Summary
L’amygdale joue un rôle clé dans l’épilepsie du lobe temporal, qui provient et se propage à partir de cette structure. Cet article fournit une description détaillée de la fabrication d’électrodes cérébrales profondes avec des fonctions d’enregistrement et de stimulation. Il introduit un modèle d’épilepsie du lobe temporal médian provenant de l’amygdale.
Abstract
L’amygdale est l’une des origines les plus courantes des crises, et le modèle murin de l’amygdale est essentiel pour l’illustration de l’épilepsie. Cependant, peu d’études ont décrit le protocole expérimental en détail. Cet article illustre l’ensemble du processus de fabrication de modèles d’épilepsie par allumage électrique de l’amygdale, avec l’introduction d’une méthode de fabrication d’électrodes bipolaires. Cette électrode peut à la fois stimuler et enregistrer, réduisant ainsi les lésions cérébrales causées par l’implantation d’électrodes séparées pour la stimulation et l’enregistrement. Pour l’enregistrement à long terme par électroencéphalogramme (EEG), des bagues collectrices ont été utilisées pour éliminer l’interruption de l’enregistrement causée par les enchevêtrements de câbles et les chutes.
Après stimulation périodique (60 Hz, 1 s toutes les 15 min) de l’amygdale basolatérale (AP : 1,67 mm, L : 2,7 mm, V : 4,9 mm) pendant 19,83 ± 5,742 fois, un allumage complet a été observé chez six souris (défini comme l’induction de trois épisodes continus de grade V classés selon l’échelle de Racine). Un EEG intracrânien a été enregistré tout au long du processus d’allumage, et un écoulement épileptique dans l’amygdale d’une durée de 20 à 70 s a été observé après l’allumage. Par conséquent, il s’agit d’un protocole robuste pour modéliser l’épilepsie provenant de l’amygdale, et la méthode convient pour révéler le rôle de l’amygdale dans l’épilepsie du lobe temporal. Cette recherche contribue à de futures études sur les mécanismes de l’épilepsie mésiale du lobe temporal et de nouveaux médicaments antiépileptogènes.
Introduction
L’épilepsie du lobe temporal (TLE) est le type d’épilepsie le plus répandu et présente un risque élevé de conversion en épilepsie pharmacorésistante. La chirurgie, telle que l’amygdalohippocampectomie sélective, est un traitement efficace pour le TLE, et l’épileptogenèse et l’ictogenèse de la maladie sont toujours à l’étude 1,2. Il a été démontré que la pathogenèse du TLE se produit non seulement dans l’hippocampe, mais aussi largement dans l’amygdale 3,4. Par exemple, la sclérose en amygdale et l’élargissement de l’amygdale ont été fréquemment signalés comme étant à l’origine des crises d’ELT 5,6. L’importance de l’amygdale ne peut être sous-estimée; Un modèle d’amygdale est essentiel pour l’étude de l’épileptogenèse, et une illustration claire de ce modèle est nécessaire de toute urgence.
Plusieurs approches ont été proposées pour induire des crises dans des modèles animaux. Dans le passé, les médicaments convulsivants étaient injectés par voie intrapéritonéale à un stade précoce7. Bien que cette méthode soit pratique, l’emplacement des foyers épileptiques était incertain. Avec le développement de la technologie stéréotaxique et un atlas détaillé du cerveau animal, l’injection intracrânienne de drogue a été appliquée pour résoudre le problème de localisation8. Cependant, l’absence d’intervention pour les crises sévères au cours de la phase aiguë a entraîné un taux de mortalité élevé, et les crises spontanées chroniques s’accompagnaient du problème de l’instabilité de la fréquence des crises et des crises 9,10. Enfin, la méthode d’allumage électrique a été développée; Cette méthode stimule périodiquement plusieurs fois des régions spécifiques du cerveau, ce qui permet d’induire des crises avec un contrôle précis de l’emplacement et du moment d’apparition11.
Un avantage de cette méthode est que l’implantation intracrânienne des électrodes est peu invasive12. De plus, la gravité de la crise est contrôlable par la fin des stimuli, ce qui réduit la mortalité causée par les crises. Ces changements ont permis de combler les lacunes des approches précédentes. Notamment, ce modèle peut imiter adéquatement les crises humaines et est particulièrement adapté à l’étude de l’état de mal épileptique (SE) en raison de sa capacité à induire rapidementl’ES 13. Il peut également être utilisé pour le dépistage des médicaments antiépileptiques14 et dans les études sur le mécanisme de l’épilepsie. Enfin, il est bien connu que l’amygdale est étroitement associée à la modulation de la mémoire, au traitement des récompenses et à l’émotion15. Les troubles de ces fonctions mentales sont souvent rencontrés chez les patients épileptiques et, par conséquent, le modèle d’épilepsie de l’amygdale peut être un meilleur choix pour étudier les problèmes émotionnels dans l’épilepsie16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Cette expérience a été approuvée par le Comité d’éthique des animaux expérimentaux de l’hôpital Xuanwu, Capital Medical University. Toutes les souris ont été gardées dans le laboratoire animalier de l’hôpital Xuanwu, Capital Medical University. Ce protocole est divisé en quatre parties. Les deux premières parties présentent la méthode de construction de l’électrode et du circuit électrique à l’aide d’une bague collectrice pour connecter les électrodes et l’équipement d’enregistrement/stimulation EEG. La troisième partie décrit la méthode opératoire d’implantation des électrodes, et la quatrième partie présente les paramètres d’enregistrement et de stimulation EEG utilisés pour le modèle d’épilepsie de l’amygdale.
1. Fabrication d’électrodes
- Gardez les matériaux suivants préalablement préparés à portée de main : deux morceaux de fil de tungstène revêtu de téflon de 3 cm de long (diamètre nu : 76,2 μm), un morceau de fil d’argent (diamètre nu : 127 μm) de même longueur et un jeu de goupilles de rangée de calibre 2 x 2.
- Utilisez un briquet pour brûler une extrémité de chaque fil de tungstène afin d’enlever 5 mm du revêtement isolant.
REMARQUE: Le fil de tungstène avec l’isolation retirée devient noir; Cette partie du fil de tungstène est appelée extrémité supérieure. - Décollez une section de fil multibrin ultrafin et enveloppez-la du bas vers l’extrémité supérieure où elle commence à s’assombrir et continue vers le haut. Combinez ce fil superfin (a une texture douce) avec le fil de tungstène en pinçant une extrémité et en tordant doucement l’autre extrémité, ce qui permet aux deux matériaux d’être facilement entrelacés.
- Tirez doucement pour vous assurer qu’ils sont bien enveloppés et coupez l’excès de fil superfin. Essayez de garder le fil de tungstène droit tout au long du processus.
- Fixez la goupille de rangée à la pince de la table de soudage avec le côté le plus long des broches tourné vers l’extérieur. Utilisez l’aiguille de la seringue pour ramasser de la pâte à souder et appliquez-la sur les épingles. Chauffer la torche de soudage à 320 °C; Faites fondre et enduisez un fil d’étain sans plomb avec la pointe de la torche.
- Chevauchez l’extrémité supérieure du fil de tungstène avec une aiguille des broches de rangée et utilisez la soudure sur la torche pour lier le fil de tungstène à la goupille.
REMARQUE: Il serait très difficile de souder le fil de tungstène avec les broches directement sans l’aide du fil superfin. - Souder un autre fil de tungstène et un autre fil d’argent à la broche de la rangée de la même manière afin que chaque fil corresponde à une aiguille (voir Figure 1,i).
- Coupez deux tubes thermorétractables légèrement plus longs que l’extrémité supérieure du fil de tungstène. Placez-les sur le joint de soudure de deux fils de tungstène, en veillant à ce que la partie conductrice soit entièrement recouverte dans le tube afin que le circuit des deux fils de tungstène ne soit pas placé en série.
REMARQUE: Bien qu’il y ait trois fils, si deux d’entre eux sont isolés, les trois fils ne seront pas en série; Un tube peut également être ajouté au fil d’argent. - Retirez l’électrode de la pince de la table de soudage et maintenez doucement l’électrode avec de grandes pinces, car il est facile pour les électrodes de perdre leur forme lors du chauffage du tube rétractable, en utilisant une bonne pince de conductivité thermique avec un peu plus de force.
- Allumez le conduit d’air et chauffez jusqu’à ce qu’une température de 320 °C soit atteinte. Soufflez le tube thermorétractable pendant plusieurs secondes jusqu’à ce qu’il soit serré (voir figure 1,ii).
- Si les aiguilles se séparent du corps en plastique pendant le processus de soudage, épissez la pièce de soudage et le corps en plastique avec un adhésif thermofusible (voir Figure 1,iii). Veillez à ne pas le salir sur l’interface car cela affecterait l’insertion de l’interface.
- Tenez les deux fils de tungstène et tordez-les ensemble, en gardant leurs extrémités séparées (voir Figure 1,iv). Couper les fils de tungstène torsadés à environ 10 mm de longueur afin que la séparation aux extrémités ne dépasse pas 0,5 mm.
REMARQUE: Cette étape peut également être effectuée avant l’implantation de l’électrode pour permettre un ajustement flexible de la longueur de l’électrode. - Chauffez le pistolet à colle et appliquez la colle uniformément autour de l’électrode.
- Vérifiez les électrodes avec un multimètre: placez une barre du multimètre sur le côté non soudé des broches de rangée et touchez doucement l’extrémité du fil de tungstène ou du fil d’argent à l’autre barre, en vérifiant si le circuit est lisse. Assurez-vous que les lignes ne sont pas placées en série.
2. Connexion de la bagatrice collectrice et description du circuit
REMARQUE: Lorsque les électrodes des souris sont branchées sur un appareil EEG via des câbles en mouvement libre, les câbles peuvent s’emmêler lorsque les souris se déplacent et se retournent. Cela rend les câbles plus courts, empêchant éventuellement les souris de bouger ou faisant tomber les câbles de leur tête. Dans la méthode décrite ici, une bague collectrice à quatre canaux est introduite pour empêcher les câbles de tomber. Les quatre canaux sont représentés en quatre couleurs sur la figure 1B.
- Décollez 5 mm de la peau isolante à chaque extrémité pour exposer le fil métallique à l’intérieur.
- Ajouter une section de tube thermorétractable à chaque fil de stator.
- Soudez chaque fil avec la fiche du connecteur de périphérique EEG.
- Rétrécir le tube thermorétractable avec de l’air chaud.
- Ajouter une section de tube thermorétractable à chaque fil de rotor.
- Vissez les parties conductrices des fils rouges et orange ensemble et soudez-les à un joint dans l’en-tête pour l’adapter à la goupille de rangée.
- Soudez les deux autres fils de l’en-tête à chaque joint.
REMARQUE: Le canal brun qui correspond au fil argenté est connecté à l’appareil EEG pour la mise à la terre. Les canaux rouge et orange reçoivent des signaux du même fil de tungstène, et le canal orange sert de référence pour le dispositif EEG. Les signaux dans le canal rouge n’ont pas de sens, mais ils doivent coexister avec le canal noir pour former un stimulus actuel. Les signaux dans le canal noir sont les vrais signaux électriques dans le cerveau. Différents circuits peuvent être conçus avec des bagues collectrices multicanaux pour s’adapter à différents appareils.
3. Chirurgie d’implantation
- Animaux
- Utilisez des souris mâles de type sauvage C57BL/6 âgées de 8 semaines, pesant de 24 à 26 g, pour les chirurgies.
- Hébergez-les avec un cycle lumière-obscurité de 12 h (temps de lumière: 8h00-20h00) dans un environnement à température contrôlée (22 ± 1 °C) et fournissez de l’eau et de la nourriture ad libitum.
- Utilisez un tapis chauffant supplémentaire pour garder les animaux au chaud pendant la chirurgie.
- Après la chirurgie, injecter du méloxicam par voie sous-cutanée (10 mg / kg) comme première administration d’analgésiques. Ensuite, placez les animaux dans des cages séparées pour optimiser la récupération. Ajoutez le méloxicam à l’alimentation de l’animal pendant la première semaine après la chirurgie.
- Après l’expérience, infuser les ventricules gauches des souris avec 4% de paraformaldéhyde sous anesthésie et recueillir les tissus cérébraux pour la vérification histologique de la cible de l’électrode.
- Peser la souris et l’anesthésier par injection intrapéritonéale de solution de pentobarbital à 1%. Stériliser tous les instruments chirurgicaux et consommables à utiliser, y compris les forets, les électrodes, le ciment dentaire, etc., par autoclavage.
- Lorsque la souris est complètement anesthésiée, rasez les poils de l’œil à la région de l’oreille avec un rasoir.
- Fixez la souris sur le cadre stéréotaxique. Placez les dents supérieures avant dans la barre d’incisive et insérez les deux barres d’oreille aussi profondément dans les oreilles. Appliquez une pommade oculaire à l’érythromycine sur les yeux pour prévenir la sécheresse et la cécité causées par une lumière vive pendant la chirurgie.
- Désinfectez la zone chirurgicale avec trois écouvillons alternés d’iodophor et d’alcool à 75% dans un mouvement circulaire. Ensuite, faites une incision sagittale vers l’avant à partir du milieu de cette incision et coupez la peau de chaque côté de l’incision pour créer une fenêtre triangulaire.
- Rouler un petit morceau de coton en boule et le mouiller avec 3% de peroxyde d’hydrogène. Enlevez les tissus mous attachés au crâne en frottant doucement la zone exposée avec une petite boule de coton jusqu’à ce que les fontanelles antérieure et postérieure soient clairement visibles.
- Ajustez les hauteurs antérieure et postérieure de manière à ce que la fontanelle antérieure et postérieure soit en position horizontale. Considérons la position de la fontanelle antérieure comme étant l’origine des axes.
- Fixez une vis en acier inoxydable au crâne cérébelleux gauche, en utilisant une perceuse pour créer une surface plane. Assurez-vous que la vis dépasse à mi-hauteur du crâne.
- Assurez-vous que les coordonnées de l’allumage de l’amygdale sont -1,67 mm postérieur, -2,7 mm latérales et -4,9 mm ventrales du bregma. Ajustez le dispositif stéréotaxique pour localiser cet endroit et le marquer.
- Percez un trou sur l’endroit marqué avec une perceuse à crâne de 0,5 mm de diamètre.
- Fixez les électrodes à la tige de localisation du dispositif stéréotaxique, placez l’électrode verticalement au-dessus du trou et abaissez lentement la position à -4,9 mm. Enroulez le fil d’argent autour de la vis trois fois, en prenant soin de ne pas secouer le corps de l’électrode pendant le fonctionnement.
- Mélangez le ciment dentaire et appliquez-le doucement sur l’électrode et la surface du crâne. Lorsque le ciment dentaire durcit, modifiez l’extérieur jusqu’à ce que le ciment qui entoure l’électrode fixe se transforme en cône.
- Lorsque le ciment a durci, libérez l’électrode du dispositif stéréotaxique. Administrer par voie sous-cutanée 10 mg / kg de méloxicam pour soulager l’inconfort causé par la douleur chez les animaux. Administrer du méloxicam à la nourriture animale pour un effet analgésique dans la première semaine après la chirurgie. Retirez la souris et replacez-la dans la cage, en la séparant des autres souris.
4. Allumage électrique
- Laissez les souris se reposer pendant au moins 1 semaine après la chirurgie avant l’allumage pour permettre la récupération postopératoire et permettre à l’inflammation de s’atténuer.
REMARQUE: En général, les souris qui ne se sont pas rétablies adéquatement ne répondent pas bien à l’allumage. - Placez la souris dans une boîte personnalisée avec des câbles collecteurs reliant l’électrode sur la tête de la souris et le dispositif EEG. Faites passer le câble à travers un trou dans le couvercle de la boîte et ajustez la longueur laissée dans la boîte pour permettre à la souris de se déplacer librement.
- Allumez l’appareil EEG et vérifiez s’il fonctionne correctement. Réglez le stimulateur pour qu’il délivre des impulsions monophasiques à ondes carrées de 1 ms à 60 Hz pendant une durée de train de 1 s.
- Commencez avec une intensité de courant de 50 μA pour la première stimulation; surveiller l’EEG pour la post-décharge, qui se caractérise par des pics à haute fréquence. Si aucune post-décharge n’est observée, ajouter 25 μA au stimulus suivant, et continuer ce processus toutes les 10 minutes jusqu’à ce qu’une post-décharge soit observée et dure 5 s.
REMARQUE : Si l’expérience ne nécessite pas de décharge, l’étape 4.4 peut être ignorée ; 300 μA est assez fort pour l’allumage. - Stimulez la souris avec l’intensité de courant déterminée à l’étape 4.3 toutes les 15 minutes, pas plus de 20 fois par jour.
- Surveillez les réponses comportementales au stimulus.
REMARQUE : La survenue de trois épisodes consécutifs de grade V est considérée comme une allumation complète, combinée à la normede rang Racine 17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
L’électrode et le circuit permettent d’enregistrer l’EEG et de fonctionner comme une stimulation (Figure 1) ; Cette configuration évite la complexité d’implanter des électrodes d’enregistrement et de stimulation séparément et minimise les dommages au tissu cérébral. L’application de bagues collectrices permet la connexion d’électrodes avec tous les types d’appareils.
Nous avons pratiqué une chirurgie d’implantation d’électrodes sur six souris C57BL/6 mâles adultes en bonne santé, et la stimulation électrique a été réalisée 2 semaines après la chirurgie. Le niveau de crise comportementale augmente progressivement avec l’augmentation du nombre de stimuli, le classement est basé sur l’échelle de Racine : 1 = automatismes buccaux ou faciaux ; 2 = deux secousses myocloniques ou moins; 3 = trois secousses myocloniques ou plus et/ou clonus des membres antérieurs; 4 = extension tonico-clonique des membres antérieurs et du dos; 5 = extension tonico-clonique des membres antérieurs et du dos avec élevage et effondrement; 6 = extension tonico-clonique des membres antérieurs et du dos avec course sauvage ou saut14. Le nombre de stimuli nécessaires à l’allumage complet a été enregistré (tableau 1).
Les résultats représentatifs d’un EEG pour la stimulation après allumage complet sont illustrés à la figure 2. Les post-décharges durent 5-15 s; Ensuite, les décharges spontanées intracrâniennes s’intensifient et les symptômes comportementaux commencent. La durée de la crise est généralement inférieure à 1 min, ce qui réduit le risque de décès par convulsions sévères entraînant une apnée.
L’expression de c-Fos dans le tissu cérébral a été détectée par immunohistochimie 2 h après l’allumage complet (Figure 3) ; L’anticorps c-Fos et les IgG anti-lapin conjugués à l’âne Alexa Fluor 488 ont été utilisés. Les résultats ont montré que l’expression de c-Fos dans l’amygdale ipsilatérale était significativement augmentée, vérifiant la faisabilité de ce modèle.
Tous les animaux ont subi une vérification histologique à la fin de l’expérience pour s’assurer que la cible de stimulation était précise, le chemin de l’électrode est montré à la figure 4.
Figure 1 : Étapes clés de la fabrication des électrodes. (A) Apparition des électrodes à différentes étapes; Les étapes correspondantes sont indiquées sur les diagrammes. (B) La bague collectrice se connecte aux fiches d’interface; Le circuit d’en-tête femelle est affiché dans l’encart (en haut à droite). Barres d’échelle = 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Résultats représentatifs de l’électroencéphalographie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : expression de c-Fos dans l’amygdale. c-Fos (vert) dans les neurones de l’amygdale ; DAPI (bleu) marque le noyau; barre d’échelle = 100 μm. (A) c-Fos dans l’amygdale ipsilatérale; (B) c-Fos dans l’amygdale controlatérale. Abréviation : DAPI = 4',6-diamidino-2-phényindole. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Vérification histologique de la trajectoire de l’électrode. Les flèches rouges pointent vers la piste de l’électrode, l’ovale en pointillés blancs est l’amygdale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | |
| Nombre de stimuli | 24 | 12 | 18 | 21 | 16 | 28 |
| Moyenne: 19.83 Écart-type: 5.742 | ||||||
Tableau 1 : Le nombre de stimuli nécessaires pour que chacune des six souris soit complètement allumée.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
L’épilepsie est un groupe de maladies aux manifestations multiples et aux causes diverses18; Il convient de noter qu’aucun modèle unique ne peut être utilisé pour tous les types d’épilepsie et que les chercheurs doivent choisir un modèle approprié pour leur étude spécifique. La présente étude présente l’une des méthodes de fabrication d’électrodes les plus accessibles. Différentes parties de cette méthode peuvent être ajustées pour s’adapter à différentes conditions expérimentales.
Cette méthode utilise des électrodes avec des fonctions de stimulation et d’enregistrement, ce qui réduit les blessures au cerveau de l’animal causées par l’implantation d’électrodes séparées pour la stimulation et l’enregistrement EEG. Lors de la fabrication des électrodes, différentes tailles de broches de rangée peuvent être choisies. Les broches de rangée Jumbo peuvent se connecter le plus fermement à la bague collectrice. Cependant, plusieurs objets peuvent devoir être implantés dans la tête de l’animal; Dans ce cas, les broches de petite rangée peuvent être sélectionnées car elles prennent moins de place et sont plus faciles à utiliser, et une bague collectrice multicanal peut être utilisée pour connecter toutes les électrodes implantées. Les bagues collectrices peuvent souder différents types d’interfaces pour répondre aux besoins de différents dispositifs EEG de laboratoire. De plus, ils permettent à l’animal de se déplacer librement sans que les câbles ne s’emmêlent.
Pour s’assurer que les électrodes ne tombent pas sur une longue période, il est nécessaire d’appliquer du ciment dentaire une fois que le crâne est complètement sec. Quelques coupures horizontales et verticales à l’avance sur la surface du crâne peuvent également augmenter la fermeté. Après la chirurgie, les animaux doivent récupérer pendant au moins une semaine pour permettre à l’inflammation de s’atténuer, et des médicaments anti-inflammatoires peuvent être utilisés au besoin pour aider à la récupération. Mener d’autres expériences n’est pas recommandé au cours de cette semaine.
Malgré les mérites de cette approche, la méthode présente plusieurs limites. En raison de la petite taille du cerveau de la souris, l’électrode peut ne pas être intégrée avec précision dans l’emplacement cible pendant la chirurgie stéréotaxique13. Par rapport à d’autres méthodes de modélisation, cette méthode nécessite que l’animal porte l’objet implanté pendant une longue période; Cela a inévitablement un impact sur les animaux. Par exemple, nous avons constaté que les animaux se grattaient souvent la tête parce qu’ils étaient mal à l’aise.
Cette méthode peut être utilisée en combinaison avec une variété de technologies, telles que l’électrophysiologie19, la pince patch20 et les techniques optogénétiques; Cependant, il ne convient pas aux expériences utilisant la stimulation en boucle fermée21. Les méthodes utilisant les mêmes paramètres de stimulus peuvent ne pas être représentatives d’une crise spontanée naturelle, ce qui signifie qu’elles ne sont pas adaptées à l’apprentissage automatique. En conclusion, cette méthode d’allumage électrique exclut l’influence du métabolisme des médicaments sur l’expérience et est accessible, stable, fiable et largement applicable à de nombreuses études.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
La recherche a été soutenue par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n ° 82030037, 81871009) et la Commission municipale de la santé de Beijing (11000022T000000444685). Nous remercions TopEdit (www.topeditsci.com) pour son aide linguistique lors de la préparation de ce manuscrit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alexa Fluor 488-conjugated Donkey anti-Rabbit IgG | invitrogen | A-21206 | |
| c-Fos antibody | ab222699 | ||
| Cranial drill | SANS | SA302 | |
| dental cement | NISSIN | ||
| EEG recording and stimulation equipment | Neuracle Technology (Changzhou) Co., Ltd | NSHHFS-210803 | |
| lead-free tin wire | BAKON | ||
| Pin header/Female header | XIANMISI | spacing of 1.27 mm | |
| Silver wire | A-M systems | 786000 | |
| Slip ring | Senring Electronics Co.,Ltd | SNM008-04 | |
| Tungsten wire | A-M systems | 796000 | |
| ultrafine multi-stand wire | Shenzhen Chengxing wire and cable | UL10064-FEP | |
| welding equipment | BAKON | BK881 |
References
- Kurita, T., Sakurai, K., Takeda, Y., Horinouchi, T., Kusumi, I. Very long-term outcome of non-surgically treated patients with temporal lobe epilepsy with hippocampal sclerosis: A retrospective study. PLoS One. 11 (7), 0159464 (2016).
- Choy, M., Duffy, B. A., Lee, J. H.
- Aroniadou-Anderjaska, V., Fritsch, B., Qashu, F., Braga, M. F. Pathology and pathophysiology of the amygdala in epileptogenesis and epilepsy. Epilepsy Research. 78 (2-3), 102-116 (2008).
- Smith, P. D., McLean, K. J., Murphy, M. A., Turnley, A. M., Cook, M. J. Seizures, not hippocampal neuronal death, provoke neurogenesis in a mouse rapid electrical amygdala kindling model of seizures. Neuroscience. 136 (2), 405-415 (2005).
- Reyes, A., et al. Amygdala enlargement: Temporal lobe epilepsy subtype or nonspecific finding. Epilepsy Research. 132, 34-40 (2017).
- Fan, Z., et al. Diagnosis and surgical treatment of non-lesional temporal lobe epilepsy with unilateral amygdala enlargement. Neurological Sciences. 42 (6), 2353-2361 (2021).
- Dhir, A. Pentylenetetrazol (PTZ) kindling model of epilepsy. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9, Unit 9 37 (2012).
- Van Erum, J., Van Dam, D., De Deyn, P. P. PTZ-induced seizures in mice require a revised Racine scale. Epilepsy & Behavior. 95, 51-55 (2019).
- Carriero, G., et al. A guinea pig model of mesial temporal lobe epilepsy following nonconvulsive status epilepticus induced by unilateral intrahippocampal injection of kainic acid. Epilepsia. 53 (11), 1917-1927 (2012).
- Levesque, M., Avoli, M. The kainic acid model of temporal lobe epilepsy. Neuroscience Biobehavioral Reviews. 37, 10 Pt 2 2887-2899 (2013).
- Fujita, A., Ota, M., Kato, K. Urinary volatile metabolites of amygdala-kindled mice reveal novel biomarkers associated with temporal lobe epilepsy. Scientific Reports. 9 (1), 10586 (2019).
- Li, J. J., et al. The spatiotemporal dynamics of phase synchronization during epileptogenesis in amygdala-kindling mice. PLoS One. 11 (4), 0153897 (2016).
- Wang, Y., Wei, P., Yan, F., Luo, Y., Zhao, G. Animal models of epilepsy: A phenotype-oriented review. Aging and Disease. 13 (1), 215-231 (2022).
- Fallah, M. S., Dlugosz, L., Scott, B. W., Thompson, M. D., Burnham, W. M. Antiseizure effects of the cannabinoids in the amygdala-kindling model. Epilepsia. 62 (9), 2274-2282 (2021).
- Chipika, R. H., et al. Amygdala pathology in amyotrophic lateral sclerosis and primary lateral sclerosis. Journal of the Neurological Sciences. 417, 117039 (2020).
- Kuchukhidze, G., et al. Emotional recognition in patients with mesial temporal epilepsy associated with enlarged amygdala. Frontiers in Neurology. 12, 803787 (2021).
- Soper, C., Wicker, E., Kulick, C. V., N'Gouemo, P., Forcelli, P. A. Optogenetic activation of superior colliculus neurons suppresses seizures originating in diverse brain networks. Neurobiology of Disease. 87, 102-115 (2016).
- Devinsky, O., et al.
- Zhang, Z., et al. Interaction between thalamus and hippocampus in termination of amygdala-kindled seizures in mice. Computational and Mathematical Methods in Medicine. 2016, 9580724 (2016).
- Ghotbedin, Z., Janahmadi, M., Mirnajafi-Zadeh, J., Behzadi, G., Semnanian, S. Electrical low frequency stimulation of the kindling site preserves the electrophysiological properties of the rat hippocampal CA1 pyramidal neurons from the destructive effects of amygdala kindling: the basis for a possible promising epilepsy therapy. Brain Stimulation. 6 (4), 515-523 (2013).
- Hristova, K., et al. Medial septal GABAergic neurons reduce seizure duration upon optogenetic closed-loop stimulation. Brain. 144 (5), 1576-1589 (2021).
