Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

In Vivo Måling av hindlimb dorsiflexor isometrisk dreiemoment fra gris

Published: September 3, 2021 doi: 10.3791/62905
Automatic Translation
1, 2,3, 4, 5
1School of Medicine, Wake Forest University, 2Department of Kinesiology, University of Georgia, 3Regenerative Bioscience Center, University of Georgia, 4Aurora Scientific Inc., 5School of Kinesiology, University of Minnesota

Summary

Den nåværende protokollen beskriver konsise eksperimentelle detaljer om evaluering og tolkning av in vivo dreiemoment data oppnådd via elektrisk stimulering av den vanlige peroneal nerve hos bedøvede griser.

Abstract

Pålitelig vurdering av skjelettmuskulaturstyrke er uten tvil det viktigste resultatmålet i nevromuskulær og muskuloskeletale sykdoms- og skadestudier, spesielt når man vurderer regenerative terapiers effekt. I tillegg er et kritisk aspekt ved å oversette mange regenerative terapier demonstrasjonen av skalerbarhet og effektivitet i en stor dyremodell. Ulike fysiologiske preparater er etablert for å evaluere iboende muskelfunksjonsegenskaper i grunnleggende vitenskapsstudier, hovedsakelig i små dyremodeller. Praksisen kan kategoriseres som: in vitro (isolerte fibre, fiberbunter eller hele muskel), in situ (muskel med intakt vaskularisering og innervering, men distal sene festet til en krafttransduser), og in vivo (strukturer i muskel- eller muskelenheten forblir intakte). Det er styrker og svakheter ved hver av disse forberedelsene; En klar fordel med in vivo styrketesting er imidlertid evnen til å utføre gjentatte målinger i samme dyr. Heri presenteres materialene og metodene for pålitelig vurdering av isometrisk dreiemoment produsert av bakre dorsiflexormuskler in vivo som svar på standard peroneal elektrisk stimulering hos bedøvede griser.

Introduction

Den primære funksjonen til skjelettmuskulatur er å produsere kraft, noe som til slutt gjør aktiviteter som å puste, spise og ambulere mulig. Forhold som reduserer skjelettmuskulatur funksjonell kapasitet kan føre til redusert ytelse (yrkesmessig eller sport), funksjonshemming eller død. For eksempel er vedlikehold av muskelmasse og funksjon i aldrende populasjoner positivt forbundet med livskvalitet og kapasitet til å utføre grunnleggende og instrumentelle aktiviteter i dagliglivet 1,2. Og fallende muskelstyrke hos Duchenne muskeldystrofipasienter resulterer i manglende evne til å ambulate og respiratorisk svikt, og til slutt bidra til for tidlig dødelighet 3,4,5. Dermed er muskelstyrkemåling et kritisk utfallsmål i studier som involverer nevromuskulær sykdom eller skade.

Maksimal frivillig isometrisk eller isokokinetisk dreiemoment (og/eller utmattelsesindeks) brukes ofte som en indeks over funksjonell kapasitet i kliniske studier6. I dyrestudier kan analoge målinger gjøres in vivo ved hjelp av elektrisk nervestimulering mens de er under anestesi. Spesielt er in vivopreparater minimalt invasive med muskulatur, sener, vaskulatur og innervasjon som forblir intakte og tillater derfor gjentatte funksjonelle vurderinger 7,8,9,10,11. Dette preparatet brukes ofte i små gnagermodeller og i mindre grad i større dyremodeller som kaniner12, hunder13,14, sau15 og griser16,17. Den generelle bruken av slik metodikk kan påvirke mange translasjonelle forskningsstudier, for eksempel i genmodifiserte porcine (gris) modeller av spinal muskelatrofi (SMA)18. Heri presenteres metoder for å vurdere nervestimulering-indusert maksimal isometrisk dreiemoment av porcin dorsiflexor muskelgruppen in vivo. Teknikkene som ble presentert ble opprinnelig tilpasset fra de som opprinnelig ble utviklet for å vurdere musens fremre crural muskelmoment19,20 og deretter raffinert gjennom erfaring med å undersøke dreiemomentproduserende kapasitet etter skade 17,21,22,23,24,25,26,27,28 og under utvikling16 i ulike svinemodeller.

Denne protokollen fremhever in vivo isometrisk dreiemomentmåling ved hjelp av metodikk som krever en datamaskin integrert med en veiecelle og elektrisk stimulator. Metodene som presenteres her, bruker et kommersielt tilgjengelig integrert svineisometrisk fotplatetestapparat, plattformapparat og tilsvarende programvare (se Materialliste). Metodikken kan imidlertid tilpasses for å bruke annen kommersielt tilgjengelig eller skreddersydd programvare, datainnsamlingsenheter og stimulatorer. Disse metodene er ment for bruk i en dedikert stor dyrekirurgisk suite fylt med standardutstyr som: låse kirurgisk bord, andre låsebord med lik høyde for testplattformen, respirator og overvåkingsenheter, og varmematte eller andre enheter for å opprettholde kroppstemperaturen.

Følgende teammedlemmer er nødvendige for å utføre disse metodene: en dyktig anestesitekniker og to studiepersonell for å utføre den funksjonelle testingen. Disse menneskene vil jobbe sammen for den første stabiliseringen av lemmen på plattformapparatet. Deretter vil en av de to personellene være ansvarlig for elektrodeplassering / posisjonering og den andre for dataapplikasjonene under testingen.

Protocol

Alle dyreforsøk ble utført i samsvar med dyrevelferdsloven, implementering av dyrevelferdsforskriften og prinsippene i Veileder for pleie og bruk av forsøksdyr. Tidligere testing har vist at disse metodene er pålitelige26 og ikke har noen negative effekter på grisens helse- eller lemfunksjon. Testing har blitt utført så ofte som ukentlig uten bivirkninger23. I tillegg kan testing av pre- og postkirurgiske inngrep i løpet av samme dag utføres uten å legge upassende stress på dyret eller indusere nevromuskulær dysfunksjon.

1. Konfigurering av datamaskin

  1. Sørg for at det første settet og kalibreringen av apparatet og komponentene utføres i henhold til produsentens spesifikasjoner (se Materialliste). Kalibrering ved hjelp av en rekke vekter fra 0,2-2,5 kg foreslås.
    MERK: Dreiemoment måles med en 140 mm fotpedal (0,14 m) festet til en lineær dreiemomentsensor med en kapasitet på 50 Newton-meter (N·m). Instrumentets gevinst er satt til å skaleres til 25 N·m kapasitet som standard for å bedre matche den forventede dreiemomentproduksjonen. Kalibrering utføres ved å påføre en kjent masse (f.eks. 1 kg) på fotpedalen i en kjent avstand (f.eks. 100 mm fra rotasjonsaksen) og beregne dreiemoment. For eksempel er 1 kg lik 9,806 N påført ved 0,1 m er 0,9806 N·m dreiemoment. Et forhold kan deretter etableres mellom dreiemomentet som påføres dreiemomentsensoren og den tilsvarende spenningsutgangen av dreiemomentsensoren. Forfatterens dreiemomentsensorer har bekreftet lineariteten til dette forholdet fra 0,2-20 kg påført en bestemt 40 cm kalibreringsplate. På grunn av lengden på standardpedalen anbefales et kalibreringsområde på 0,2-2,5 kg. Dette gir nok signal til å beregne skaleringsfaktoren ved lineær regresjon.
  2. Slå på datamaskinen, stimulatoren, svingersystemet og det analoge digitale grensesnittet ca. 30 minutter før testing for å tillate stabilisering av varmerelaterte materialendringer som kan påvirke elektriske egenskaper. Velg riktig og tilkoblet datainnsamlingsenhet (DAQ).
  3. Sett opp eksperimentelle parametere i programvaren etter behov; programvaren tillater en lagret studiemal. Forbered deg på å sette opp eksperimentet (dvs. studiemal) for å opprette en ny studie ved hjelp av arbeidsbokalternativet Opprett en ny studie .
    MERK: Eksperimentelle parametere kan forhåndslastes før du begynner studien, noe som vil resultere i spørsmål om å inkludere ytterligere spesifikk eksperimentinformasjon som kjønn, kroppsmasse, fødselsdato, testtidspunkt, behandlingsgruppe eller lignende variabler etter behov. Parameterne for studieoppsettet kan lagres og brukes på tvers av eksperimentet.
  4. Velg studien som tidligere ble opprettet i begynnelsen av hver evaluering. Legg til et nytt dyr hvis dette er den første testen for grisen som skal testes og følg ledeteksten for variablene som legges inn i studien.
  5. Klikk på Forbered eksperimentet når du er klar til å starte studien, som vil være nødvendig for å optimalisere elektrodeplassering. Lever gjentatte rykninger til nerven mens du bestemmer optimal plassering når elektrodene er plassert (se trinn 3.6.).
  6. Klikk konfigurer Øyeblikkelig stim først, og juster deretter pulsfrekvensen, pulsbredden, antall pulser, togfrekvens og kjøretid.
  7. Klikk deretter på Øyeblikkelig sim for å levere gjentatte rykninger. Alternativt kan du trykke på den manuelle utløserknappen på stimulatorenheten for å manuelt gi en rykk.
  8. Åpne Live Data Monitor under studieprotokollen når du er klar til å starte hele eksperimentet for å tillate sanntidsundersøkelse / visualisering av sammentrekningene. Klikk på Kjør eksperiment når du er forberedt på å starte eksperimentet (etter dyreforberedelse, se trinn 2).

2. Anestesi forberedelse og vedlikehold

  1. Raske mannlige eller kvinnelige griser, 40-90 kg, over natten før anestesihendelse, tillater vann ad libitum. Oppnå og registrer riktig kroppsvekt av grisen på dagen for prosedyren.
  2. Induser anestesi med intramuskulære injeksjoner av tiletamin/zolzepam (Telazol, 4-6 mg/kg), xylazin (1-3 mg/kg) og propofol (2,6 mg/kg). I utgangspunktet opprettholde med 5% isofluran via ansiktsmaske.
  3. Intuber grisen med et endotrakealrør og legg det på en automatisk respirator. Vedlikehold grisen på topptrykk ved 20 cm H2O, et innledende tidevannsvolum på 10 ml/kg og respirasjonshastigheter ved 8-12 pust/min.
  4. Juster ventilatorinnstillingen for å opprettholde en ende-tidevanns-PCO2 på 40 ± 5 mmHg. Oppretthold anestesi med 1%-3% isofluran i 30%-37% O2.
  5. Opprettholde kroppstemperaturen til grisen ved 37 °C så lenge protokollen varer. Sett inn ørevene og Foley katetre for væsketilførsel og urinoppsamling etter behov.
    MERK: Bruk av kirurgisk planbedøvelse vil forhindre sekundære sammentrekninger under testingen, spesielt fra glutealmuskulaturen.
  6. Overvåk dybden på anestesi via øyerefleks og posisjon, mangel på kjevetone, hjertefrekvens (område 80-150 bpm), systolisk blodtrykk (område 120-70 mmHg), eller en kombinasjon av alle disse tegnene.
  7. Forbered både høyre og venstre bakben når grisen er fullstendig bedøvet og stabil ved først å rengjøre lemmer med såpe og vann for å fjerne rusk og deretter barbere håret fra huden. Vær oppmerksom på det laterale kneområdet, som vil bli brukt til elektrodeplassering senere.
  8. Transporter grisen til et kirurgisk bord og plasser den sikkert i liggende stilling. Plasser grisen mot foten av bordet med glutealmuskulaturen på eller litt over enden av bordet.
    MERK: Dette gjør at det kirurgiske bordet og bordet holder testapparatet til abut.
  9. Extubate grisen etter testen og la dem gjenopprette. Standard grisemat og vann bør byttes ut når grisen er fullstendig gjenopprettet og kan ambulate fritt i buret.
    MERK: Analgesi etter prosedyren er unødvendig for in vivo-testingen alene; Carprofen og/eller buprenorfin SR kan imidlertid gis i henhold til veterinæranbefaling. Konsultasjon med en lokal veterinær oppfordres. Anestesi og medisiner som er oppført her er kun veiledende og er for tiden godkjent ved University of Minnesota. Vedlikehold av anestesi med isofluran ble valgt basert på den raske utbruddet og offset og dens minimale innvirkning på in vivo nervestimulering fremkalte dreiemoment29. Pass på å ha konsistens i anestesiparametere på tvers av studier. Under protokollen utføres anestesivurdering og opptak med 15 minutters intervaller; registrering utføres basert på lokale institusjonelle dyrepleie- og brukskomité (IACUC) og USAs landbruksdepartement (USDA) retningslinjer og krav.

3. Evaluering av in vivo isometrisk dreiemoment

  1. Plasser foten på fotplaten på krafttransduseren. Bruk en fleksibel sammenhengende bandasje for å feste foten til fotplaten.
    MERK: En hel rolle per fot er nødvendig; Ideelt sett er 4-tommers x 5-yard rollen tilstrekkelig.
  2. Hold foten på plass på fotplaten med ankelen ved nøytral (A) og fest foten til platen ved å pakke den sammenhengende bandasjen rundt foten og fotplaten i stil med en lukket kurv vev ankeltaping (B).
    MERK: De to studiepersonellene vil bli pålagt å utføre de enkelte (A) og (B) oppgavene samtidig.
  3. Plasser ankelen i rett vinkel når foten er festet til fotplaten, definert som 0° eller nøytral for referanse av grader av plantar eller dorsiflexion.

Figure 1
Figur 1: Bilder fra ulike utsiktspunkter viser grisefestet til fotplaten og anatomisk justering på rammen. Anatomiske landemerker for fremre rommuskler, fibulært hode, kne, tibialplatå og lårben er notert. Legg merke til plasseringen av subdermale elektrodepar på sidesiden av benet . Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. Stabiliser kneet og ankelen i rette vinkler.
  2. Først plasserer du lemklemmestengene nær de nødvendige stedene. Når du er klar, starter på medialaspektet av lemmen, juster lemklemmestangen på omtrent det tibiale platået.
  3. Juster deretter den laterale lemklemmestangen på lårbenets distale hode.
    MERK: Mellom enden av hver lem bruker klemstangen en brettet 4 x 4 gasbindpute for å beskytte huden ved siden av stangen.
  4. Stabiliser stolpene tett ved hjelp av låse tommelskruene.
    MERK: Lemmen klemmestenger vil ikke være i tråd med hverandre, men vil samsvare med grisens anatomi.
  5. Rengjør huden rundt det fibulære hodet ved å påføre 70% alkohol via ren gasbind i konsentriske sirkler som starter i midten av tiltenkt elektrodeplassering og beveger seg utover. Plasser den sterile perkutane nålen (50 mm, 26 G monopol) og elektromyografi (EMG)-stil elektroder (se Materialfortegnelse) over peronealnerven. Implantatelektroder subdermalt, ca. 5-10 mm.
  6. Optimaliser elektrodeplasseringen ved hjelp av økende strømamplituder, som justert på stimulatoren. Start på 100 mA og øk etter behov.
    MERK: 300-500 mA er vanligvis nødvendig for topp twitch dreiemoment.
  7. Visualiser twitch dreiemoment størrelse på live datavisning og over grisens fremre rom; Hover kan også splay og bevege seg oppover.
  8. Pass på at bakre rom, eller tibia nerve, ikke aktiveres under stimulering. Visuelt inspisere og palpate bakre rom sammentrekning og nedadgående bevegelse av hover under stimulering.
  9. Inspiser platåområdet for tetanisk sammentrekning fra sporing av levende dreiemomenttid i følgende trinn for mangel på antagonistisk muskelrekruttering (dvs. plantarflexion for denne protokollen).
  10. Fremkalle maksimal isometrisk tetanisk dreiemoment ved hjelp av følgende stimuleringsparametere: 100 Hz, 0,1 ms pulsbredde, over et 800 ms tog17, når elektrodeplasseringen og stimuleringsamplitudene er optimalisert.
    MERK: Disse parameterne kan brukes til ulike kontraktilevalueringer.

4. Protokoll for analyse av dreiemomentleddvinkel

  1. Mål det maksimale isometriske tetaniske dreiemomentet over en rekke ankelposisjoner som spenner fra nøytrale til nærende områder av plantarflexion, eller 0-50° plantarflexion.
    MERK: Bruk av trinn på 10° krever seks sammentrekninger, og den trinnvise endringen kan justeres for spesifikke eksperimentelle spørsmål.
  2. Begynn å løsne begge låseskruene på goniometerstadiet for å bevege deg mellom leddvinkler. Påse at begge låseskruene er strammet før neste sammentrekning.
    MERK: Goniometeret er innskrevet med graderingsmarkeringer for å muliggjøre presis justering. Det er sannsynligvis 0° plantarfleksjon, som kompenseres med 180° på goniometeret. Vær forsiktig for å sikre tiltenkt posisjonering.
  3. Bestem tiden mellom sammentrekningene eksperimentelt; 2 min er imidlertid tilstrekkelig for å unngå tretthet.
    MERK: Etter hvert som ankelleddvinkelen endres trinnvis, kan nåleelektrodene skifte. Det kan være nødvendig å bekrefte plasseringen av elektrodene med rykninger sammentrekninger, som nevnt ovenfor (se trinn 3.8).

5. Protokoll for dreiemomentfrekvensanalyse

  1. Plasser ankelen i ønsket skjøtevinkel. Vær forsiktig, eksperimentelt, for å utføre testing i samme felles vinkel hver gang.
    MERK: Vanligvis utføres dreiemomentfrekvensanalyser i en enkelt leddvinkel som tilsvarer topp isometrisk dreiemoment avledet fra dreiemoment-leddvinkelanalysen. Peak dreiemoment er produsert ved ~ 30-35 ° av plantarflexion.
  2. Mål maksimalt isometrisk dreiemoment over en rekke stimuleringsfrekvenser som induserer ufugnede tog av rykninger opp til og utover de som induserer fullt smeltet tetani.
    MERK: Dette kan oppnås ved å stimulere ved 10, 20, 40, 60 og 100 Hz (0,1 ms pulsbredde; 800 ms tog) med 2 minutter mellom hver sammentrekning for å unngå tretthet. Avhengig av eksakte eksperimentelle spørsmål og spesifikke grismodeller, kan frekvenser tilpasses. Det bioenergetiske substratet som mest sannsynlig brukes i løpet av en sammentrekning på 800 ms for å opprettholde intracellulær ATP er fosfokreatin30, og resyntesen av fosfokreatin er avhengig av fosfokreatinfergen31. Fosfokreatin utvinning kinetikk indikerer en 90% eller mer bemerkelsesverdig utvinning mellom 90-120 s etter sammentrekning slutter30. Derfor er de anbefalte hvileintervallene mellom sammentrekninger 90-120 s. Selv om dette kan påvirkes av eksperimentelle design, inkludert muskelsykdom, skade og / eller aldring.

6. Dataanalyse

  1. Klikk på Analyser resultater hvis du fortsatt er i programvaren for å åpne Analyse-vinduet. Du kan også åpne analyseprogrammet direkte.
  2. Enten du bruker en automatisert dataplattform eller manuell analyse, kan du beregne de forskjellige variablene i analysen av individuelle isometriske bølgeformer.
    MERK: Disse variablene inkluderer: maksimalt rykningsmoment, maksimalt tetanisk dreiemoment og kontraktile egenskaper relatert til rykninger og tetani, for eksempel tid til topp og halv avslapning. Mange eksperimentelle variabler kan normalisere kraft, for eksempel kroppsvekt, muskelvolum bestemt fra MR (magnetisk resonansavbildning) eller CT (beregnet tomografi) eller terminal muskelvekt. Både absolutt dreiemoment (N·m) og dreiemoment normalisert til kroppsmasse (N·m/kg) presenteres. Hvilemomentet som er plassert på fotplaten, vil variere på tvers av eksperimenter. En baseline korreksjon for hvilemoment bør påføres for å sikre at ekte maksimal rykninger og stivkrampe dreiemomenter registreres. Baseline dreiemoment ved hver leddvinkel registreres og kan indikere endringer i passivt dreiemoment.

Representative Results

Pålitelighet og optimalisering av in vivo-testparametrene til grisens fremre rom har tidligere blitt rapportert26. Sammenligningsdata på tvers av gnagere og griser for dreiemomentfrekvens er også rapportert27.

Under in vivo-vurderingen er visualisering av dreiemomentbølgeformen nødvendig i sanntid for å sikre riktig aktivering av fremre rom. Bølgeformene skal bare reflektere dorsiflexion. Bølgeformene skal ha et glatt, avrundet utseende og et tilsynelatende stivkratisk platå (figur 2A). Inkonsekvenser eller perturbasjoner av bølgeformen indikerer ulike eksperimentelle begrensninger, for eksempel utilstrekkelig stimulering, feil elektrodeplassering eller utilstrekkelig dybde av anestesi (figur 2B).

Figur 3A er en rykninger dreiemoment-tid sporing med en pil som indikerer 50% maks dreiemoment. Tid-til-topp-sammentrekning bør starte ved oppstart av stimulatoren og slutte når maksimalt rykningsmoment oppnås (representative tidsstenger vises under sporingen). Halv avslapning for et rykninger bør starte med maksimalt rykningsmoment og slutte med 50% maksimalt rykningsmoment (representative tidsstenger vises under sporingen). Figur 3B er en tetanisk dreiemomenttidssporing med en pil som indikerer 50 % maks dreiemoment. I motsetning til rykninger som er ideelle når det gjelder et definitivt og rettidig maksimalt dreiemoment, har tetaniske sammentrekninger større variasjon i tidspunktet for maksimalt dreiemoment når stimulatoren starter og slutter, noe som krever en mer nyansert tilnærming til kontraktil eiendomsanalyse. Tid-til-topp sammentrekning bør begynne med initiering av stimulatoren og stoppe et sted mellom 90%-100% av maksimal dreiemoment. Tidsstolpene i figur 3B viser en avskjæring på 95 % maksimalt dreiemoment. Dette er nyttig i tilfeller som de valgte representative dataene fordi det maksimale dreiemomentet ikke nås før sent i platåfasen. En komplementær analyse til time-to-peak er den gjennomsnittlige sammentrekningsraten. De stiplede stolpene på den stigende lemmen til dreiemoment-tidssporingen representerer et område på 30% -70% maksimalt dreiemoment. Den gjennomsnittlige sammentrekningshastigheten bør startes ved starten av stimulering og fange opp gjennomsnittlig hastighetsendring mellom 30% -70% maksimalt dreiemoment. Dette er anbefalte områder, og individuelle forskningsgrupper kan bestemme det ideelle området rundt 50% (f.eks. ±10%). Det viktige er å være konsekvent i og på tvers av studier. I motsetning til rykningene, bør tetanisk sammentrekning halv avslapning starte på slutten av stimulering i stedet for maksimalt dreiemoment av samme grunn som nevnt ovenfor med tid til topp. Tidsstengene i figur 3B representerer tiden mellom slutten av stimuleringen og når 50% avslapning. En komplementær analyse til halvavslapping er den gjennomsnittlige avslapningsraten. De stiplede stolpene på den synkende lemmen i dreiemomentsporingen representerer det samme 30%-70% maksimale dreiemomentområdet som den stigende lemmen. Den gjennomsnittlige avslapningsraten skal starte på slutten av stimulering og fange den gjennomsnittlige endringshastigheten mellom 30% -70% maksimalt dreiemoment. Igjen, dette er anbefalte områder. En kritisk merknad: Ikke forveksle den gjennomsnittlige sammentreknings- / avslapningsraten med maksimal sammentreknings- / avslapningshastighet. Maksimal hastighet representerer den mest bemerkelsesverdige renteendringen mellom to tilstøtende datapunkter og kan være svært variabel.

Flere rykninger og kontraktile egenskaper kan analyseres for å få innsikt i fibertype og eksitasjonskontraksjonskoblingsegenskaper til skjelettmuskulaturen10,32. Overtolkning av rykninger og kontraktile egenskaper advares; de representerer forslag og begrunnelse for videre avhør på cellenivå og er ikke nødvendigvis veiledende. Generelt kan kontraktsgraden reflektere sarkoplasmisk retikulum kalsiumutslipp og myosin tung kjede isoform enzymatisk hastighet. I motsetning kan avslapningshastigheter reflektere sarco (endo)plasmatisk retikulum kalsium ATPase enzymhastighet og isoform. Disse egenskapene kan påvirkes av tretthet, muskelskader, treningstrening og mange patologier (f.eks. bruk av atrofi).

Figur 4 viser representative verdier for forholdet mellom dreiemomentfrekvens og dreiemomentleddvinkel for uskadede lemmer. Disse dataene er representative for et bredt spekter av grisstørrelser.

En representativ, eksperimentell analyse av overflate EMG ble utført under in vivo muskelanalyse (figur 5) for å demonstrere eksperimentell kontroll av hastighetskoding og total muskelaktivitet. Selvklebende EMG-elektroder ble plassert i midten av buken på peroneus tertius. En bakkeelektrode ble plassert på kneet for å minimere stimuleringsartefakt, og stimuleringselektrodåler ble plassert rundt peronealnerven proksimal til muskelplasseringen. Samtidig dreiemoment og EMG-opptak ble gjort ved stimuleringsfrekvenser på 20, 60 og 100 Hz. Antall stimulatorpulser (røde stenger i figur 5) gjenspeiler kvotienten av stimuleringsvarighet og tid mellom pulser. For eksempel betyr en stimuleringsfrekvens på 20 Hz en puls hver 50 ms; Derfor tilsvarer 400 ms stimuleringsvarighet delt på 50 ms mellom pulser åtte pulser levert (figur 5A). Stimulatorpulsene leveres til nerveakselen via perkutan nåleelektrodeplassering og produserer et lignende antall elektriske muskelpulser (dvs. 20 Hz tilsvarer 8 EMG-opptak), noe som demonstrerer eksperimentell kontroll av virkningspotensialfrekvensen til muskelgruppen av interesse. De rå EMG-opptakene kan konverteres via root-mean-square analyse (EMG RMS) for å visualisere den totale muskelaktiviteten med økende stimuleringsfrekvens. Området under kurveanalysen (AUC) er en måte å kvantifisere EMG RMS for å bestemme endringer i hele muskelaktiviteten. Representative AUCer for hver EMG RMS-stimuleringsfrekvens er gitt (figur 5A-C).

Figure 2
Figur 2: Representative bølgeformer av høy og lav kvalitet. (A) Isometriske bølgeformer til stede i et firkantet bølgeutseende, med et bemerkelsesverdig væskeplatå. (B) Bølgeformer av lav kvalitet kan skyldes utilstrekkelig stimulering eller feil elektrodeplassering. I disse tilfellene er det nødvendig med omplassering av elektrodene. For både A og B er stimulatorpulsene (røde stenger) indikert. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Twitch og tetanisk kontraktil eiendomsanalyse. (A) Representative twitch (1 Hz) og (B) tetanic (100 Hz) dreiemoment-tidssporinger endres for å detaljere kontraktilegenskaper. Den røde pilen på hver graf viser 50% maksimalt dreiemoment. Blå og svarte stolper under sporingene viser henholdsvis tid-til-topp- og halvslappingstidsvarigheter. Stiplede stenger på stigende og synkende lemmer av tetanisk dreiemoment-tid sporing representerer et område på 30%-70% maksimal dreiemoment som kan brukes til å bestemme gjennomsnittlig hastighet på sammentrekning eller avslapning. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Eksempeldata for dreiemomentleddvinkel og dreiemomentfrekvens. Data gitt er fra en rekke kvinnelige Yorkshire Cross griser på 2,9-6,3 måneder; 39,4-75,4 kg kroppsmasse; alle betraktet som sunn kontroll på evalueringstidspunktet. Under all testing ble kroppstemperaturen opprettholdt ved 37 °C. (A) Dreiemoment normalisert til kroppsmasse evalueres ved ankelledd på 0-50° plantarflexion; merk at toppmomentet bestemmes ved 30°. (B) Dreiemoment normalisert til kroppsmasse evalueres ved ulike stimuleringsfrekvenser fra 10-100 Hz; disse evalueringene ble utført med ankelleddet ved 30° plantarflexion. (C) Individuelle dreiemomentsporinger for hver av stimuleringsfrekvensene ble evaluert. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Samtidig in vivo isometrisk dreiemoment og EMG-målinger. Samtidige EMG- og dreiemomentopptak ved representative stimuleringsfrekvenser på (A) 20, (B) 60 og (C) 100 Hz samlet inn fra en kvinnelig Yorkshire gris (~ 90 kg kroppsmasse). Stimulatorpulser (røde stenger) ble levert i henhold til den innstilte stimuleringsfrekvensen. Rå EMG-opptak ble konvertert til root-mean-square (EMG RMS) for å visualisere total muskelaktivitet med økende stimuleringsfrekvens. Representative EMG RMS-kurver ble analysert for området under kurven (AUC), og APC-er er gitt for hver stimuleringsfrekvens. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Discussion

Kritiske trinn, endringer og feilsøking
For å minimere variasjon i data og maksimere tilnærmingens suksess, fremheves følgende kritiske trinn.

Optimal nervestimulering
Denne eksperimentelle tilnærmingen starter med nerve axon depolarisering og er avhengig av riktig elektrodeplassering og optimalisert elektrisk stimulering. En post-mortem analyse av nerveanatomi relatert til benete landemerker kan bidra til å visualisere riktig elektrodeplassering under testing. Å skaffe seg maksimalt rykninger dreiemoment bidrar til å bestemme passende strøm (i milliampere; mA) levert til nerve axon. Det er to verdier du må huske på når du optimaliserer nervestimulering ved testingens begynnelse: (1) det rykk-til-tetaniske forholdet er ~ 1:5, for eksempel ~ 2 N·m rykningsmoment tilsvarer et 10 N·m tetanisk dreiemoment (figur 3); og (2) det typiske dreiemomentet til kroppsmassen er ~ 0,3 N·m per kg kroppsmasse (figur 4). Hvis de høyeste rykninger dreiemomentene ser lave ut, fjern elektrodene og prøv en annen plassering. Kontroller stimulatorinnstillinger, BNC-tilkoblinger og elektrodetilkoblinger. Elektrodeplassering kan være nødvendig mellom sammentrekninger hvis det er for mye bevegelse under plassering av lemmen mellom leddvinkler, som nevnt ovenfor (figur 2). Vær oppmerksom på at eksperimentelle og intervensjonelle tilnærminger kan påvirke disse verdiene.

Riktig biomekanisk justering
Startmuskellengde påvirker muskelkontraktil kraft (lengdespenningsforholdet), og muskellengden kan endres basert på hofte-, kne- og ankelleddjustering. Leddvinklene må standardiseres mellom lemmer og blant griser. En 90° ankelleddvinkel anbefales sterkt for hofte og kne. En litt plantarflekset ankelposisjon (~30° fra den nøytrale 0° ankelleddvinkelen) er optimal for toppstyrke. Det gjenspeiler den naturlige anatomiske posisjonen til ankelleddet hos både griser og hunder mens du står. Alle ledd bør også være parallelle med fotpedal- og dreiemomenttransdusere for å unngå tap av målbart dreiemoment på grunn av bidraget fra en vinkelrett dreiemomentvektor. Inspeksjon av hofte-kne-ankelleddvinkler og fotpedalleddjustering anbefales på det sterkeste etter at foten er festet til fotpedalen og kneleddet festes med lemklemmestengene (figur 1). Hvis det er feiljustering, lås opp og fjern stolpene og omplasser grisen på det kirurgiske bordet. Selv om standardisering av felles vinkler på tvers av studier er avgjørende for å minimere datavariasjon, er det begrensninger for biomekanisk justering som er bemerkelsesverdige, diskutert nedenfor.

Betydning med hensyn til eksisterende eller alternative metoder
Alterative eksempler på klinisk relevante og ikke-invasive vurderinger av muskelfunksjon som kan brukes til svinemodeller inkluderer tredemølle gangavstand, EMG og aktiv muskelskjærbølge elektrografi. Som 6 min gange test hos mennesker, en tredemølle walking test kan evaluere sykdom progresjon og intervensjon suksess hos store dyr 33,34,35. Vanligvis, etter en akklimatiseringsperiode, går dyr til slutten av overholdelse ved forskjellige tredemøllehastigheter og / eller hellingsnivåer. Matbelønninger er ofte nødvendig for å oppnå maksimal motivasjon. Tredemølle walking outcomes tilbyr imidlertid bare indirekte tolkninger av muskelkontraktil funksjon på grunn av begrensninger som fagmotivasjon, ikke-maksimal motorenhetsrekruttering og iboende avhengighet av andre kroppssystemer som kardiovaskulære, skjelett- og åndedrettssystemer.

På den annen side tilbyr EMG en litt bedre direkte vurdering av skjelettmuskulatursystemet, da EMG-elektroder plasseres direkte på muskelgruppen av interesse 36,37,38. EMG-elektroder måler deretter den kollektive muskelaktiviteten (depolariserte muskelfibre). Denne muskelaktiviteten er basert på rekruttering av motorenheter og hastighetskoding (frekvensen av handlingspotensialer sendt til rekrutterte motorenheter). Det er imidlertid umulig å skille de relative bidragene til rekruttering av motorenheter kontra hastighetskoding med overflate-EMG. Videre er EMG avhengig av emnevilje for å generere maksimale sammentrekninger, og dette samarbeidsnivået er usannsynlig i store dyremodeller. Selv om det kan være informativt å vurdere endringer i EMG i gangsyklusen, representerer disse dataene ikke en maksimal funksjonell evne til skjelettmuskulaturgruppen av interesse. Ultralydbasert avbildning ved hjelp av B-modus og skjærbølgeelastografi er en annen ikke-invasiv modalitet som brukes til å evaluere muskelfunksjon. Det er en god sammenheng mellom Youngs modulus målt ved elastografi og økende muskelbelastningpå 39,40. Skjærbølge elastografi har blitt validert og brukt som et kvantitativt mål på passiv vev stivhet 41,42,43,44,45, inkludert i en porcine volumetrisk muskel tap skade modell 23. Det kan også brukes som en indirekte måling av aktiv muskelkraftproduksjon39. Imidlertid er begrensninger som ligner på EMG for fagvilje og samarbeid for å utføre sammentrekninger fortsatt til stede.

In vivo-protokollen som er beskrevet her, i motsetning til tredemølle gangavstand og EMG, gir en pålitelig, reproduserbar og maksimal vurdering av muskelfunksjon. Denne protokollen fremkaller muskelsammentrekninger på en kontrollert, kvantifiserbar måte som er uavhengig av motivasjon. Spesielt brukes perkutane elektroder til å stimulere nerveaksoner som omgår sentralnervesystemet. Depolarisering av nerveaksonene engasjerer alle motorenheter som eliminerer variasjon knyttet til rekruttering av motorenheter. I tillegg kontrollerer undersøkeren hastighetskoding (stimuleringsfrekvens). Den resulterende nevromuskulære fysiologien som gjelder for denne tilnærmingen starter med spenningsportert natriumkanalaktivering ved nodene i Ranvier. All etterfølgende (eller nedstrøms) fysiologi er engasjert, inkludert eksitasjons-sammentrekningskobling og kryssbrosykling. En betydelig fordel med in vivo ikke-invasiv muskelanalyse er at kontraktil muskelfunksjon kan måles gjentatte ganger, for eksempel ukentlig, for å overvåke muskelstyrke etter skade, intervensjon eller over en sykdomsprogresjon.

Begrensninger ved metoden
In vivo-utstyret som er beskrevet i denne protokollen tillater passivt og aktivt isometrisk dreiemoment som en funksjon av leddvinkel og stimuleringsfrekvens. Testapparatet som brukes støtter ikke måling av dynamiske sammentrekninger (f.eks. isokinetiske eksentriske eller konsentriske sammentrekninger). Apparatet gjør det mulig for et 105° bevegelsesområde å karakterisere dreiemoment-leddvinkelforholdet og bruker en veiecelle med et maksimalt dreiemomentområde på ~ 50 N·m. Spesifikke eksperimentelle spørsmål kan kreve ytelsesegenskaper utenfor disse spesifikasjonene. Spesielt kan veiecellen på dette beskrevne apparatet byttes ut med større dreiemomentområder om nødvendig.

Protokollen beskrevet heri for å måle maksimal nevromuskulær styrke in vivo har bemerkelsesverdige begrensninger. For det første krever denne metoden anestesi, som kan utføres annerledes per dyrefasilitetsprotokoller og ressurser. Bedøvelse er kjent for å ha varierende effekter på nevromuskulær funksjon og har vist seg å endre mus in vivo dorsiflexor dreiemoment produksjon i en bedøvelses- og -doseavhengig måte29. Differensialeffektene av bedøvelse på det store dyrets in vivo-dreiemoment er uklare; Derfor må kontroll- og eksperimentelle grupper ha de samme anestesimidlene (f.eks. alle grupper som administreres ketamin) for å kontrollere denne variasjonen. For det andre begrenser avhengighet av in vivo diffusjonsmønstre utforskning av cellulære mekanismer for kontraktil dysfunksjon og akutte narkotikatoksisiteter. For eksempel kan koffein brukes under in vitro organbadtesting av en isolert muskel for å stimulere sarkoplasmisk retikulum kalsiumfrigjøring, omgå eksitasjonskontraksjonskobling46 direkte. Mengden koffein for å indusere denne effekten (mM) er dødelig i en in vivo-setting . Legemiddelpåvirkninger på hele kroppen (f.eks. nyre/leverstress) og påfølgende faktorer utskilt i omløp må vurderes dersom denne tilnærmingen brukes til legemiddelscreening på akutt muskelstyrke23. For det tredje avviker bruken av maksimal elektrisk nervestimulering fra frivillige rekrutteringsstrategier, som diskutert ovenfor, og gjenspeiler derfor ikke endringer i styrke som kan skyldes nevromuskulære rekrutteringstilpasninger.

In vivo-dreiemomentmålinger kan også være begrenset med hensyn til å etablere en bestemt mekanisme for eksperimentelle observasjoner. For eksempel avhenger dreiemomentet om ankelleddet ikke bare av muskelkraftproduksjon, men også på sene- og ledd- og bindevevsegenskapene. Videre genereres kraft av grupper av muskler, spesielt plantarfleksorene (gastrocnemius, soleus og plantaris muskler) og dorsiflexors (peroneus tertius, tibialis og digitorum muskler) hos griser. Derfor krever tolkninger av maksimale in vivo-dreiemomentdata hensynet til potensielle muskullotendinøse og anatomiske endringer og er begrenset til muskelgrupper, ikke individuelle muskler. Relatert består muskelgrupper ofte av en blanding av overveiende raske og langsomme muskelfibre, som gastrocnemius og soleusmuskelen, henholdsvis av plantarfleksorene. Kontraktile egenskaper som sammentrekningshastighet og avslapning (eller tid-til-topp sammentrekning og halv-avslapningstid) er ikke pålitelige indikatorer på fibertype fysiologi ved hjelp av in vivo versus isolerte muskelpreparater, for eksempel in vitro eller in situ testing protokoller47. Isolerte muskelpreparater er også overlegen i å forstå påvirkningen av biomekaniske parametere på muskelfunksjon fordi egenskaper som muskellengde kan kontrolleres nøyaktig; Det er viktig å understreke at forholdet mellom leddvinkelmomentet ikke direkte tilsvarer forholdet mellom muskellengde og kraft, da sener (f.eks. slakk), muskler (f.eks. penneringsvinkel, sarkomeroverlapping) og leddegenskaper (f.eks. momentarm) som bidrar til dreiemomentproduksjon, er avhengige av leddvinkelen. For det formål kan stor dyr in situ funksjonell testing48 være et verdifullt tillegg til in vivo testing, med tanke på at in situ testing er et terminalt eksperiment. Andre fremskritt i den nåværende protokollen som kan utforskes i fremtiden for å forbedre den mekanistiske innsikten i eksperimentelle funn inkluderer bruk av ultralyd B-modus bildebehandling for å måle muskel- og senearkitekturegenskaper og implantasjon av en senekrafttransduser for å måle muskelkraft under frivillige og elektrisk stimulerte sammentrekninger49.

Viktigheten og potensielle anvendelser av metoden
Denne protokollen evaluerer in vivo dreiemomentproduserende kapasitet av porcin dorsiflexor muskelgruppen, demonstrerer en ikke-invasiv metode for å vurdere gevinst eller tap av muskelfunksjon i en fysiologisk setting. Fordi metodikken ikke er terminal for grisen, kan den også brukes til å evaluere muskelfunksjon hos de samme fagene langsgående under utviklingen av en sykdom, eller før, under og etter en behandlingsstrategi. Som sådan kan et gjentatt tiltak eksperimentell design muliggjøre robuste statistiske sammenligninger med større kraft og færre dyr sammenlignet med uavhengige tiltak. I tillegg er skjelettmuskulaturdysfunksjon en fremtredende komponent i ulike sykdomsprosesser og tilstander, for eksempel kronisk sykdomsrelatert muskelsvømt (f.eks. hjertesvikt, nyresvikt, AIDS, kreft, etc.), muskeldystrofi, nevrodegenerative sykdommer (f.eks. SMA eller amyotrofisk lateral sklerose; ALS), aldring (dvs. sarkopeni) og toksisiteter. Skjelettmuskelfunksjonell kapasitet er et kritisk primært utfallstiltak for intervensjoner som trening, ernæring og legemiddel- og regenerative medisinbehandlinger. Dermed kan protokollen beskrevet heri for pålitelig evaluering av porcinmomentproduserende kapasitet in vivo brukes på tvers av mange studieapplikasjoner. Det kan være medvirkende til å skaffe omfattende dyredata for oversettelse av utviklingsterapier.

Disclosures

Meningene eller påstandene her er forfatternes private synspunkter. De skal ikke tolkes som offisielle eller som reflekterer synspunktene til Hærens, Forsvarsdepartementet eller USAs regjering.

Produksjonen av videoartikkelen og Open Access-tilgjengeligheten ble sponset av Aurora Scientific, Inc. Matthew Borkowski er ansatt av Aurora Scientific Inc. Dette selskapet kan potensielt dra nytte av forskningsresultatene.

Acknowledgments

Arbeid og data som ble presentert ble støttet bredt av US Army Medical Research and Material Command til BTC og SMG (#MR140099; #C_003_2015_USAISR; #C_001_2018_USAISR); og Institutt for veteransaker, Veterans Health Administration, Office of Research and Development (I21 RX003188) til JAC og Dr. Luke Brewster. Forfatterne anerkjenner takknemlig USAISR Veterinary Service og Comparative Pathology Branchs og UMN Advanced Preclinical Imaging Center for teknisk assistanse i å fullføre disse studiene.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
615A Dynamic Muscle Control LabBook and Analysis Software Suite Aurora Scientific Inc. 615A Compatible Win Vista/7/10
892A Swine Isometric Footplate Test Apparatus Aurora Scientific Inc. 892A Includes Isometric Load Cell, Pig Footplate, Goniometer stage and positioners
Calibration Weights Ohaus or similar 80850116
Computer Aurora Scientific or any vendor 601A Computer must include data acquisition card and interface for software
Gauze pad Various vendors 4 by 4 squares or similar
Monopolar Needle Electrodes Chalgren, Electrode Store,  or similar vendor 242-550-24TP, or DTM-2.00SAF
Non-adhesive Flexiable Tape 3M, Coflex, or similar 4 inch by 5 yard role
Stimulator Aurora Scientific or comparable 701C Must include constant current stimulation mode

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verlaan, S., et al. Nutritional status, body composition, and quality of life in community-dwelling sarcopenic and non-sarcopenic older adults: A case-control study. Clinical Nutrition. 36 (1), 267-274 (2017).
  2. Wang, D. X. M., Yao, J., Zirek, Y., Reijnierse, E. M., Maier, A. B. Muscle mass, strength, and physical performance predicting activities of daily living: a meta-analysis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 11 (1), 3-25 (2020).
  3. Ishikawa, Y., et al. Duchenne muscular dystrophy: survival by cardio-respiratory interventions. Neuromuscular Disorders. 21 (1), 47-51 (2011).
  4. Khirani, S., et al. Respiratory muscle decline in Duchenne muscular dystrophy. Pediatric Pulmonology. 49 (5), 473-481 (2014).
  5. Ziter, F. A., Allsop, K. G., Tyler, F. H. Assessment of muscle strength in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 27 (10), 981-984 (1977).
  6. Garg, K., et al. Volumetric muscle loss: persistent functional deficits beyond frank loss of tissue. Journal of Orthopaedic Research. 33 (1), 40-46 (2015).
  7. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (51), e2782 (2011).
  8. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54487 (2016).
  9. Call, J. A., Warren, G. L., Verma, M., Lowe, D. A. Acute failure of action potential conduction in mdx muscle reveals new mechanism of contraction-induced force loss. The Journal of Physiology. 591, Pt 15 3765-3776 (2013).
  10. Call, J. A., Eckhoff, M. D., Baltgalvis, K. A., Warren, G. L., Lowe, D. A. Adaptive strength gains in dystrophic muscle exposed to repeated bouts of eccentric contraction. The Journal of Physiology. 111 (6), 1768-1777 (2011).
  11. Ingalls, C. P., Wenke, J. C., Nofal, T., Armstrong, R. B. Adaptation to lengthening contraction-induced injury in mouse muscle. The Journal of Physiology. 97 (3), 1067-1076 (2004).
  12. Hyman, S. A., et al. In vivo supraspinatus muscle contractility and architecture in rabbit. The Journal of Physiology. 129 (6), 1405-1412 (2020).
  13. Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (50), e2623 (2011).
  14. Grange, R. W., et al. Muscle function in a canine model of X-linked myotubular myopathy. Muscle & Nerve. 46 (4), 588-591 (2012).
  15. Novakova, S. S., et al. Repairing volumetric muscle loss in the ovine peroneus tertius following a 3-month recovery. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  16. Maeng, G., et al. Humanized skeletal muscle in MYF5/MYOD/MYF6-null pig embryos. Nature Biomedical Engineering. , (2021).
  17. Ward, C. L., et al. Autologous minced muscle grafts improve muscle strength in a porcine model of volumetric muscle loss injury. Journal of Orthopaedic Trauma. 30 (12), 396-402 (2016).
  18. Prather, R. S., Lorson, M., Ross, J. W., Whyte, J. J., Walters, E. Genetically engineered pig models for human diseases. Annual Review of Animal Biosciences. 1, 203-219 (2013).
  19. Lowe, D. A., Warren, G. L., Ingalls, C. P., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Muscle function and protein metabolism after initiation of eccentric contraction-induced injury. Journal of Applied Physiology. 79 (4), 1260-1270 (1995).
  20. Ashton-Miller, J. A., He, Y., Kadhiresan, V. A., McCubbrey, D. A., Faulkner, J. A. An apparatus to measure in vivo biomechanical behavior of dorsi- and plantarflexors of mouse ankle. Journal of Applied Physiology. 72 (3), 1205-1211 (1992).
  21. Chao, T., Burmeister, D. M., Corona, B. T., Greising, S. M. Oxidative pathophysiology following volumetric muscle loss injury in a porcine model. Journal of Applied Physiology. 126 (6), 1541-1549 (2019).
  22. Corona, B. T., Greising, S. M. Challenges to acellular biological scaffold mediated skeletal muscle tissue regeneration. Biomaterials. 104, 238-246 (2016).
  23. Corona, B. T., Rivera, J. C., Dalske, K. A., Wenke, J. C., Greising, S. M. Pharmacological Mitigation of Fibrosis in a Porcine Model of Volumetric Muscle Loss Injury. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  24. Corona, B. T., Rivera, J. C., Greising, S. M. Inflammatory and physiological consequences of debridement of fibrous tissue after volumetric muscle loss injury. Clinical and Translational Science. 11 (2), 208-217 (2018).
  25. Corona, B. T., Rivera, J. C., Wenke, J. C., Greising, S. M. Tacrolimus as an adjunct to autologus minced muscle grafts for the repair of a volumetric muscle loss injury. Journal of Experimental Orthopaedics. 4 (1), 36 (2017).
  26. Greising, S. M., et al. Unwavering pathobiology of volumetric muscle loss injury. Scientific Reports. 7 (1), 13179 (2017).
  27. Pollot, B. E., Corona, B. T. Volumetric muscle loss. Methods in Molecular Biology. 1460, 19-31 (2016).
  28. Kheirabadi, B. S., et al. Long-term effects of Combat Ready Clamp application to control junctional hemorrhage in swine. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 77 (3), Suppl 2 101-108 (2014).
  29. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Lowe, D. A., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 332-340 (1996).
  30. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296 (1), 161-170 (2009).
  31. Meyer, R. A., Sweeney, H. L., Kushmerick, M. J. A simple analysis of the "phosphocreatine shuttle.". American Journal of Physiology. 246 (5), Pt 1 365-377 (1984).
  32. McKeehen, J. N., et al. Adaptations of mouse skeletal muscle to low-intensity vibration training. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1051-1059 (2013).
  33. Boakye, M., et al. Treadmill-based gait kinematics in the yucatan mini pig. Journal of Neurotrauma. 37 (21), 2277-2291 (2020).
  34. Woodman, C. R., Muller, J. M., Laughlin, M. H., Price, E. M. Induction of nitric oxide synthase mRNA in coronary resistance arteries isolated from exercise-trained pigs. American Journal of Physiology. 273 (6), 2575-2579 (1997).
  35. Boddy, K. N., Roche, B. M., Schwartz, D. S., Nakayama, T., Hamlin, R. L. Evaluation of the six-minute walk test in dogs. American Journal of Veterinary Research. 65 (3), 311-313 (2004).
  36. Valentin, S., Zsoldos, R. R. Surface electromyography in animal biomechanics: A systematic review. Journal of Electromyography & Kinesiology. 28, 167-183 (2016).
  37. Stegeman, D. F., Blok, J. H., Hermens, H. J., Roeleveld, K. Surface EMG models: properties and applications. Journal of Electromyography & Kinesiology. 10 (5), 313-326 (2000).
  38. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  39. Liu, J., et al. Non-invasive quantitative assessment of muscle force based on ultrasonic shear wave elastography. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (2), 440-451 (2019).
  40. Wang, A. B., Perreault, E. J., Royston, T. J., Lee, S. S. M. Changes in shear wave propagation within skeletal muscle during active and passive force generation. Journal of Applied Biomechanics. 94, 115-122 (2019).
  41. Brandenburg, J. E., et al. Quantifying passive muscle stiffness in children with and without cerebral palsy using ultrasound shear wave elastography. Developmental Medicine & Child Neurology. 58 (12), 1288-1294 (2016).
  42. Brandenburg, J. E., et al. Ultrasound elastography: the new frontier in direct measurement of muscle stiffness. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 95 (11), 2207-2219 (2014).
  43. Brandenburg, J. E., et al. Feasibility and reliability of quantifying passive muscle stiffness in young children by using shear wave ultrasound elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34 (4), 663-670 (2015).
  44. Eby, S. F., et al. Shear wave elastography of passive skeletal muscle stiffness: influences of sex and age throughout adulthood. Clinical Biomechanics. 30 (1), Bristol, Avon. 22-27 (2015).
  45. Eby, S. F., et al. Validation of shear wave elastography in skeletal muscle. Journal of Biomechanics. 46 (14), 2381-2387 (2013).
  46. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Williams, J. H., Ward, C. W., Armstrong, R. B. E-C coupling failure in mouse EDL muscle after in vivo eccentric contractions. Journal of Applied Physiology. 85 (1), 58-67 (1998).
  47. Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury. Sports Medicine. 27 (1), 43-59 (1999).
  48. Dobson, J. L., Gladden, L. B. Effect of rhythmic tetanic skeletal muscle contractions on peak muscle perfusion. Journal of Applied Physiology. 94 (1), 11-19 (2003).
  49. Fleming, B. C., Beynnon, B. D. In vivo measurement of ligament/tendon strains and forces: a review. Annals of Biomedical Engineering. 32 (3), 318-328 (2004).

Tags

Biologi Utgave 175 skjelettmuskulaturkontraksjon muskelfunksjon muskelfysiologi nervestimulering
<em>In Vivo</em> Måling av hindlimb dorsiflexor isometrisk dreiemoment fra gris
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Corona, B. T., Call, J. A.,… More

Corona, B. T., Call, J. A., Borkowski, M., Greising, S. M. In Vivo Measurement of Hindlimb Dorsiflexor Isometric Torque from Pig. J. Vis. Exp. (175), e62905, doi:10.3791/62905 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter