Summary
Den nuværende protokol beskriver intratibia osteosarkomcelleinjektion for at generere musemodeller med ortotopisk osteosarkom og lungemetastaselæsioner.
Abstract
Osteosarkom er den mest almindelige primære knoglekræft hos børn og unge, med lunger som det mest almindelige metastatiske sted. Den femårige overlevelsesrate for osteosarkompatienter med lungemetastase er mindre end 30%. Derfor er brugen af musemodeller, der efterligner osteosarkomudviklingen hos mennesker, af stor betydning for forståelsen af den grundlæggende mekanisme for osteosarkom carcinogenese og lungemetastase til at udvikle nye terapier. Her rapporteres detaljerede procedurer for at generere de primære osteosarkom- og lungemetastasemusemodeller via intratibia injektion af osteosarkomceller. Kombineret med bioluminescens eller røntgen levende billeddannelsessystem bruges disse levende musemodeller til at overvåge og kvantificere osteosarkomvækst og metastase. For at etablere denne model blev en kældermembranmatrix indeholdende osteosarkomceller indlæst i en mikrovolumensprøjte og injiceret i en skinneben af hver athymisk mus efter at være blevet bedøvet. Musene blev ofret, da det primære osteosarkom nåede størrelsesbegrænsningen i den IACUC-godkendte protokol. Benene med osteosarkom og lungerne med metastaselæsioner blev adskilt. Disse modeller er kendetegnet ved en kort inkubationsperiode, hurtig vækst, alvorlige læsioner og følsomhed ved overvågning af udviklingen af primære og lungemetasstatiske læsioner. Derfor er disse ideelle modeller til at udforske funktionerne og mekanismerne for specifikke faktorer i osteosarkom carcinogenese og lungemetastase, tumormikromiljøet og evaluering af den terapeutiske effekt in vivo.
Introduction
Osteosarkom er den mest almindelige primære knoglekræft hos børn og unge 1,2, som hovedsageligt infiltrerer det omgivende væv og endda metastaserer til lungerne, når patienterne diagnosticeres. Lungemetastase er den største udfordring for osteosarkombehandling, og den femårige overlevelsesrate for osteosarkompatienter med lungemetastase forbliver så lav som 20% -30%3,4,5. Imidlertid er den femårige overlevelsesrate for primær osteosarkom blevet øget til ca. 70% siden 1970'erne på grund af indførelsen af kemoterapi6. Derfor er det presserende nødvendigt at forstå den grundlæggende mekanisme for osteosarkom carcinogenese og lungemetastase for at udvikle nye terapier. Anvendelsen af musemodeller, der bedst efterligner osteosarkomprogressionen hos mennesker, er af stor betydning7.
Osteosarkom dyremodellerne genereres ved spontan, induceret genteknologi, transplantation og andre teknikker. Den spontane osteosarkommodel anvendes sjældent på grund af den lange tumordannelsestid, inkonsekvent tumorforekomst, lav sygelighed og dårlig stabilitet 8,9. Selvom den inducerede osteosarkommodel er mere tilgængelig at opnå end det spontane osteosarkom, er anvendelsen af den inducerede osteosarkommodel begrænset, fordi den inducerende faktor vil påvirke mikro miljøet, patogenesen og patologiske egenskaber ved osteosarkom10. Transgene modeller hjælper med at forstå patogenesen af kræftformer, da de bedre kan simulere de menneskelige fysiologiske og patologiske miljøer; De transgene dyremodeller har imidlertid også deres begrænsninger på grund af vanskeligheden, de langsigtede og høje omkostninger ved transgen modifikation. Selv i de mest accepterede transgene dyremodeller genereret af p53 og Rb genmodifikation forekom kun 13,6% af sarkom i de fire lemmer knogler11,12.
Transplantation er en af de mest almindeligt anvendte primære og fjerne metastatiske kræftmodelproducerende metoder i de senere år på grund af dens enkle manøvrering, stabile tumordannelseshastighed og bedre homogenitet13. Transplantation omfatter heterotopisk transplantation og ortotopisk transplantation i henhold til transplantationsstederne. Ved osteosarkom heterotopisk transplantation injiceres osteosarkomcellerne uden for dyrenes primære osteosarkomsteder (knogle), almindeligvis under huden, subkutant14. Selvom den heterotopiske transplantation er ligetil uden behov for at udføre kirurgi hos dyr, repræsenterer de steder, hvor osteosarkomcellerne injiceres, ikke det faktiske humane osteosarkommikromiljø. Osteosarkom ortotopisk transplantation er, når osteosarkomcellerne injiceres i dyrs knogler, såsom tibia15,16. Sammenlignet med de heterotopiske transplantater er ortotopiske osteosarkomtransplantater kendetegnet ved en kort inkubationsperiode, hurtig vækst og stærk erosiv karakter; derfor er de ideelle dyremodeller til osteosarkomrelaterede undersøgelser17.
De mest anvendte dyr er mus, hunde og zebrafisk18,19. Den spontane model af osteosarkom anvendes normalt i hjørnetænder, fordi osteosarkom er en af de mest almindelige tumorer hos hjørnetænder. Anvendelsen af denne model er imidlertid begrænset på grund af den lange tumordannelsestid, den lave tumorgenesehastighed, dårlig homogenitet og stabilitet. Zebrafisk bruges ofte til at konstruere transgene eller knockout tumormodeller på grund af deres hurtige reproduktion20. Men zebrafiskgener er forskellige fra menneskelige gener, så deres anvendelser er begrænsede.
Dette arbejde beskriver de detaljerede procedurer, forholdsregler og repræsentative billeder til fremstilling af det primære osteosarkom i skinnebenet med lungemetastase via intratibia injektion af osteosarkomceller i athymiske mus. Denne metode blev anvendt til at skabe det primære osteosarkom i museskinneben til terapeutisk effektevaluering, som viste en høj reproducerbarhed 21,22.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreforsøg blev godkendt af dyrevelfærdsudvalget ved Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. Fire uger gamle balb/c-hanmus blev akklimatiseret i en uge før operationen for ortotopisk injektion af osteosarkomceller. Mus blev anbragt i individuelt ventilerede musebure med fem mus pr. bur i en 12-timers lys/mørk cyklus med ad libitum adgang til SPF-foder og sterilt vand.
1. Forberedelse af celler
- På dagen for osteosarkomcelle (143B-Luciferase) injektion vaskes 80% -90% sammenflydende celler dyrket i en 10 cm cellekulturskål to gange med PBS (pH 7,4) og trypsiniseres med 1,5 ml 0,25% trypsin i 3 minutter. Derefter tilsættes 6 ml 10% serumholdige MEM-medier for at slukke trypsinen og samle cellerne i et 15 ml centrifugerør.
BEMÆRK: 143B-Luciferase cellelinje opnås fra 143B cellelinjetransfekt med pLV-luciferase vektor23. - Aspiratér 20 μL cellesuspension ind i celletællepladens kammer og beregn cellekoncentrationen ved hjælp af en automatisk celletæller (se Materialetabel).
- Centrifugering af cellerne ved 800 x g i 5 minutter ved stuetemperatur.
- Aspiratér supernatanten med en pipette, og resuspend cellepillen i en kældermembranmatrix på 8,5 mg/ml (se materialetabellen) til en endelig koncentration på 2 x 107 celler/ml.
- Hold cellerne på is, bring dem til operationsstuen. Cellerne skal bruges inden for 2 timer.
BEMÆRK: For at undgå unøjagtige injektionsdoser (for eksempel på grund af det døde rum i sprøjter) fremstilles en ekstra cellesuspension (normalt to gange det krævede volumen cellesuspension). Kældermembranmatrixen holdes på is hele tiden, da den har koagulationseskab over stuetemperatur24.
2. Kirurgi til ortotopisk injektion af osteosarkomcellerne
BEMÆRK: De kirurgiske værktøjer er vist i figur 1.
- Mus blev opdrættet under specifikke patogenfrie forhold. Alle procedurer blev udført i et aseptisk skab med sterile værktøjer.
- Bedøm musene ved at udsætte dem for 2% isofluran og 98% ilt (iltstrømningshastighed, 2 L / min).
- Påfør en lille mængde oftalmisk salve på øjnene for at forhindre tørhed under anæstesi.
BEMÆRK: Udfør hele proceduren i et godt ventileret område. Før osteosarkomcelleinjektion skal du sikre dig, at hver mus er under dyb anæstesi ved en tåklemme; Hvis musen stadig har svar, såsom ryk eller ryk, skal du vente i lang tid, indtil ovenstående svar forsvinder. - Hold hver mus i liggende stilling. Hold musens ankel ved hjælp af tommelfingeren og pegefingeren, og desinficer skinnebenets injektionssted med en 70% ethanolpind.
BEMÆRK: For at holde musens ankel tæt er både tommelfingeren og pegefingerspidserne af stor betydning for de efterfølgende procedurer. - Drej ankelleddet på hver mus udad for at bevæge skinnebenet og fibulaen, og bøj knæleddet til en passende position, indtil det proksimale skinnebensplateau (toppen af skinnebenet) er tydeligt synligt gennem huden (figur 2A).
- Fastgør nålen til en 1 ml sprøjte og ret nålespidsen mod injektionsstedet. Sørg for, at sprøjtenålen er parallel med skinnebenets lange akse.
- Indsæt perkutant nålen gennem eller ved siden af patellarbåndet, når den går gennem huden / ledkapslen; th0en, drej sprøjten (1/2 til 3/4-cirkel) for at bore et hul gennem skinnebensplatformen mod den distale ende af skinnebenet (medullært hulrum) til injektion af osteosarkomcelle med en mikrovolumensprøjte (figur 2B,C).
BEMÆRK: Samtidig rotation af skinnebenet kan mærkes under boring, hvis nålespidsen er nøjagtig. Sørg for, at nålen bevæger sig fremad med sprøjterotationen i stedet for at blive skubbet direkte fremad, indtil ca. halvdelen af nålen er i skinnebenet.
- Indsæt perkutant nålen gennem eller ved siden af patellarbåndet, når den går gennem huden / ledkapslen; th0en, drej sprøjten (1/2 til 3/4-cirkel) for at bore et hul gennem skinnebensplatformen mod den distale ende af skinnebenet (medullært hulrum) til injektion af osteosarkomcelle med en mikrovolumensprøjte (figur 2B,C).
- Kontroller, om sprøjtenålen gjorde en fremtrædende bevægelse ind i den medullære kanal for at sikre en vellykket boring.
BEMÆRK: Udfør en røntgenundersøgelse (se Materialetabel) for at bekræfte nålens korrekte placering og indsamle billederne. - Læg 143B osteosarkomcellesuspension (fra trin 1.5) i en mikrovolumensprøjte, og udskift 1 ml-sprøjten i skinnebenet med den 143B cellebelastede mikrovolumensprøjte (figur 2D). Injicer langsomt ~ 10 μL (ignorer allerede eksisterende opløsning i nålen) af 143B cellesuspension i hver athymisk muss skinneben (ca. 2 x 105 celler) uden at anvende højt tryk.
- Tryk på injektionsstedet med en vatpind i 20-30 s, når mikrovolumensprøjten fjernes.
- Sæt hver mus tilbage i et rent bur og overvåg nøje, indtil musen er helt genoprettet fra anæstesi (ca. 10 minutter).
- Overvåg tumorvæksten in vivo ved hjælp af et røntgenbilleddannelsessystem. Mål den længere diameter (a) og den korte diameter (b) af kræftmassen hver uge med en tykkelse til beregning af tumorvolumen (V): V = 1/2 x a x b2.
BEMÆRK: Anæstesiser musene ved at udsætte dem for 2% isofluran og 98% ilt. Musene blev anæstesi til røntgenbilleddannelse. Intratibia injektion af luciferase eller fluorescerende protein mærket osteosarkom celler muliggør sporing af primære og metastatiske osteosarkom læsioner.
BEMÆRK: Humane endepunkter for mus med osteosarkom på grund af tumorvækst i knæ- og lungemetastasen var baseret på følgende kriterier: (1) Body Condition Score, (2) vægttabstærskel på 20%, (3) gennemsnitlig maksimal diameter af tumorer på 2 cm eller (4) stærkt begrænset dyreadfærd.
3. Patologisk undersøgelse (indsamling af primær og pulmonal metastatisk osteosarkomprøve til analyse)
- Seks uger efter osteosarkomcelleinjektion ofres musene ved cervikal dislokation efter at have udsat dem for CO2 -indånding.
- Hold musen i liggende stilling og stræk begge bagbenene.
- Adskil hele benene, der bærer osteosarkom fra det inguinale område.
BEMÆRK: Sørg for, at alle ben er adskilt fra det samme anatomiske sted. - Forbered den histologiske prøve af ben, der bærer osteosarkom ved at fjerne hud, muskler og fødder, og fastgør derefter prøven af hver mus i et 50 ml rør med 20 ml formalinopløsning (10%) i 24 timer efterfulgt af afkalkning i 10% EDTA-opløsning i 14 dage med lejlighedsvis bufferændring.
- Integrer prøven i paraffin og forbered sektioner til histologisk undersøgelse efter tidligere offentliggjort arbejde25.
- Adskil forsigtigt lungerne og læg dem i et 50 ml rør fyldt med 20 ml formalinopløsning (10%). Efter 24 timer overføres lungerne på hver mus til et 15 ml rør med 70% ethanol. Integrer lungerne i paraffin til hæmatoxylin og Eosin (H & E) farvning og immunohistokemi assay25.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vellykkede ortotopiske (primære) osteosarkom og metastatiske lungemodeller afhænger af den nøjagtige ortotopiske injektion af osteosarkomceller. Her blev en ortotopisk (primær) osteosarkommodel via intratibiel osteosarkomcelleinjektion udviklet med succes. Figur 3A viser en repræsentativ mus med ortotopisk (primært) osteosarkom, og figur 3B viser et repræsentativt isoleret ortotopisk (primært) osteosarkom. Tumorvolumenet blev målt en gang om ugen med en tykkelse og beregnet som beskrevet i trin 2.11 (figur 3C). Den ortotopiske (primære) osteosarkomvækst in vivo blev sporet af både røntgen- og bioluminescensen (når de injicerede celler blev mærket med luciferase) levende billeddannelsessystem. Røntgenbillederne blev opnået fra den første uge til den sjette uge efter 143B osteosarkomcelleinjektion (figur 3D). Desuden blev billedet af ortotopisk (primær) osteosarkomvækst in vivo opnået, efter at luciferase mærket 143B-celler blev injiceret i museskinnebenet (figur 3E).
Lungemetastasen forårsaget af intratibial injektion af luciferase-mærkede osteosarkomceller blev med succes sporet in vivo af et bioluminescens levende billeddannelsessystem (figur 4A). De metastatiske kolonier i det isolerede lungevæv blev også visualiseret under stereomikroskopet (figur 4B). De metastatiske læsioner blev yderligere bekræftet ved H&E-farvning på paraffinindlejret lungevæv (figur 4C).
Figur 1: Kirurgiske værktøjer. (A) 1 ml skala sprøjte. (B) Sprøjte i mikrovolumen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Repræsentation af den intratibiale injektionskirurgi. (A) Det intratibielle injektionssted for en athymisk mus. (B) En steril 1 ml sprøjte med en ledsaget nål blev perkutant indsat i skinnebenet mod den distale ende via det proksimale skinnebensplateau (toppen af skinnebenet). C) Et sideværts billede af boreprocessen. Sprøjtenålen var parallel med den lange skinnebensakse (fast linje). D) Intratibiel injektion med osteosarkomcellebelastet mikrovolumensprøjte. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Visualisering af osteosarkomvæksten hos mus. (A) Vellykket museortotopisk osteosarkommodel. B) Isoleret ortotopisk osteosarkom. (C) Tumorvolumen blev målt med en tykkelse og beregnet ved hjælp af følgende formel: tumorvolumen = 0,5 x længere diameter x kort diameter x kort diameter. Fejlbjælker står for standardafvigelse (n = 8). (D) Røntgenbilleder blev opnået fra den samme mus på et andet tidspunkt (fra 1-6 uger). (E) Billede opnået den 28. dag efter luciferase mærket 143B celler blev injiceret i musens skinneben. De røde pile angav luminescensintensiteten af det ortotopiske (primære) osteosarkom. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Lungemetastase af osteosarkom. (A) Billede opnået den 28. dag efter luciferase mærket 143B celler blev injiceret i musens skinneben. De røde pile angav luminescensintensiteten af lungemetastasen. (B) De isolerede lunger med osteosarkommetastaser. De røde pile angav de metastatiske kolonier (x20). (C) H&E-farvning viste metastatiske læsioner i lungevæv (skalastang = 200 μm). Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ortotopisk injektion af osteosarkomceller er en ideel model til at studere funktionen og mekanismen for specifikke faktorer i osteosarkom carcinogenese og udvikling for at evaluere den terapeutiske effekt. For at undgå forskelle i tumorvækst injiceres de fleste aktive osteosarkomceller ved 80% -90% sammenflydende med det samme antal omhyggeligt i skinnebenet på hver mus, og celleprøvepsiniseringstiden kontrolleres strengt uden at påvirke cellens levedygtighed. Da celleklumper påvirker celletællingen, hvilket fører til, at unøjagtige cellenumre injiceres i skinnebenet på hver mus, skal cellesuspensionen blandes hensigtsmæssigt op og ned med en pipette for at undgå dannelse af celleklumper.
Et andet kritisk aspekt, der skal tages i betragtning, er den resuspenderede opløsning til osteosarkomceller. De injicerede celler resuspenderet i en kældermembranmatrix i stedet for i PBS eller kulturmedium. Desuden er en høj koncentration af kældermembranmatrix udfordrende at pipettere og påvirker det nøjagtige volumen; således kræves en passende koncentration af kældermembranmatrix26. For at bore et hul gennem skinnebensplatformen til osteosarkomcelleinjektion bevæger nålen sig fremad med sprøjterotationen i stedet for at blive skubbet direkte fremad, indtil ca. halvdelen af nålen er i skinnebenet. Mere specifikt anvendes immundefekte mus til at etablere en ortotopisk osteosarkommodel ved anvendelse af humane osteosarkomceller27. I mellemtiden udføres injektionsproceduren i biologisk sikkerhedsskab ved hjælp af sterile kirurgiske værktøjer. Da mus kan opleve uro efter anæstesi og operation, skal musene overvåges nøje i den første uge efter operationen.
Intratibia injektion af osteosarkomceller mærket med fluorescerende protein eller luciferase muliggør sporing af primære og metastatiske læsioner ved hjælp af optisk billeddannelse28. Osteosarkom er aldrig tilladt ud over størrelsesgrænsen som i den IACUC-godkendte protokol; I mellemtiden kan sårdannelser forekomme i enorm størrelse tumormasse, hvilket kan føre til mislykkede immunhistokemiske analyser. Selvom de primære knogletumorer og knoglemetastaser for nylig er blevet rapporteret at blive opnået ved implantation af fast tumortransplantat i knoglen, og dyrene udviklede reproducerbar vækst såvel som lungemetastase til sidst29; Forfatterne implanterede imidlertid direkte friske eller kryokonserverede tumorfragmenter i den proksimale skinneben, hvilket viste, at ulempen ved åben kirurgi forårsagede potentiel infektion og manglende udvikling af tumorindkapsling. Desuden vil mængden af implanterede tumorfragmenter uden streng kontrol resultere i en signifikant forskel i produceret tumorvolumen, hvilket er vanskeligt at følge påføring, såsom evaluering af den terapeutiske virkning in vivo. Her rapporteres en enkel og reproducerbar teknik til at etablere intratibia primær osteosarkom med senere lungemetastase musemodeller via intratibia injektion af osteosarkomceller. Dette viste fordelene ved bedst at efterligne de kliniske udviklingsegenskaber ved osteosarkom hos mennesker; nøjagtige antal osteosarkomceller, der injiceres direkte i skinnebenet ved hjælp af mikrovolumensprøjte, der tillader identisk tumordannelseshastighed (100%) og tumorvolumen. Metoden sikrer at undgå mulighederne for infektion eller endda død ved hjælp af åbne kirurgiske teknikker og tillade livlig overvågning og kvantificering af osteosarkomvækst og metastase ved hjælp af bioluminescens levende billeddannelsessystem, efter at de injicerede osteosarkomceller er mærket med bioluminescens. Dette forhindrer de injicerede osteosarkomceller i at nå blodbanen direkte og kolonisere i lungerne for at danne lungeemboli og / eller falsk-positiv lungemetastase ved at genbruge de injicerede osteosarkomceller i passende koncentration af kældermembranmatrix, da kældermembranmatrixen har egenskaben koagulation over stuetemperatur. Den umiddelbare koagulation understøtter og begrænser osteosarkomceller i kældermembranmatrixen efter at være blevet injiceret i museskinnebenet.
En anden litteratur har rapporteret knoglemetastasemodeletablering ved inkardial podning eller intratibiel podning af brystkræftceller30; celler, der anvendes i denne litteratur, er imidlertid brystkræftceller, som har forskellige biologiske og kliniske egenskaber med osteosarkomceller; Desuden dannes både de intrakardiale og intratibielle podning etablerede kræftmodeller i knogler ved, at kræftceller koloniserer direkte eller når gennem blodbanen snarere end metastaselæsioner dannet ved kræftcelleformidling fra de primære kræftlæsioner.
Der er flere begrænsninger i den nuværende protokol. Mus, der anvendes i denne protokol, er genetiske immunsystemdefekte nøgne mus uden thymus, der forhindrer dem i immunologisk at afvise humane celler og anvendes i vid udstrækning i prækliniske forsøg, som ikke kan anvendes til immunfunktionel forskning. Desuden fandt vi, at ikke alle osteosarkomcellelinjer er identisk relevante i disse modeller, og tumorigeneseevnerne i 143B-, MNNG-, MG-63- og U-2 OS-cellerne er højere end Saos-2-cellerne.
Afslutningsvis er de nuværende primære og pulmonale metastatiske osteosarkommodeller genereret ved ortotopisk osteosarkomcelleinjektion praktiske værktøjer til at studere tumormikromiljøet, effektiviteten af terapi på osteosarkomvækst og / eller metastase. Derudover er modellerne ved intratibia injektion af de genetisk modificerede osteosarkomceller, der specifikt er rettet mod et gen, nyttige til at udforske de vigtigste onkogener og tumorsuppressorer i osteosarkomvækst og lungemetastase.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Denne undersøgelse blev støttet af tilskud fra (1) National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 og 2020YFE0201600), (2) National Nature Science Foundation (81973877 og 82174408).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Automatic cell counter | Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd | IC1000 | Counting cells |
| Anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R500IP | The Equipment of Anesthesia mice |
| BALB/c athymic mice | Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. | / | animal |
| Basement Membrane Matrix | Shanghai Uning Bioscience Technology Co., Ltd | 356234, BD, Matrigel | re-suspende cells |
| Bioluminescence imaging system | Shanghai Baitai Technology Co., Ltd | Vieworks | tracking the tumor growth and pulmonary metastasis, if the injection cell is labeled by luciferase |
| Centrifuge tube (15 mL) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 430790, Corning | Centrifuge the cells |
| isoflurane | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | VETEASY | Anesthesia mice |
| MEM media | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | LM-E1141 | Cell culture medium |
| Micro-volume syringe | Shanghai high pigeon industry and trade Co., Ltd | 0-50 μL | Inject precise cells into the tibia |
| Phosphate-buffered saline | Beyotime Biotechnology | ST447 | wash the human osteosarcoma cells |
| 1ml syringes | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 20200411 | drilling |
| 143B cell line | ATCC | CRL-8303 | osteosarcoma cell line |
| Trypsin (0.25%) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 25200056, Gibco | trypsin treatment of cells |
| Trypan blue | Beyotime Biotechnology | ST798 | Staining cells to assess activity |
| vector (pLV-luciferase) | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | VL3613 | Plasmid |
| Lipofectamine 2000 | Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd | 11668027,Thermo fisher | Plasmid transfection reagent |
| X-ray imaging system | Brook (Beijing) Technology Co., Ltd | FX PRO | X-ray images were obtained to detect tumor growth |
References
- Bielack, S. S., et al. Prognostic factors in high-grade osteosarcoma of the extremities or trunk: an analysis of 1,702 patients treated on neoadjuvant cooperative osteosarcoma study group protocols. Journal of Clinical Oncology. 20 (3), 776-790 (2002).
- Yang, C., et al. Bone microenvironment and osteosarcoma metastasis. International Journal of Molecular Sciences. 21 (19), (2020).
- Mirabello, L., Troisi, R. J., Savage, S. A. Osteosarcoma incidence and survival rates from 1973 to 2004: data from the Surveillance, Epidemiology, and End Results Program. Cancer. 115 (7), 1531-1543 (2009).
- Zhang, B., et al. The efficacy and safety comparison of first-line chemotherapeutic agents (high-dose methotrexate, doxorubicin, cisplatin, and ifosfamide) for osteosarcoma: a network meta-analysis. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 15 (1), 51 (2020).
- Tsukamoto, S., Errani, C., Angelini, A., Mavrogenis, A. F. Current treatment considerations for osteosarcoma metastatic at presentation. Orthopedics. 43 (5), 345-358 (2020).
- Aljubran, A. H., Griffin, A., Pintilie, M., Blackstein, M. Osteosarcoma in adolescents and adults: survival analysis with and without lung metastases. Annals of Oncology. 20 (6), 1136-1141 (2009).
- Ek, E. T., Dass, C. R., Choong, P. F. Commonly used mouse models of osteosarcoma. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 60 (1), 1-8 (2006).
- Castillo-Tandazo, W., Mutsaers, A. J., Walkley, C. R. Osteosarcoma in the post genome era: Preclinical models and approaches to identify tractable therapeutic targets. Current Osteoporosis Reports. 17 (5), 343-352 (2019).
- Mason, N. J. Comparative immunology and immunotherapy of canine osteosarcoma. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1258, 199-221 (2020).
- Cobb, L. M. Radiation-induced osteosarcoma in the rat as a model for osteosarcoma in man. British Journal of Cancer. 24 (2), 294-299 (1970).
- Walkley, C. R., et al. Conditional mouse osteosarcoma, dependent on p53 loss and potentiated by loss of Rb, mimics the human disease. Genes & Development. 22 (12), 1662-1676 (2008).
- Entz-Werlé, N., et al. Targeted apc;twist double-mutant mice: a new model of spontaneous osteosarcoma that mimics the human disease. Translational Oncology. 3 (6), 344-353 (2010).
- Erstad, D. J., et al. Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy. Disease Models & Mechanisms. 11 (7), (2018).
- Chang, J., et al. MicroRNAs for osteosarcoma in the mouse: a meta-analysis. Oncotarget. 7 (51), 85650-85674 (2016).
- Maloney, C., et al. Intratibial injection causes direct pulmonary seeding of osteosarcoma cells and is not a spontaneous model of metastasis: A mouse osteosarcoma model. Clinical Orthopaedics and Related Research. 476 (7), 1514-1522 (2018).
- Yu, Z., et al. Establishment of reproducible osteosarcoma rat model using orthotopic implantation technique. Oncology Reports. 21 (5), 1175-1180 (2009).
- Fidler, I. J., Naito, S., Pathak, S. Orthotopic implantation is essential for the selection, growth and metastasis of human renal cell cancer in nude mice [corrected]. Cancer Metastasis Reviews. 9 (2), 149-165 (1990).
- Leacock, S. W., et al. A zebrafish transgenic model of Ewing's sarcoma reveals conserved mediators of EWS-FLI1 tumorigenesis. Disease Models & Mechanisms. 5 (1), 95-106 (2012).
- Sharma, S., Boston, S. E., Riddle, D., Isakow, K. Osteosarcoma of the proximal tibia in a dog 6 years after tibial tuberosity advancement. The Canadian Veterinary Journal. 61 (9), 946-950 (2020).
- Mohseny, A. B., Hogendoorn, P. C. Zebrafish as a model for human osteosarcoma. Advances in Experimental Medicine and Biology. 804, 221-236 (2014).
- Hu, S., et al. Cantharidin inhibits osteosarcoma proliferation and metastasis by directly targeting miR-214-3p/DKK3 axis to inactivate β-catenin nuclear translocation and LEF1 translation. International Journal of Biological Sciences. 17 (10), 2504-2522 (2021).
- Chang, J., et al. Polyphyllin I suppresses human osteosarcoma growth by inactivation of Wnt/β-catenin pathway in vitro and in vivo. Scientific Reports. 7 (1), 7605 (2017).
- Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
- Benton, G., Arnaoutova, I., George, J., Kleinman, H. K., Koblinski, J. Matrigel: from discovery and ECM mimicry to assays and models for cancer research. Advanced Drug Delivery Reviews. , 3-18 (2014).
- Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
- Fridman, R., et al. Enhanced tumor growth of both primary and established human and murine tumor cells in athymic mice after coinjection with Matrigel. Journal of the National Cancer Institute. 83 (11), 769-774 (1991).
- Kocatürk, B., Versteeg, H. H. Orthotopic injection of breast cancer cells into the mammary fat pad of mice to study tumor growth. Journal of Visualized Experiments. (96), e51967 (2015).
- Paschall, A. V., Liu, K. An orthotopic mouse model of spontaneous breast cancer metastasis. Journal of Visualized Experiments. (114), e54040 (2016).
- Hildreth, B. E., Palmer, C., Allen, M. J. Modeling primary bone tumors and bone metastasis with solid tumor graft implantation into bone. Journal of Visualized Experiments. (163), e61313 (2020).
- Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A.
