enhetskonvertering til på, og velg BPU som enheter. For punkt 1setter du 0 V til 0 BPU. For punkt 2setter du 5,0 V til 1000 BPU. Velg angi enheter for alle og nye data. Trykk OK for å lukke menyen.
  17. Start kontinuerlig cerebrospinal væskedrenering med et måltrykk på 10 mmHg og dreneringsvolum på 20 ml·h-1.

3. Plassering av kateter

  1. Eksponer begge lårarteriene.
  2. Ligat den distale delen av høyre lårarterie, okkluder midlertidig arteriens proksimale lumen ved hjelp av en karsløyfe, utfør et 2 mm kutt av karet ved hjelp av en Potts saks, og innfør ledevaieren.
  3. Introduser ledevaieren ytterligere, sikre motstandsfri innsetting og unngå knekking av ledningen; sett kateteret over ledningen.
  4. Fest kateteret med suturer.
  5. Sikre riktig posisjon ved aspirasjon av arterielt blod verifisert med blodgassanalyse og arteriell signalmåling etter riktig tilkobling til blodtrykket og trans-kardiopulmonal overvåking av hard- og programvare.
  6. Plasser en 5 mm strømningssonde på venstre lårarterie, og test signalkvaliteten ved tilkobling til strømningsmåleren.
  7. Lukk begge lyskene med suturer.
  8. Eksponer riktig halspulsåre samt riktig indre jugularvene for plassering av 8 Fr. innføringshylser.
  9. For plassering av kateteret, fortsett på samme måte som beskrevet i 3.2-3.4.
  10. Koble side-lumen av halspulsåren innføringshylse til grunnleggende trykkovervåking og lunge termodilusjon maskinvare for arteriell trykkmåling.
  11. Introduser et trykkspisskateter i stigende aorta, og kontroller posisjonen ved tilkobling til forsterkeren og synkronanskaffelse hardt og programvare.
  12. Plasser et Swan-Ganz lungearteriekateter via den venøse hylsen i lungearterien ved å oppblåse ballongen med luft på 20 cm dybde og forsiktig sette den inn til et kiletrykk er sett i den hemodynamiske kurven. Tøm ballongen og trekk kateteret tilbake 2 cm. Sørg for tilfredsstillende signalkvalitet på lungearterietrykket. Koble termistorene til grunnleggende trykkovervåking og pulmonal termodilusjonsmaskinvare.
  13. Bruk sonografisk veiledning for perkutan plassering av et 12 Fr. 5-Lumen sentralt venekateter for legemiddeladministrasjon og sentral venøs trykkmåling i ytre høyre jugulær vene. Bruk 6-trinns tilnærming for sonografisk plassering38
  14. Koble kateterets distale lumen til blodtrykket og trans-kardiopulmonal overvåking av hard- og programvare. Bytt alle legemidler og infusjoner til det sentrale venøse kateteret. Bruk forskjellige lumen for smertestillende midler, væsker og katekolaminer, og spar den store lumen for administrering av kolloider under volumlastingstrinn.

4. Kirurgisk forberedelse

  1. Utfør en mini-laparotomi, mobiliser blæren, sett inn et foleykateter for urindrenering, blås ballongen med saltvann og fest kateteret med pose suturer.
  2. Koble kateteret til en urinoppsamlingspose som viser urinmengden i ml.
  3. Øk FiO2 til 1,0, og administrer 0,1 mg·kg-1 pancuronium intravenøst.
  4. Utfør en median sternotomi ved å bruke elektrokautery for å forberede ned til brystbenet. Disseker forsiktig brystbenet fra det omkringliggende vevet. Utfør retrosternal plassering av en komprimering for å forhindre skader.
  5. Stopp ventilasjonen og del beinet med en oscillerende sag. Fortsett ventilasjonen og reduser FiO2 til 0,3. Bruk elektrokautery for å redusere blødning, og forsegle brystbenet med beinvoks.
  6. Mobiliser forsiktig toppen av venstre lunge, og del venstre sidedel av membranen for å lette kirurgisk eksponering.
  7. Utsett den synkende aorta proksimale til cøliakistammen ved forsiktig tilbaketrekking av venstre lunge, sikre uforstyrret ventilasjon og unngå traumer til venstre lunge (Figur 2A) og del det omkringliggende vevet (Figur 2B). Administrer 7 ml·kg-1 hydroksyetylstivelse colloid hvis hemodynamisk stabilisering er nødvendig.
  8. Plasser et overhold rundt den synkende aortaen for å sikre riktig eksponering (Figur 2C).
  9. Fest en strømningssonde rundt den synkende thoraxaortaen (Figur 2D). Sikre riktig signalkvalitet ved tilkobling til strømningsmodulen og synkron anskaffelse av hard- og programvare. Bruk kontaktgel for å forbedre signalkvaliteten om nødvendig.
  10. Fest en karsløyfe rundt den synkende aortaen, distal til strømningssonden for å markere området med aorta kryssklemming.

5. Vurdering og datainnsamling

  1. Nullstill alle katetre og nivåkatetre ved hjelp av væskefylte linjer plassert på riktig atrienivå.
  2. Plasser nål EKG-elektroder og koble dem til synkron oppkjøpet hardt og programvare.
  3. Vurdering av trans-kardiopulmonal termodilusjon samt aortastrømning og trykkmålinger har tidligere blitt beskrevet 34.
  4. For hjerteutgangsmåling ved hjelp av pulmonal arterie termodilusjon, utfør 3 injeksjoner med 10 ml kald saltvann, og noter gjennomsnittsverdien som vises av grunnleggende overvåkingsmaskinvare.
  5. Start laser-Doppler-programvaren ved ganske enkelt å trykke på Start, og sett et merke for hvert måletrinn ved å merke trinnene som M0 til M5nøye .

6. Eksperimentell protokoll

  1. Utføre baseline-målinger (M0).
  2. Utfør hemodynamisk optimalisering ved hjelp av volumlastingstrinn på 7 ml·kg-1 hydroksyetylstivelseskolloid. Utfør hvert volumlastingstrinn over 5 minutter ved hjelp av trykkinfusjoner. Etter ferdigstillelse av hvert volumlastingstrinn, la det være 5 min for likevekt. Start volumbelastningen til økningen i hjerteutgangen er <15%.
  3. Gjenta målinger (M1) etter ferdigstillelse av hemodynamisk optimalisering.
  4. Induser iskemi/reperfusjon i totalt 48 min supra-cøliaki aorta kryssklemming ved å plassere en aortaklemme på det markerte området.
  5. Påfør aortaklemming i stigende rekkefølge på 1-, 2-, 5-, 10- og 30-minutters intervaller for å forbedre dyrenes overlevelse under studieprotokollen.
  6. Fortsett aorta kryssklemming etter hvert intervall etter maksimalt 5 min eller etter normalisering av lårarteriestrøm.
  7. Utfør manuell tilstrømnings okklusjon av den dårligere vena cava for å forhindre blodtrykksøkninger på > 100 mmHg gjennomsnittlig arterielt trykk.
  8. Administrer bolusinjeksjoner av noradrenalin eller epinefrin i klemfasen, om nødvendig, for å forhindre reduksjon i gjennomsnittlig arterielt trykk under 40 mmHg.
  9. Gjenta målinger på slutten av klemmeintervallet på 30 minutter før reperfusjon (M2).
  10. Åpne klemmen gradvis for å sikre hemodynamisk stabilitet. Lukk klemmen hvis blodtrykket faller for raskt og la stabilisering.
  11. Administrer 7 ml·kg-1 hydroksyetylstivelseskolloider samt ytterligere bolusinjeksjoner på 10-20 μg noradrenalin og/eller epinefrin for stabilisering. Administrer 2 ml kg-1 av 8,4 % natriumbikarbonat hvis pH faller under 7,1. Sørg for riktig justering av luftveiene for å sikre normocapnia.
  12. Gjenta målingene 1 time etter reperfusjon (M3).
  13. Gjenta hemodynamisk optimalisering som beskrevet under 6.2, og gjenta målinger (M4).
  14. Utfør endelige målinger 4,5 timer etter induksjon av iskemi/reperfusjon (M5).

7. Eutanasi

  1. Administrer 40 mmol kaliumklorid intravenøst for eutanasi for å indusere ventrikulær fibrillasjon og asystol.
  2. Avslutt ventilasjonen og fjern alle katetre.

8. Organhøsting

  1. Plasser dyret i en utsatt posisjon, og fjern nålesondene så vel som drenering.
  2. Eksponer ryggraden ved hudinnsnitt og fjerning av muskelvev ved hjelp av en skalpell og tang.
  3. Bruk en oscillerende sag for å dele vertebrale bueparamedian på begge sider, og fjern dorsaldelen av vertebrale bein ved å forsiktig flytte den spinøse prosessen sidelengs for å løsne de resterende tilkoblingene.
  4. Bruk tang til å løfte ryggmargen forsiktig fra kaudal til kranialender, og bruk en skalpell til å kutte ryggnervene for å fjerne ryggmargen.
  5. Oppbevar ryggmargen i 4% formalin inntil videre utnyttelse for histopatologisk evaluering eller mikrosfære kvantifisering.

9. Statistisk analyse

  1. Bruk statistisk programvare.
  2. Sikre normalfordeling ved inspeksjon av histogrammer og loggtransformeringsvariabler om nødvendig.
  3. Subjektet de avhengige variablene-ryggmargen Flux, hjerteutgang, hjertefrekvens, slagvolum, systolisk arterielt trykk, gjennomsnittlig arterielt trykk, diastolisk arterielt trykk, sentralt venøst trykk, systemisk vaskulær motstand - samt øvre og nedre ryggmargsmikroperfusjon som vurdert med fluorescerende mikrosfærer om ønskelig - til generelle lineære blandede modellanalyser, ved hjelp av rutinemessig GENLINMIXED for kontinuerlige data med en identitetskoblingsfunksjon.
  4. Bruk planlagte justeringer.
  5. Angi modeller med faste effekter for variabel grunnlinje og målepunkt. Vurder målepunkt som gjentatte tiltak hos dyr.
  6. Rapporter p-verdier for faste effekter for målepunkt for hver parameter.
  7. For spinalmargs fluorescerende mikrosfæreanalyse, bruk region (nedre ryggmarg, øvre ryggmarg) i tillegg til fast effekt og interaksjon mellom region og målepunkt for å evaluere interaksjoner mellom regioner og målepunkt, og rapporter p-verdier av faste effekter for interaksjon også.
  8. Beregningslinjejustert marginal betyr med 95 % konfidensintervall (CI) for alle avhengige variabler ved målepunktene M1-M5, etterfulgt av parvise sammenligninger via minst signifikante differansetester.
  9. Uttrykk variabler som gjennomsnitt (95 % KI). Uttrykk dyrevekt som gjennomsnitt ± standardavvik.
  10. Presenter p-verdier som ikke er justert.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Alle seks dyrene overlevde til protokollen var fullført. Dyrevekten var 48,2 ± 2,9 kg; fem dyr var menn, og ett dyr var kvinne. Innsetting av ryggmargsnålsonde samt ryggmargsfluksmåling var mulig hos alle dyr.

Eksempler på mikrosirkulasjonsopptak i ryggmargen i sanntid i kombinasjon med cerebral mikrosirkulasjon og makrohemodynamiske opptak under aorta kryssklemming for iskemiinduksjon samt under unlamping og reperfusjon er vist i figur 3A, figur 3B. Forstyrrelsen av synkende aortastrøm ble etterfulgt av en markert reduksjon i ryggmargen Flux, mens trykket i den stigende aorta økte (Figur 3A). Reperfusjon førte til motsatte effekter (Figur 3B).

Statistisk analyse av makro- og mikrosirkulasjonsparametere er vist i tabell 1. Blandet-modell-estimerte marginale midler og deres konfidensintervaller indikerer markert reduksjon av ryggmargen Flux under iskemi. Derimot økte cerebral Flux markant under iskemi, som indikert av estimerte marginale midler og deres konfidensintervaller. Dette ble ledsaget av økning i arterielt trykk, hjertefrekvens og systemisk vaskulær motstand, mens hjerteutgangen og slagvolumet gikk ned. Fluorescerende mikrosfæreanalyse viste en markert reduksjon i ryggmargens mikrosirkulasjonsblodstrøm i nedre ryggmarg, mens det ikke var noen signifikant endring i øvre ryggmarg, som indikert av estimerte marginale midler og deres konfidensintervaller. Reperfusjon førte til motsatte effekter. Selv om det var en ytterligere reduksjon i hjerteutgang, slagvolum og arterielt trykk på slutten av protokollen, var ryggmargen Flux samt ryggmargens mikrosirkulasjonsblodstrøm stabil.

Resultatene av denne studien viser evnen til Laser / Doppler nål sonder å oppdage sanntidsendringer i ryggmargen mikroperfusjon. Som forventet var nedgangen i ryggmargsmikrosirkulasjonen under iskemi drastisk med minimal mikrosirkulasjonsfluks. Gjenoppretting av ryggmargen Flux oppstod etter reperfusjon. Lavere ryggmargsperfusjon, som vurdert med fluorescerende mikrosfærer, viste en sammenlignbar oppførsel, og støttet dermed metoden. Som forventet viste øvre ryggmargsperfusjon og cerebral flux forskjellige atferd. Selv om ryggmargens mikrosirkulasjon var stabil, gikk makrosirkulasjonen ned på slutten av protokollen, og viste tap av hemodynamisk sammenheng. Mens strømmen i den synkende aorta var null under iskemi, førte reperfusjon til en gjenoppretting av aortastrøm. Histopatologiske analyser avdekket mild nekrose i ryggmargen med Kleinman-skår for nedre ryggmarg mellom 0 og 2 og for øvre ryggmarg mellom 0 og 1.

Figure 1
Figur 1:Plasseringav laser/Doppler nålesonde i ryggmargen. (A) Kirurgisk eksponering av vertebrale strukturer. (B) Punktering av ryggmargen ved hjelp av et venekateter. (C) Innsetting av nålesonden etter fjerning av innleggsnålen. (D) Fiksering av nålesonden. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren. 

Figure 2
Figur 2: Eksponering av synkende aorta og plassering av strømningssonde og karsløyfe. (A) Eksponering av den synkende aorta etter mobilisering av toppen av venstre lunge og deling av venstre sidedel av membranen. (B) Deling av det omkringliggende vevet for kirurgisk eksponering. (C) Plassering av et overhold rundt den synkende aorta for å sikre riktig sirkulær eksponering. (D) Plassering av strømningssonde samt karsløyfe rundt den synkende aorta. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Prøveopptak av mikrosirkulasjons- og makrohemodynamiske signaler under iskemi samt reperfusjon. Prøveopptak av EKG, trykk i stigende aorta målt ved hjelp av et mikrotipkateter, strømning i den synkende aortaen målt ved hjelp av en ultralydstrømsonde, ryggmarg samt cerebral mikrosirkulasjons-FLUX målt ved hjelp av laser / Doppler nålsonder. (A) 50 s prøve under iskemiinduksjon ved supra-cøliaki aorta kryssklemming. (B) 20 s prøve under reperfusjonsinduksjon ved forsiktig gjenåpning av aortakrysset. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

M1 M2 M3 M4 M5
Ryggmargsfluks 61.35 (41.96-89.70) 6.78 (4.63-9.91) 58.97 (40.33-86.22) 66.05 (45.17-96.57) 59.09 (40.41-86.40)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,878 p = 0,777 p = 0,886
Cerebral Flux 41.12 (28.17-60.04) 71.73 (49.13-104.73) 60.34 (41.33-88.10) 59.91 (36.93-78.71) 49.82 (34.12-72.74)
Målepunkt for hovedeffekt: p = 0,023 Parvis sammenligning M1 p = 0,001 p = 0,045 p = 0,173 p = 0,341
Ryggmargsmikroperfusjon (ml/min/g) Øvre ryggmarg 0.071 (0.058-0.087) 0.063 (0.052-0.078) 0.088 (0.072-0.11) 0.082 (0.067-0.100) 0.083 (0.068-0.102)
Parvis sammenligning M1 p = 0,420 p = 0,146 p = 0,344 p = 0,281
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001
Nedre ryggmarg 0.079 (0.065-0.097) 0.031 (0.026-0.039) 0.111 (0.090-0.136) 0.089 (0.073-0.110) 0.105 (0.086-0.129)
Målepunkt for samhandling · Ryggmargsregion: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,021 p = 0,400 p = 0,051
Hjerteutgang (l/min) 4.15 (3.69-4.61) 3.13 (2.67-3.60) 3.30 (2.84-3.76) 3.67 (3.20-4.13) 2.67 (2.00-2.93)
målepunkt for hovedeffekt:: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,007 p = 0,125 p < 0,001
Hjertefrekvens (bpm) 74.42 (53.70-95.15) 131.09 (110.36-151.82) 88.92 (68.19-109.65) 80.62 (59.89-101.35) 99.38 (78.65-120.11)
Målepunkt for hovedeffekt: p = 0,002 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,314 p = 0,666 p = 0,092
Slagvolum (ml) 55.50 (49.20-61.81) 25.33 (19.03-31.64) 37.00 (30.69-43.31) 45.33 (39.03-51.64) 27.17 (20.86-33.47)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p < 0,001 p = 0,004 p < 0,001
Systolisk arterielt trykk stigende aorta (mmHg) 94.36 (85.20-103.52) 122.05 (112.89-131.20) 76.72 (67.56-85.88) 88.36 (79.20-97.52) 73.36 (64.20-82.52)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,006 p = 0,321 p = 0,002
Gjennomsnittlig arterielt trykk stigende aorta (mmHg) 78.18 (68.68-87.67) 107.29 (97.80-116.78) 59.08 (49.58-68.57) 70.38 (60.89-79.87) 58.35 (48.85-67.84)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,005 p = 0,217 p = 0,004
Diastolisk arterielt trykk stigende aorta (mmHg) 59.20 (49.41-69.00) 93.76 (83.97-103.56) 45.18 (35.38-54.98) 52.48 (42.69-62.28) 45.33 (35.54-55.13)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,038 p = 0,302 p = 0,040
Systemisk vaskulær motstand (dyn x sek x cm-5) 1421.13 (1236.94-1632.74) 208089.94 (181128.10-239085.87) 1335.36 (1162.29-1534.21) 1412.62 (1229.54-1622.97) 1807.46 (1573.21-2076.60)
Målepunkt for hovedeffekt: p < 0,001 Parvis sammenligning M1 p < 0,001 p = 0,407 p = 0,938 p = 0,005
Flyt (l/min) Synkende aorta 3.27 (0.96-5.58) 0 3.27 (0.96-5.58) 3.54 (1.23-5.85) 4.54 (2.32-6.85)
Målepunkt for hovedeffekt: p = 0,003 Parvis sammenligning M1 p = 0,998 p = 0,844 p = 0,381

Tabell 1: Endringer i hemodynamiske parametere under protokollen. Verdier angis som basislinjejustert estimert marginale midler med konfidensintervaller på 95 %. Ujusterte p-verdier av F-tester av hovedeffekter av målepunkt er gitt for hver parameter, samt av interaksjonseffekter mellom region og målepunkt for øvre og nedre ryggmargsmikroperfusjon. Ujusterte p-verdier av parvise sammenligninger av individuelle målepunkter med M1 presenteres også. Målepunkter er: M1 = Hemodynamisk optimalisering før iskemi/reperfusjon, M2 = Under iskemi, M3 = 1 t etter reperfusjon M4 = Hemodynamisk optimalisering etter iskemi/reperfusjon, M5 = 4,5 h etter induksjon av iskemi/reperfusjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

SCI indusert av ryggmargs iskemi er en stor komplikasjon av aorta reparasjon med enorm innvirkning på pasientens utfall1,2,3,4,10,11,12. Mikrosirkulasjonsrettede terapier for å forebygge og behandle SCI er mest lovende. Protokollen gir en reproduserbar metode for sanntids ryggmargsmikrosirkulasjonsevaluering og gir muligheten til å evaluere effekter av nye terapeutiske tilnærminger på ryggmargsmikrosirkulasjon under iskemi / reperfusjonsforhold.

Det er noen kritiske metodologiske trinn i denne eksperimentelle modellen. For å forhindre tap av dyr, må forskere oppleves i anestesiteknikker (cerebrospinal væskedrenering innsetting, sonografisk vaskulær tilgang og hemodynamisk terapi under aortaeksponering, aorta kryssklemming og reperfusjon) samt i kirurgiske teknikker (sternotomy, kareksponering, kirurgisk eksponering av den synkende aorta). Innsetting av ryggmargsnålsonden krever erfaring, dyp kunnskap om anatomien og gode tekniske ferdigheter. Men etter vår erfaring er læringskurven betydelig bratt, og de fleste erfarne forskere vil oppnå suksess på kort tid, selv om flere forsøk må unngås for å forhindre ryggmargsskader som kan påvirke metodikken.

Et annet kritisk skritt er endringen fra høyre side-til-liggende stilling for å forhindre dislokasjon eller skade på ryggmargsnålsonden. For denne manøveren anbefales 4-5 personer, riktig polstring av innsettingsstedet er viktig, og omhyggelig forsiktighet bør tas for ikke å forflytte sonden. Eksponering av den synkende aorta krever også noen kritiske trinn. Toppen av venstre lunge må mobiliseres for å tillate forsiktig tilbaketrekking av venstre lunge for å eksponere det kirurgiske feltet. I tillegg bør den venstre delen av membranen dissekeres for å lette eksponeringen. Under aorta forberedelse, optimal kommunikasjon mellom de forskerne utfører kirurgi og de som gir anestesi og hemodynamisk ledelse er nødvendig for å sikre tilstrekkelig kardiopulmonal stabilitet. Under aorta kryssklemming anbefales manuell kompresjon av den dårligere vena cava å redusere venøs retur. Uten denne manøveren kan det oppstå alvorlige etterbelastningsøkninger som kan føre til skadelig hjerteinfarkt39,40.

Reperfusjon bør utføres forsiktig med væsker, vasopressorer og inotroper klare til bruk. Under reperfusjon oppstår dramatiske endringer som kan føre til alvorlig hypotensjon, hjertearytmier og sirkulasjonssvikt41. Imidlertid kan forsiktig observasjon av hemodynamisk oppførsel, rask initiering av intervensjoner, samt bruk av en strukturert og mild ytelse i denne kritiske fasen forhindre tap av dyr. I tillegg induserer bruk av stigende intervaller av aorta kryssklemming, etterfulgt av tidsperioder for å forbedre regenerering, som brukt i protokollen, iskemiske prekondisjoneringseffekter som forbedrer hemodynamisk stabilitet under reperfusjon42,43.

Modellen gir mulighet til å overvåke ryggmargsmikrosirkulasjon i tillegg til makrosirkulasjonsevaluering. På grunn av tap av hemodynamisk sammenheng ofte sett i høyrisikokirurgi og kritisk syke pasienter, er direkte evaluering av ryggmargsmikrosirkulasjon nødvendig13,30. Sublingval mikrosirkulasjon brukes ofte til å erstatte direkte mikrosirkulasjonsevaluering i organet av interesse44. Imidlertid har dissosiasjon mellom sublingval mikrosirkulasjon og vitale organer blitt vist, og understreker verdien av direkte mikrosirkulasjonsevaluering i ryggmargen, som brukt i eksperimentell modell45. Til slutt har modellen fordelen av sanntidsovervåking av ryggmargsblodstrøm i forhold til fluorescerende mikrosfæreevaluering, som er begrenset av periodisk bruk og post-mortem analyse46. Effekten av sanntidsvurdering kan best sees når man ser på eksempelopptak under iskemi samt reperfusjonsinduksjon, som viser raske endringer i ryggmargsmikroperfusjon. Det bør imidlertid vurderes at laser-Doppler-sondeinnsetting i ryggmargen kan føre til små, men betydelige skader i ryggmargen.

Siden ryggmargens integritet muligens kan påvirke de hemodynamiske parametrene, kan dette være en ulempe ved metoden. Imidlertid har bruk av laser-Doppler teknikker for å vurdere ryggmargen mikroperfusjon tidligere blitt brukt47,48,49,50. Videre, selv om vi ikke observerte hemodynamiske endringer etter sondeinnsetting, kunne vi ikke utelukke hemodynamiske effekter indusert av denne metoden. Det skal bemerkes at hemodynamiske endringer også kan induseres ved bruk av mikrosfæreinjeksjoner, noe som imidlertid vil være av liten betydning hos store dyr51. Videre kan sensorisk eller motorisk funksjon påvirkes av sondeinnsetting, og derfor bør bruk av sensorisk- eller motorisk fremkalt potensiell vurdering utføres med forsiktighet i kombinasjon med laser-Doppler-evaluering.

I denne forbindelse kan mikrosfærens injeksjonsteknikk være fordelaktig. I tillegg bør teknikkene ikke brukes til kroniske studier; Dette gjelder imidlertid også for mikrosfæreinjeksjoner, som er begrenset til akutte studier fordi de er avhengige av post-mortem vevsanalyse. De fleste studier ved hjelp av laser-Doppler teknikker ble utført hos små dyr47,48,49,50 Her beskriver vi en teknikk for bruk hos griser, som en stor dyremodell, som kan lette oversettelse til kliniske studier. Den paramedian-introduserende teknikken overvinner problemet med store spinøse prosesser hos griser, noe som kompliserer riktig plassering av ryggmargsprober. Videre har teknikken fordelen at laminektomi eller fjerning av duravev ikke er nødvendig, og forhindrer et konstant tap av brennevin. Ettersom cerebrospinalvæsketrykket har en enorm innvirkning på ryggmargsperfusjon32, har modellen fordelen av å måle og optimalisere cerebrospinalvæsketrykk i tillegg til ryggmargsmikroperfusjon og vil adressere effekten av cerebrospinalvæsketrykk på ryggmargenmikroperfusjon i fremtidige prosjekter.

Protokollen har noen begrensninger som bør nevnes. Absolutte verdier av ryggmargen Flux varierer betydelig mellom dyr på grunn av forskjeller i nøyaktig sondeposisjon og nærhet til større ryggmargsfartøy. Derfor bør grunnlinjejusteringer utføres ved sammenligning av verdier. Intra-individuelle forskjeller mellom målepunkter er imidlertid svært konsistente så lenge omhyggelig forsiktighet utøves for å unngå bevegelser av nålesonden under protokollen. Videre ble denne studien ikke designet som en sammenligningsstudie mellom Laser-Doppler og fluorescerende mikrosfæremetoder. Gitt antall dyr, utførte vi ikke en korrelasjonsanalyse mellom disse to metodene.

Selv om begge metodene viste en sammenlignbar oppførsel med betydelige reduksjoner under iskemi og utvinning etter reperfusjon for begge, bør en sammenligning av metodene tas opp ved hjelp av riktig utformede studier i fremtiden. Likevel aktiverte bruken av mikrosfærer i tillegg evaluering av ulike atferd for øvre og nedre ryggmargsmikroperfusjon. I tillegg viste histopatologiske analyser bare moderat ryggmargsnekrose sammenlignet med andre modeller av ryggmargs iskemi37. Forlenge varigheten av iskemi samt utelate pre-condition tiltak kan føre til mer alvorlige endringer som kan være ønsket av noen forskere. Selv om vi evaluerte bare milde histopatologiske endringer, kan dette være annerledes med lengre varighet av iskemi. I denne forbindelse kan en lengre periode etter iskemi/reperfusjon før avslutning av protokollen også ha ført til mer alvorlige histopatologiske endringer. Protokollen aktiverte imidlertid hemodynamisk stabilitet en time etter reperfusjon uten behov for ytterligere eller til og med kontinuerlig inotrop- eller vasopressorapplikasjon.

For evaluering av ulike hemodynamiske intervensjoner gir denne modellen optimale forhold. Selv om vi brukte væskeoptimalisering som eksempel på hemodynamisk intervensjon, kan andre tilnærminger evalueres med denne metoden. Mens denne protokollen gir mikrosirkulasjonsevaluering i en modell av iskemi / reperfusjon, begrenser varigheten av iskemi evalueringen av terapeutiske tilnærminger under iskemi før reperfusjon. Videre oppstod en variasjon i hemodynamiske endringer under iskemi (f.eks. hypertensjon, hypotensjon, takykardi, bradykardi, samt hjertearytmier). Manuell tilstrømningsoklusjon påvirker ytterligere hemodynamiske variabler i denne fasen. Derfor anbefales protokollen ikke for evaluering av terapeutiske tilnærminger under iskemi før reperfusjon. Imidlertid kan andre eksperimentelle innstillinger, for eksempel bruk av embolisering eller ligasjonsteknikker, kombineres med ryggmargslaser / Doppler nålesondeevaluering, som beskrevet i denne protokollen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Constantin J.C. Trepte har mottatt en ærespris for forelesninger av Maquet. Alle andre forfattere erklærer ingen interessekonflikter. Denne studien ble støttet av European Society of Anesthesiology Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Acknowledgments

Forfatterne vil takke Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, samt Mrs. Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, Tyskland, for å gi pre- og perioperativ dyrepleie og deres tekniske hjelp til dyrehåndtering. Forfatterne vil videre takke Dr. Daniel Manzoni, Department of Vascular Surgery, Hôpital Kirchberg, Luxembourg, for hans tekniske hjelp.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
CardioMed Flowmeter Medistim AS, Oslo, Norway CM4000 Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mm Medistim AS, Oslo, Norway PS100051 Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe,  Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA MA16PAU Flow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane Vapor Dräger Medical, Lübeck, Germany Vapor
Hotline Level 1 Fluid Warmer Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany HL-90-DE-230 Fluid Warmer
Infinity Delta Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Monitoring Hardware
Infinity Hemo Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart Pro ADInstruments Ltd., Oxford, UK v8.1.16 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7 Möller Medical GmbH, Fulda, Germany Cerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) ADInstruments Ltd., Oxford, UK SPR-350 Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDF moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Software moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow Module Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA TS 420 Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science Version Getinge AB, Göteborg, Sweden v. 6.0 Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cm Getinge AB, Göteborg, Sweden Thermistor-tipped Arterial Line 
PowerLab ADInstruments Ltd., Oxford, UK PL 3516 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmp ADInstruments Ltd., Oxford, UK FE 224 Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
Silverline Spiegelberg, Hamburg, Germany ELD33.010.02 Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package  IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA v. 27 Statistical Software
Twinwarm Warming System Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 12TW921DE Warming System
Universal II Warming Blanket Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 906 Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) moor Instruments, Devon, UK Laser-Doppler Probe
Zeus Dräger Medical, Lübeck, Germany Anesthesia Machine

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Tags

Medisin Utgave 166 Ryggmargsskade ryggmargs iskemi ryggmargsperfusjon hemodynamisk terapi mikrosirkulasjon cerebrospinalvæsketrykk Laser-Doppler
Sanntidsvurdering av ryggmargsmikroperfusjon i en porcin modell av iskemi/reperfusjon
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, … More

Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, S. H., Pinnschmidt, H. O., Graessler, M. F., Gaeth, C., Holthusen, H., Rapp, A., Suntrop, T., Haunschild, J., Etz, C. D., Trepte, C. J. C. Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion. J. Vis. Exp. (166), e62047, doi:10.3791/62047 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter