Summary
Ce protocole décrit un modèle porcin juvénile d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche conçu pour être utilisé dans le cadre de la recherche sur l’ESLP. L’accent est mis sur les techniques anesthésiques et chirurgicales, ainsi que sur les étapes critiques et le dépannage.
Abstract
La transplantation pulmonaire est le traitement de référence pour les maladies pulmonaires en phase terminale, avec plus de 4 600 transplantations pulmonaires effectuées chaque année dans le monde. Cependant, la transplantation pulmonaire est limitée par une pénurie d’organes de donneurs disponibles. En tant que tel, il y a une mortalité élevée sur les listes d’attente. La perfusion pulmonaire ex situ (ESLP) a augmenté de 15 à 20 % les taux d’utilisation des poumons des donneurs dans certains centres. L’ESLP a été appliquée comme méthode d’évaluation et de reconditionnement des poumons marginaux de donneurs et a démontré des résultats acceptables à court et à long terme après la transplantation de poumons de donneurs à critères étendus (DPE). Des modèles de transplantation de grands animaux (in vivo) sont nécessaires pour valider les résultats de la recherche in vitro en cours. Les différences anatomiques et physiologiques entre les humains et les porcs posent d’importants défis techniques et anesthésiques. Un modèle de greffe facilement reproductible permettrait la validation in vivo des stratégies ESLP actuelles et l’évaluation préclinique de diverses interventions visant à améliorer la fonction pulmonaire du donneur. Ce protocole décrit un modèle porcin d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche. Cela comprend les techniques d’anesthésie et de chirurgie, une liste de contrôle chirurgicale personnalisée, le dépannage, les modifications, ainsi que les avantages et les limites de l’approche.
Introduction
La transplantation pulmonaire est le traitement prééminent à long terme de la maladie pulmonaire terminale. Plus de 4 600 transplantations pulmonaires sont effectuées chaque année dans le monde1. Cependant, la transplantation pulmonaire présente actuellement des limites importantes. D’une part, le besoin d’organes continue d’éclipser les donneurs disponibles. Bien que les taux de transplantation pulmonaire augmentent chaque année depuis 2012 en raison des effets combinés d’un plus grand nombre de candidats inscrits sur la liste des transplantations, d’une augmentation du nombre de donneurs et d’une meilleure utilisation des organes récupérés, la mortalité sur les listes d’attente pour transplantation n’a pas diminué de manière significative2. Les préoccupations relatives à la qualité des organes représentent une autre limite majeure, avec des taux d’utilisation d’organes aussi bas que 20 % à 30 %3,4,5. Enfin, les tendances dans les résultats postopératoires de la transplantation pulmonaire sont loin d’être satisfaisantes, les résultats à long terme des greffons et des patients étant toujours inférieurs à ceux des autres transplantations d’organes solides2.
Une technologie émergente, la perfusion pulmonaire ex situ (ESLP), a le potentiel d’atténuer ces limites. L’ESLP est de plus en plus utilisée comme méthode d’évaluation et de reconditionnement des poumons de donneurs marginaux et a démontré des résultats acceptables à court et à long terme après la transplantation de poumons de donneurs à critères étendus (DPE) 6,7,8,9,10. Par conséquent, l’ESLP a augmenté les taux d’utilisation dans certains centres de 15 % à 20 %6,7,8,9,10,11.
Une recherche ESLP appropriée nécessite la validation in vivo des résultats in vitro ; cependant, il existe peu de littérature sur les modèles de transplantation pulmonaire porcine pour l’ESLP12,13,14,15. De plus, la littérature disponible fournit des détails inadéquats sur la prise en charge anesthésique des porcs Yorkshire pour la transplantation pulmonaire, qui peuvent être très instables hémodynamiquement12,13,14,15. L’établissement d’un modèle facilement reproductible permettrait la validation in vivo des stratégies ESLP actuelles et l’évaluation préclinique de diverses interventions visant à réduire les lésions d’ischémie-reperfusion pulmonaire. L’objectif de la présente étude est de décrire un modèle porcin d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche à utiliser avec l’ESLP. Le protocole comprend des descriptions des techniques d’anesthésie et de chirurgie, une liste de contrôle chirurgicale personnalisée et des détails concernant l’expérience de dépannage et les modifications du protocole. Les limites et les avantages du modèle de transplantation porcine du poumon gauche ont également été discutés dans ce travail. Ce manuscrit ne décrit pas le processus de récupération des poumons de porc chez les porcs Yorkshire de 35 à 50 kg, ni l’établissement et l’arrêt de l’ESLP. Ce protocole s’adresse exclusivement à l’opération de transplantation du receveur.
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Protocol
Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et au guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les protocoles ont été approuvés par le comité institutionnel de protection des animaux de l’Université de l’Alberta. Ce protocole a été appliqué chez des porcs Yorkshire juvéniles femelles pesant entre 35 et 50 kg. Les porcs sont des spécimens de qualité alimentaire exempts d’agents pathogènes. Ils sont achetés au Centre de recherche et de technologie porcine d’Edmonton, en Alberta, au Canada (https://srtc.ualberta.ca). Toutes les personnes qui ont participé aux procédures ESLP avaient reçu une formation adéquate en matière de biosécurité.
1. Préparations pré-chirurgicales et anesthésie
REMARQUE : Les porcs sont à jeun pendant la nuit avant la chirurgie pour une durée maximale de 12 h.
- Administrer des injections intramusculaires de kétamine (20 mg/kg) et d’atropine (0,05 mg/kg) en prémédication au porc receveur dans la salle d’opération.
- Placez le porc couché sur le dos sur une table d’opération chauffée pour maintenir la normothermie et procéder à l’induction du masque.
- Titrer le débit d’oxygène en fonction du poids de l’animal et du système anesthésique.
REMARQUE : Le débit d’oxygène doit être de 20 à 40 ml/kg. - Administrer de l’isoflurane à 4 % à 5 % et réduire à 3 % après 1 à 2 minutes.
- Évaluez la profondeur de l’anesthésie, assurez-vous que le porc n’a pas de réflexe de retrait en réponse à un stimulus nocif. Répétez toutes les 5 min.
REMARQUE : Si une réponse à la douleur est présente, augmenter le pourcentage d’administration d’isoflurane jusqu’à ce que la profondeur d’anesthésie appropriée soit atteinte. Voir l’étape 10 de cette section pour plus de détails sur l’analgésie d’entretien avec la kétamine et l’hydromorphone. Aucun paralytique n’est administré. Cela permet d’évaluer un réflexe de repli sur soi. Un pincement du nez est utilisé comme un stimulus nocif. - Intuber le porc une fois que la profondeur correcte de l’anesthésie est confirmée. Utilisez un laryngoscope à lame plate de 10 pouces et des tubes endotrachéaux de taille 9 ou 10 pour les porcs de 40 à 50 kg.
- Placez une sonde d’oxymètre de pouls sur la langue (de préférence) ou l’oreille et ciblez une saturation en oxygène supérieure à 90 %.
REMARQUE : La température est surveillée à l’aide d’une sonde nasale. Un coussin chauffant est utilisé pour maintenir la normothermie. - Pour maintenir l’anesthésie, ajustez le débit d’oxygène (20 à 40 ml/kg) et le débit de gaz inhalé (1 % à 3 %).
- Maintenez les réglages du ventilateur à une fréquence respiratoire de 12 à 30 respirations/min, à un téléviseur de 6 à 10 mL/kg, à une PEEP de 5 cmH 2 O et à une pression de pointe de 20 cm H2O.
REMARQUE : Un ventilateur à pression positive standard de type unité de soins intensifs est utilisé pour créer un système fermé pour l’anesthésie et la ventilation. Les signes vitaux sont surveillés en permanence et enregistrés à des intervalles de 15 minutes. Les ABG sont tirés toutes les 15 à 60 minutes, en fonction de la stabilité de l’animal. Bien que les téléviseurs soient ciblés jusqu’à 10 mL/kg, 6 à 8 mL/kg sont atteints. La figure 1 donne un aperçu schématique de la ventilation à pression négative (NPV)-ESLP pour le protocole de transplantation appliqué en laboratoire. - Rasez, lavez et préparez de manière aseptique le site d’incision à l’aide de povidone iodée.
REMARQUE : Après la sédation avec kétamine/atropine, le régime analgésique consiste à administrer 3 mg / kg de kétamine IV q 1 h (plage de 1 à 3 mg / kg selon les paramètres du patient) et de l’hydromorphone 0,05 mg / kg IM q 2 h via une ligne IV insérée par voie périphérique dans une veine de l’oreille. Toute durée plus longue entre les doses entraîne une réponse à la douleur paroxystique, telle qu’une fréquence cardiaque élevée et des schémas respiratoires / mouvements musculaires abdominaux anormaux.
2. Insertion de lignes veineuses et artérielles centrales
- Insérez une ligne centrale pour l’administration de liquide et d’héparine.
REMARQUE : L’administration totale de liquide IV est calculée à 1 mL/kg/h, et des bolus de liquide sont administrés PRN pour maintenir un MAP >60 mmHg. La ligne centrale est également utilisée pour administrer des stéroïdes, des antibiotiques, des vasopresseurs et des inotropes. Reportez-vous à la Figure 2A pour le positionnement de la ligne.- Préparez la peau à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée et laissez-la sécher complètement. Utilisez l’électrocautérisation pour faire une incision médiane de 5 à 8 cm centrée sur la trachée et s’étendre crânienne à partir de l’encoche sternale.
- Divisez la peau et la graisse sous-cutanée à l’aide d’un cautérisation.
- Divisez le plan de la ligne médiane entre les muscles de la sangle, puis divisez les couches de tissu conjonctif pour identifier le faisceau intravasculaire carotidien gauche ou droit latéral à la trachée.
- Obtenir un contrôle proximal et distal de la veine jugulaire à l’aide d’attaches en soie (taille 2-0) comme boucles vasculaires.
- Attachez l’attache crânienne et rétractez-la vers le haut sur l’attache proximale pour contrôler le flux sanguin.
- Faites une petite incision dans la veine à l’aide de ciseaux Metzenbaum (voir le tableau des matériaux) pour accueillir une ligne centrale à deux orifices de 7 Fr (~1/3 de la circonférence du vaisseau).
- Simultanément, relâchez la tension sur l’anse du vaisseau proximal, canulez la veine, puis attachez-la pour fixer la canule dans la veine à une profondeur de 10 cm.
- Rincez la ligne avec de l’héparine, connectez-la à une ligne IV de solution saline normale à 0,9 % et administrez du liquide si le porc est épuisé par voie intravasculaire à cause de la déshydratation.
REMARQUE : L’héparine verrouille tous les ports inutilisés. - Administrer 500 mg de méthylprednisone et 1 g de céfazoline IV.
- Suivez les mêmes techniques pour canuler l’artère carotide commune à l’aide d’un cathéter artériel de 7 Fr pour une gestion précise de la pression artérielle.
3. Approvisionnement du poumon gauche
- Positionnez le porc dans une position de décubitus latéral droit.
- Réaliser une thoracotomie antérolatérale gauche (Figure 2).
- Préparez la peau à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée et laissez-la sécher complètement. Marquez l’incision de thoracotomie (20 cm) à l’aide des points de repère suivants : utilisez la palpation pour identifier l’extrémité de l’omoplate gauche ; De même, identifiez le processus xiphoïde inférieur au sternum à la palpation. Connectez les deux comme illustré à la Figure 2B.
- Injecter un total de 10 mL de bupivacaïne à 0,25 % dans la ligne d’incision et deux espaces thoraciques au-dessus et au-dessous de l’incision.
- Utilisez l’électrocautérisation pour disséquer la peau, les couches sous-cutanées et les couches musculaires. Le grand dorsal doit être divisé. Identifiez la côte immédiatement en dessous de l’incision et cautérisez sur le dessus de la côte pour exposer les muscles intercostaux tout en évitant le faisceau neurovasculaire intercostal.
- Utilisez un hémostatique anti-moustique pour perforer les muscles intercostaux immédiatement au-dessus de la côte, puis palpez l’intérieur de la poitrine à l’aide d’un doigt. Repoussez le poumon à l’aide d’une succion de Yankauer ou d’un doigt (voir le tableau des matériaux) pendant que vous cautérisez le long du bord supérieur de la côte pour prolonger la thoracotomie.
- Étendez la thoracotomie vers l’avant jusqu’à 1 pouce du sternum. Prolongez la thoracotomie vers l’arrière jusqu’aux muscles paraspinaux.
- Insérez un écarteur sternal de Cooley (voir le tableau des matériaux) pour ouvrir la thoracotomie en largeur (10 cm) (figure 2C). Rétracter le poumon pour exposer la veine hémi-azygote gauche (Figure 2D).
- Disséquer la veine hémiazygos gauche à l’aide de ciseaux Metzenbaum et d’un fin Lauer. Encerclez le récipient avec des attaches de soie, puis ligaturez-le et transectez-le (figure 2E). Gardez un lien en soie sur le moignon proximal pour plus de contrôle.
REMARQUE : Lauer est une pince à angle droit ou une pince cœliaque utilisée pour la dissection tissulaire. - Disséquez l’artère pulmonaire gauche (AP) et les veines pulmonaires gauches (PV). Encerclez les nervures dans des liens de soie pour les contrôler (figure 2F).
REMARQUE : Les PV supérieurs sont très petits et sont ligaturés de suture à leurs points de branche ou à leur tronc commun, en fonction de l’anatomie individuelle. La bronche du tronc principal gauche est profonde jusqu’à l’AP et l’oreillette gauche, de sorte qu’il arrive parfois qu’elle ne puisse pas être disséquée facilement tant que l’artère et les veines n’ont pas été serrées et transectées (Figure 2G). - Administrer 5000 unités d’héparine IV 5 min avant de clamper le PA.
REMARQUE : L’héparine 5000 unités IV est également administrée 5 minutes avant de déserrer le PA. Pour chaque heure qui suit, 1000 unités d’héparine IV sont administrées. - Clampez individuellement l’AP (pince croisée de DeBakey), la veine pulmonaire inférieure gauche (pince de Satinsky) et la bronche gauche (pince de Potts Spoon) (voir le tableau des matériaux). Diminuer le volume courant à 5 mL/kg une fois que la bronche gauche est serrée.
- Transectez l’AP, la veine pulmonaire inférieure gauche et la bronche gauche. Laissez au moins 0,5 cm de brassard en tissu à coudre. Divisez le ligament pulmonaire inférieur gauche et retirez le poumon gauche.
REMARQUE : Le poumon gauche peut être jeté ou conservé pour l’histologie de contrôle.
4. Terminaison de l’ESLP, division du poumon gauche et rinçage avec une solution d’électrolyte
- Fixez le tube de ventilation à l’inspiration maximale, terminez la perfusion et la ventilation et débranchez les poumons de l’appareil ESLP.
- Pesez les poumons pour déterminer l’ampleur de la formation d’œdème.
REMARQUE : L’œdème est un gonflement des tissus dû à l’accumulation d’un excès de liquide. - Prélevez une biopsie tissulaire du lobe accessoire, divisez-le en trois morceaux égaux et placez un morceau dans chacun des éléments suivants : gel à température de coupe optimale (OCT), formol et congélation rapide dans de l’azote liquide.
REMARQUE : Cette étape est généralement suivie dans le laboratoire de l’auteur. Les échantillons sont ensuite stockés en vue d’analyses ultérieures : les échantillons OCT et surgelés sont conservés dans un congélateur à -80 °C, et les échantillons stockés dans le formol sont placés dans un récipient correctement scellé et conservés dans des réfrigérateurs à 4 °C. Les détails du protocole spécifique de l’ESLP et de l’analyse tissulaire sont publiés ailleurs16. - Séparez le poumon gauche du donneur du poumon droit. Laisser 1 cm de PA du donneur, 1 cm de bronche du donneur et un brassard LA du donneur adéquat (~0,5 cm de circonférence) à coudre au LA du receveur (Figure 2H). Laisser les PV inférieures gauche et supérieures gauches en continuité avec la paroi LA donneuse pour faciliter les anastomoses ultérieures.
- Pesez le poumon gauche.
- Canulez l’AP laissée par le donneur à l’aide d’une ventouse reliée à une ligne intraveineuse et rincez 500 mL de solution de préservation d’électrolytes extracellulaires, à faible teneur en potassium, à base de dextran, antérograde à travers le système vasculaire pulmonaire. Fixez la canule dans le PA avec un lien de soie pendant la chasse d’eau et relâchez-la lorsque la chasse d’eau est terminée.
REMARQUE : Les étapes mentionnées se rapportent à l’appareil ESLP spécifique utilisé pour ce travail et peuvent ne pas être directement applicables à d’autres appareils.
5. Transplantation du poumon gauche
- Insérez le poumon du donneur dans la poitrine du receveur, en commençant par le lobe inférieur. Ne forcez pas le poumon à se mettre en place.
REMARQUE : Il peut être nécessaire de soulever la cage thoracique inférieure vers le haut pour accueillir le poumon du donneur en serrant l’écarteur sternal. Idéalement, le receveur pèse quelques kilogrammes de plus que le donneur pour faciliter l’appariement de la taille. - Effectuez d’abord l’anastomose bronchique à l’aide de prolène 4-0 sur une aiguille TF (Figure 2I).
REMARQUE : Une anastomose de bout en bout en cours fonctionne bien. Coupez tout excès de longueur des deux extrémités anastomotiques avant de coudre pour éviter les plis causés par les tissus redondants. - Effectuez l’anastomose LA en second avec du prolène 6-0 sur des aiguilles BV-1 en utilisant une anastomose de bout en bout en cours d’exécution. Encore une fois, coupez l’excès de tissu pour éviter de le plier.
REMARQUE : Le LA est friable et bénéficie de la petite aiguille BV-1. Des morsures horizontales sur le donneur peuvent être nécessaires pour acheter un tissu adéquat et corriger la taille incompatible causée par la couture du VPI et du VPS du donneur à l’ouverture du VPI/LA du receveur. - Incorporer les SPV du donneur dans l’anastomose inférieure de la PV et de la LA pour permettre le drainage veineux du lobe pulmonaire supérieur gauche (Figure 2J).
REMARQUE : Les veines pulmonaires supérieures (SPV) de la branche ont un diamètre inférieur à 0,5 cm. Le tronc commun du SPV est de longueur variable et n’est pas systématiquement présent, ce qui fait de l’anastomose directe entre le donneur et le receveur une mauvaise option. - Complétez l’anastomose PA avec du prolène 6-0 sur des aiguilles BV-1 à l’aide d’une anastomose de bout en bout en cours d’exécution. Encore une fois, coupez l’excès de tissu pour éviter de le plier.
- Retirez la pince bronchique et augmentez les téléviseurs jusqu’à l’objectif de 10 mL/kg.
- Confirmer l’héparinisation, administrer un décalage potassique (40 mg de furosémide, 10 unités d’insuline, 100 mL de solution de dextrose à 25 %), ouvrir partiellement la pince PA, désaérer et attacher la suture PA. Relâchez complètement la pince PA après 10 min.
- Pendant ce temps, désaérez le LA, attachez les sutures et retirez la pince LA.
- Prélever un gaz sanguin de reperfusion à partir du cathéteau central et une biopsie tissulaire de reperfusion à partir du lobe moyen gauche.
REMARQUE : Pour effectuer une biopsie tissulaire, utilisez une cravate en soie de taille 0 pour encercler une partie de 1 cm de l’apex du lobe moyen, attachez-la pour piéger le tissu, puis coupez la partie isolée avec des ciseaux Metzenbaum. Divisez la biopsie en trois portions égales et gérez comme décrit précédemment. - Effectuer une bronchoscopie des poumons gauche et droit pour évaluer l’anastomose bronchique et les sécrétions d’aspiration. Insérez un bronchoscope dans la sonde endotrachéale à l’aide d’un raccord adaptateur.
- Connectez la lunette à l’aspiration. Faites avancer le bronchoscope dans la bronche gauche. Inspecter l’anastomose bronchique (Figure 2N). Faites descendre la lunette le long des bronchioles et aspirez tout liquide. Répétez l’opération sur le côté droit.
REMARQUE : Ne laissez pas la saturation en oxygène descendre en dessous de 90%. Si les saturations tombent en dessous de ce niveau, retirez l’endoscope et laissez le racleur récupérer quelques minutes de ventilation ininterrompue.
- Connectez la lunette à l’aspiration. Faites avancer le bronchoscope dans la bronche gauche. Inspecter l’anastomose bronchique (Figure 2N). Faites descendre la lunette le long des bronchioles et aspirez tout liquide. Répétez l’opération sur le côté droit.
- Insérez une sonde thoracique malléable de 20 Fr (Figure 2L), fermez la thoracotomie en trois couches (Figure 2M) et mettez le porc en position couchée dès que les gaz du sang artériel (ABG) sont stables (Figure 2O).
- Surveiller le porc pendant 4 h en position couchée. Effectuez une analyse ABG toutes les 30 min. Administrer 1000 unités d’héparine toutes les heures après reperfusion.
- Prélever un échantillon de sang de 10 ml toutes les heures pour la centrifugation et l’analyse des marqueurs inflammatoires par dosage immuno-enzymatique (ELISA)16.
REMARQUE : Les paramètres de centrifugation sont détaillés plus loin.
- Prélever un échantillon de sang de 10 ml toutes les heures pour la centrifugation et l’analyse des marqueurs inflammatoires par dosage immuno-enzymatique (ELISA)16.
6. Évaluation du poumon gauche isolé
- Positionnez le porc en décubitus dorsal et préparez à nouveau le sternum à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée. Effectuer une sternotomie médiane pour l’évaluation finale du poumon gauche isolé (Figure 2P).
- Ouvrez la plèvre gauche à l’aide de ciseaux de Metzenbaum et effectuez une biopsie tissulaire du lobe inférieur gauche comme décrit précédemment (NOTE à l’étape 5.9).
- Ouvrez la plèvre du lobe accessoire et disséquez la veine commune à l’aide de ciseaux Metzenbaum.
REMARQUE : Celui-ci sera serré plus tard. - Prélever un échantillon de sang de l’anastomose de Los Angeles à l’aide d’une aiguille de 21 G. Dirigez l’aiguille vers les veines pulmonaires gauches et éloignez-la de l’oreillette gauche commune ou du tronc du lobe accessoire.
- Ouvrez la plèvre droite pour créer de l’espace pour les pinces hilaires droites (voir le tableau des matériaux). Disséquer le ligament pulmonaire inférieur droit jusqu’au hile. Assurez-vous qu’une pince peut être placée autour du hile en haut, en bas et en avant.
REMARQUE : Cela garantit que le hile est occlus et que toute l’oxygénation dépend du poumon gauche. Le poumon droit ne se ventilera pas à ce moment-là, ce qui devrait être évident par une absence de gonflage/dégonflage avec les respirations du ventilateur. Le lobe inférieur droit peut être soulevé hors de la poitrine pour ce faire. - Clampez la veine du lobe accessoire à l’aide d’une pince transversale aortique DeBakey (voir le tableau des matériaux) pour obstruer tout drainage du lobe accessoire dans le LA (Figure 2Q).
- Clampez le hilium droit et prélevez les échantillons de sang en série suivants de l’anastomose PV gauche avec une aiguille de 21 G dirigée vers le poumon gauche : 0 min, 1 min, 2 min, 5 min et 10 min après le clampage.
REMARQUE : Cinq échantillons sont prélevés pour surveiller toute tendance de la pression partielle d’oxygène (PaO2) (Figure 2R). La PaO2 doit rester relativement stable pour représenter une fonction pulmonaire gauche correcte. Cinq échantillons permettent également d’assurer une évaluation de la qualité en cas de problème de coagulation des échantillons ou de problème avec l’analyse ABG. - Transectez les anastomoses et retirez le poumon gauche. Transect l’IVC pour accélérer l’euthanasie sous anesthésie par exsanguination.
REMARQUE : La durée totale de l’anesthésie pour le porc receveur est de 8 h. - Pesez le poumon du donneur pour évaluer la formation d’un œdème et inspectez-le pour en vérifier l’aspect général. Inspectez le PA, les bronches et le ballonnet LA pour détecter des signes de caillot ou d’autre pathologie dans le poumon du donneur et le médiastin receveur.
- Effectuer les analyses de gaz finales, centrifuger les échantillons de perfusat et stocker les biopsies tissulaires comme décrit précédemment (NOTE à l’étape 4.3).
REMARQUE : Les paramètres de centrifugation sont les suivants : 112 x g, 9 accélération, 9 décélération, 4 °C et durée de 15 minutes.
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Representative Results
Tous les résultats sont dans le contexte de 4 h de reperfusion après 12 h de NPV-ESLP16. Lors de l’explantation pulmonaire, il y a plusieurs résultats cliniques à anticiper (Figure 3). En règle générale, le porc restera hémodynamiquement stable après une explantation réussie du poumon gauche, mais peut nécessiter une perfusion à faible dose de phényléphrine (gamme de doses : 2-10 mg/h) en raison d’une réponse vasodilatatrice à la chirurgie. La fréquence cardiaque doit viser environ 100-120 bpm, la fréquence respiratoire (RR) 8-30 pour une SpO 2 > 90%, la pression artérielle moyenne (MAP) > 60 mmHg, la normothermique (38 °C) et les volumes courants (TV) sont ciblés à 5 mL/kg pendant la ventilation d’un poumon avec des pressions maximales de 20-24 cm H2O. Lors de la ventilation d’un poumon, les volumes de ventilation ont été réduits de moitié pour protéger le poumon gauche d’un gonflage excessif. La fréquence respiratoire a été augmentée pour cibler un niveau physiologique de dioxyde de carbone en fin de marée (figure 3). Ainsi, la figure 3 montre les paramètres hémodynamiques et ventilatoires typiques lors des points critiques de la greffe.
Lors de l’implantation pulmonaire, les résultats suivants sont typiques. Le poumon gauche aura absorbé du liquide pendant l’exécution de l’ESLP et semble plus lourd et plus gros que le poumon explanté. Pour cette raison, le receveur doit être légèrement plus grand que le donneur (2 à 4 kg), afin que le thorax puisse accueillir le poumon quelque peu œdémateux. Le poumon aura besoin d’une légère pression pour s’insérer dans la poitrine par la thoracotomie. Il est plus facile d’insérer d’abord le lobe inférieur, suivi du lobe supérieur. La bronche est une anastomose directe de bout en bout et doit être effectuée en premier. Le prolène 4-0 sur une aiguille TF est recommandé. Les poignets LA sont très friables mais pas trop difficiles à coudre en raison de la redondance et de la souplesse du tissu. Le prolène 6-0 sur les aiguilles BV-1 fonctionne bien pour les anastomoses LA. L’AP est la dernière anastomose réalisée. Ce vaisseau peut se déchirer facilement avec peu de traction. S’il se déchire, il est possible d’ouvrir le péricarde et de déplacer la pince proximale vers un tissu sain pour la couture. Encore une fois, un prolène 6-0 sur des aiguilles BV-1 fonctionne bien pour cette anastomose.
Au moment de la reperfusion, les tendances suivantes ont été observées. Une fois que la bronche est libérée et que les TV sont augmentées à 10 mL/kg, le poumon gauche commencera à se gonfler. Bien que l’objectif soit de 10 mL/kg pour les volumes courants, on atteint généralement 6 à 8 mL/kg, ce qui est atteint progressivement au cours des 2 à 3 premières heures de reperfusion, en fonction du protocole ESLP utilisé et de la qualité du poumon implanté. Rarement, il peut y avoir une petite fuite d’air, et cela peut être corrigé avec un simple point de suture sur la paroi antérieure. La paroi postérieure est plus difficile à réparer et nécessitera un tassement. Un grand effort doit être fait pour éviter les fuites d’air de l’anastomose bronchique. Lors de la bronchoscopie, le poumon droit semble normal et le poumon gauche est généralement œdémateux. La ligne de suture est inspectée et environ 50 à 100 ml de liquide clair sont aspirés des voies respiratoires. Le téléviseur diminuera considérablement pendant l’aspiration de 300 s à 20 s, cette action doit donc être effectuée rapidement pour permettre au porc de récupérer. Si la saturation artérielle descend en dessous de 90 %, la bronchoscopie doit être terminée et le porc est autorisé à récupérer après 1 à 2 minutes de ventilation. Le premier gaz du sang artériel (ABG) est généralement normal parce que le poumon droit fonctionne bien pendant que le poumon gauche se rétablit.
L’administration proactive de furosémide, de dextrose et d’insuline au moment de la reperfusion permet d’atténuer une augmentation spectaculaire du potassium par déplacement intracellulaire. Comme on pouvait s’y attendre, le potassium augmentera pendant 60 à 120 minutes de reperfusion (tableau 1). Le tableau 1 montre un échantillon d’ABG par transplantation avec 4 h de reperfusion après 12 h de ventilation à pression négative (VAN) normothermique. Environ deux à quatre quarts de travail sont nécessaires pendant 4 h de reperfusion pour maintenir le potassium < 5 mmol/L. Si la tendance est à la hausse et qu’elle apparaît comme un changement rapide entre deux gaz aspirés à 30 minutes d’intervalle, la cible est K+< 4,5 mmol/L. Les changements comprennent 40 mg de furosémide, 100 mL de dextrose à 25 % (D25) et 10 unités d’insuline ordinaire administrées par voie intraveineuse via la ligne centrale. Parfois, le porc aura besoin d’une perfusion de dobutamine à faible dose (1,5-5 mcg/kg/min) ainsi que de phényléphrine (2-10 mg/h) après 30-60 min de reperfusion pour traiter une réponse vasoplégique en développement. Il est préférable d’utiliser exclusivement la phényléphrine dans cette situation. Cependant, la dobutamine peut être un inotrope supplémentaire utile pour maintenir une pression artérielle moyenne supérieure à 60 mmHg, en particulier si la fréquence cardiaque est bradycardique.
Lors de la fermeture de la thoracotomie et de la décubition ventrale, une amélioration de la ventilation et de l’hémodynamique est démontrée. La modification peut être drastique et se produire sur 5 à 10 minutes, mais parfois la réponse prend 1 h. Les volumes courants augmentent à mesure que la pression et le poids sont retirés du poumon droit, et le poumon gauche continue de ventiler avec une meilleure observance et un meilleur recrutement. Une bronchoscopie répétée peut être effectuée pour dégager les voies respiratoires après un changement de position. Au cours des 4 heures suivantes, les besoins en phényléphrine diminuent, les TV se rapprochent de la cible de 10 mL/kg et les ABG se stabilisent (tableau 1). Je répète que si l’on vise des TV de 10 mL/kg, on obtient généralement des TV de l’ordre de 6 à 8 mL/kg (figure 3).
Au moment de l’évaluation finale du poumon gauche isolé, un modèle de comportement stable a été observé. Le porc est moins tolérant hémodynamiquement en décubitus dorsal pour la sternotomie et peut avoir besoin d’un soutien supplémentaire de la vasopresseur. L’inspection du poumon gauche révèle des degrés variables d’hyperémie légère due à une lésion de reperfusion ischémique (IRI). Le poumon droit semble normal. Lors du clampage du hile droit, le porc devient tachycardique sinusal (120-140 bpm) et 100% du débit cardiaque est dévié vers le poumon gauche. Les volumes courants ciblés ne sont pas diminués à ce moment-là, car l’ensemble du processus prend 10 minutes. Le porc reste stable jusqu’à 5 minutes, mais le cœur peut développer une fibrillation ventriculaire entre 5 et 10 minutes et un massage cardiaque manuel est potentiellement nécessaire pour continuer à perfuser le poumon gauche. Le poumon gauche est explanté, pesé et les anastomoses sont inspectées pour vérifier leur perméabilité. Le porc expire rapidement au moment de l’exsanguination, qui coïncide avec l’explantation du poumon précédemment transplanté.
Une greffe réussie a des résultats prévisibles après l’expérience (tableau 1 et figure 4). La figure 4 montre les changements typiques du rapport P/F et la formation d’œdèmes au cours du protocole de transplantation. En règle générale, le poumon gauche subira un gain de poids d’environ 35 % (+/-15 %) ; Cependant, le sang résiduel dans la circulation contribue à ce poids. Les rapports PF diminuent d’environ 100 à la reperfusion car le poumon gauche n’est pas immédiatement efficace pour l’oxygénation, mais cet écart s’améliore au bout de 2-3 h. Lors de l’évaluation du poumon gauche isolé à 4 h, le rapport PF restera stable ou diminuera légèrement. En général, le gaz isolé du poumon gauche à 10 min sera similaire à l’analyse finale du gaz après 12 h ESLP (tableau 1). Cependant, cela dépend entièrement du protocole ESLP utilisé et de l’étendue de l’IRI encouru. Une greffe infructueuse peut être causée par la coagulation de l’APL, ce qui entraîne un infarctus du poumon qui ne s’oxygène pas. De même, la durée de la chirurgie de transplantation peut affecter la qualité de la fonction pulmonaire reperfusée. Une chirurgie d’implantation devrait durer entre 30 et 60 minutes. Des opérations plus longues exposent le poumon du donneur à un temps ischémique chaud dommageable qui exacerbe les lésions de reperfusion ischémique et peut confondre les résultats du protocole expérimental ESLP. Le protocole ESLP spécifique d’une expérience donnée peut produire un poumon non fonctionnel qui ne parvient pas à s’oxygéner après la transplantation malgré des anastomoses patentes. Ces gaz isolés du poumon gauche seront de couleur très foncée (désoxygénés) avec une faible pression partielle d’oxygène (PaO2).
Figure 1 : Schéma du protocole de transplantation du poumon gauche porcin. Représentation schématique d’un cycle NPV-ESLP de 12 h suivi d’une transplantation du poumon gauche chez un porc Yorkshire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Photos du protocole de greffe du poumon gauche porcin. (A) Placement de la jugulaire interne et de la ligne carotidienne commune. (B) Incision de thoracotomie. (C) Thoracotomie. (D) Veine hémi-azygote gauche. (E) Veine hémi-azygote gauche ligaturée. (F) Isolement des veines pulmonaires. (G) Coiffe auriculaire gauche serrée, bronche gauche et artère pulmonaire gauche. (H) Poumon gauche du donneur avec veine pulmonaire, bronches et panothérapie. (I) Anastomose de l’artère pulmonaire. (J) Poumon gauche transplanté et non clampé. (K) Poumon repositionné. (L) Sonde thoracique positionnée. (M) Fermeture de la thoracotomie. (N) Anastomose bronchique. (O) Porc en position couchée. (P) Sternotomie. (Q) Lobe accessoire serré (poumon droit serré, mais non illustré). (R) Des échantillons de sang de la veine pulmonaire gauche ont été prélevés à partir d’une anastomose de la veine pulmonaire (saignement du site de ponction antérieur). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Paramètres de surveillance et de ventilation pour la greffe du poumon gauche porcin. (A) Paramètres typiques du receveur avant la transplantation. (B) Paramètres typiques à l’explant du poumon gauche receveur. (C) Paramètres typiques 4 h après la greffe du poumon gauche. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Rapport P :F et prise de poids avant et après la greffe. (A) Rapports PaO 2 :FiO2 tout au long de la greffe. (B) Prise de poids du poumon gauche tout au long de la greffe après 12 h de NPV-ESLP. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Gaz du sang artériel (100 % FiO2) | In vivo Destinataire | T0 Reperfusion | T1 Reperfusion | T2 Reperfusion | T3 Reperfusion | T4 Reperfusion | Pré-clamp du poumon gauche isolé | Post-clamp du poumon gauche isolé (0 min) | Post-clamp du poumon gauche isolé (1 min) | Post-clamp du poumon gauche isolé (5 min) | Post-clamp du poumon gauche isolé (10 min) |
| Valeurs des gaz du sang | |||||||||||
| pH | 7.402 | 7.327 | 7.284 | 7.402 | 7.421 | 7.479 | 7.504 | 7.399 | 7.371 | 7.423 | 7.435 |
| pCO2 (mmHg) | 47.7 | 57.3 | 56.4 | 36.9 | 35.3 | 35.6 | 34.2 | 45.6 | 48.1 | 40.6 | 36.6 |
| pO2 (mmHg) | 299 | 184 | 165 | 355 | 358 | 300 | 327 | 287 | 207 | 335 | 249 |
| Valeurs d’oxymétrie | |||||||||||
| Hb (g/dL) | 11.2 | 12.5 | 11.3 | 11.6 | 10.3 | - | 17.1 | 11.7 | 13.5 | 16.3 | 13.8 |
| sO2 (%) | 100.1 | 99.2 | 99 | 99.8 | 99.8 | - | 99.9 | 100.2 | 99.7 | 99.8 | 99.9 |
| Valeurs d’électrolytes | |||||||||||
| K+ (mmol/L) | 4.5 | 6.2 | 4.4 | 4 | 4.1 | 4.6 | 5.2 | 5.4 | 5.3 | 6.9 | 7.4 |
| Na+ (mmol/L) | 141 | 143 | 140 | 245 | 145 | 144 | 140 | 141 | 139 | 137 | 136 |
| Ca2+ (mmol/L) | 0.99 | 0.88 | 0.81 | 0.74 | 0.66 | 0.61 | 0.36 | 0.98 | 0.42 | 0.36 | 0.38 |
| Cl- (mmol/L) | 97 | 97 | 95 | 101 | 100 | 96 | 91 | 102 | 94 | 91 | 94 |
| Osm (mmol/kg) | 287 | 287.9 | 293.7 | 292.4 | 297.5 | 293.5 | 284.7 | 287.1 | 282.9 | 278.2 | 277.1 |
| Valeurs des métabolites | |||||||||||
| Glucose (mmol/L) | 4,2 | 2.7 | 13.4 | 2.8 | 8.3 | 5 | 5.1 | 4.9 | 4.5 | 4.6 | 4.2 |
| Lactate (mmol/L) | 1.2 | 1.3 | 3.8 | 2.5 | 1.3 | 1.2 | 1.4 | 1.8 | 1.4 | 1.9 | 2.7 |
| Statut acido-basique | |||||||||||
| HCO-3 (mmol/L) | 29 | 29.1 | 25.9 | 22.4 | 22.5 | 26.1 | 26.7 | 27.6 | 27.1 | 26.1 | 24.1 |
Tableau 1 : Analyse des gaz du sang réalisée après une greffe du poumon gauche après 12 h d’ESLP. Ca+, ion calcium ; Cl-, ion chlorure ; Hb, hémoglobine ; HCO3-, ion bicarbonate ; K+, ion potassium ; Na+, ion sodium ; Osm, osmolarité ; paCO2, pression partielle artérielle de dioxyde de carbone ; PaO2, pression partielle artérielle d’oxygène ; sO2, saturation en oxygène ; pré-clamp du poumon gauche isolé, hile droit ouvert ; Poumon gauche isolé après clamp, 1 min après le clampage du hile droit.
Dossier supplémentaire 1 : Liste de contrôle de sécurité chirurgicale pour la transplantation du poumon gauche. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Plusieurs étapes chirurgicales critiques sont impliquées dans ce protocole, et un dépannage est nécessaire pour assurer le succès de la transplantation et de l’évaluation pulmonaire. Les poumons porcins juvéniles sont incroyablement délicats par rapport aux poumons humains adultes, de sorte que le chirurgien opératoire doit être prudent lorsqu’il manipule des poumons porcins. Cela est particulièrement vrai après un cycle de 12 heures d’ESLP, car l’organe aura pris du volume de liquide et sera susceptible d’être blessé par une manipulation excessive. Toute pression excessive provoquera une atélectasie ou un traumatisme du poumon expérimental qui affectera les résultats de l’évaluation. De même, les structures vasculaires sont très délicates chez le porc juvénile. Il est essentiel d’éviter la torsion de la pince PA car cela peut provoquer une déchirure ou une dissection des couches de tissu. Une déchirure de l’AP nécessitera l’ouverture du péricarde pour accéder à une partie plus proximale de l’AP gauche qui peut être anastomosée au poumon implantant. Une pince vasculaire DeBakey a un profil bas qui s’adapte bien au domaine chirurgical, mais cet instrument peut causer des blessures à l’AP délicat si le chirurgien ne fait pas attention. Il est utile de fixer la pince en position à l’aide d’un lien en soie qui est attaché aux rideaux pour éviter qu’il ne se déloge ou ne se torde. La bronchoscopie du poumon transplanté après le déclampage de l’anastomose bronchique est également essentielle. Il y a souvent du liquide dans les voies respiratoires pulmonaires du donneur après 12 h d’ESLP et de greffe. L’aspiration de ce liquide est vitale pour assurer une récupération optimale de la fonction pulmonaire gauche et donc une évaluation après 4 h de reperfusion. Après la bronchoscopie et le premier ABG est revenu avec des niveaux de potassium satisfaisants, il est essentiel d’insérer une sonde thoracique, de fermer l’incision et d’allonger le porc. L’hémodynamique et la ventilation du porc sont considérablement plus stables en position couchée, la cage thoracique étant réapprochée. Un taux élevé de potassium > 5,5 mmol/L à ce stade risque un arrêt bradycardique et nécessitera une réouverture d’urgence et un massage cardiaque manuel pour favoriser la perfusion, ce qu’il vaut mieux éviter. En raison du risque important d’hyperkaliémie et d’arrêt bradycardique lors de la reperfusion, il est essentiel d’effectuer des ABG en série en commençant par la reperfusion et en se répétant toutes les 30 minutes jusqu’à l’exsanguination de 4 h. Les ABG donnent des lectures essentielles de l’oxygénation, de la pression partielle de dioxyde de carbone (PCO2), du potassium et du glucose. Il est essentiel de surveiller de près ces quatre composants et de les traiter de manière appropriée pour mener à bien une expérience. Une lecture de télémétrie continue est également essentielle pour surveiller les ondes T maximales associées à l’hyperkaliémie et à l’anticipation de la bradycardie. Aux dernières étapes de l’expérience, il est crucial de clamper le hile pulmonaire droit et le lobe accessoire avant de prélever les derniers échantillons de sang de l’anastomose LA. Le hile droit fournit du sang au lobe pulmonaire accessoire, et le lobe accessoire s’écoule à côté de la veine pulmonaire inférieure gauche, souvent via un tronc commun. Le hile droit et le lobe accessoire doivent être serrés séparément pour s’assurer qu’aucune fonction pulmonaire droite ne contribue aux gaz AL de l’échantillon par mélange sanguin. Il est suggéré de prélever l’échantillon d’ABG du poumon gauche de l’anastomose PV ou juste au-delà.
Plusieurs modifications ont été apportées à ce protocole, ainsi qu’un dépannage important des méthodes décrites. Dans un premier temps, on a tenté d’effectuer l’implantation par sternotomie médiane ; cependant, l’exposition n’était pas optimale en raison de l’orientation de l’AP, de la bronche et de l’AL du porc. L’approche a été réalisée avec succès, mais une thoracotomie a été tentée lors d’interventions chirurgicales ultérieures pour améliorer l’exposition. Cela s’est avéré être une approche chirurgicale supérieure du point de vue de la visualisation et de la technique. Une autre modification essentielle a été l’élaboration et la mise en œuvre d’une liste de contrôle de la sécurité et du protocole chirurgicaux (dossier supplémentaire 1). Il y a eu une courbe d’apprentissage importante pour tous les membres de l’équipe impliqués, et ces expériences sont gourmandes en ressources. Une liste de contrôle a été élaborée pour guider l’élaboration du protocole de communication et de documentation (fichier supplémentaire 1). La checklist a permis de systématiser et de simplifier le protocole pour un apprentissage plus rapide. Le protocole d’héparinisation a également été modifié. Deux des dix premières greffes réalisées souffraient d’ischémie pulmonaire gauche due à la formation de caillots dans l’AP gauche. Initialement, 5000 unités d’héparine IV ont été administrées 5 minutes avant le clampage de l’AP et 5000 unités supplémentaires ont été administrées 5 minutes avant le déclampage de l’AP. La fréquence de dosage a été augmentée pour inclure 5000 unités toutes les heures après le débridage de l’AP, et il n’y a eu aucun problème de saignement ou de coagulation de l’AP depuis l’adoption de cette approche. Une stratégie qui utilise moins d’héparine a été développée pour contrôler les dépenses, avec une dose de 5000 unités d’héparine IV 5 min avant le clampage de l’AP et 5 min avant le déclampage partiel de l’AP. Ceci est suivi de 1000 bolus d’héparine IV toutes les heures pour le reste du cas. Il n’y avait pas d’accès à l’analyse ACT, qui serait le moyen le plus précis d’obtenir l’adéquation de l’héparinisation.
Le déclampage de l’AP a également été modifié, passant d’un déclampage soudain à une approche qui réintroduit progressivement le flux complet dans le poumon transplanté sur une période de 10 minutes. Le PV inférieur gauche et le brassard LA restent serrés lors du déserrage du PA pour permettre une désaération antérograde. Un flux complet de PA a produit une pression importante sur les lignes de suture délicates de l’AL et une pression considérable dans le système vasculaire pulmonaire, ce qui a semblé dommageable. Le débridage prolongé du PA permet la désaération antérograde du LA avec une augmentation progressive du débit, par opposition à un desserrement soudain et à une augmentation soudaine du débit. Un déclampage prolongé protège les lignes de suture et l’endothélium pulmonaire d’une augmentation soudaine de la pression. Même avec l’ESLP, une agression ischémique du poumon transplanté et la mort cellulaire contribuent à une libération importante de potassium dans la circulation du porc après une reperfusion ischémique. Pour la prise en charge proactive de l’hyperkaliémie, le protocole a été modifié pour modifier de manière préventive le potassium au moment de la reperfusion en administrant 40 mg de furosémide IV, 100 mL de dextrose à 25 % (D25) et 10 unités d’insuline régulière. Cela permet de maintenir le potassium cible sur les ABG dans l’heure qui suit la reperfusion, et le porc peut être couché en toute sécurité plus tôt dans l’expérience, ce qui contribue à la fonction de greffe. D’un point de vue hémodynamique, le protocole est modifié pour utiliser la phényléphrine comme support vasopresseur prédominant. La vasopressine s’est avérée moins efficace. Une perfusion à faible dose de dobutamine a parfois été administrée pour augmenter le débit cardiaque, ainsi qu’une perfusion de phényléphrine pour maintenir la pression artérielle. Pourtant, la dobutamine est utilisée avec parcimonie en raison de ses propriétés arythmogènes. Enfin, l’évaluation du poumon gauche isolé a été modifiée. Après avoir clampé le hile du poumon droit, les gaz LA ont d’abord été prélevés dans le corps du LA après avoir soulevé la céphale cardiaque ; cependant, le mélange de gaz du drainage du lobe accessoire dans le LA a produit des lectures faussement élevées de PaO2 . Maintenant, les échantillons sont prélevés distal par rapport à la ligne d’anastomose LA après avoir clampé le poumon droit et le lobe accessoire individuellement. Ces échantillons sont prélevés à 0, 1, 2, 5 et 10 min après le clampage du hile droit et constituent une représentation plus précise de la fonction pulmonaire gauche isolée. Un massage cardiaque manuel peut être nécessaire entre 5 et 10 minutes. L’amélioration la plus récente du protocole concerne les anastomoses de la veine pulmonaire supérieure (SPV). Initialement, les SPV receveurs étaient surcousus en raison de leur petit calibre et de leur propension à coaguler. Pourtant, le lobe supérieur du donneur souffrait parfois de congestion car le drainage collatéral était variable et inadéquat entre les porcs. Pour remédier à cela, le SPV et le VPI du donneur ont été incorporés dans l’anastomose VPI/LA du receveur, éliminant ainsi tout problème de drainage veineux et de congestion pulmonaire. Ce protocole continuera de bénéficier d’autres modifications au fur et à mesure que l’expérience s’acquerelle.
Il y a plusieurs limites à cette méthode de transplantation du poumon gauche. Le modèle n’a été évalué qu’avec une période de 4 h, qui ne prend en compte que la fonction pulmonaire transplantée dans la période postopératoire aiguë après 12 h d’ESLP. Ce protocole a été conçu en tenant compte du rétablissement de l’animal ; Cependant, il n’a pas encore été testé à ce titre. L’opération technique nécessite des compétences chirurgicales considérables et nécessite un chirurgien qualifié ou un stagiaire chirurgical très indépendant pour l’effectuer. Il existe de nombreuses possibilités que des erreurs fatales se produisent qui compromettraient l’ensemble de l’expérience, et une technique chirurgicale appropriée est nécessaire pour éviter ou corriger de tels risques. La seule véritable évaluation du poumon transplanté a lieu à la toute fin de la reperfusion. Le poumon droit natif est capable de répondre aux besoins en oxygène du porc et de produire des ABG satisfaisants. Lorsque le poumon droit est complètement clampé au niveau du hile, il est empêché de recevoir de l’oxygène frais, un apport sanguin désoxygéné frais et un drainage sanguin oxygéné. Il s’agit d’un moment charnière pour déterminer la fonction du poumon gauche transplanté, car 100 % du débit cardiaque est redirigé vers le poumon transplanté, qui devient seul responsable de l’oxygénation systémique.
Les avantages de cette méthode sont multiples par rapport aux méthodes existantes/alternatives. Après avoir passé en revue la littérature12,13,14,15, cette méthode est la plus détaillée et la plus reproductible après une courbe d’apprentissage initiale de 1 ou 2 porcs entre les mains d’un stagiaire junior en chirurgie cardiaque ou d’un chirurgien pleinement qualifié. L’opération est simple ; Cependant, l’hémodynamique du porc (y compris sa susceptibilité aux arythmies mortelles) crée une opportunité d’apprentissage pour ceux qui ont l’habitude d’opérer sur des humains adultes, qui sont plus robustes d’un point de vue cardiopulmonaire. Les méthodes d’évaluation fonctionnelle du poumon gauche isolé, bien que brèves, sont faciles à réaliser et hautement reproductibles. En particulier, cette méthodologie fournit plus de détails sur la prise en charge de l’anesthésie que ce qui est actuellement disponible dans la littérature.
La transplantation in vivo est essentielle pour la recherche sur l’ESLP et la transplantation pulmonaire. L’ESLP est le développement le plus crucial dans la transplantation pulmonaire depuis l’introduction des médicaments antirejet, certains centres bénéficiant déjà de l’augmentation des taux d’utilisation des organes permise par cette technologie 6,7,8,9,10,11,12. D’autres progrès dans ce domaine de recherche sont nécessaires pour réduire la mortalité sur les listes d’attente et élargir l’accessibilité des plateformes ESLP. L’analyse in vitro avec ESLP bénéficie de l’évaluation in vivo et de la confirmation d’un modèle animal de grande taille. Les grands modèles animaux qui confirment les résultats in vitro sont souvent nécessaires pour l’approbation des essais de recherche clinique pour les laboratoires en développement. Cette méthode fournit une méthode de transplantation fiable et relativement simple pour les laboratoires effectuant des recherches ESLP.
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Disclosures
DHF détient des brevets sur la technologie et les méthodes de perfusion d’organes ex situ . DHF et JN sont les fondateurs et les principaux actionnaires de Tevosol, Inc.
Acknowledgments
Cette recherche est financée pour le compte de la Fondation Hospitalo-Universitaire.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer | Radiometer | 989-963 | |
| Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Lung Retractor | Pilling | 341679 | |
| Arterial Filter | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Bovine Serum Albumin | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoscope | |||
| Cable Ties – White 12” | HUASU International | HS4830001 | |
| Calcium Chloride | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Sternal Retractor | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Forceps | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissecting | Pilling | 342202 | |
| Scissors | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Peripheral Vascular Clamp | Pilling | 353535 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Forceps | Pilling | 351808 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Drop sucker | |||
| Endotracheal Tube 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Flow Transducer | BIO-PROBE | TX 40 | |
| Infusion Pump | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' | Medtronic | 3108 | |
| Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' | Medtronic | 3506 | |
| Laryngoscope | N/A | N/A | Custom-made with 10-inch blade |
| Metzenbaum Dissecting Scissors | Pilling | 460420 | |
| Medical Carbon Dioxide Tank | Praxair | 5823115 | |
| Medical Oxygen Tank | Praxair | 2014408 | |
| Medical Nitrogen Tank | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Silicon Support Membrane | Tevosol | ||
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Sodium Chloride 0.9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sternal Saw | Stryker | 6207 | |
| Surgical Electrocautery Device | Kls Martin | ME411 | |
| TruWave Pressure Transducer | Edwards | VSYPX272 | |
| Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Pilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Suction Tube | Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27” | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18” | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" Strands | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Blue TF 1x24” | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blue BV 2x30” | ETHICON | M8776 | |
| 21-Gauge Needle |
References
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