Summary
Temperaturkontrol under elektronmikroskopieksperimenter i væskefasen åbner nye perspektiver for at studere dynamikken i nanopartikler i flydende miljøer, der efterligner deres dannelses- eller applikationsmedier. Ved hjælp af nyligt udviklede varmevæskeceller observerede vi direkte temperaturens indflydelse på kerne- og vækstprocesserne af guldnanopartikler i vand.
Abstract
Temperaturkontrol er en nylig udvikling, der giver en ekstra grad af frihed til at studere nanokemi ved flydende celle transmission elektronmikroskopi. I dette papir beskriver vi, hvordan man forbereder et in situ-opvarmningseksperiment til at studere temperaturens virkning på dannelsen af guldnanopartikler drevet af radiolyse i vand. Eksperimentets protokol er forholdsvis enkel og involverer en speciel flydende celle med ensartet opvarmningskapacitet op til 100 °C, en TEM-holder med væskecelle med strømningskapacitet og en integreret grænseflade til styring af temperaturen. Vi viser, at kerne- og vækstmekanismerne for guldnanopartikler påvirkes drastisk af temperaturen i flydende celle. Ved hjælp af STEM-billeddannelse og nanodiffraktion afsløres udviklingen af densiteten, størrelsen, formen og atomstrukturen af de voksende nanopartikler i realtid. Automatiserede billedbehandlingsalgoritmer udnyttes til at udtrække nyttige kvantitative data fra videosekvenser, såsom kerner og vækstrater for nanopartikler. Denne tilgang giver nye input til forståelse af de komplekse fysisk-kemiske processer, der er på spil under den flydende fasesyntese af nanomaterialer.
Introduction
Metal nanopartikler (NPs) har lovende fysisk-kemiske egenskaber, der kan bruges i forskellige områder såsom optisk sensing1, medicin2 eller energi3. Vådkemisk syntese er en meget alsidig metode til fremstilling af metal-NPs med veldefineret størrelse og form. I løbet af de sidste årtier er der udviklet mange strategier for at få kontrol over NPs syntese: frømedieret vækst4, ansigtsblokeringsmetode5, kinetisk kontrolleret syntese6, selektiv ætsning7 eller temperaturstyret syntese8. Men mens de kemiske reaktioner, der driver syntesen, er ret enkle, er nukleations- og vækstmekanismerne ikke, fordi mange parametre spiller en rolle i dannelsesprocesserne, og deres individuelle indflydelse er vanskelige at hente fra ex situ-snapshots af de resulterende nanomaterialer, der udvindes fra deres dannelsesmedium på givne tidspunkter af syntesen. For virkelig at forstå nukleation og vækstprocesser og etablere måder at kontrollere dem på, skal vi anvende in situ-værktøjer, der tillader deres realtidsobservation i fint kontrolleret flydende miljø.
I denne henseende har Liquid-Cell Transmission Electron Microscopy (LCTEM) været en meget kraftfuld metode til at kaste nyt lys på syntesen af metalliske nanopartikler9,10,11,12,13. Ved at billeddanne dynamikken i de enkelte nanostrukturer direkte i deres flydende dannelsesmedier har denne teknik givet en dybere forståelse af kerne- og vækstmekanismer, især den rolle, krystal defekter, frø morfologi og organiske ligands, der tillader kørsel retningsbestemt vækst eller ætsning processer og opnå nanomaterialer med specifikke former (nanorods, nanostjerner, nanoplader, nanoshells)10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Når elektronstrålen i en TEM interagerer med væsker, producerer radiolyseprocesser stærke reducerende og oxiderende arter, der ændrer opløsningskemien i det bestrålede område og kan bruges til at drive vækst- eller ætsningsprocesser. Interessant nok er koncentrationen af radiolytiske produkter kendt for at stige med elektrondosishastigheden, en parameter, der kan finjusteres i et elektronmikroskop20. Derfor er denne dosishastighedsafhængighed af radiolyse blevet udnyttet til at kontrollere reaktionshastigheden og afsløre kinetiske virkninger på dannelsesprocesserne og den endelige morfologi af nanostrukturer11,15,20.
Selv om temperaturen er en afgørende parameter i nanomaterialer syntese, dens virkninger er hidtil ikke blevet omhyggeligt undersøgt af LCTEM, fordi kommercielle væskeceller med pålidelig temperaturkontrol er først for nylig blevet udviklet. Alligevel er sådanne in situ-undersøgelser uundværlige for at optrævle de komplekse kinetik og termodynamiske virkninger, der fremkaldes af temperaturændringer. På den ene side har en forøgelse af temperaturen drastiske konsekvenser for facetprocesserne under væksten, fremskynder atom- og molekylær diffusion i væske og ændrer reaktionshastighederne. På den anden side er nanofasediagrammet over nanostrukturer også meget følsomt over for temperatur. I denne artikel udnytter vi nyligt udviklede varmevæskeceller til at følge den radiolytiske vækst af guldnanopartikler i vand med en temperaturkontrol mellem stuetemperatur og 100 °C. Denne metode, der kombinerer STEM-billeddannelse og diffraktion i et miljø, der nærmer sig og tættere på de virkelige synteseforhold, reducerer kløften mellem in situ TEM-observationer og syntheses i bænkskala.
Protocol
1. Juster transmissionselektronmikroskopet til STEM HAADF-billeddannelse
- Følg producentens anvisninger for at få justering af mikroskopet.
- Brug en konventionel tørret prøve til at justere mikroskopet. Brug ikke en flydende prøve.
- For at minimere væksthastigheden skal du minimere elektrondosishastigheden (se diskussionsafsnittet), hvilket indebærer brug af lille kondensatoråbning og lille pletstørrelse for at reducere strålestrømmen.
2. Håndtering af e-chip
BEMÆRK: Kommercielle væskeholdere passer på næsten alle TEM, men bruger holderen, der er specielt designet til mikroskopmærket og pole piece. En flydende celle er lavet af to MEMS-baserede siliciumchips kaldet E-chips, som begge er siliciumsubstrater med et 500 x 50 μm vindue dækket af en 50 nm tyk amorf siliciumnitrid (SiN) film, der er elektron gennemsigtig (Figur 1A). Disse to e-chips har forskellige størrelser. Den lille er 2 x 2 mm med guld afstandsstykker, der fastsætter afstanden mellem de to E-chips (150 nm her) og den flydende tykkelse. Den store er 4 x 6 mm, og den har en modstand indlejret i siliciumsubstratet, der tillader en ensartet opvarmning af væskeprøven (Figur 1B). På grund af den måde, de er fremstillet i rene rum, har E-chips to forskellige sider: den ene hvor vinduet ser lille ud (her efter kaldet forsiden) og den anden, hvor vinduet er stort med en vaskform (her efter kaldet bagsiden).
- Når du håndterer E-chipsene, må du aldrig røre ved vinduet med pincet og gribe fat i spånerne ved siderne. For at undgå at ridse overfladen af silicium substrat bruge kulstof-tippet pincet.
- Hvis du placerer en E-chip på en overflade, skal du sørge for, at bagsiden er i kontakt med overfladen, fordi SiN-filmen er skrøbelig, og den deponeres på forsiden.
3. Rengøring af væskecelleholderen (før forsøget)
- Fjern låget, der dækker holderens spids. Fjern de dummy flydende celler ved hjælp af pincet. Fjern den pakning, der bruges sammen med dummy-væskecellerne.
BEMÆRK: Dummy flydende celler er flydende celler uden SiN vinduet og kun silicium. De bruges til opbevaring af væskecelleholderen i vakuumpumpen. Vær opmærksom på tilstanden af messingskruer, fordi de smuldrer let over tid. Især hvis skruehovederne er beskadiget, skal skruerne skiftes. Ellers kan det være vanskeligt at skrue dem af efter forsøget, og småt affald kan også forstyrre prøvebelastningen. - Der injiceres manuelt 2 mL destilleret vand inde i holderen ved hjælp af sprøjter og den eksterne PEEK-slange for at oprette forbindelse til bagsiden af holderen.
BEMÆRK: Der er 3 mikrofluidiske tunneler inde i holderen. Alle tre skal ryddes op med vand. Vær opmærksom på vandet, der kommer ud foran holderen: Hvis vandet er farvet på grund af et tidligere eksperiment, skal du fortsætte med at sætte vand inde i holderen, indtil væsken er uncolored. - Hvis der injiceres en opløsning i væskecellen under forsøget (1 mM HAuCl4 i vand i vores tilfælde), fyldes prøveholderens slange med denne opløsning.
- Tør spidsen af væskecelleholderen ved hjælp af en luftpistol.
4. Forberedelse af den flydende celle (E-chips)
- Rengøring af de flydende celler.
- Fyld et glas Petri parabol med acetone.
- Fyld et glas Petri parabol med methanol.
ADVARSEL: På grund af methanolens toksicitet skal petriskålen med methanol sættes under en røghætte. Methanol skal håndteres med passende beskyttelsesudstyr (handsker). - Sæt en lille og en stor E-chip i petriskålen med acetone og vent i 2 minutter.
BEMÆRK: E-chipsene er belagt med et beskyttende lag, der skal fjernes før eksperimentet. Acetone vil fjerne fotoresist og rydde op i E-chips af vragrester. For at forbedre rengøringen kan opløsningen forsigtigt omrøres. - Sæt begge E-chips i petriskålen med methanol og vent i 2 minutter. Methanol vil rydde op i E-chips fra acetone og resten af snavs.
ADVARSEL: Overførslen af E-chips mellem acetone og methanol skal ske så hurtigt som muligt for ikke at lade E-chips tørre op i luften. - Tør de flydende celler op ved hjælp af en luftpistol. Hold E-chippen med pincet, mens du bruger luftpistolen. Pas på ikke at trykke for meget på luftpistoludløseren, ellers kan E-chippen falde ud af pincet. Hvis de falder ud, skal du genstarte rengøringen med acetone og methanol.
- Kontroller integriteten af siliciumnitridvinduet ved hjælp af et kikkertforstørrelsesglas eller et optisk mikroskop (Figur 2).
BEMÆRK: Sørg for, at vinduerne i begge E-chips er rene og ikke brudt. Hvis E-chips ikke synes ren, så prøv at sætte dem tilbage i acetone og methanol igen. Hvis snavset stadig er på vinduet, eller hvis vinduet er brudt, skal E-chips ændres med nye. - Plasma renser E-chipsene med en blanding af argon og iltgas i 2 minutter. Plasmarensning af E-chips gør det muligt for dem at være hydrofile. Her er detaljerne om plasmarensning oprettet: argon gas flow = 35 sccm, ilt gas flow = 11,5 sccm, gas flow timeout = 20 s, Forward RF mål = 50 W, Forward RF Range = 5 W, Maksimalt reflekteret RF = 5 W.
- Påfyldning af væskecellerne i TEM-holderen (figur 3).
- Pakningen O-ringe ind i væskecelleholderen (Figur 3B). Kontroller, at den anvendte pakning er ren. Hvis ikke, rengør det hurtigt med destilleret vand. Tør det op ved hjælp af et rent filterpapir. For at fjerne snavs og fibre på pakningen skal du trykke på den mellem to ark parafilm flere gange.
- Sæt den lille E-chip inde i væskecelleholderen (Figur 3C). For at reducere bøjen af SiN-filmene mod mikroskopets vakuum skal du placere vinduerne i væskecellen i en krydset konfiguration. Derfor skal vinduet på den lille E-chip være parallelt med holderens længde og forsiden nedad. Sørg for, at den lille E-chip er godt indsat inde i pakningen.
- Forbered væskeprøven (her 1 mM HAuCl4 i vand).
- Drop ≈2 μL af væskeprøven på den lille E-chip ved hjælp af en mikropipette (Figur 3D). Hvis den lille E-chip er blevet korrekt plasmarenset, vil den vandige væskeprøve sprede sig jævnt over chippens overflade.
- Fjern den ekstra væske med et filterpapir. Med et skarpt skåret stykke filterpapir skal du reducere tykkelsen af væskelaget på den lille E-chip, indtil den danner en flad kuppel.
- Sæt den store E-chip inde i væskecelleholderen(Figur 3E). Placer den store E-chip på den lille med forsiden nedad (de forreste sider af de to chips skal vende mod hinanden). Elektroderne på den store E-chip skal være i kontakt med elektrodepuden på holderen.
- Skub låget tilbage på væskecelleholderen. Stram gradvist hver skrue(Figur 3F).
- Tør den eventuelle væske, der kommer ud af E-chips ved hjælp af små udskårne filterpapir. Kontroller, at der ikke kommer væske ud på begge sider af de flydende celler ved at dreje væskecelleholderen rundt om aksen.
- Test vakuumforseglingen af væskecellen i en pumpestation. Hvis vakuumniveauet på pumpen når 5 x 10-2 Pa, skal du fortsætte protokollen. Hvis ikke, skal du kontrollere vinduets integritet (det er sandsynligvis brudt) og starte protokollen fra begyndelsen med et nyt sæt E-chips.
- Kontroller en sidste gang integriteten af siliciumnitridvinduet ved hjælp af et kikkertforstørrelsesglas eller et optisk mikroskop. Nogle gange vil den flydende celle være i stand til at opretholde pumpestationens vakuum, selvom vinduet er brudt. Dette skyldes, at når vinduet går i stykker, og væsken spildes ud, kan det danne granulater af salt på den ødelagte del af vinduet og dermed dække hullet. Hvis det sker, forberede et nyt sæt af E-chips.
- Læg væskecelleholderen i TEM'en, og kontroller vakuumniveauet. Selv hvis væskecellen opretholdt vakuumet på pumpestationen, og der ikke er noget synligt problem med vinduet, kan mikrolækage af væskecellen forhindre at nå det vakuumniveau, der kræves for at betjene TEM. Hvis mikroskopet ikke kan nå det krævede vakuumniveau for at fungere (2-5 x 10-5 Pa), skal du fjerne prøveholderen og forberede et nyt sæt E-chips.
5. Brug væskeholderen i flowtilstand
- Fyld 2 sprøjter med et par milliliter af opløsningen, der skal injiceres (1 mM HAuCl4 i vand i vores tilfælde).
- Tilslut 2 eksterne PEEK-rør til sprøjterne. Placer de 2 sprøjter på sprøjtepumperne. Sæt de udvendige PEEK-rør i de 2 indgange i væskecelleholderen. Sæt et ekstra eksternt PEEK-rør til væskecelleholderens output.
- Opløsningen injiceres med en strømningshastighed på 5 μL/min. i hvert indløb.
6. Opvarmning af det flydende miljø
- Tilslut strømforsyningen til holderen. Tilslut strømforsyningen til den computer, hvor varmesoftwaren er installeret.
- Tænd computeren, og åbn varmesoftwaren. Tænd for strømforsyningen.
- Klik på knappen til kontrol af enheden. Hvis softwaren angiver "bestået", kan eksperimentet fortsætte. Ellers kan den store E-chip have et problem (forkert belastning af E-chippen, ødelagte elektroder ...).
- Klik på fanen Eksperimentér. Klik på Manuel for at aktivere den manuelle varmetilstand.
- Vælg den målrettede temperatur, og skift i overensstemmelse hermed temperaturhastigheden. Tryk på for at opvarme E-chipsene til den målrettede temperatur (Figur 4).
BEMÆRK: E-chipsene kan opvarmes op til 100 °C. Hvis der anvendes en vandig opløsning til forsøget (som i vores tilfælde), skal du undgå at opvarme E-chipsene over 90 °C. Ellers kan væskeprøven tørre op. Ved opvarmning af væsken kan temperaturen midlertidigt stige over den målrettede temperatur og derefter falde tilbage til den ønskede temperatur. Brug lav opvarmningshastighed for at minimere sådanne overskridelser (1 °C/s er fint). - Klik på Omgivende for at vende tilbage til omgivelsestemperaturen (25 °C). Klik på Stop for at stoppe opvarmningen brat. Klik på fanen Afslut session for at afslutte varmeeksperimentet.
7. STEM-billeddannelse af nanopartiklers vækst
- Brug mikroskopet i STEM-tilstand ved hjælp af HAADF-detektoren. Gå til et uberørt område af prøven, nær et hjørne af observationsvinduet, hvor væsketykkelsen er minimal. Anskaffe videoer af nanopartikelvækst til forskellige temperaturer i væsken (Figur 5).
BEMÆRK: Guld nanopartikler vises straks og vokser i det scannede område. Videooptagelse med en billedhastighed på et billede i sekundet er et godt kompromis for at observere vækstprocesserne med godt signal til støjforhold og en god tidsopløsning.
8. STEM nanodiffraktion af enkelte nanopartikler
- Få et STEM HAADF-billede af flere nanoobjekter. Anskaf diffraktionsmønsteret for de enkelte nanopartikler, der er valgt på billedet ved hjælp af STEMx-softwaren (Figur 6).
BEMÆRK: STEM nanodiffraktion er en teknik, der gør det muligt at erhverve diffraktionsmønsteret for enkelte nanopartikler i væske under væksteksperimenter22. - Efter erhvervelsen af et STEM HAADF-billede skal du vælge flere nanoobjekter på billedet, og STEMx-softwaren synkroniserer automatisk sondens og CCD-kameraets position for at erhverve diffraktionsmønsteret på hver position af sonden. For at undgå overlapning af diffraktionspletterne skal du bruge en lille konvergensvinkel på STEM-sonden (7,4 mrad i vores tilfælde) ved hjælp af lille kondensatoråbning (10 μm i vores tilfælde).
9. Rengøring af væskecelleholderen (efter forsøget)
BEMÆRK: Her beskriver vi en standard rengøringsprocedure for væskecelleholderen. Hvis denne rengøring ikke er effektiv nok, er det muligt at bruge fortyndet salpetersyre og methanol til at skylle de eventuelle nanopartikelaggregater ud i væskecelleholderen. Den kemiske kompatibilitetsdokumentation for væskecelleholderen skal konsulteres inden da. Under alle omstændigheder skal du altid afslutte rengøringen med injektion af destilleret vand.
- Tag låget af. Fjern de anvendte E-chips. Fjern den indvendige pakning.
BEMÆRK: De brugte E-chips kan opbevares i en tilpasset kasse. Det er derefter muligt at udføre ex situ TEM- eller SEM-analyser af de nanoobjekter, der forblev fastgjort til SiN-vinduerne efter at have forseglet væskecellen15. Det er ikke tilrådeligt at genbruge E-chips til et andet in situ-eksperiment, men det er stadig muligt, hvis SiN-filmen ikke er blevet brudt under unsealing af væskecellen. Overvækstforsøg i et andet opløsningsmiddel kan derefter udføres. 23 år - Der tilføres 5 mL destilleret vand i væskecelleholderens indløbs- og udløbsslange.
- Rengør spidsen af væskecelleholderen ved hjælp af et ultralydbad i 20 minutter. Kontaktpuden kan nedsænkes i badet. Fordyb kun den del, der er dækket af låget. Lufthullerne må ikke nedsænkes i væske.
- Tør væskecelleholderen op ved hjælp af en luftpistol.
- Sæt pakningen tilbage, der bruges sammen med dummy-væskecellerne. Sæt de dummy flydende celler og låget tilbage.
- Opbevar prøveholderen på en vakuumstation.
10. Analyse efter eksperimentet ved hjælp af Fiji (ImageJ)
BEMÆRK: Det anbefales at opdele hvert billede af videoen taget i enkelte billeder. Formålet med dette analysetrin efter eksperimentet er at omdanne de originale videoer af nanopartiklerne til binære videoer, der kan analyseres af Fiji. Der anvendes et medianfilter til at øge kontrasten mellem nanopartiklerne på baggrunden (Figur 7B & 7E). Dette er vigtigt for at lette binarization af videoen.
- Åbn den filmappe, der indeholder billederne af videoen på Fiji, ved at klikke på Filer | Importér | Billedsekvens. Vinduet sekvensindstillinger vises. Vælg det relevante startbillede (hvis starten af videoen skal kasseres). Angiv forøgelsesnummeret for billedsekvensen (det svarer til det antal rammer, der skal til, for at STEM-scanningen når bunden af billedet). Markér afkrydsningsfeltet Konverter til 8-bit gråtoneskala. Gem billedsekvensen i tiff-format.
- Beskær alle de uønskede artefakter fra videoen (f.eks. skalalinjen eller kanten af det flydende cellevindue).
- Klik på Proces | Filtre | Median for at anvende et medianfilter på alle billederne. Gem den behandlede billedsekvens i tiff-format.
BEMÆRK: Et vindue popper op og beder om den radius, der bruges til medianfilteret. Vi brugte en radius på 2 pixels, men er du velkommen til at bruge forskellige parametre. Andre filtre er også tilgængelige i Fiji, der kan bruges til at forbedre billedbehandlingen. Især kan fratræk baggrundsalgoritmen bruges til at gøre baggrundsintensiteten flad, hvis den ikke er ensartet. Klik på Proces | Substract baggrund. I vores tilfælde skaber denne proces små hvide pletter i baggrunden af de første billeder, der kan fortolkes som falske nanopartikler. Således brugte vi ikke denne proces, men den skulle prøves på andre datasæt, fordi den stigende væsketykkelse fra hjørnet til midten af væskecellen normalt fremkalder ikke-ensartet baggrundsintensitet på lave forstørrelses-LCTEM-billeder. - Klik på Billede | Juster | Tærskel. Flyt manuelt for en bedre præcision af tærsklen for binarization, indtil kun nanopartiklerne er farvet med rødt. Tryk på knappen Anvend. Pop op-vinduet Konverter stak til binært vindue. Fjern markeringen i Beregn tærskel for hvert billede. Gem den binære billedsekvens i tiff-format (Figur 7C &7F).
BEMÆRK: Det anbefales at kontrollere, om tærsklen er tilfredsstillende på hvert billede af videoen. - Gør kun dette trin, hvis der er en kontrastinversion af nanopartiklerne under videoen. Klik på Proces | Binær | Udvide. Gør det en gang til, hvis det er nødvendigt. Klik på Proces | Binær | Fyld huller (Figur 7G, se diskussionsafsnittet).
- Klik på Analyser | Analyser partikler. Definer størrelsen af de analyserede nanopartikler, der blev observeret under eksperimentet. Kontroller Opsummer.
BEMÆRK: Det er meget vigtigt i det mindste at definere minimumsstørrelsen af de observerede nanopartikler. Uden det vil de små sorte prikker (støj), der vises i den binære billedsekvens, blive betragtet som nanopartikler. Som et første forsøg skal du vælge størrelsen på de mindste nanopartikler, der er identificeret af øjet, men så er en trial and error-proces nødvendig for at forstå effekten af denne parameter og optimere den automatiserede dataanalyse (se diskussionsafsnittet). Før dette trin, for at hente det område af nanopartikler, skal du klikke på Analyser | Angiv mål og kontroller område. Andre målinger er tilgængelige. - Gem vinduerne Resultater og Oversigt. Antallet af nanopartikler for hver ramme findes i datavinduet Oversigt.
Representative Results
Figur 5 viser to STEM HAADF-billedserier af guldnanopartikler, der er erhvervet over 80 sekunder ved 25 °C og 85 °C. I alle disse eksperimenter er kerner og vækst af nanopartikler drevet af radiolyse af vand. Blandt de kemiske arter, der genereres af dette elektronstråleinducerede fænomen, kan stærke reduktionsmidler (dvs. vandige elektroner og hydrogenradikaler) reducere den tetrachloraursyre, der fører til dannelsen af guld nanokrystaller ved grænsefladen mellem SiN-vinduerne og væsken. Disse to in situ-observationer udført med samme elektrondosishastighed bekræfter, at den nuværende metode gør det muligt at visualisere temperaturens drastiske indvirkning på dannelsen af nanopartikler i flydende medier. Ved lav temperatur observerer vi væksten af en meget tæt samling af små nanopartikler, mens der ved høj temperatur opnås et par store og godt facetterede nanostrukturer. Da kontrasten mellem STEM HAADF-billeder er proportional med guldnanopartiklernes tykkelse, kan vi se, at der dannes to populationer af objekter under disse væksteksperimenter: stærkt kontrasterede 3D-nanopartikler og store 2D-nanostrukturer med trekantet eller sekskantet form og en lavere kontrast (angivet med røde pile i figur 5).
Den videoanalysemetode, der er beskrevet i denne protokol, gør det muligt at kvantificere nukleations- og vækstprocesserne ved over tid at måle antallet af nanopartikler og deres gennemsnitlige overfladeareal i det observerede område. Som det ses i figur 8, dannes der ved lav temperatur mere end 800 nanopartikler inden for få snese sekunders observation, mens der kun dannes 30 nanopartikler ved høj temperatur. Bortset fra to trekantede og sekskantede nanoplader er alle nanopartikler allerede til stede på det allerførste billede af den høje temperatur opfølgning. Figur 9 viser, at nanopartiklernes gennemsnitlige overfladeareal øges 40 gange hurtigere ved 85 °C end ved 25 °C.
Figur 6 repræsenterer et typisk STEM-billede og diffraktionsmønsteret for to guldnanopartikler, der er valgt direkte på billedet (angivet med røde pile på figur 6A). Her kan vi identificere den ansigtscentrerede kubiske (FCC) struktur af guld orienteret langs [001](Figur 6B) og [112](Figur 6C)zone akser.
Figur 1: Skematisk over E-chips og spidsen af væskecelleholderen. (A) Den store e-chip med den modstand, der anvendes til opvarmning af den flydende celle (øverst) og den lille E-chip (nederst). (B) Begge E-chips er lastet i væskecelleholderen. Elektroderne på den store E-chip er i kontakt med elektrodepuder i væskecelleholderen. Modstanden af den store E-chip kan opvarme væskecellen. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Optisk mikroskopbilleder af E-chips, der illustrerer: (A) Et intakt SiN-vindue, der er nødvendigt for eksperimentet. (B) En beskadiget silicium wafer på kanten af E-Chip. Denne type E-chips kan anvendes, hvis det beskadigede område er uden for det våde område, når væskecellen er forseglet (dvs. hvis skaden er uden for det område, der er defineret af O-ringene). (C) Rester på E-chippens overflade. Hvis sådanne rester ikke efterlades efter gentagelse af rengøringsprocesserne (se punkt 4.1), må du ikke bruge E-chippen. (D til F) Beskadigede SiN-vinduer (ubrugelige E-chips). Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Billeder af den trinvise proces med lastning af den flydende celle i TEM-holderen. (A) Prøveholder alene. (B) Sæt pakningen O-ring i hulrummet. (C) Sæt den lille E-chip i pakning O-ringe. (D) Sæt en dråbe opløsning på de små E-chips. (E) Sæt den store E-chip over den lille. F) Forsegl hele væskecellen ved at skrue låget. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: Skærmbillede af varmesoftwaren, der styrer temperaturen i den flydende celle. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: Lavforstørrelse STEM HAADF billedserie af væksten af guld nanopartikler. a) ved 25 °C ved 85 °C. Den tilsvarende tid angives i nederste venstre hjørne af hvert billede. 2D nanostrukturerne er angivet med røde pile. Alle billeder erhverves med samme elektrondosishastighed på 3,4 elektron·s-1·nm-2. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6: STEM nanodiffraktion af enkelte nanopartikler. (A) STEM-billede, der anvendes til at vælge de diffrerende nanopartikler (sondens positioner under diffraktionserhvervelser angives med røde pile). (B,C) Diffraktionsmønsteret for de to udvalgte nanopartikler. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 7: Databehandling og analyse af STEM HAADF-billeder ved hjælp af Fiji. Billederne blev erhvervet 40 sekunder efter begyndelsen af væksten. (A til C) Billede erhvervet ved 25 °C (D til G) Billede erhvervet ved 85 °C (A,D) Rå STEM-billede. (B,E) Behandlet billede (medianfilter). (C,F) Binært billede. (G) Der anvendes en dilatation af pixels to gange, og "Fyld huller" anvendes derefter. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 8: Graf, der repræsenterer antallet af guldnanopartikler som funktion af tiden ved 25 °C og 85 °C. De to kurver ved 25°C måles automatisk med en minimal detektionsstørrelse (Smin)på 20 (rød) og 50 (blå) pixel2. De grønne prikker målt efter 12 og 60 sekunders erhvervelse repræsenterer antallet af nanopartikler, der tælles manuelt på videoen, der er erhvervet ved 25 °C. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 9: Grafer, der repræsenterer det gennemsnitlige overfladeareal af guldnanopartikler som funktion af tiden for 25 °C og 85 °C. De grønne prikker repræsenterer manuelle målinger af det gennemsnitlige areal af nanopartikler på bestemte tidspunkter af videoen erhvervet ved 85 ° C. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 10: Højforstørrelse STEM HAADF billedserie af væksten af enkeltguld nanocube ved 85 °C. Denne billedserie blev erhvervet med en elektrondosishastighed på 83,6 elektron.s-1.nm-2. Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Den beskrevne protokol gør det muligt at følge kernen og væksten af guldnanopartikler drevet af radiolyse i et temperaturstyret flydende medie. Kombineret med automatiseret videobehandling gør det det muligt at måle temperaturens effekt på nøgleparametre for nanopartikelsyntese såsom massefylden, størrelsen, formen og atomstrukturen af nanopartikler. Disse værdifulde input gør det muligt at evaluere temperaturens effekt på nukleationen og vækstraterne, opdage mulige faseovergange og visualisere de facetprocesser, der dikterer det endelige resultat af kolloide løsninger. Sammen med muligheden for at kontrollere sammensætningen af de reaktive medier er temperaturstyret flydende celle TEM endnu et skridt i retning af direkte observation af kerne- og vækstprocesserne i forskellige nanostrukturer under realistiske synteseforhold. Fortolkningen af resultaterne i denne artikel og deres sammenligning med nukleations- og vækstmodeller vil blive diskuteret andetsteds. Her ønsker vi at fremhæve flere metodologiske aspekter, der skal overvejes for at udføre relevante in situ TEM-eksperimenter.
Først og fremmest er det afgørende at identificere elektronstråleeffekterne i reaktionsmedierne, fordi de drastisk kan påvirke resultaterne af eksperimentet. Her, som vand radiolyse er drivkraften bag nanopartikel dannelse, væksthastigheden stiger hurtigt med elektron dosis sats, som vil påvirker den endelige form af nano-objekter11,15. For at studere temperaturens virkninger på kerner og vækst af nanopartikler er det derfor nødvendigt at sammenligne væksteksperimenter erhvervet med samme elektrondosishastighed. I STEM-tilstand svarer elektrondosishastigheden til strålestrømmen (i elektron pr. sekund) divideret med billedstørrelsen (i nm2). Derfor indebærer en konstant elektrondosishastighed at opretholde den samme strålestrøm (dvs. samme kondensatoråbning og samme punktstørrelse) og den samme forstørrelse for hvert eksperiment. Det er vigtigt at kvantificere strålestrømmen for billedbehandlingsbetingelserne ved hjælp af et CCD-kamera eller en Faraday-kop for at fortolke og reproducere dataene. Forstørrelsen og den deraf følgende dosishastighed bør vælges, alt efter om man ønsker at visualisere væksten i en stor samling nanopartikler for at udtrække statistisk relevante resultater på vækstkinetik (figur 5) eller vækstmekanismerne på enkelt nanopartikelskala for at identificere de foretrukne adsorptionssteder på nanopartikeloverfladerne (figur 10). Hvis nukleationen og vækstprocesserne er for hurtige, især ved høj forstørrelse, skal der vælges en lille kondensatoråbning og en lille pletstørrelse for at minimere dosishastigheden. Kerner og vækst af nanopartikler kan også bremse ved at reducere koncentrationen af metalprækursor i den analyserede opløsning, men bemærk, at koncentrationen af radiolytiske produkter vil stige med temperaturen. Generelt er det også vigtigt at tage hensyn til elektronbestrålingshistorien for hele prøven. Her, for eksempel, hvis flere væksteksperimenter hurtigt udføres i områder tæt på hinanden, vil tætheden af nanopartikler falde over tid, fordi koncentrationen af guldprækursorer i det undersøgte område falder. Denne effekt kan minimeres ved at adskille væksteksperimenter både i rum og tid og ved at bruge væskeholderen i flowtilstand.
Interface-tracking algoritmer er yderst nyttige til at automatisere analysen af videoer og udtrække kvantitative resultater på kerner og vækst af store nanopartikler forsamlinger. Det er dog værd at bemærke, at billed-binarization-trinnet altid er dataspecifikt, hvilket betyder, at filtrene og den databehandling, der skal anvendes på billeder for at optimere detektionen af nanopartikel / flydende interface, vil variere fra et eksperiment til et andet. Desuden er det vigtigt at sammenligne resultaterne af disse automatiserede analyser med manuelle målinger udført på nogle få billeder for at optimere billedbehandlingsarbejdsgangen og kende dens begrænsninger. Her fremkalder flere spredningshændelser i de stadig tykkere 3D-nanopartikler dannet ved høj temperatur en kontrastinversion af deres kerne efter 30 sekunders observation, fordi den kantede udvidelse af spredte elektroner resulterer i et fald i det indsamlede signal i det kantede område af ringformede detektorer. For at holde måle den sande overflade område af disse nanopartikler, brugte vi en "fylde huller" dataproces efter binarization af det billede, der fylder den inderste cirkel af ring form kontraster(Figur 7F,G). Vi var dog nødt til at bruge en lille dilatation af objekterne for at sikre, at disse ringformkontrast altid er fuldt forbundet. Sidstnævnte trin fører til en mindre overvurdering af nanopartiklernes gennemsnitlige overfladeareal i de automatiserede målinger (figur 9). På samme måde er vi til påvisning af nanopartikler nødt til at definere en minimal størrelse af fundne objekter (Smim)for at undgå at detektere støjen, men denne parameter påvirker den målte kernehastighed. Som det fremgår af figur 8, stiger antallet af påviste nanopartikler i begyndelsen af eksperimentet for at nå et plateau. Når Smin er stor (50pixels 2 svarende til 1543 nm2), automatiske og manuelle målinger aftalt på niveauet af dette plateau (835 nanopartikler efter 60 sekunder), men påvisning af nanopartikler er forsinket i den automatiske analyse, da 835 nanopartikler tælles manuelt efter kun 12 s, men ikke automatisk opdaget før senere. Denne forlængede detektionstid fører til en undervurdering af nukleationshastigheden. Reduktion Smin ned til 20 pixel2 (dvs. 617 nm2) reducerer fejlen på kernen tid nanopartikel samling, men det fører til en overvurdering af nanopartikeltætheden især på det tidlige stadium af forsøgene (Figur 8), som også påvirker nukleationshastigheden. Detektionen og størrelses- og formmålingerne af nanoobjekter med en meget dynamisk adfærd og et lavt signal til støjforhold er en almindelig udfordring i flydende TEM, der kan forbedres yderligere ved hjælp af andre segmenterings- og denoisingmetoder24 eller maskinlæringsmetoder25.
Sidst, men ikke mindst, skal forberedelsen af den flydende celle og rengøringen af væskeholderen udføres meget omhyggeligt for at undgå kontaminering af reaktionsmediet.
Generelt giver kontrol af prøvens temperatur under LCTEM-analyser mulighed for at undersøge termiske virkninger på kemiske reaktioner, der opstår ved grænsefladen mellem faste stoffer og væsker. Derfor håber vi, at den nuværende metode baner vejen for andre in situ TEM-eksperimenter designet til at afsløre dynamikken i hårde, bløde eller biologiske materialer i temperaturstyrede flydende medier.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Vi anerkender taknemmeligt den økonomiske støtte fra regionen Ile-de-France (konvention SESAME E1845 for JEOL ARM 200 F elektronmikroskop installeret på Universitetet i Paris), Labex SEAM (GLOIRE Project) og CNRS (Defi Nano Program). Vi takker Madeline Dukes og Daniel Franck for at dele skemaer og optiske billeder af de flydende celler ses i figur 1 og 2.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2100 Plus electron microscope | Jeol | ||
| Acetone | Merck | ||
| Air pistol | |||
| ARM 200F electron microscope | Jeol | ||
| Binoculars or optical microscope | |||
| Carbon tipped tweezers | |||
| Computer with heating software | Software by Protochips | ||
| Distlilled water | |||
| Dummy e-chips | Protochips | ||
| Gasket/O-rings | Protochips | ||
| Gold aqueous solution | Merck | 1 mM of HAuCl4 - Prepared beforehand | |
| Large liquid heating E-chip | Protochips | ||
| Methanol | Merck | ||
| One View camera | Gatan | ||
| Petri dish | Number : 2 | ||
| Plasma cleaner | Gatan | ||
| Poseidon Select | Protochips | Liquid cell holder | |
| Power supply Keithley 2450 | |||
| Protective gloves | |||
| Red PEEK tubing | Number : 3 | ||
| Screwdriver with torque | |||
| Small liquid E-chip | Protochips | 150 nm spacers | |
| STEM HAADF detector | Jeol | ||
| STEMx software | Gatan | ||
| Syringe | Number : 2 | ||
| Syringe pump | Harvard apparatus | Number : 2 | |
| Vacuum pump | Gatan |
References
- Willets, K. A., Van Duyne, R. P. Localized surface plasmon resonance spectroscopy and sensing. Annual Review of Physical Chemistry. 58 (1), 267-297 (2007).
- Dreaden, E. C., Alkilany, A. M., Huang, X., Murphy, C. J., El-Sayed, M. A. The golden age: gold nanoparticles for biomedicine. Chemical Society Review. 41, 2740-2779 (2012).
- You, H., Yang, S., Ding, B., Yang, H. Synthesis of colloidal metal and metal alloy nanoparticles for electrochemical energy applications. Chemical Society Review. 42, 2880-2904 (2013).
- Nikoobakht, B., El-Sayed, M. A. Preparation and growth mechanism of gold nanorods using seed-mediated growth method. Chemistry of Materials. 15, 1957-1962 (2003).
- Hubert, F., Testard, F., Spalla, O. Cetyltrimethylammonium bromid silver bromide complex as the capping agent of gold nanorods. Langmuir. 24, 9219-9222 (2008).
- Xia, Y., Xiong, Y., Lim, B., Skrabalak, S. E. Shape-controlled synthesis of metal nanocrystals: Simple chemistry meets complex physics. Angewandte Chemie International Edition. 48, 60-103 (2009).
- Zheng, Y., Zeng, J., Ruditskiy, A., Liu, M., Xia, Y. Oxidative etching and its role in manipulating the nucleation and growth of noble-metal nanocrystals. Chemistry of Materials. 26, 22-33 (2014).
- Xin, H. L., Zheng, H. In situ observation of oscillatory growth of bismuth nanoparticles. Nano Letters. 12 (3), 1470-1474 (2012).
- Wu, J., et al. Growth of Auau on Pt icosahedral nanoparticles revealed by low-dose in situ TEM. Nano letters. 15, 2711-2715 (2015).
- Ahmad, N., Wang, G., Nelayah, J., Ricolleau, C., Alloyeau, D. Exploring the formation of symmetric gold nanostars by liquid-cell transmission electron microscopy. Nano letters. 17, 4194-4201 (2017).
- Woehl, T. J., Evans, J. E., Arslan, I., Ristenpart, W. D., Browning, N. D. Direct in situ determination of the mechanisms controlling nanoparticle nucleation and growth. ACS Nano. 6, 8599-8610 (2012).
- Tan, S. F., et al. Intermediate structures of pt-ni nanoparticles during selective chemical and electrochemical etching. The Journal of Physical Chemistry Letters. 10, 6090-6096 (2019).
- Xin, H. L., Zheng, H. In situ observation of oscillatory growth of bismuth nanoparticles. Nano Letters. 12, 1470-1474 (2012).
- Aliyah, K., et al. Real-time in situ observations reveal a double role for ascorbic acid in the anisotropic growth of silver on gold. The Journal of Physical Chemistry Letters. 11 (8), 2830-2837 (2020).
- Alloyeau, D., et al. Unravelling kinetic and thermodynamic effects on the growth of gold nanoplates by liquid transmission microscopy. Nano Letters. 15 (4), 2574-2581 (2015).
- Gao, W., et al. Direct in situ observation and analysis of the formation of palladium nanocrystals with high-index facets. Nano Letters. 18 (11), 7004-7013 (2018).
- Liao, H. -G., et al. Facet development during platinum nanocube growth. Science. 345, 916-919 (2014).
- Tan, S. F., et al. Real-time imaging of the formation of Au-Ag core-shell nanoparticles. Journal of the American Chemical Society. 138 (16), 5190-5193 (2016).
- Khelfa, A. Selective shortening of gold nanorods: when surface functionalization dictates the reactivity of nanostructures. Nanoscale. 12, 22658-22667 (2020).
- Schneider, N. M., et al. Electron-water interactions and implications for liquid cell electron microscopy. Journal of Physical Chemistry C. 118, 22373-22382 (2014).
- Ahmad, N., Le Bouar, Y., Ricolleau, C., Alloyeau, D. Growth of dendritic nanostructures by liquid-cell transmission electron microscopy: a reflection of the electron-irradiation history. Advanced Structural and Chemical Imaging. 2, 9 (2016).
- Khelfa, A., et al. Structural analysis of single nanoparticles in liquid by low-dose STEM nanodiffraction. Micron. 116, 30-35 (2019).
- Ahmad, N., Wang, G., Nelayah, J., Ricolleau, C., Alloyeau, D. Driving Reversible Redox Reactions at Solid/Liquid Interfaces with the Electron Beam of a Transmission Electron Microscope. Journal of Microscopy. 269, 127-133 (2018).
- Schneider, N. M., Park, J. H., Norton, M. M., Ross, F. M., Bau, H. H. Automated analysis of evolving interfaces during in situ electron microscopy. Advanced Structural and Chemical Imaging. 2, (2016).
- Yao, L., Ou, Z., Luo, B., Xu, C., Chen, Q. Machine learning to reaveal nanoparticle dynamics from liquid-phase TEM videos. ACS Central Science. 6, 1421-1430 (2020).
