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Évaluation en temps réel de la microperfusion de la moelle épinière dans un modèle porcin d’ischémie/reperfusion

Published: December 10, 2020 doi: 10.3791/62047
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1, 4, 1, 5, 1, 6, 6, 1
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

Summary

La microcirculation de la moelle épinière joue un rôle central dans les lésions de la moelle épinière. La plupart des méthodes ne permettent pas d’évaluer en temps réel la microcirculation de la moelle épinière, ce qui est essentiel pour le développement de thérapies ciblées par microcirculation. Ici, nous proposons un protocole utilisant des sondes Laser-Doppler-Flow Needle dans un grand modèle animal d’ischémie/reperfusion.

Abstract

La lésion de la moelle épinière est une complication dévastatrice de la réparation de l’aorte. Malgré les développements pour la prévention et le traitement des lésions de la moelle épinière, son incidence est encore considérablement élevée et influence donc l’issue des patients. La microcirculation joue un rôle clé dans la perfusion tissulaire et l’apport en oxygène et est souvent dissociée de la macrohémodynamique. Ainsi, l’évaluation directe de la microcirculation de la moelle épinière est essentielle pour le développement de thérapies ciblées par microcirculation et l’évaluation des approches existantes en ce qui concerne la microcirculation de la moelle épinière. Cependant, la plupart des méthodes ne fournissent pas d’évaluation en temps réel de la microcirculation de la moelle épinière. L’objectif de cette étude est de décrire un protocole standardisé pour l’évaluation microcirculatoire de la moelle épinière en temps réel à l’aide de sondes à aiguille laser-Doppler directement insérées dans la moelle épinière. Nous avons utilisé un modèle porcin d’ischémie/reperfusion pour induire une détérioration de la microcirculation de la moelle épinière. De plus, une technique d’injection de microsphère fluorescente a été utilisée. Initialement, les animaux étaient anesthésiés et ventilés mécaniquement. Par la suite, l’insertion de la sonde à aiguille laser-Doppler a été effectuée, suivie de la mise en place d’un drainage du liquide céphalo-rachidien. Une sternotomie médiane a été réalisée pour l’exposition de l’aorte descendante afin d’effectuer un serrage croisé aortique. L’ischémie/reperfusion a été induite par un serrage croisé aortique supra-cœliaque pendant un total de 48 min, suivi d’une reperfusion et d’une stabilisation hémodynamique. Le flux laser-Doppler a été réalisé parallèlement à l’évaluation macrohémodynamique. De plus, le drainage automatisé du liquide céphalo-rachidien a été utilisé pour maintenir une pression céphalo-rachidienne stable. Après l’achèvement du protocole, les animaux ont été sacrifiés et la moelle épinière a été récoltée pour une analyse histopathologique et microsphère. Le protocole révèle la faisabilité des mesures de microperfusion de la moelle épinière à l’aide de sondes laser-Doppler et montre une diminution marquée pendant l’ischémie ainsi qu’une récupération après reperfusion. Les résultats ont montré un comportement comparable à l’évaluation de la microsphère fluorescente. En conclusion, ce nouveau protocole pourrait fournir un modèle animal de grande taille utile pour de futures études utilisant l’évaluation en temps réel de la microperfusion de la moelle épinière dans les conditions d’ischémie / reperfusion.

Introduction

La lésion de la moelle épinière induite par l’ischémie / reperfusion (SCI) est l’une des complications les plus dévastatrices de la réparation aortique associée à un résultat réduit1,2,3,4. Les options actuelles de prévention et de traitement de la lésion médullaire comprennent l’optimisation des paramètres macrohémodynamiques ainsi que la normalisation de la pression du liquide céphalo-rachidien (CSP) pour améliorer la pression de perfusion de la moelleépinière 2,5,6,7,8,9. Malgré la mise en œuvre de ces manœuvres, l’incidence des lésions médullaires varie encore entre 2% et 31% selon la complexité de la réparation aortique10,11,12.

Récemment, la microcirculation a attiré l’attention13,14. La microcirculation est le domaine de l’absorption cellulaire de l’oxygène et de l’échange métabolique et joue donc un rôle essentiel dans le fonctionnement des organes et l’intégrité cellulaire13. L’altération du flux sanguin microcirculatoire est un déterminant majeur de l’ischémie tissulaire associée à une mortalité accrue15,16,17,18,19. L’altération de la microcirculation de la moelle épinière est associée à une réduction de la fonction neurologique et du résultat20, 21,22,23. Par conséquent, l’optimisation de la microperfusion pour le traitement des lésions médullaires est une approche des plus prometteuses. La persistance des perturbations microcirculatoires, malgré l’optimisation macrocirculatoire, a été décrite26,27,28,29. Cette perte de cohérence hémodynamique se produit fréquemment dans diverses conditions, y compris l’ischémie / reperfusion, soulignant la nécessité d’une évaluation microcirculatoire directe et de thérapies ciblées par microcirculation26,27,30.

Jusqu’à présent, seules quelques études ont utilisé des sondes laser-Doppler pour l’évaluation en temps réel du comportement microcirculatoire de la moelleépinière 20,31. Les études existantes ont souvent utilisé des techniques d’injection de microsphère, qui sont limitées par l’utilisation intermittente et l’analyse post-mortem32,33. Le nombre de mesures différentes utilisant la technique d’injection de microsphère est limité par la disponibilité de microsphères avec des longueurs d’onde différentes. De plus, contrairement aux techniques Laser-Doppler, l’évaluation en temps réel de la microperfusion n’est pas possible, car le traitement et l’analyse post-mortem des tissus sont nécessaires pour cette méthode. Nous présentons ici un protocole expérimental pour l’évaluation en temps réel de la microcirculation de la moelle épinière dans un modèle porcin de grande animal d’ischémie/reperfusion.

Cette étude faisait partie d’un grand projet animal combinant une étude randomisée comparant l’influence des cristalloïdes par rapport aux colloïdes sur la microcirculation dans l’ischémie / reperfusion ainsi qu’une étude randomisée exploratoire sur les effets des fluides par rapport aux vasopresseurs sur la microperfusion de la moelle épinière. L’étalonnage en 2 points de la sonde de débit ainsi que l’étalonnage du cathéter à pointe de pression ont déjà été décrits34. En plus du protocole rapporté, des microsphères fluorescentes ont été utilisées pour la mesure de la microperfusion de la moelle épinière, comme décrit précédemment, en utilisant 12 échantillons de tissu de la moelle épinière pour chaque animal, avec des échantillons 1-6 représentant la moelle épinière supérieure et 7-12 représentant la moelle épinière inférieure35,36. L’injection de microsphère a été effectuée pour chaque étape de mesure après l’achèvement des enregistrements Laser-Doppler et de l’évaluation macrohémodynamique. L’évaluation histopathologique a été réalisée à l’aide du Kleinman-Score tel que décrit précédemment37.

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Protocol

L’étude a été approuvée par la Commission gouvernementale sur le soin et l’utilisation des animaux de la ville de Hambourg (référence n° 60/17). Les animaux ont reçu des soins conformément au « Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire » (publication des NIH n ° 86-23, révisée en 2011) ainsi que les recommandations FELASA et les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE24,25. Cette étude était un essai aigu, et tous les animaux ont été euthanasiés à la fin du protocole.

NOTE: L’étude a été réalisée chez six porcs mâles et femelles âgés de trois mois (German Landrace) pesant environ 40 kg. Les animaux ont été amenés dans les installations de soins aux animaux au moins 7 jours avant les expériences et ont été logés conformément aux recommandations en matière de bien-être animal. Les animaux ont reçu de la nourriture et de l’eau ad libitum, et leur état de santé a été régulièrement évalué par le vétérinaire responsable. Un temps de jeûne de 12 h a été maintenu avant les expériences. Toute la procédure expérimentale et la manipulation des animaux ont été supervisées par le vétérinaire responsable.

1. Induction de l’anesthésie et maintien de l’anesthésie

  1. Pour l’induction de l’anesthésie et le maintien de l’anesthésie, préméditez les animaux et les sédez profondément à l’aide d’une injection intramusculaire suivie d’injections intraveineuses, si nécessaire, pour effectuer une intubation endotrachéale. Par la suite, induire et maintenir l’anesthésie en utilisant une combinaison d’un agent anesthésique volatil avec une application continue d’opioïdes complétée par une injection supplémentaire de bolus d’opioïdes.
  2. Effectuer des injections intramusculaires de kétamine 20 mg·kg-1, d’azapérone 4 mg·kg-1, et de midazolam 0,1 mg·kg-1 pour la prémédication et la sédation.
  3. Placez un cathéter veineux dans une veine de l’oreille, assurez une fixation appropriée et évaluez la fonctionnalité par l’application rapide de 10 mL de solution saline.
  4. Placez l’animal en position couchée sur une couverture chauffante pour éviter toute perte de chaleur.
  5. Établissez une surveillance de base avec l’électrocardiographie (ECG) et l’oxymétrie de pouls pour surveiller l’état cardio-pulmonaire des animaux et connectez-le au matériel de surveillance de base.
  6. Administrer 15 L·min-1 d’oxygène via un masque en forme de porc pour la préoxygénation.
  7. Injecter des boli intraveineux de 0,1 mg·kg-1 de propofol à 1 %, si nécessaire, et effectuer une intubation endotrachéale.
  8. Assurer un placement correct avec capnographie de marée et auscultation finales, administrer 0,1 mg•kg-1 de pancuronium et assurer une fixation adéquate du tube endotrachéal.
  9. Établir une ventilation à volume contrôlé en utilisant des volumes courants de 10 mL·kg-1 poids corporel-1, une pression expiratoire positive de 10 cmH2O et une fraction d’oxygène inspiré (FiO2) de 0,3 à l’aide de l’appareil d’anesthésie. Ajustez la fréquence du ventilateur pour maintenir une tension de dioxyde de carbone expiratoire (ETCO2)de 35 à 45 mmHg.
  10. Introduisez une sonde gastrique, effectuez l’aspiration des fluides gastriques, fixez correctement le tube et connectez-le à un sac de collecte. Fermez soigneusement les yeux de l’animal pour éviter la sécheresse des yeux pendant l’anesthésie.
  11. Maintenir l’anesthésie par perfusion continue de fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) et de sévoflurane (concentration expirée de 3,0 %, délivrée par la vapeur). Assurer un niveau adéquat d’anesthésie par une observation attentive des signes vitaux et des paramètres de ventilation ainsi que par l’absence de tout mouvement pendant tout le protocole, en accordant une attention particulière aux phases de stimulus chirurgical. Donnez des doses supplémentaires de fentanyl en bolus (50 μg) s’il y a des signes de douleur ou de détresse.
    REMARQUE: Assurez-vous de la présence de chercheurs expérimentés en anesthésie animale pendant toute la procédure et utilisez la supervision d’un vétérinaire expérimenté pour obtenir une anesthésie appropriée.
  12. Administrer un débit de perfusion de base de 10 mL·kg-1·h-1 cristalloïdes équilibrés pour compenser les pertes de liquide pendant l’anesthésie, la préparation chirurgicale et l’exécution du protocole expérimental. Utilisez un réchauffeur de fluide pour éviter la perte de chaleur.
  13. Nettoyez doucement la peau du cochon à l’eau savonneuse. Utilisez une solution de désinfection de la peau contenant de la povidone-iode pour réduire la contamination cutanée. Utilisez des gants stériles pour les préparations chirurgicales. Appliquer 300 mg de clindamycine comme prophylaxie antimicrobienne et répéter la posologie après 6 h.

2. Placement de la sonde

  1. Placez l’animal dans la position latérale droite et fléchissez le dos de l’animal pour élargir l’espace entre les vertèbres.
  2. Exposer chirurgicalement la zone paravertébrale pour la préparation des processus épineux et des arcs vertébraux (Figure 1A).
  3. Placer un cathéter vasculaire de la veine périphérique 14 G paramédian dans la moelle épinière au niveau de la vertèbre thoracique (Th) 13/14 ou de la vertèbre lombaire (L) 1/2 entre deux arcs vertébraux(Figure 1B).
  4. Retirez l’aiguille, insérez la sonde à aiguille laser/Doppler sur le cathéter veineux(Figure 1C)et testez la qualité du signal en la connectant au matériel et au logiciel désignés. Assurez-vous qu’il y a un signal stable avec une pulsabilité modérée.
  5. Fixez soigneusement la sonde avec des sutures(Figure 1D)et utilisez un rembourrage pour éviter la luxation ou le pliage de la sonde.
  6. Pour la mise en place percutanée du drainage du liquide céphalo-rachidien pour mesurer et contrôler la pression céphalo-rachidienne, identifier le niveau de L 4/5 ou L 5/6, percer la peau et l’espace sous-cutané avec l’aiguille introductrice et retirer l’aiguille d’incrustation.
  7. Placez une seringue remplie de solution saline sur l’aiguille et introduisez soigneusement l’aiguille avec une pression constante sur la seringue remplie de liquide.
  8. Une fois qu’une perte de résistance est ressentie comme preuve de la position péridurale, réintroduisez l’aiguille d’incrustation et introduisez l’aiguille 2 à 3 mm plus loin pour percer la dure-mère et retirer l’aiguille d’incrustation.
  9. Vérifier la position intrathécale en dégoulinant rapidement de liqueur claire. Introduisez le drainage jusqu’à 20 cm de profondeur, fixez l’adaptateur Luer-lock et vérifiez la position en aspirant soigneusement la liqueur.
  10. Fixez soigneusement le drainage avec des sutures et connectez-le au système de drainage du liquide céphalo-rachidien.
  11. Exposez le crâne derrière l’oreille gauche et effectuez soigneusement une trépanation de la peau par trou de forage à l’aide d’un accessoire de forage de 6 mm.
  12. Introduisez une deuxième sonde laser Doppler directement dans le cerveau. Fixez soigneusement la sonde avec des sutures et testez la qualité du signal en la connectant au matériel et au logiciel désignés. Encore une fois, assurez-vous qu’il y a un signal stable avec une pulsabilité modérée.
  13. Déconnectez toutes les sondes, placez soigneusement l’animal en position couchée, en veillant à ce que la position de la sonde ne soit pas affectée. Assurez-vous qu’au moins 4 à 5 chercheurs effectuent cette manœuvre.
  14. Reconnectez les sondes et vérifiez à nouveau la qualité du signal.
  15. Connectez les canaux de sortie du matériel laser-Doppler à l’amplificateur et au matériel et logiciel d’acquisition synchronique pour enregistrer en outre le flux laser / Doppler simultanément avec des signaux macrohémodynamiques.
  16. Calibrez le flux par unité (PU) avec un étalonnage à 2 points.
    1. Appuyez sur Entrée pour ouvrir le menu et sélectionner le paramètre de sortie analogique.
    2. Utilisez le facteur de conversion affiché (5,0 V = 1000 PU) pour calibrer Flux avec un étalonnage à 2 points à utiliser avec le logiciel d’acquisition synchronique.
    3. Sélectionnez Retour pour revenir au menu précédent, puis sélectionnez Mesure pour poursuivre la mesure.
    4. Ouvrez le logiciel d’acquisition synchronique. Sélectionnez zéro toutes les entrées dans le menu Configuration. Connectez toutes les entrées avec les appareils et les sondes utilisés.
    5. Effectuez un étalonnage à 2 points pour Flux en cliquant sur le menu déroulant du canal Flux. Sélectionnez Étalonnage à 2 points. Définissez la conversion des unités sur on et sélectionnez BPU comme unités. Pour le point 1, réglez 0 V sur 0 BPU. Pour le point 2, réglez 5,0 V sur 1000 BPU. Sélectionnez des unités définies pour toutes les nouvelles données. Appuyez sur OK pour fermer le menu.
  17. Commencer le drainage continu du liquide céphalo-rachidien avec une pression cible de 10 mmHg et un volume de drainage de 20 mL·h-1.

3. Placement du cathéter

  1. Exposez les deux artères fémorales.
  2. Ligaturez la partie distale de l’artère fémorale droite, obstruez temporairement la lumière proximale de l’artère à l’aide d’une boucle vasculaire, effectuez une coupe de 2 mm du vaisseau à l’aide d’un ciseau de Potts et introduisez le fil guide.
  3. Introduisez davantage le fil de guidage, en assurant une insertion sans résistance et en évitant tout pliage du fil; introduire le cathéter sur le fil.
  4. Fixez le cathéter avec des sutures.
  5. Assurer une position correcte par aspiration du sang artériel vérifié avec l’analyse des gaz sanguins et la mesure du signal artériel après une connexion appropriée à la pression artérielle et une surveillance trans-cardiopulmonaire matérielle et logicielle.
  6. Placez une sonde de débit de 5 mm sur l’artère fémorale gauche et testez la qualité du signal en le connectant au débitmètre.
  7. Fermez les deux aines avec des sutures.
  8. Exposez l’artère carotide droite ainsi que la veine jugulaire interne droite pour la mise en place de 8 gaines introductrices Fr.
  9. Pour la mise en place du cathéter, procéder de la même manière que celle décrite aux points 3.2-3.4.
  10. Connectez la lumière latérale de la gaine introductrice de l’artère carotide au matériel de surveillance de la pression de base et de thermodilution pulmonaire pour la mesure de la pression artérielle.
  11. Introduisez un cathéter à pointe de pression dans l’aorte ascendante et vérifiez la position par connexion à l’amplificateur et au matériel et au logiciel d’acquisition synchronique.
  12. Placez un cathéter artériel pulmonaire Swan-Ganz via la gaine veineuse dans l’artère pulmonaire en gonflant le ballon avec de l’air à 20 cm de profondeur et en l’insérant doucement jusqu’à ce qu’une pression de coin soit visible dans la courbe hémodynamique. Dégonflez le ballonnet et tirez le cathéter vers l’arrière de 2 cm. Assurer une qualité de signal satisfaisante de la pression artérielle pulmonaire. Connectez les thermistances au matériel de surveillance de la pression de base et de thermodilution pulmonaire.
  13. Utilisez le guidage échographique pour la mise en place percutanée d’un cathéter veineux central de 12 Fr. 5-Lumen pour l’administration de médicaments et la mesure de la pression veineuse centrale dans la veine jugulaire droite externe. Utilisez l’approche en 6 étapes pour le placementéchographique 38
  14. Connectez la lumière distale du cathéter à la pression artérielle et à la surveillance trans-cardiopulmonaire matérielle et logicielle. Remplacez tous les médicaments et les perfusions par le cathéter veineux central. Utilisez une lumière différente pour les analgésiques, les fluides et les catécholamines, et épargnez la grande lumière pour l’administration de colloïdes pendant les étapes de chargement du volume.

4. Préparation chirurgicale

  1. Effectuez une mini-laparotomie, mobilisez la vessie, insérez un cathéter de Foley pour le drainage de l’urine, gonflez le ballon avec une solution saline et fixez le cathéter avec des sutures de poche.
  2. Connectez le cathéter à un sac de collecte d’urine affichant la quantité d’urine en mL.
  3. Augmenter leFiO2 à 1,0 et réadministrer 0,1 mg·kg-1 pancuronium par voie intraveineuse.
  4. Effectuer une sternotomie médiane en utilisant l’électrocautérisation pour se préparer jusqu’au sternum. Disséquez doucement le sternum des tissus environnants. Effectuer le placement rétrosternal d’une compresse pour prévenir les blessures.
  5. Arrêtez la ventilation et divisez l’os avec une scie oscillante. Poursuivre la ventilation et réduire le FiO2 à 0,3. Utilisez l’électrocautérisation pour réduire les saignements et scellez le sternum avec de la cire osseuse.
  6. Mobilisez soigneusement l’apex du poumon gauche et divisez la partie latérale gauche du diaphragme pour faciliter l’exposition chirurgicale.
  7. Exposer l’aorte descendante proximale au tronc cœliaque par une rétraction douce du poumon gauche, en assurant une ventilation non perturbée et en évitant un traumatisme au poumon gauche (Figure 2A) et diviser le tissu environnant (Figure 2B). Administrer 7 mL·kg-1 colloïde hydroxyéthylamidon si une stabilisation hémodynamique est nécessaire.
  8. Placez une prise autour de l’aorte descendante pour assurer une exposition adéquate(Figure 2C).
  9. Fixez une sonde d’écoulement autour de l’aorte thoracique descendante (Figure 2D). Assurez la bonne qualité du signal en connectant le module de flux et en acquérant du matériel et des logiciels d’acquisition synchronique. Utilisez du gel de contact pour améliorer la qualité du signal si nécessaire.
  10. Fixez une boucle de vaisseau autour de l’aorte descendante, distale à la sonde d’écoulement pour marquer la zone de serrage croisé aortique.

5. Évaluation et acquisition de données

  1. Zéro tous les cathéters et cathéters de niveau utilisant des lignes remplies de liquide placées au niveau auriculaire droit.
  2. Placez des électrodes ECG à aiguille et connectez-les au matériel et au logiciel d’acquisition synchronique.
  3. L’évaluation de la thermodilution trans-cardiopulmonaire ainsi que les mesures du débit et de la pression aortiques ont déjà été décrites 34.
  4. Pour la mesure du débit cardiaque à l’aide de la thermodilution de l’artère pulmonaire, effectuez 3 injections avec 10 mL de solution saline froide et notez la valeur moyenne affichée par le matériel de surveillance de base.
  5. Démarrez le logiciel laser-Doppler en appuyant simplement sur Démarrer, et définissez une marque pour chaque étape de mesure en étiquetant soigneusement les étapes comme M0 à M5.

6. Protocole expérimental

  1. Effectuer des mesures de référence (M0).
  2. Effectuer l’optimisation hémodynamique à l’aide d’étapes de charge volumique de 7 mL·kg-1 colloïde hydroxyéthylamidon. Effectuez chaque étape de charge volumique sur 5 min à l’aide de perfusions sous pression. Après avoir terminé chaque étape de chargement du volume, prévoyez 5 minutes pour l’équilibrage. Commencez la charge volumique jusqu’à ce que l’augmentation du débit cardiaque soit <15%.
  3. Répéter les mesures (M1) après la fin de l’optimisation hémodynamique.
  4. Induire une ischémie/reperfusion pendant un total de 48 min de serrage croisé aortique supra-coeliaque en plaçant une pince aortique à la zone marquée.
  5. Appliquez un serrage aortique dans l’ordre croissant de 1, 2, 5, 10 et 30 minutes pour améliorer la survie des animaux pendant le protocole d’étude.
  6. Poursuivre le serrage aortique après chaque intervalle après un maximum de 5 minutes ou après la normalisation du flux de l’artère fémorale.
  7. Effectuer une occlusion manuelle de la veine cave inférieure pour éviter les augmentations de la pression artérielle de > 100 mmHg de pression artérielle moyenne.
  8. Administrer des injections en bolus de noradrénaline ou d’épinéphrine pendant la phase de serrage, si nécessaire, pour éviter une diminution de la pression artérielle moyenne inférieure à 40 mmHg.
  9. Répétez les mesures à la fin de l’intervalle de serrage de 30 minutes avant la reperfusion (M2).
  10. Ouvrez progressivement la pince pour assurer la stabilité hémodynamique. Fermez la pince si la pression artérielle baisse trop rapidement et permettez la stabilisation.
  11. Administrer 7mL·kg-1 de colloïdes d’hydroxyéthylamidon ainsi que des injections supplémentaires en bolus de 10-20 μg de noradrénaline et/ou d’épinéphrine pour la stabilisation. Administrer 2 mL kg-1 de bicarbonate de sodium à 8,4 % si le pH descend en dessous de 7,1%. Assurer un ajustement approprié de la fréquence respiratoire pour assurer la normocapnie.
  12. Répéter les mesures 1 h après la reperfusion (M3).
  13. Répétez l’optimisation hémodynamique comme décrit au point 6.2 et répétez les mesures (M4).
  14. Effectuer les mesures finales 4,5 h après l’induction de l’ischémie/reperfusion (M5).

7. Euthanasie

  1. Administrer 40 mmol de chlorure de potassium par voie intraveineuse pour l’euthanasie afin d’induire une fibrillation ventriculaire et de l’asystole.
  2. Mettre fin à la ventilation et retirer tous les cathéters.

8. Prélèvement d’organes

  1. Placez l’animal dans une position couchée et retirez les sondes à aiguilles ainsi que le drainage.
  2. Exposez la colonne vertébrale par incision cutanée et enlèvement du tissu musculaire à l’aide d’un scalpel et d’une pince.
  3. Utilisez une scie oscillante pour diviser l’arc vertébral paramédian des deux côtés et retirez la partie dorsale de l’os vertébral en déplaçant soigneusement le processus épineux latéralement pour desserrer les connexions restantes.
  4. Utilisez une pince pour soulever soigneusement la moelle épinière des extrémités caudales aux extrémités crâniennes, et utilisez un scalpel pour couper les nerfs spinaux afin d’enlever la moelle épinière.
  5. Stocker la moelle épinière dans 4% de formol jusqu’à une utilisation ultérieure pour l’évaluation histopathologique ou la quantification de la microsphère.

9. Analyse statistique

  1. Utilisez un logiciel statistique.
  2. Assurer la distribution normale en inspectant les histogrammes et les variables log-transform si nécessaire.
  3. Soumettre les variables dépendantes - flux de la moelle épinière, débit cardiaque, fréquence cardiaque, volume de l’AVC, pression artérielle systolique, pression artérielle moyenne, pression artérielle diastolique, pression veineuse centrale, résistance vasculaire systémique - ainsi que la microperfusion de la moelle épinière supérieure et inférieure évaluée avec des microsphères fluorescentes si désiré - à des analyses générales linéaires mixtes, en utilisant la routine GENLINMIXED pour des données continues avec une fonction de liaison d’identité.
  4. Utilisez les ajustements de base.
  5. Spécifiez des modèles à effets fixes pour la ligne de base variable et le point de mesure. Considérez le point de mesure comme des mesures répétées chez les animaux.
  6. Indiquez les valeurs p des effets fixes pour le point de mesure de chaque paramètre.
  7. Pour l’analyse de la microsphère fluorescente de la moelle épinière, utilisez la région (moelle épinière inférieure, moelle épinière supérieure) en plus comme effet fixe et interaction entre la région et le point de mesure pour évaluer les interactions entre les régions et le point de mesure, et signaler les valeurs p des effets fixes pour l’interaction.
  8. Calculer les moyennes marginales ajustées de base avec un intervalle de confiance (IC) de 95 % pour toutes les variables dépendantes aux points de mesure M1 à M5, suivies de comparaisons par paires via des tests de différences les moins significatives.
  9. Exprimer les variables en moyenne (IC à 95 %). Exprimer le poids de l’animal en tant que moyenne ± écart-type.
  10. Présentez des valeurs p non ajustées.

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Representative Results

Les six animaux ont survécu jusqu’à l’achèvement du protocole. Le poids de l’animal était de 48,2 ± 2,9 kg; cinq animaux étaient des mâles et un animal était des femelles. L’insertion de la sonde de l’aiguille de la moelle épinière ainsi que la mesure du flux de la moelle épinière étaient réalisables chez tous les animaux.

Des exemples d’enregistrements microcirculatoires de la moelle épinière en temps réel en combinaison avec des enregistrements microcirculatoires et macrohémodynamiques cérébraux pendant le serrage croisé aortique pour l’induction de l’ischémie ainsi que pendant le débridage et la reperfusion sont présentés à la figure 3A, figure 3B. La perturbation du flux aortique descendant a été suivie d’une diminution marquée du flux de la moelle épinière, tandis que la pression dans l’aorte ascendante a augmenté(figure 3A). La reperfusion a entraîné des effets opposés(Figure 3B).

L’analyse statistique des paramètres macro et microcirculatoires est présentée dans le tableau 1. Les moyennes marginales estimées par des modèles mixtes et leurs intervalles de confiance indiquent une réduction marquée du flux de la moelle épinière au cours de l’ischémie. En revanche, le flux cérébral a nettement augmenté au cours de l’ischémie, comme l’indiquent les moyennes marginales estimées et leurs intervalles de confiance. Cela s’est accompagné d’une augmentation de la pression artérielle, de la fréquence cardiaque et de la résistance vasculaire systémique, tandis que le débit cardiaque et le volume des accidents vasculaires cérébraux ont diminué. L’analyse de la microsphère fluorescente a révélé une diminution marquée du flux sanguin microcirculatoire de la moelle épinière dans la moelle épinière inférieure, alors qu’il n’y avait pas de changement significatif dans la moelle épinière supérieure, comme l’indiquent les moyennes marginales estimées et leurs intervalles de confiance. La reperfusion a conduit à des effets opposés. Bien qu’il y ait eu une diminution supplémentaire du débit cardiaque, du volume de l’AVC et de la pression artérielle à la fin du protocole, le flux de la moelle épinière ainsi que le flux sanguin microcirculatoire de la moelle épinière étaient stables.

Les résultats de cette étude montrent la capacité des sondes à aiguille laser/Doppler à détecter les changements en temps réel dans la microperfusion de la moelle épinière. Comme prévu, la diminution de la microcirculation de la moelle épinière pendant l’ischémie était drastique avec un flux microcirculatoire minimal. Récupération du flux de la moelle épinière s’est produite après la reperfusion. La perfusion inférieure de la moelle épinière, évaluée avec des microsphères fluorescentes, a montré un comportement comparable, soutenant ainsi la méthode. Comme prévu, la perfusion de la moelle épinière supérieure et le flux cérébral ont montré des comportements différents. Bien que la microcirculation de la moelle épinière ait été stable, la macrocirculation a diminué à la fin du protocole, montrant une perte de cohérence hémodynamique. Alors que l’écoulement dans l’aorte descendante était nul pendant l’ischémie, la reperfusion a conduit à une récupération de l’écoulement aortique. L’analyse histopathologique a révélé une légère nécrose de la moelle épinière avec des scores de Kleinman pour la moelle épinière inférieure entre 0 et 2 et pour la moelle épinière supérieure entre 0 et 1.

Figure 1
Figure 1:Placement de lasonde laser/aiguille Doppler dans la moelle épinière. (A) Exposition chirurgicale des structures vertébrales. (B) Ponction de la moelle épinière à l’aide d’un cathéter veineux. (C) Insertion de la sonde à aiguille après retrait de l’aiguille d’incrustation. (D) Fixation de la sonde à aiguille. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 

Figure 2
Figure 2: Exposition de l’aorte descendante et placement de la sonde d’écoulement et de la boucle du vaisseau. (A) Exposition de l’aorte descendante après mobilisation de l’apex du poumon gauche et division de la partie latérale gauche du diaphragme. (B) Division du tissu environnant en vue d’une exposition chirurgicale. (C) Mise en place d’une prise autour de l’aorte descendante pour assurer une exposition circulaire appropriée. (D) Placement de la sonde d’écoulement ainsi que de la boucle du vaisseau autour de l’aorte descendante. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3: Enregistrements d’échantillons de signaux microcirculatoires et macrohémodynamiques au cours de l’ischémie ainsi que de la reperfusion. Enregistrements d’échantillons d’ECG, pression dans l’aorte ascendante mesurée à l’aide d’un microrécathéter, débit dans l’aorte descendante mesuré à l’aide d’une sonde à ultrasons, moelle épinière ainsi que FLUX microcirculatoire cérébral mesuré à l’aide de sondes à aiguille laser / Doppler. (A) 50 s d’échantillon lors de l’induction de l’ischémie par serrage croisé aortique supra-cœliaque. (B) 20 s d’échantillon lors de l’induction de la reperfusion par réouverture douce de la pince transversale aortique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

M1 M2 M3 M4 M5
Flux de moelle épinière 61.35 (41.96-89.70) 6.78 (4.63-9.91) 58.97 (40.33-86.22) 66.05 (45.17-96.57) 59.09 (40.41-86.40)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,878 p = 0,777 p = 0,886
Flux cérébral 41.12 (28.17-60.04) 71.73 (49.13-104.73) 60.34 (41.33-88.10) 59.91 (36.93-78.71) 49.82 (34.12-72.74)
Point de mesure de l’effet principal: p = 0,023 Comparaison par paires M1 p = 0,001 p = 0,045 p = 0,173 p = 0,341
Microperfusion de la moelle épinière (ml/min/g) Moelle épinière supérieure 0.071 (0.058-0.087) 0.063 (0.052-0.078) 0.088 (0.072-0.11) 0.082 (0.067-0.100) 0.083 (0.068-0.102)
Comparaison par paires M1 p = 0,420 p = 0,146 p = 0,344 p = 0,281
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001
Moelle épinière inférieure 0.079 (0.065-0.097) 0.031 (0.026-0.039) 0.111 (0.090-0.136) 0.089 (0.073-0.110) 0.105 (0.086-0.129)
Point de mesure d’interaction · Région de la moelle épinière: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,021 p = 0,400 p = 0,051
Débit cardiaque (l/min) 4.15 (3.69-4.61) 3.13 (2.67-3.60) 3.30 (2.84-3.76) 3.67 (3.20-4.13) 2.67 (2.00-2.93)
Point de mesure de l’effet principal:: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,007 p = 0,125 p < 0,001
Fréquence cardiaque (bpm) 74.42 (53.70-95.15) 131.09 (110.36-151.82) 88.92 (68.19-109.65) 80.62 (59.89-101.35) 99.38 (78.65-120.11)
Point de mesure de l’effet principal: p = 0,002 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,314 p = 0,666 p = 0,092
Volume de l’AVC (ml) 55.50 (49.20-61.81) 25.33 (19.03-31.64) 37.00 (30.69-43.31) 45.33 (39.03-51.64) 27.17 (20.86-33.47)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p < 0,001 p = 0,004 p < 0,001
Aorte ascendante de pression artérielle systolique (mmHg) 94.36 (85.20-103.52) 122.05 (112.89-131.20) 76.72 (67.56-85.88) 88.36 (79.20-97.52) 73.36 (64.20-82.52)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,006 p = 0,321 p = 0,002
Aorte ascendante moyenne de pression artérielle (mmHg) 78.18 (68.68-87.67) 107.29 (97.80-116.78) 59.08 (49.58-68.57) 70.38 (60.89-79.87) 58.35 (48.85-67.84)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,005 p = 0,217 p = 0,004
Aorte ascendante de pression artérielle diastolique (mmHg) 59.20 (49.41-69.00) 93.76 (83.97-103.56) 45.18 (35.38-54.98) 52.48 (42.69-62.28) 45.33 (35.54-55.13)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,038 p = 0,302 p = 0,040
Résistance vasculaire systémique (dyn x sec x cm-5) 1421.13 (1236.94-1632.74) 208089.94 (181128.10-239085.87) 1335.36 (1162.29-1534.21) 1412.62 (1229.54-1622.97) 1807.46 (1573.21-2076.60)
Point de mesure de l’effet principal: p < 0,001 Comparaison par paires M1 p < 0,001 p = 0,407 p = 0,938 p = 0,005
Débit (l/min) Aorte descendante 3.27 (0.96-5.58) 0 3.27 (0.96-5.58) 3.54 (1.23-5.85) 4.54 (2.32-6.85)
Point de mesure de l’effet principal: p = 0,003 Comparaison par paires M1 p = 0,998 p = 0,844 p = 0,381

Tableau 1 : Changements dans les paramètres hémodynamiques au cours du protocole. Les valeurs sont données sous forme de moyennes marginales estimées ajustées au départ avec des intervalles de confiance à 95 %. Les valeurs p non ajustées des tests F des principaux effets du point de mesure sont données pour chaque paramètre ainsi que des effets d’interaction entre la région et le point de mesure pour la microperfusion de la moelle épinière supérieure et inférieure. Des valeurs p non ajustées de comparaisons par paires de points de mesure individuels avec M1 sont également présentées. Les points de mesure sont : M1 = Optimisation hémodynamique avant ischémie/reperfusion, M2 = Pendant l’ischémie, M3 = 1 h après la reperfusion M4 = Optimisation hémodynamique après ischémie/reperfusion, M5 = 4,5 h après induction de l’ischémie/reperfusion.

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Discussion

Le LM induit par l’ischémie de la moelle épinière est une complication majeure de la réparation de l’aorte avec un impact considérable sur le résultat du patient1,2,3,4, 10,11,12. Les thérapies ciblées par microcirculation pour prévenir et traiter les lésions médullaires sont les plus prometteuses. Le protocole fournit une méthode reproductible pour l’évaluation microcirculatoire de la moelle épinière en temps réel et offre la possibilité d’évaluer les effets de nouvelles approches thérapeutiques sur la microcirculation de la moelle épinière dans des conditions d’ischémie / reperfusion.

Il y a quelques étapes méthodologiques critiques dans ce modèle expérimental. Pour prévenir la perte d’animaux, les chercheurs doivent avoir de l’expérience dans les techniques anesthésiologiques (insertion de drainage du liquide céphalorachidien, accès vasculaire échographique et thérapie hémodynamique lors de l’exposition aortique, serrage croisé aortique et reperfusion) ainsi que dans les techniques chirurgicales (sternotomie, exposition aux vaisseaux, exposition chirurgicale de l’aorte descendante). L’insertion de la sonde à aiguille de la moelle épinière nécessite de l’expérience, une connaissance approfondie de l’anatomie et de solides compétences techniques. Cependant, d’après notre expérience, la courbe d’apprentissage est considérablement raide et la plupart des chercheurs expérimentés réussiront en peu de temps, bien que de multiples tentatives doivent être évitées pour prévenir les lésions de la moelle épinière qui pourraient affecter la méthodologie.

Une autre étape critique est le passage de la position latérale droite à la position couchée pour prévenir la luxation ou les dommages de la sonde de l’aiguille de la moelle épinière. Pour cette manœuvre, 4 à 5 personnes sont recommandées, un rembourrage approprié du site d’insertion est essentiel et une prudence méticuleuse doit être prise pour ne pas disloquer la sonde. L’exposition de l’aorte descendante nécessite également des étapes critiques. L’apex du poumon gauche doit être mobilisé pour permettre une rétraction douce du poumon gauche afin d’exposer le champ chirurgical. De plus, la partie latérale gauche du diaphragme doit être disséquée pour faciliter l’exposition. Au cours de la préparation aortique, une communication optimale entre les chercheurs effectuant une intervention chirurgicale et ceux qui fournissent une anesthésie et une prise en charge hémodynamique est nécessaire pour assurer une stabilité cardiopulmonaire adéquate. Lors du serrage aortique, une compression manuelle de la veine cave inférieure est recommandée pour réduire le retour veineux. Sans cette manœuvre, de graves augmentations de la charge résiduelle peuvent survenir qui pourraient entraîner des lésions myocardiques délétères39,40.

La reperfusion doit être effectuée avec prudence avec des liquides, des vasopresseurs et des inotropes prêts à l’emploi. Au cours de la reperfusion, des changements spectaculaires se produisent qui peuvent entraîner une hypotension sévère, des arythmies cardiaques et une insuffisance circulatoire41. Cependant, une observation prudente du comportement hémodynamique, l’initiation rapide d’interventions, ainsi que l’utilisation d’une performance structurée et douce pendant cette phase critique peuvent prévenir la perte d’animaux. En outre, l’utilisation d’intervalles ascendants de serrage croisé aortique, suivis de périodes de temps pour améliorer la régénération, comme utilisé dans le protocole, induit des effets de préconditionnement ischémique qui améliorent la stabilité hémodynamique pendant la reperfusion42,43.

Le modèle offre la possibilité de surveiller la microcirculation de la moelle épinière en plus de l’évaluation macrocirculatoire. En raison de la perte de cohérence hémodynamique fréquemment observée chez les patients à haut risque et les patients gravement malades, une évaluation directe de la microcirculation de la moelle épinière est nécessaire13,30. La microcirculation sublinguale est souvent utilisée pour remplacer l’évaluation microcirculatoire directe dans l’organe d’intérêt44. Cependant, la dissociation entre la microcirculation sublinguale et les organes vitaux a été démontrée, soulignant la valeur de l’évaluation microcirculatoire directe dans la moelle épinière, telle qu’utilisée dans le modèle expérimental45. Enfin, le modèle présente l’avantage d’une surveillance en temps réel du flux sanguin de la moelle épinière par rapport à l’évaluation de la microsphère fluorescente, qui est limitée par l’utilisation intermittente et l’analyse post-mortem46. L’impact de l’évaluation en temps réel peut être mieux vu en regardant des exemples d’enregistrements pendant l’ischémie ainsi que l’induction de reperfusion, montrant des changements rapides dans la microperfusion de la moelle épinière. Cependant, il faut considérer que l’insertion d’une sonde laser-Doppler dans la moelle épinière pourrait entraîner des blessures mineures, mais considérables, de la moelle épinière.

Comme l’intégrité de la moelle épinière pourrait éventuellement influencer les paramètres hémodynamiques, cela pourrait être un inconvénient de la méthode. Cependant, l’utilisation de techniques laser-Doppler pour évaluer la microperfusion de la moelle épinière a déjà été utilisée47,48,49,50. De plus, bien que nous n’ayons pas observé de changements hémodynamiques suite à l’insertion de la sonde, nous n’avons pas pu exclure les effets hémodynamiques induits par cette méthode. Il convient de noter que des altérations hémodynamiques peuvent également être induites par l’utilisation d’injections de microsphère, qui seraient toutefois d’une importance mineure chez les grands animaux51. De plus, la fonction sensorielle ou motrice peut être affectée par l’insertion de la sonde et, par conséquent, l’utilisation d’une évaluation du potentiel évoqué sensoriel ou moteur doit être effectuée avec prudence en combinaison avec une évaluation laser-Doppler.

À cet égard, la technique d’injection de microsphère pourrait être avantageuse. En outre, les techniques ne doivent pas être utilisées pour des essais chroniques; cependant, cela est également vrai pour les injections de microsphère, qui sont limitées aux essais aigus car elles dépendent de l’analyse tissulaire post-mortem. La plupart des études utilisant des techniques laser-Doppler ont été réalisées sur de petits animaux47,48,49,50 Ici, nous décrivons une technique à utiliser chez les porcs, comme un grand modèle animal, qui pourrait faciliter la traduction aux études cliniques. La technique d’introduction paramédiane surmonte le problème des grands processus épineux chez les porcs, ce qui complique le placement correct des sondes de la moelle épinière. De plus, la technique présente l’avantage que la laminectomie ou l’ablation du tissu duraire n’est pas nécessaire, ce qui empêche une perte constante de liqueur. Comme la pression du liquide céphalo-rachidien a un impact considérable sur la perfusion de la moelleépinière 32, le modèle a l’avantage de mesurer et d’optimiser la pression du liquide céphalo-rachidien en plus de la microperfusion de la moelle épinière et traitera de l’effet de la pression du liquide céphalo-rachidien sur la microperfusion de la moelle épinière dans les projets futurs.

Le protocole comporte certaines limites qui devraient être mentionnées. Les valeurs absolues du flux de moelle épinière diffèrent considérablement d’un animal à l’autre en raison des différences de position exacte de la sonde et de la proximité des plus gros vaisseaux de la moelle épinière. Par conséquent, des ajustements de référence doivent être effectués lors de la comparaison des valeurs. Cependant, les différences intra-individuelles entre les points de mesure sont très constantes tant qu’une prudence méticuleuse est exercée pour éviter les mouvements de la sonde à aiguille pendant le protocole. De plus, cette étude n’a pas été conçue comme une étude comparative entre les méthodes Laser-Doppler et microsphère fluorescente. Compte tenu du nombre d’animaux, nous n’avons pas effectué d’analyse de corrélation entre ces deux méthodes.

Bien que les deux méthodes aient montré un comportement comparable avec des réductions significatives au cours de l’ischémie et de la récupération après reperfusion pour les deux, une comparaison des méthodes devrait être abordée à l’aide d’études correctement conçues à l’avenir. Néanmoins, l’utilisation de microsphères a également permis d’évaluer différents comportements pour la microperfusion de la moelle épinière supérieure et inférieure. De plus, l’analyse histopathologique n’a révélé qu’une nécrose modérée de la moelle épinière par rapport à d’autres modèles d’ischémie de la moelleépinière 37. Prolonger la durée de l’ischémie ainsi que l’omission des mesures de pré-conditionnement peuvent conduire à des changements plus graves qui peuvent être souhaités par certains chercheurs. Bien que nous n’ayons évalué que de légers changements histopathologiques, cela peut être différent avec une durée d’ischémie plus longue. À cet égard, une période plus longue après l’ischémie / reperfusion avant la fin du protocole peut également avoir entraîné des changements histopathologiques plus graves. Cependant, le protocole a permis une stabilité hémodynamique une heure après la reperfusion sans avoir besoin d’une application supplémentaire ou même continue d’inotrope ou de vasopresseur.

Pour l’évaluation des différentes interventions hémodynamiques, ce modèle fournit des conditions optimales. Bien que nous ayons utilisé l’optimisation des fluides comme exemple d’intervention hémodynamique, d’autres approches peuvent être évaluées avec cette méthode. Bien que ce protocole fournisse une évaluation microcirculatoire dans un modèle d’ischémie/reperfusion, la durée de l’ischémie limite l’évaluation des approches thérapeutiques au cours de l’ischémie avant la reperfusion. De plus, au cours de l’ischémie, une variation des changements hémodynamiques s’est produite (par exemple, hypertension, hypotension, tachycardie, bradycardie, ainsi que des arythmies cardiaques). L’occlusion manuelle de l’afflux affecte en outre les variables hémodynamiques au cours de cette phase. Par conséquent, le protocole n’est pas recommandé pour l’évaluation des approches thérapeutiques au cours de l’ischémie avant la reperfusion. Cependant, d’autres contextes expérimentaux, tels que l’utilisation de techniques d’embolisation ou de ligature, peuvent être combinés avec l’évaluation de la sonde laser de la moelle épinière / aiguille Doppler, comme décrit dans ce protocole.

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Disclosures

Constantin J.C. Trepte a reçu un prix honorifique pour les conférences de Maquet. Tous les autres auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts. Cette étude a été soutenue par la Bourse de démarrage de jeune chercheur 2018 de la Société européenne d’anesthésiologie.

Acknowledgments

Les auteurs tiennent à remercier Lena Brix, V.M.D, Institut de recherche animale, École de médecine de Hanovre, ainsi que Mme Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, Centre médical universitaire de Hambourg-Eppendorf, Allemagne, pour avoir fourni des soins préopératoires et périopératoires aux animaux et leur assistance technique sur la manipulation des animaux. Les auteurs tiennent également à remercier le Dr Daniel Manzoni, Département de chirurgie vasculaire, Hôpital Kirchberg, Luxembourg, pour son assistance technique.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
CardioMed Flowmeter Medistim AS, Oslo, Norway CM4000 Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mm Medistim AS, Oslo, Norway PS100051 Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe,  Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA MA16PAU Flow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane Vapor Dräger Medical, Lübeck, Germany Vapor
Hotline Level 1 Fluid Warmer Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany HL-90-DE-230 Fluid Warmer
Infinity Delta Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Monitoring Hardware
Infinity Hemo Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart Pro ADInstruments Ltd., Oxford, UK v8.1.16 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7 Möller Medical GmbH, Fulda, Germany Cerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) ADInstruments Ltd., Oxford, UK SPR-350 Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDF moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Software moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow Module Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA TS 420 Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science Version Getinge AB, Göteborg, Sweden v. 6.0 Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cm Getinge AB, Göteborg, Sweden Thermistor-tipped Arterial Line 
PowerLab ADInstruments Ltd., Oxford, UK PL 3516 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmp ADInstruments Ltd., Oxford, UK FE 224 Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
Silverline Spiegelberg, Hamburg, Germany ELD33.010.02 Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package  IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA v. 27 Statistical Software
Twinwarm Warming System Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 12TW921DE Warming System
Universal II Warming Blanket Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 906 Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) moor Instruments, Devon, UK Laser-Doppler Probe
Zeus Dräger Medical, Lübeck, Germany Anesthesia Machine

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References

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

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Médecine Numéro 166 Lésion de la moelle épinière ischémie de la moelle épinière perfusion de la moelle épinière thérapie hémodynamique microcirculation pression du liquide céphalo-rachidien Laser-Doppler
Évaluation en temps réel de la microperfusion de la moelle épinière dans un modèle porcin d’ischémie/reperfusion
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Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, S. H., Pinnschmidt, H. O., Graessler, M. F., Gaeth, C., Holthusen, H., Rapp, A., Suntrop, T., Haunschild, J., Etz, C. D., Trepte, C. J. C. Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion. J. Vis. Exp. (166), e62047, doi:10.3791/62047 (2020).

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