Summary
Questo protocollo descrive un modello suino giovanile di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro progettato per l'uso con la ricerca ESLP. L'attenzione si concentra sulle tecniche anestetiche e chirurgiche, nonché sui passaggi critici e sulla risoluzione dei problemi.
Abstract
Il trapianto di polmone è il trattamento gold standard per la malattia polmonare allo stadio terminale, con oltre 4.600 trapianti di polmone eseguiti ogni anno in tutto il mondo. Tuttavia, il trapianto di polmone è limitato dalla carenza di organi donatori disponibili. Di conseguenza, c'è un'alta mortalità in lista d'attesa. La perfusione polmonare ex situ (ESLP) ha aumentato i tassi di utilizzo del polmone da donatore in alcuni centri del 15%-20%. L'ESLP è stato applicato come metodo per valutare e ricondizionare i polmoni marginali del donatore e ha dimostrato risultati accettabili a breve e lungo termine dopo il trapianto di polmoni da donatore con criteri estesi (ECD). I modelli di trapianto di animali di grandi dimensioni (in vivo) sono necessari per convalidare i risultati della ricerca in vitro in corso. Le differenze anatomiche e fisiologiche tra l'uomo e i suini pongono sfide tecniche e anestetiche significative. Un modello di trapianto facilmente riproducibile consentirebbe la validazione in vivo delle attuali strategie ESLP e la valutazione preclinica di vari interventi volti a migliorare la funzione polmonare del donatore. Questo protocollo descrive un modello suino di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro. Ciò include tecniche anestetiche e chirurgiche, una lista di controllo chirurgica personalizzata, risoluzione dei problemi, modifiche e i vantaggi e i limiti dell'approccio.
Introduction
Il trapianto di polmone è il trattamento a lungo termine per la malattia polmonare allo stadio terminale. Ogni anno in tutto il mondo vengono eseguiti oltre 4.600 trapianti di polmone1. Tuttavia, il trapianto di polmone presenta attualmente limitazioni significative. Innanzitutto, la necessità di organi continua a eclissare i donatori disponibili. Nonostante i tassi di trapianto di polmone siano aumentati ogni anno dal 2012 a causa degli effetti combinati di un maggior numero di candidati in lista per il trapianto, di un aumento del numero di donatori e di un migliore utilizzo degli organi recuperati, la mortalità in lista d'attesa per il trapianto non è diminuita in modo significativo2. Le preoccupazioni per la qualità degli organi rappresentano un'altra importante limitazione, con tassi di utilizzo degli organi riportati fino al 20%-30%3,4,5. Infine, l'andamento degli esiti post-operatori del trapianto di polmone è tutt'altro che soddisfacente, con esiti a lungo termine per il trapianto e per i pazienti ancora in ritardo rispetto a quelli di altri trapianti di organi solidi2.
Una tecnologia emergente, la perfusione polmonare ex situ (ESLP), ha il potenziale per mitigare queste limitazioni. L'ESLP è stata sempre più applicata come metodo per valutare e ricondizionare i polmoni dei donatori marginali e ha dimostrato risultati accettabili a breve e lungo termine dopo il trapianto di polmoni da donatore con criteri estesi (ECD) 6,7,8,9,10. Di conseguenza, l'ESLP ha aumentato i tassi di utilizzo in alcuni centri del 15%-20%6,7,8,9,10,11.
Una corretta ricerca sull'ESLP richiede la convalida in vivo dei risultati in vitro; tuttavia, esiste una letteratura limitata sui modelli di trapianto di polmone suino per ESLP12,13,14,15. Inoltre, la letteratura disponibile fornisce dettagli inadeguati per quanto riguarda la gestione dell'anestesia dei suini Yorkshire per il trapianto di polmone, che può essere altamente instabile emodinamicamente12,13,14,15. La creazione di un modello facilmente riproducibile consentirebbe la validazione in vivo delle attuali strategie ESLP e la valutazione preclinica di vari interventi per ridurre il danno da ischemia-riperfusione polmonare. L'obiettivo del presente studio è quello di descrivere un modello suino di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro da utilizzare con ESLP. Il protocollo include descrizioni delle tecniche anestetiche e chirurgiche, una lista di controllo chirurgica personalizzata e dettagli relativi all'esperienza di risoluzione dei problemi e alle modifiche del protocollo. In questo lavoro sono stati discussi anche i limiti e i benefici del modello di trapianto suino del polmone sinistro. Questo manoscritto non descrive il processo di recupero dei polmoni suini nei suini Yorkshire di 35-50 kg, né copre l'istituzione e la cessazione dell'ESLP. Questo protocollo riguarda esclusivamente l'operazione di trapianto del ricevente.
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Protocol
Tutte le procedure sono state eseguite nel rispetto delle linee guida del Canadian Council on Animal Care e della guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. I protocolli sono stati approvati dal comitato istituzionale per la cura degli animali dell'Università di Alberta. Questo protocollo è stato applicato in giovani femmine di Yorkshire di peso compreso tra 35 e 50 kg. I suini sono esemplari privi di agenti patogeni e di grado alimentare. Vengono acquistati presso lo Swine Research and Technology Centre di Edmonton, AB, Canada (https://srtc.ualberta.ca). Tutte le persone coinvolte nelle procedure ESLP avevano ricevuto un'adeguata formazione in materia di biosicurezza.
1. Preparazioni pre-chirurgiche e anestesia
NOTA: I suini vengono digiunati durante la notte prima dell'intervento chirurgico per una durata massima di 12 ore.
- Somministrare iniezioni intramuscolari di ketamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) come premedicazione per il suino ricevente in sala operatoria.
- Posizionare il maiale supino su un tavolo operatorio riscaldato per mantenere la normotermia e procedere con l'induzione della maschera.
- Titolare la portata dell'ossigeno in base al peso dell'animale e al sistema anestetico.
NOTA: Il flusso di ossigeno deve essere di 20-40 ml/kg. - Somministrare isoflurano al 4%-5% e ridurre al 3% dopo 1-2 minuti.
- Valutare la profondità dell'anestesia, assicurarsi che il maiale non abbia un riflesso di astinenza in risposta a uno stimolo nocivo. Ripetere ogni 5 min.
NOTA: Se è presente una risposta al dolore, aumentare la percentuale di somministrazione di isoflurano fino a raggiungere la profondità appropriata dell'anestesia. Vedere il passaggio 10 di questa sezione per ulteriori dettagli sull'analgesia di mantenimento con ketamina e idromorfone. Non vengono somministrati paralitici. Ciò consente di valutare un riflesso di astinenza. Un pizzicotto al naso viene utilizzato come stimolo nocivo. - Intubare il suino una volta confermata la corretta profondità dell'anestesia. Utilizzare un laringoscopio personalizzato da 10 pollici, a lama piatta e tubi endotracheali di misura 9 o 10 per suini di 40-50 kg.
- Posizionare una sonda pulsossimetro sulla lingua (preferibile) o sull'orecchio e puntare a una saturazione di ossigeno superiore al 90%.
NOTA: La temperatura viene monitorata tramite una sonda nasale. Un termoforo viene utilizzato per mantenere la normotermia. - Per mantenere l'anestesia, regolare il flusso di ossigeno (20-40 ml/kg) e la velocità di gas inalante (1%-3%).
- Mantenere le impostazioni del ventilatore a una frequenza respiratoria di 12-30 respiri/min, TV di 6-10 ml/kg, PEEP di 5 cm H2 O e pressione di picco di 20 cm H2O.
NOTA: Un ventilatore a pressione positiva standard in stile terapia intensiva viene utilizzato per creare un sistema chiuso per l'anestesia e la ventilazione. I parametri vitali vengono continuamente monitorati e registrati a intervalli di 15 minuti. Gli ABG vengono prelevati ogni 15-60 minuti, a seconda della stabilità dell'animale. Sebbene i televisori raggiungano un massimo di 10 ml/kg, si ottengono 6-8 ml/kg. La Figura 1 fornisce una panoramica schematica della ventilazione a pressione negativa (NPV)-ESLP per il protocollo di trapianto applicato in laboratorio. - Radere, lavare e preparare in modo asettico il sito di incisione utilizzando iodio povidone.
NOTA: Dopo la sedazione con Ketamina/Atropina, il regime analgesico prevede la somministrazione di 3 mg/kg di ketamina EV ogni 1 ora (range 1-3 mg/kg a seconda dei parametri del paziente) e idromorfone 0,05 mg/kg IM ogni 2 ore tramite una linea endovenosa inserita perifericamente in una vena dell'orecchio. Qualsiasi durata più lunga tra le dosi provoca una risposta al dolore rivoluzionaria, come frequenza cardiaca elevata e schemi respiratori anomali / movimento dei muscoli addominali.
2. Inserzione delle linee venose centrali e arteriose
- Inserire una linea centrale per la somministrazione di liquidi ed eparina.
NOTA: La somministrazione totale di liquidi per via endovenosa è calcolata a 1 ml/kg/h e i boli di fluido vengono somministrati PRN per mantenere una MAP >60 mmHg. La linea centrale viene utilizzata anche per somministrare steroidi, antibiotici, vasopressori e inotropi. Vedere la Figura 2A per il posizionamento della linea.- Prepara la pelle con una soluzione di preparazione allo iodio povidone e lascia asciugare completamente. Utilizzare l'elettrocauterizzazione per praticare un'incisione della linea mediana di 5-8 cm centrata sulla trachea ed estendere cranialmente dalla tacca sternale.
- Dividere la pelle e il grasso sottocutaneo usando il cauterizzazione.
- Dividere il piano della linea mediana tra i muscoli della cinghia, quindi dividere gli strati di tessuto connettivo per identificare il fascio intravascolare carotideo sinistro o destro lateralmente alla trachea.
- Ottenere il controllo prossimale e distale della vena giugulare utilizzando lacci di seta (misura 2-0) come anse del vaso.
- Legare la cravatta che circonda il cranio e ritrarla verso l'alto sulla cravatta prossimale per controllare il flusso sanguigno.
- Praticare una piccola incisione nella vena utilizzando le forbici Metzenbaum (vedere la tabella dei materiali) per inserire una linea centrale a due porte da 7 Fr (~1/3 della circonferenza del vaso).
- Contemporaneamente, rilasciare la tensione sull'ansa del vaso prossimale, incannulare la vena e quindi legare per fissare la cannula nella vena a una profondità di 10 cm.
- Sciacquare la linea con eparina, collegarla a una linea endovenosa di soluzione fisiologica normale allo 0,9% e somministrare liquido se il suino è impoverito per via intravascolare a causa della disidratazione.
NOTA: L'eparina blocca tutte le porte inutilizzate. - Somministrare 500 mg di metilprednisone e 1 g di cefazolina per via endovenosa.
- Seguire le stesse tecniche per incannulare l'arteria carotide comune utilizzando una linea arteriosa da 7 Fr per un'accurata gestione della pressione sanguigna.
3. Prelievo del polmone sinistro
- Posizionare il maiale in una posizione di decubito laterale destro.
- Eseguire una toracotomia anterolaterale sinistra (Figura 2).
- Prepara la pelle con una soluzione di preparazione allo iodio povidone e lascia asciugare completamente. Segnare l'incisione della toracotomia (20 cm) utilizzando i seguenti punti di riferimento: utilizzare la palpazione per identificare la punta della scapola sinistra; Allo stesso modo, identifica il processo xifoideo inferiore allo sterno con la palpazione. Collegare i due come mostrato nella Figura 2B.
- Iniettare un totale di 10 ml di bupivacaina allo 0,25% nella linea incisionale e in due spazi delle costole sopra e sotto l'incisione.
- Utilizzare l'elettrocauterizzazione per sezionare la pelle, gli strati sottocutanei e gli strati muscolari. Il gran dorsale deve essere diviso. Identificare la costola immediatamente sotto l'incisione e cauterizzare sulla parte superiore della costola per esporre i muscoli intercostali evitando il fascio neurovascolare intercostale.
- Usa un emostatico di zanzara per perforare i muscoli intercostali immediatamente sopra la costola, quindi senti all'interno del torace le aderenze usando un dito. Spingere via il polmone usando una ventosa di Yankauer o un dito (vedere Tabella dei materiali) mentre si cauterizza lungo il bordo superiore della costola per estendere la toracotomia.
- Estendere la toracotomia anteriormente fino a 1 pollice di distanza dallo sterno. Estendere la toracotomia posteriormente ai muscoli paraspinali.
- Inserire un divaricatore sternale Cooley (vedere la tabella dei materiali) per aprire la toracotomia (10 cm) (Figura 2C). Ritrarre il polmone per esporre la vena emi-azygote sinistra (Figura 2D).
- Sezionare circonferenzialmente la vena emiazygos sinistra usando le forbici Metzenbaum e un Lauer fine. Circondare il recipiente con fascette di seta, quindi legarlo e tranettarlo (Figura 2E). Tieni una cravatta di seta sul moncone prossimale per un maggiore controllo.
NOTA: Lauer è una pinza ad angolo retto o una pinza per celiaci utilizzata per la dissezione dei tessuti. - Sezionare l'arteria polmonare sinistra (PA) e le vene polmonari sinistre (PV). Circondare le vene con lacci di seta per il controllo (Figura 2F).
NOTA: I PV superiori sono molto piccoli e sono legati alla sutura nei loro punti di diramazione o nel tronco comune, a seconda dell'anatomia individuale. Il bronco del tronco principale sinistro è profondo fino al PA e al LA (atrio sinistro), quindi occasionalmente non può essere sezionato facilmente fino a quando l'arteria e le vene non sono state bloccate e tranciate (Figura 2G). - Somministrare 5000 unità di eparina EV 5 minuti prima di bloccare il PA.
NOTA: L'eparina 5000 unità EV viene somministrata anche 5 minuti prima di sbloccare il PA. Per ogni ora successiva, vengono somministrate 1000 unità di eparina per via endovenosa. - Clampare singolarmente il PA (morsetto a croce DeBakey), la vena polmonare inferiore sinistra (pinza Satinsky) e il bronco sinistro (morsetto Spoon Potts) (vedi Tabella dei materiali). Ridurre i volumi correnti a 5 ml/kg una volta che il bronco sinistro è stato bloccato.
- Transecare la PA, la vena polmonare inferiore sinistra e il bronco sinistro. Lasciare cucire almeno 0,5 cm di polsino di tessuto. Dividere il legamento polmonare inferiore sinistro e rimuovere il polmone sinistro.
NOTA: Il polmone sinistro può essere scartato o conservato per l'istologia di controllo.
4. Interruzione dell'ESLP, divisione del polmone sinistro e lavaggio con soluzione elettrolitica
- Clamp il tubo di ventilazione alla massima inspirazione, terminare la perfusione e la ventilazione e scollegare i polmoni dal dispositivo ESLP.
- Pesare i polmoni per determinare la quantità di formazione di edema.
NOTA: L'edema è un gonfiore dei tessuti dovuto all'accumulo di liquidi in eccesso. - Prelevare una biopsia tissutale del lobo accessorio, dividerlo in tre parti uguali e posizionare un pezzo in ciascuno dei seguenti: gel per la temperatura di taglio ottimale (OCT), formalina e congelamento istantaneo in azoto liquido.
NOTA: questo passaggio viene in genere seguito nel laboratorio dell'autore. I campioni vengono quindi conservati per analisi future: i campioni OCT e surgelati vengono conservati in un congelatore a -80 °C e i campioni conservati in formalina vengono posti in un contenitore adeguatamente sigillato e conservati in frigoriferi a 4 °C. I dettagli del protocollo ESLP specifico e dell'analisi dei tessuti sono pubblicati altrove16. - Dividere il polmone donatore sinistro dal polmone destro. Lasciare 1 cm di PA donatrice, 1 cm di bronco donatore e un bracciale LA donatore adeguato (~0,5 cm circonferenzialmente) da cucire al LA ricevente (Figura 2H). Lasciare il PV inferiore sinistro e il PV superiore sinistro in continuità con la parete LA donatrice per facilitare le anastomosi successive.
- Pesare il polmone sinistro.
- Incannulare l'AP lasciato dal donatore utilizzando una ventosa a goccia collegata a una linea endovenosa e lavare 500 mL di soluzione extracellulare, a basso contenuto di potassio, a base di elettroliti a base di destrano anterograda attraverso la vascolarizzazione polmonare. Fissare la cannula nel PA con una fascetta di seta durante il risciacquo e rilasciarla quando il risciacquo è completo.
NOTA: I passaggi menzionati si riferiscono allo specifico dispositivo ESLP utilizzato per questo lavoro e potrebbero non essere direttamente applicabili ad altri dispositivi.
5. Trapianto di polmone sinistro
- Inserire il polmone donatore nel torace del ricevente, iniziando dal lobo inferiore. Non forzare il polmone in posizione.
NOTA: Potrebbe essere necessario sollevare la gabbia toracica inferiore verso l'alto per accogliere il polmone donatore serrando il divaricatore sternale. Idealmente, il ricevente è di qualche chilogrammo più grande del donatore per facilitare una corrispondenza di dimensioni. - Eseguire prima l'anastomosi bronchiale utilizzando prolene 4-0 su un ago TF (Figura 2I).
NOTA: Un'anastomosi end-to-end in esecuzione funziona bene. Tagliare la lunghezza in eccesso dalle due estremità anastomotiche prima di cucire per evitare attorcigliamenti causati da tessuto ridondante. - Eseguire l'anastomosi LA per seconda volta con prolene 6-0 su aghi BV-1 utilizzando un'anastomosi end-to-end in esecuzione. Ancora una volta, taglia il tessuto in eccesso per evitare che si attorcigli.
NOTA: L'LA è friabile e beneficia del piccolo ago BV-1. I morsi orizzontali sulla donatrice possono essere necessari per acquistare tessuto adeguato e correggere la discrepanza di dimensioni causata dalla cucitura dell'IPV e dell'SPV del donatore all'apertura IPV/LA del ricevente. - Incorporare le SPV del donatore nell'anastomosi PV e LA inferiore per consentire il drenaggio venoso del lobo polmonare superiore sinistro (Figura 2J).
NOTA: Le vene polmonari superiori del ramo (SPV) hanno un diametro inferiore a 0,5 cm. Il tronco comune della SPV è di lunghezza variabile e non è presente di routine, rendendo l'anastomosi diretta tra la SPV donatrice e quella ricevente un'opzione inadeguata. - Completare l'anastomosi PA con prolene 6-0 su aghi BV-1 utilizzando un'anastomosi end-to-end in esecuzione. Ancora una volta, taglia il tessuto in eccesso per evitare che si attorcigli.
- Rimuovere la pinza bronchiale e aumentare i televisori fino a raggiungere il target di 10 ml/kg.
- Confermare l'eparinizzazione, somministrare uno shift di potassio (40 mg di furosemide, 10 unità di insulina, 100 mL di soluzione di destrosio al 25%), aprire parzialmente il morsetto PA, disarieggiare e legare la sutura PA. Rilasciare completamente il morsetto PA dopo 10 min.
- Nel frattempo, de-air il LA, legare i punti di sutura e rimuovere il morsetto LA.
- Prelevare un emogasgasso di riperfusione dalla linea centrale e una biopsia tissutale di riperfusione dal lobo medio sinistro.
NOTA: Per eseguire una biopsia tissutale, utilizzare una fascetta di seta taglia 0 per circondare una porzione di 1 cm dell'apice del lobo centrale, legare per intrappolare il tessuto, quindi tagliare la porzione isolata con le forbici Metzenbaum. Dividere la biopsia in tre porzioni uguali e gestire come descritto in precedenza. - Eseguire una broncoscopia polmonare sinistra e destra per valutare l'anastomosi bronchiale e aspirare le secrezioni. Inserire un broncoscopio nel tubo endotracheale utilizzando un adattatore.
- Collegare l'oscilloscopio all'aspirazione. Far avanzare il broncoscopio nel bronco sinistro. Ispezionare l'anastomosi bronchiale (Figura 2N). Far avanzare l'endoscopio lungo i bronchioli e aspirare il liquido. Ripeti sul lato destro.
NOTA: Non lasciare che la saturazione di ossigeno scenda al di sotto del 90%. Se le saturazioni scendono al di sotto di questo livello, rimuovere il cannocchiale e lasciare che il maiale si riprenda per alcuni minuti di ventilazione ininterrotta.
- Collegare l'oscilloscopio all'aspirazione. Far avanzare il broncoscopio nel bronco sinistro. Ispezionare l'anastomosi bronchiale (Figura 2N). Far avanzare l'endoscopio lungo i bronchioli e aspirare il liquido. Ripeti sul lato destro.
- Inserire un tubo toracico malleabile da 20 Fr (Figura 2L), chiudere la toracotomia in tre strati (Figura 2M) e prognare il maiale non appena i gas sanguigni arteriosi (ABG) sono stabili (Figura 2O).
- Monitorare il maiale per 4 ore in posizione prona. Eseguire un'analisi ABG ogni 30 minuti. Somministrare 1000 unità di eparina ogni ora dopo la riperfusione.
- Prelevare un campione di sangue da 10 ml ogni ora per la centrifugazione e l'analisi del saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) dei marcatori infiammatori16.
NOTA: I parametri di centrifugazione sono dettagliati più avanti.
- Prelevare un campione di sangue da 10 ml ogni ora per la centrifugazione e l'analisi del saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) dei marcatori infiammatori16.
6. Valutazione isolata del polmone sinistro
- Posizionare il maiale in posizione supina e preparare nuovamente lo sterno utilizzando una soluzione di preparazione allo iodio povidone. Eseguire una sternotomia sulla linea mediana per la valutazione finale del polmone sinistro isolato (Figura 2P).
- Aprire la pleura sinistra utilizzando le forbici Metzenbaum ed eseguire una biopsia tissutale dal lobo inferiore sinistro come descritto in precedenza (NOTA al punto 5.9).
- Aprire la pleura del lobo accessorio e sezionare la vena comune con le forbici Metzenbaum.
NOTA: Questo verrà bloccato in seguito. - Prelevare un campione di sangue dall'anastomosi LA utilizzando un ago da 21 G. Dirigere l'ago verso le vene polmonari sinistre e lontano dal comune atrio sinistro o dal tronco del lobo accessorio.
- Aprire la pleura destra per creare spazio per i morsetti hilar giusti (vedi Tabella dei materiali). Sezionare il legamento polmonare inferiore destro fino all'ilo. Assicurarsi che un morsetto possa essere posizionato intorno all'ilo superiormente, inferiormente e anteriormente.
NOTA: Ciò garantisce che l'ilo sia occluso e che tutta l'ossigenazione dipenda dal polmone sinistro. Il polmone destro non ventilerà in questo momento, il che dovrebbe essere evidente da una mancanza di gonfiaggio/sgonfiaggio con la respirazione ventilatoria. Il lobo inferiore destro può essere sollevato dal torace per raggiungere questo obiettivo. - Clamp la vena del lobo accessorio utilizzando una pinza a croce aortica DeBakey (vedere la tabella dei materiali) per occludere qualsiasi drenaggio del lobo accessorio nel LA (Figura 2Q).
- Clampare l'ilio destro e prelevare i seguenti campioni di sangue seriali dall'anastomosi PV sinistra con un ago da 21 G diretto verso il polmone sinistro: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min dopo il clampaggio.
NOTA: Vengono prelevati cinque campioni per monitorare qualsiasi andamento della pressione parziale dell'ossigeno (PaO2) (Figura 2R). La PaO2 dovrebbe rimanere relativamente stabile per rappresentare la corretta funzione del polmone sinistro. Cinque campioni forniscono anche l'assicurazione di una valutazione della qualità se c'è un problema con la coagulazione di qualsiasi campione o si verifica un problema con l'analisi ABG. - Eseguire il transetto delle anastomosi e rimuovere il polmone sinistro. Transect l'IVC per accelerare l'eutanasia sotto anestesia tramite dissanguamento.
NOTA: Il tempo totale di anestesia per il suino ricevente è di 8 ore. - Pesare il polmone del donatore per valutare la formazione di edema e ispezionarlo per l'aspetto generale. Ispezionare l'AP, il bronco e la cuffia LA per segni di coagulo o altra patologia all'interno del polmone del donatore e del mediastino ricevente.
- Eseguire le analisi finali dei gas, centrifugare i campioni di perfuso e conservare le biopsie tissutali come descritto in precedenza (NOTA al punto 4.3).
NOTA: Le impostazioni di centrifugazione sono: 112 x g, 9 accelerazione, 9 decelerazione, 4 °C e durata 15 min.
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Representative Results
Tutti i risultati sono nel contesto di 4 ore di riperfusione dopo 12 ore di NPV-ESLP16. Durante l'espianto polmonare, ci sono diversi esiti clinici da anticipare (Figura 3). In genere, il suino rimane emodinamicamente stabile dopo un espianto di polmone sinistro riuscito, ma può richiedere un'infusione a basse dosi di fenilefrina (intervallo di dose: 2-10 mg/h) a causa di una risposta vasodilatatoria all'intervento chirurgico. La frequenza cardiaca dovrebbe mirare a circa 100-120 bpm, la frequenza respiratoria (RR) 8-30 per SpO 2 > 90%, la pressione arteriosa media (MAP) > 60 mmHg, la normotermica (38 °C) e i volumi correnti (TV) sono mirati a 5 mL/kg durante la ventilazione polmonare con pressioni di picco di 20-24 cm H2O. Durante la ventilazione a un polmone, i volumi di ventilazione sono stati ridotti della metà per proteggere il polmone sinistro dal gonfiaggio eccessivo. La frequenza respiratoria è stata aumentata per raggiungere un livello fisiologico di anidride carbonica di fine espirazione (Figura 3). Pertanto, la Figura 3 mostra i parametri emodinamici e ventilatori tipici durante i punti critici del trapianto.
Durante l'impianto polmonare, sono tipici i seguenti risultati. Il polmone sinistro avrà assorbito liquido durante la corsa ESLP e apparirà più pesante e più grande del polmone espiantato. Per questo motivo, il ricevente dovrebbe essere leggermente più grande del donatore (2-4 kg), in modo che il torace possa ospitare il polmone un po' edematoso. Il polmone richiederà una leggera pressione per essere inserito nel torace attraverso la toracotomia. È più facile inserire prima il lobo inferiore, seguito dal lobo superiore. Il bronco è un'anastomosi diretta end-to-end e deve essere eseguita per prima. Si consiglia di utilizzare prolene 4-0 su un ago TF. I polsini LA sono altamente friabili ma non troppo difficili da cucire grazie alla ridondanza e alla duttilità del tessuto. Il prolene 6-0 sugli aghi BV-1 funziona bene per le anastomosi LA. La PA è l'ultima anastomosi eseguita. Questa nave può strapparsi facilmente con poca trazione. Se si strappa, è possibile aprire il pericardio e spostare il morsetto prossimalmente verso il tessuto sano per la cucitura. Anche in questo caso, un prolene 6-0 sugli aghi BV-1 funziona bene per questa anastomosi.
Al momento della riperfusione, sono state notate le seguenti tendenze. Una volta che il bronco è sbloccato e i televisori sono tornati a 10 ml/kg, il polmone sinistro inizierà a gonfiarsi. Sebbene l'obiettivo fosse di 10 ml/kg per i volumi correnti, generalmente sono stati raggiunti 6-8 ml/kg, che vengono raggiunti gradualmente nelle prime 2-3 ore di riperfusione, a seconda del protocollo ESLP utilizzato e della qualità del polmone impiantato. Raramente, ci può essere una piccola perdita d'aria e questo può essere risolto con un semplice punto sulla parete anteriore. La parete posteriore è più difficile da riparare e richiederà un imballaggio. Bisogna fare un grande sforzo per evitare perdite d'aria dall'anastomosi bronchiale. Alla broncoscopia, il polmone destro appare normale e il polmone sinistro è tipicamente edematoso. La linea di sutura viene ispezionata e circa 50-100 ml di fluido trasparente vengono aspirati dalle vie aeree. Il televisore si abbasserà significativamente durante l'aspirazione da 300 s a 20 s, quindi questa azione dovrebbe essere eseguita rapidamente per consentire al maiale di riprendersi. Se la saturazione arteriosa scende al di sotto del 90%, la broncoscopia deve essere terminata e il suino deve recuperare in 1-2 minuti di ventilazione. La prima emogasanalisi arteriosa (ABG) è in genere normale perché il polmone destro funziona bene mentre il polmone sinistro si riprende.
La somministrazione proattiva di furosemide, destrosio e insulina al momento della riperfusione serve a mitigare un drammatico aumento del potassio attraverso lo spostamento intracellulare. Il potassio aumenta prevedibilmente durante 60-120 minuti di riperfusione (Tabella 1). La Tabella 1 mostra un campione di ABG in fase di trapianto con riperfusione di 4 ore dopo 12 ore di ESLP normotermica a pressione negativa (NPV). Sono necessari circa due o quattro turni durante la riperfusione di 4 ore per mantenere il potassio < 5 mmol/L. Se la tendenza è verso l'alto e appare come un rapido cambiamento tra due gas prelevati a intervalli di 30 minuti, l'obiettivo è K+< 4,5 mmol/L. I turni includono 40 mg di furosemide, 100 ml di destrosio al 25% (D25) e 10 unità di insulina regolare somministrata come spinta endovenosa attraverso la linea centrale. Occasionalmente, il maiale richiederà un'infusione di dobutamina a basso dosaggio (1,5-5 mcg/kg/min) insieme a fenilefrina (2-10 mg/h) dopo 30-60 minuti di riperfusione per trattare una risposta vasoplegica in via di sviluppo. È preferibile utilizzare la fenilefrina esclusivamente in questa situazione. Tuttavia, la dobutamina può essere un utile inotropo supplementare per mantenere una pressione arteriosa media superiore a 60 mmHg, in particolare se la frequenza cardiaca è bradicardica.
Alla chiusura della toracotomia e alla rotazione prona del maiale, viene dimostrato un miglioramento della ventilazione e dell'emodinamica. La modifica può essere drastica e si verifica nell'arco di 5-10 minuti, ma occasionalmente la risposta richiede 1 ora. I volumi correnti aumentano man mano che la pressione/peso viene tolta dal polmone destro e il polmone sinistro continua a ventilare con una migliore compliance e reclutamento. Una broncoscopia ripetuta può essere eseguita ulteriormente per liberare le vie aeree dopo un cambiamento di posizione. Nelle 4 ore successive, il fabbisogno di fenilefrina diminuisce, i televisori si avvicinano all'obiettivo di 10 ml/kg e gli ABG si stabilizzano (Tabella 1). Per ribadire, se si prendono di mira televisori da 10 ml/kg, in genere si ottengono televisori nell'intervallo 6-8 ml/kg (Figura 3).
Al momento della valutazione finale del polmone sinistro isolato, è stato osservato un modello di comportamento stabile. Il suino è meno tollerante emodinamicamente in posizione supina per la sternotomia e può richiedere un ulteriore supporto vasopressore. L'ispezione del polmone sinistro rivela gradi variabili di lieve iperemia da danno da riperfusione ischemica (IRI). Il polmone destro appare normale. Dopo aver clampato l'ilo destro, il suino diventa tachicardico sinusale (120-140 bpm) e il 100% della gittata cardiaca viene deviata verso il polmone sinistro. I volumi correnti desiderati non vengono diminuiti in questo momento poiché l'intero processo richiede 10 minuti. Il suino rimane stabile fino a 5 minuti, ma il cuore può sviluppare fibrillazione ventricolare tra 5-10 minuti ed è potenzialmente necessario un massaggio cardiaco manuale per continuare a perfondere il polmone sinistro. Il polmone sinistro viene espiantato, pesato e le anastomosi vengono ispezionate per verificarne la pervietà. Il maiale spira rapidamente al momento del dissanguamento, che coincide con l'espianto del polmone precedentemente trapiantato.
Un trapianto di successo ha risultati prevedibili dopo l'esperimento (Tabella 1 e Figura 4). La Figura 4 mostra le variazioni tipiche del rapporto P:F e la formazione di edema durante il protocollo di trapianto. In genere, il polmone sinistro subirà un aumento di peso di circa il 35% (+/-15%); Tuttavia, il sangue residuo in circolo contribuisce a questo peso. I rapporti PF diminuiscono di circa 100 alla riperfusione poiché il polmone sinistro non è immediatamente efficace all'ossigenazione, ma questa discrepanza migliora nell'arco di 2-3 ore. Dopo la valutazione del polmone sinistro isolato a 4 ore, il rapporto PF rimarrà stabile o diminuirà leggermente. Generalmente, il gas polmonare sinistro isolato a 10 minuti sarà simile all'analisi finale del gas dopo 12 ore di ESLP (Tabella 1). Tuttavia, ciò dipende interamente dal protocollo ESLP utilizzato e dall'entità dell'IRI sostenuta. Un trapianto non riuscito può essere causato dalla coagulazione dell'LPA, che si traduce in un polmone infartuato che non si ossigena. Allo stesso modo, la durata dell'intervento chirurgico di trapianto può influenzare la qualità della funzione polmonare riperfusa. Un intervento chirurgico di impianto dovrebbe durare tra i 30 e i 60 minuti. Interventi più lunghi espongono il polmone del donatore a un tempo ischemico caldo dannoso che aggrava il danno da riperfusione ischemica e può confondere i risultati del protocollo sperimentale ESLP. Il protocollo ESLP specifico di un dato esperimento può produrre un polmone non funzionante che non riesce ad ossigenarsi dopo il trapianto nonostante le anastomosi pervie. Tali gas polmonari sinistri isolati saranno di colore molto scuro (deossigenati) con una bassa pressione parziale di ossigeno (PaO2 ).
Figura 1: Schema del protocollo di trapianto di polmone suino sinistro. Rappresentazione schematica di 12 ore di corsa NPV-ESLP seguita da trapianto di polmone sinistro in un maiale dello Yorkshire. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Foto del protocollo chirurgico di trapianto di polmone suino sinistro . (A) Posizionamento della giugulare interna e della linea carotide comune. (B) Incisione toracotomica. (C) Toracotomia. (D) Vena emi-azigote sinistra. (E) Vena emi-azygote sinistra legata. (F) Isolamento delle vene polmonari. (G) Cuffia atriale sinistra bloccata, bronco sinistro e arteria polmonare sinistra. (H) Polmone donatore sinistro con cuffia polmonare, bronchiale e PA. (I) Anastomosi dell'arteria polmonare. (J) Polmone sinistro trapiantato e sbloccato. (K) Polmone riposizionato. (L) Tubo toracico posizionato. (M) Chiusura della toracotomia. (N) Anastomosi bronchiale. (O) Suino in posizione prona. (P) Sternotomia. (Q) Lobo accessorio clampato (polmone destro bloccato, ma non mostrato). (R) I campioni di sangue della vena polmonare sinistra sono stati prelevati dall'anastomosi della vena polmonare (sanguinamento dal sito di puntura precedente). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Parametri di monitoraggio e ventilazione per la chirurgia di trapianto di polmone sinistro suino. (A) Parametri tipici per il ricevente pre-trapianto. (B) Parametri tipici all'espianto del polmone sinistro del ricevente. (C) Parametri tipici 4 ore dopo il trapianto di sinistro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Rapporto P:F e aumento di peso prima e dopo il trapianto. (A) Rapporti PaO 2:FiO2 durante il trapianto. (B) Aumento di peso del polmone sinistro durante il trapianto dopo 12 ore di NPV-ESLP. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Gas ematici arteriosi (100% FiO2) | In vivo Destinatario | Riperfusione T0 | Riperfusione T1 | Riperfusione T2 | Riperfusione T3 | Riperfusione T4 | Pre-clamp polmonare sinistro isolato | Post-clamp isolato per polmone sinistro (0 min) | Post-clamp isolato per polmone sinistro (1 min) | Post-clamp isolato per polmone sinistro (5 min) | Post-clamp polmonare sinistro isolato (10 min) |
| Valori dei gas nel sangue | |||||||||||
| ph | 7.402 | 7.327 | 7.284 | 7.402 | 7.421 | 7.479 | 7.504 | 7.399 | 7.371 | 7.423 | 7.435 |
| pCO2 (mmHg) | 47.7 | 57.3 | 56.4 | 36.9 | 35.3 | 35.6 | 34.2 | 45.6 | 48.1 | 40.6 | 36.6 |
| pO2 (mmHg) | 299 | 184 | 165 | 355 | 358 | 300 | 327 | 287 | 207 | 335 | 249 |
| Valori di ossimetria | |||||||||||
| Hb (g/dL) | 11.2 | 12.5 | 11.3 | 11.6 | 10.3 | - | 17.1 | 11.7 | 13.5 | 16.3 | 13.8 |
| sO2 (%) | 100.1 | 99.2 | 99 | 99.8 | 99.8 | - | 99.9 | 100.2 | 99.7 | 99.8 | 99.9 |
| Valori elettrolitici | |||||||||||
| K+ (mmol/L) | 4.5 | 6.2 | 4.4 | 4 | 4.1 | 4.6 | 5.2 | 5.4 | 5.3 | 6.9 | 7.4 |
| Na+ (mmol/L) | 141 | 143 | 140 | 245 | 145 | 144 | 140 | 141 | 139 | 137 | 136 |
| Ca2+ (mmol/L) | 0.99 | 0.88 | 0.81 | 0.74 | 0.66 | 0.61 | 0.36 | 0.98 | 0.42 | 0.36 | 0.38 |
| Cl- (mmol/L) | 97 | 97 | 95 | 101 | 100 | 96 | 91 | 102 | 94 | 91 | 94 |
| Osm (mmol/kg) | 287 | 287.9 | 293.7 | 292.4 | 297.5 | 293.5 | 284.7 | 287.1 | 282.9 | 278.2 | 277.1 |
| Valori dei metaboliti | |||||||||||
| Glucosio (mmol/L) | 4,2 | 2.7 | 13.4 | 2.8 | 8.3 | 5 | 5.1 | 4.9 | 4.5 | 4.6 | 4.2 |
| Lattato (mmol/L) | 1.2 | 1.3 | 3.8 | 2.5 | 1.3 | 1.2 | 1.4 | 1.8 | 1.4 | 1.9 | 2.7 |
| Stato Acido-Base | |||||||||||
| HCO-3 (mmol/L) | 29 | 29.1 | 25.9 | 22.4 | 22.5 | 26.1 | 26.7 | 27.6 | 27.1 | 26.1 | 24.1 |
Tabella 1: Emogasanalisi eseguita dopo trapianto di polmone sinistro dopo 12 ore di ESLP. Ca+, ione calcio; Cl-, ione cloruro; Hb, emoglobina; HCO3-, ione bicarbonato; K+, ione potassio; Na+, ione sodio; Osm, osmolarità; paCO2, pressione parziale arteriosa dell'anidride carbonica; PaO2, pressione parziale arteriosa dell'ossigeno; sO2, saturazione di ossigeno; pre-clamp polmonare sinistro isolato, ilo destro aperto; Post-clamp polmonare sinistro isolato, 1 minuto dopo il clampaggio dell'ilo destro.
Fascicolo supplementare 1: Lista di controllo per la sicurezza chirurgica per il trapianto di polmone sinistro. Fare clic qui per scaricare il file.
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Discussion
In questo protocollo sono coinvolte diverse fasi chirurgiche critiche e la risoluzione dei problemi è necessaria per garantire il successo del trapianto e della valutazione polmonare. I polmoni dei suini giovani sono incredibilmente delicati rispetto ai polmoni umani adulti, quindi il chirurgo operatore deve essere cauto quando maneggia i polmoni dei suini. Ciò è particolarmente vero dopo una corsa di 12 ore di ESLP, poiché l'organo avrà assunto volume di liquido e sarà suscettibile di lesioni dovute a manipolazioni eccessive. Qualsiasi pressione eccessiva causerà atelettasia o trauma al polmone sperimentale che influenzerà i risultati della valutazione. Allo stesso modo, le strutture vascolari sono molto delicate nel suino giovane. È fondamentale evitare la torsione del morsetto PA in quanto ciò può causare una lacerazione o una dissezione degli strati di tessuto. Una lacerazione dell'impianto di protezione dall'impianto richiederà l'apertura del pericardio per accedere a una porzione più prossimale dell'impianto dell'impianto polmonare che può essere anastomizzato al polmone che si è impiantato. Una pinza vascolare DeBakey ha un profilo basso che si adatta bene al campo chirurgico, ma questo strumento può causare lesioni al delicato PA se il chirurgo non sta attento. È utile fissare il morsetto in posizione utilizzando una fascetta di seta che viene agganciata alle tende per evitare lo spostamento o la torsione. Anche la broncoscopia del polmone trapiantato dopo lo sblocco dell'anastomosi bronchiale è fondamentale. C'è spesso del liquido all'interno delle vie aeree polmonari del donatore dopo 12 ore di ESLP e trapianto. L'aspirazione di questo liquido è fondamentale per garantire un recupero ottimale della funzione polmonare sinistra e quindi una valutazione dopo 4 ore di riperfusione. Dopo la broncoscopia e il primo ABG è tornato con livelli di potassio soddisfacenti, è fondamentale inserire un tubo toracico, chiudere l'incisione e prono il maiale. L'emodinamica e la ventilazione del maiale sono considerevolmente più stabili in posizione prona, con la gabbia toracica riapprossimata. Un elevato > di potassio di 5,5 mmol/L in questa fase rischia l'arresto bradicardico e richiederà una riapertura d'emergenza e un massaggio cardiaco manuale per supportare la perfusione, che è meglio evitare. A causa del rischio significativo di iperkaliemia e arresto bradicardico durante la riperfusione, è fondamentale eseguire ABG seriali a partire dalla riperfusione e ricorrenti ogni 30 minuti fino al dissanguamento di 4 ore. Gli ABG forniscono letture essenziali di ossigenazione, pressione parziale di anidride carbonica (PCO2 ), potassio e glucosio. Monitorare attentamente questi quattro componenti e trattarli in modo appropriato è fondamentale per il successo dell'esperimento. Una lettura continua della telemetria è fondamentale anche per monitorare i picchi delle onde T associate all'iperkaliemia e all'anticipazione della bradicardia. Nelle fasi finali dell'esperimento, è fondamentale clampare l'ilo polmonare destro e il lobo accessorio prima di prelevare campioni di sangue finali dall'anastomosi LA. L'ilo destro fornisce sangue al lobo polmonare accessorio e il lobo accessorio drena adiacente alla vena polmonare inferiore sinistra, spesso attraverso un tronco comune. L'ilo destro e il lobo accessorio devono essere clampati separatamente per garantire che nessuna funzione polmonare destra contribuisca ai gas LA del campione attraverso la miscelazione del sangue. Si suggerisce di prelevare il campione di ABG del polmone sinistro dall'anastomosi PV o appena oltre.
Sono state apportate diverse modifiche a questo protocollo insieme a una significativa risoluzione dei problemi dei metodi descritti. Inizialmente, si è tentato di eseguire l'impianto tramite sternotomia mediana; tuttavia, l'esposizione non era ottimale a causa dell'orientamento del PA suino, del bronco e dell'LA. L'approccio è stato eseguito con successo, ma è stata tentata una toracotomia negli interventi chirurgici successivi per migliorare l'esposizione. Questo si è rivelato un approccio chirurgico superiore dal punto di vista visivo e tecnico. Un'altra modifica essenziale è stata lo sviluppo e l'implementazione di una lista di controllo per la sicurezza/protocollo chirurgico (Fascicolo supplementare 1). C'è stata una curva di apprendimento significativa per tutti i membri del team coinvolti e questi esperimenti sono ad alta intensità di risorse. È stata sviluppata una lista di controllo per guidare lo sviluppo del protocollo di comunicazione e documento (Supplementary File 1). La checklist ha permesso di sistematizzare e semplificare il protocollo per un apprendimento più rapido. Anche il protocollo di eparinizzazione è stato modificato. Due dei primi dieci trapianti eseguiti soffrivano di ischemia polmonare sinistra dovuta alla formazione di coaguli nella PA sinistra. Inizialmente, 5000 unità di eparina EV sono state somministrate 5 minuti prima del clampaggio PA e altre 5000 unità sono state somministrate 5 min prima del disbloccaggio PA. La frequenza di dosaggio è stata aumentata fino a includere 5000 unità ogni ora dopo lo sblocco del PA e non ci sono stati problemi di sanguinamento o coagulazione del PA da quando è stato adottato questo approccio. Per controllare le spese è stata sviluppata una strategia che utilizza meno eparina, con una dose di 5000 unità di eparina EV 5 minuti prima del clampaggio PA e 5 min prima dello sblocco parziale del PA. Questo è seguito da 1000 boli di eparina EV ogni ora per il resto del caso. Non c'era accesso all'analisi ACT, che sarebbe il mezzo più accurato per accedere all'adeguatezza dell'eparinizzazione.
Anche lo sblocco del PA è stato modificato da uno sblocco improvviso a un approccio che reintroduce gradualmente il flusso completo al polmone trapiantato nell'arco di 10 minuti. Il bracciale PV e LA inferiore sinistro rimane bloccato sullo sbloccaggio PA per consentire la disaerazione anterograda. Il flusso completo di PA ha prodotto una pressione significativa sulle delicate linee di sutura LA e una notevole pressione all'interno della vascolarizzazione polmonare, che è apparsa dannosa. Lo sbloccaggio prolungato del PA consente la disaerazione anterograda del LA con un aumento graduale del flusso rispetto allo sblocco improvviso e a un improvviso aumento del flusso. Lo sbloccaggio prolungato protegge le linee di sutura e l'endotelio polmonare da un improvviso aumento della pressione. Anche con l'ESLP, un insulto ischemico al polmone trapiantato e la morte cellulare contribuiscono a un rilascio significativo di potassio nella circolazione del suino dopo la riperfusione ischemica. Per gestire l'iperkaliemia in modo proattivo, il protocollo è stato modificato per spostare preventivamente il potassio al momento della riperfusione somministrando furosemide 40 mg EV, 100 ml di destrosio al 25% (D25) e 10 unità di insulina normale. Questo mantiene il potassio target sugli ABG entro la prima ora dalla riperfusione e il maiale può essere pronato in modo sicuro all'inizio dell'esperimento, il che aiuta con la funzione dell'innesto. Da un punto di vista emodinamico, il protocollo viene modificato per utilizzare la fenilefrina come supporto vasopressore predominante. La vasopressina è risultata meno efficace. Una flebo a basso dosaggio di dobutamina è stata occasionalmente eseguita per aumentare la gittata cardiaca, insieme a un'infusione di fenilefrina per mantenere la pressione sanguigna. Tuttavia, la dobutamina viene utilizzata con parsimonia a causa delle sue proprietà aritmogene. Infine, è stata modificata la valutazione del polmone sinistro isolato. Dopo aver bloccato l'ilo polmonare destro, i gas LA sono stati inizialmente aspirati dal corpo del LA dopo aver sollevato il cefalo cardiaco; tuttavia, la miscelazione del gas dal drenaggio del lobo accessorio nel LA ha prodotto letture di PaO2 falsamente elevate. Ora, i campioni vengono prelevati distale alla linea di anastomosi LA dopo aver clampato individualmente il polmone destro e il lobo accessorio. Questi campioni vengono prelevati a 0, 1, 2, 5 e 10 minuti dopo il clampaggio dell'ilo destro e sono una rappresentazione più accurata della funzione polmonare sinistra isolata. Il massaggio cardiaco manuale può essere necessario tra i 5 e i 10 minuti. Il miglioramento più recente del protocollo riguarda le anastomosi della vena polmonare superiore (SPV). Inizialmente, le SPV riceventi erano sovracucite a causa del loro piccolo calibro e della loro propensione alla coagulazione. Tuttavia, il lobo superiore del donatore soffriva occasionalmente di congestione poiché il drenaggio collaterale era variabile e inadeguato tra i suini. Per rimediare a ciò, l'SPV e l'IPV del donatore sono stati incorporati nell'anastomosi IPV/LA del ricevente, eliminando qualsiasi problema di drenaggio venoso e congestione polmonare. Questo protocollo continuerà a beneficiare di ulteriori modifiche man mano che l'esperienza cresce.
Ci sono diverse limitazioni con questo metodo di trapianto di polmone sinistro. Il modello è stato valutato solo con un periodo di 4 ore, che considera solo la funzione polmonare trapiantata nel periodo post-operatorio acuto successivo a 12 ore di ESLP. Questo protocollo è stato progettato pensando al recupero dell'animale; Tuttavia, deve ancora essere testato in tale veste. L'operazione tecnica richiede una notevole abilità chirurgica e richiede un chirurgo qualificato o un tirocinante chirurgico altamente indipendente per essere eseguita. Ci sono molte possibilità che si verifichino errori fatali che comprometterebbero l'intero esperimento, ed è necessaria una tecnica chirurgica adeguata per evitare o correggere tali pericoli. L'unica vera valutazione del polmone trapiantato avviene proprio alla fine della riperfusione. Il polmone destro nativo è in grado di soddisfare il fabbisogno di ossigeno del suino e di produrre ABG soddisfacenti. Quando il polmone destro è completamente bloccato all'ilo, gli viene impedito di ricevere ossigeno fresco, afflusso di sangue fresco deossigenato e drenaggio sanguigno ossigenato. Questo è un momento cruciale per determinare la funzione del polmone sinistro trapiantato poiché il 100% della gittata cardiaca viene reindirizzata verso il polmone trapiantato, che diventa l'unico responsabile dell'ossigenazione sistemica.
I vantaggi di questo metodo sono molteplici per quanto riguarda i metodi esistenti/alternativi. Dopo aver esaminato la letteratura12,13,14,15, questo metodo è il più dettagliato e riproducibile dopo una curva di apprendimento iniziale di 1 o 2 suini nelle mani di un tirocinante cardiochirurgo junior o di un chirurgo pienamente qualificato. L'operazione è semplice; Tuttavia, l'emodinamica del maiale (compresa la sua suscettibilità alle aritmie letali) crea un'opportunità di apprendimento per coloro che sono abituati a operare su esseri umani adulti, che sono più robusti dal punto di vista cardiopolmonare. I metodi per la valutazione funzionale isolata del polmone sinistro, anche se brevi, sono facili da eseguire e altamente riproducibili. In particolare, questa metodologia fornisce maggiori dettagli sulla gestione dell'anestesia rispetto a quanto attualmente disponibile in letteratura.
Il trapianto in vivo è essenziale per la ricerca sull'ESLP e sul trapianto di polmone. L'ESLP è lo sviluppo più cruciale nel trapianto di polmone dall'introduzione dei farmaci antirigetto, con alcuni centri che hanno già beneficiato dell'aumento dei tassi di utilizzo degli organi offerti da questa tecnologia 6,7,8,9,10,11,12. Sono necessari ulteriori progressi in questo campo di ricerca per ridurre la mortalità nelle liste d'attesa ed espandere l'accessibilità delle piattaforme ESLP. L'analisi in vitro con ESLP beneficia della valutazione in vivo e della conferma di un modello animale di grandi dimensioni. I modelli animali di grandi dimensioni che confermano i risultati in vitro sono spesso necessari per l'approvazione degli studi di ricerca clinica per i laboratori in via di sviluppo. Questo metodo fornisce un metodo di trapianto affidabile e relativamente semplice per i laboratori che eseguono ricerche ESLP.
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Disclosures
DHF detiene brevetti sulla tecnologia e sui metodi di perfusione degli organi ex situ . DHF e JN sono fondatori e principali azionisti di Tevosol, Inc.
Acknowledgments
Questa ricerca è finanziata per conto della Fondazione Ospedaliera Universitaria.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer | Radiometer | 989-963 | |
| Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Lung Retractor | Pilling | 341679 | |
| Arterial Filter | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Bovine Serum Albumin | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoscope | |||
| Cable Ties – White 12” | HUASU International | HS4830001 | |
| Calcium Chloride | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Sternal Retractor | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Forceps | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissecting | Pilling | 342202 | |
| Scissors | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Peripheral Vascular Clamp | Pilling | 353535 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Forceps | Pilling | 351808 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Drop sucker | |||
| Endotracheal Tube 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Flow Transducer | BIO-PROBE | TX 40 | |
| Infusion Pump | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' | Medtronic | 3108 | |
| Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' | Medtronic | 3506 | |
| Laryngoscope | N/A | N/A | Custom-made with 10-inch blade |
| Metzenbaum Dissecting Scissors | Pilling | 460420 | |
| Medical Carbon Dioxide Tank | Praxair | 5823115 | |
| Medical Oxygen Tank | Praxair | 2014408 | |
| Medical Nitrogen Tank | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Silicon Support Membrane | Tevosol | ||
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Sodium Chloride 0.9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sternal Saw | Stryker | 6207 | |
| Surgical Electrocautery Device | Kls Martin | ME411 | |
| TruWave Pressure Transducer | Edwards | VSYPX272 | |
| Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Pilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Suction Tube | Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27” | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18” | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" Strands | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Blue TF 1x24” | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blue BV 2x30” | ETHICON | M8776 | |
| 21-Gauge Needle |
References
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