Summary
I den nuværende protokol blev endotelbarrierefunktionen af den submandibulære kirtel (SMG) evalueret ved at injicere forskellige molekylærvægtede fluorescerende sporstoffer i vinkelårerne i forsøgsdyrmodeller in vivo under et to-foton laserscanningsmikroskop.
Abstract
Spyt spiller en vigtig rolle i oral og generel sundhed. Den intakte endotelbarrierefunktion af blodkar muliggør spytsekretion, mens endotelbarrieredysfunktionen er relateret til mange spytkirtelsekretoriske lidelser. Den nuværende protokol beskriver en in vivo paracellulær permeabilitetsdetekteringsmetode til evaluering af funktionen af endoteltætte kryds (TJ'er) i musens submandibulære kirtler (SMG). Først blev fluorescensmærkede dextraner med forskellige molekylvægte (4 kDa, 40 kDa eller 70 kDa) injiceret i musenes vinkelårer. Derefter blev den ensidige SMG dissekeret og fastgjort i den tilpassede holder under et to-foton laserscanningsmikroskop, og derefter blev der taget billeder til blodkar, acini og kanaler. Ved hjælp af denne metode blev den dynamiske lækage i realtid af sporstoffer af forskellig størrelse fra blodkar til de basale sider af acini og endda over acinar-epiteliaen ind i kanalerne overvåget for at evaluere ændringen af endotelbarrierefunktionen under fysiologiske eller patofysiologiske forhold.
Introduction
Forskellige spytkirtler producerer spyt, som primært fungerer som den første forsvarslinje mod infektioner og hjælper fordøjelsen og derved spiller en væsentlig rolle i oral og generel sundhed1. Blodforsyning er afgørende for spytkirtelsekretion, da det konstant giver vand, elektrolytter og molekyler, der danner det primære spyt. Endotelbarrierefunktion, reguleret af det stramme kryds (TJ) kompleks, begrænser strengt og delikat gennemtrængningen af kapillærer, som er meget gennemtrængelige for vand, opløste stoffer, proteiner og endda celler, der bevæger sig fra de cirkulerende blodkar ind i spytkirtelvævet 2,3. Vi har tidligere fundet ud af, at åbningen af endotel-TJ'erne som reaktion på en kolinerg stimulus letter spytsekretion, mens forringelsen af endotelbarrierefunktionen er forbundet med hyposekretion og lymfocytisk infiltration i de submandibulære kirtler (SMG'er) i Sjögrens syndrom4. Disse data tyder på, at bidraget fra endotelbarrierefunktionen skal være tilstrækkelig opmærksom på en række spytkirtelsygdomme.
Et to-foton laserscanningsmikroskop er et kraftfuldt værktøj til at observere dynamikken i celler i intakt væv in vivo. En af fordelene ved denne teknik er, at nær-infrarødt lys (NIR) har dybere vævsindtrængning end synligt eller ultraviolet lys, når prøver er ophidset af NIR og ikke forårsager åbenlys lysskade på væv under passende forhold 5,6. Faktisk er spytkirtlerne et meget homogent og overfladisk væv, hvor overflade acinarcellerne kun er omkring 30 μm væk fra kirteloverfladen 7,8. Det har vist sig, at intravital konfokal mikroskopi kan studere eksokrine sekretion og actin cytoskelet i levende musespytkirtler ved subcellulær opløsning8. To-foton laserscanningsmikroskopi har ikke desto mindre ikke kun fordelen ved konventionel konfokal mikroskopi, men kan også bruges til at detektere dybere væv og billede mere tydeligt. Her kan fluorescensmærket dextrans, der ofte bruges som paracellulære permeabilitetssporere og har fordelen ved forskellige størrelser, bruges til at teste størrelsen af TJ pore9. I denne undersøgelse er der etableret en intravital realtids to-foton laserscanningsmikroskopiteknik til in situ-evaluering af endotelbarrierefunktionen i muse-SMG'er. Hvert arbejdstrin til in vivo vaskulær permeabilitetsdetektion i muse-SMG'er er beskrevet i den nuværende protokol. Her er et eksempel på detektering af endotelbarrierefunktion i musens SMG-kanalligationsmodel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle procedurer blev godkendt af Ethics Committee of Animal Research, Peking University Health Science Center, og overholdt vejledningen til pleje og brug af forsøgsdyr (NIH-publikation nr. 85-23, revideret 1996). Mandlige vildtype (WT) mus i aldersgruppen 8-10 uger blev brugt til denne undersøgelse. Forsøgsdyrene blev omhyggeligt behandlet for at minimere deres smerte og ubehag.
1. Dyreforsøg
- Forbered og administrer anæstetika og sporstoffer.
- Oprethold sterile forhold under hele undersøgelsen og steriliser instrumenterne ved autoklavering. Del musene i to grupper.
BEMÆRK: Kontrolgruppen blev efterladt ubehandlet, og den anden gruppe med ensidig SMG-kanalligation i 1 dag fungerede som den eksperimentelle gruppe. Ved gruppering skal mus med lignende kropsvægt og alder vælges for at reducere indflydelsen af vægt og alder på vaskulær permeabilitet. - Vælg passende sporstoffer såsom fluoresceinisothiocyanat (FITC)-mærket dextran (molekylvægt: 4 kDa; FD4) og rhodamin B-mærket dextran (molekylvægt: 70 kDa; RD70) (se Materialetabel) med tydelige excitations-/emissionsspektre for at minimere interferensen mellem fluorescenssignaler (ved hjælp af henholdsvis FITC- eller rhodamin B-filteret) til permeabilitetsanalysen.
BEMÆRK: Excitationsbølgelængderne for FD4 og RD70 er henholdsvis 488 nm og 594 nm, og de valgte emissionsbølgelængder er henholdsvis 511-564 nm og 617-669 nm. - Røbestofferne fortyndes i sterilt fosfatbufferet saltvand (1x PBS) i 100 mg/ml lagre, og alikvoterne, der er beskyttet mod lys, opbevares ved -20 °C.
BEMÆRK: Dextran med en molekylvægt som 4 kDa vil hurtigt lække fra blodet i mus SMG'er selv uden patologiske tilstande10. - Intraperitonealt injicere tribromoethanol (dosis for en 25 g mus var ca. 600 μL) for at bedøve musene. Giv analgesi som anbefalet af den lokale dyreetiske komité.
BEMÆRK: Efter induktion af anæstesi skal du bruge dyrlægesalve på øjnene for at forhindre tørhed. Pas godt på dyrene11. Vent, indtil musen tolererer mekanisk stimulering, f.eks. tåspidsning uden motorisk respons. - Injicer en blanding af to paracellulære permeabilitetssporstoffer med forskellige molekylvægte (FD4 og RD70) i vinkelvenen (0,5 mg / g legemsvægt). Injicer hver mus med en 100 μL sporopløsningsblanding med 50 μL af hvert farvestof blandet i forholdet 1:1.
- Efter anæstesi skal du forsigtigt holde musens hoved og hals for at få den ene side af øjeæblet til at stikke lidt ud. Indsæt en insulinsprøjte indeholdende fluorescerende sporstoffer (pas på ikke at indføre luft i sprøjten) langs øjenkrogen i en ret vinkel på øjet.
BEMÆRK: Hvis vinkelvenen indsættes korrekt, injiceres farvestofopløsningen let i venen, og der vil ikke være nogen modstand under injektionen. Derudover kan haleveneinjektion i mus også være en kandidat til intravenøse sporstofmolekyler.
- Efter anæstesi skal du forsigtigt holde musens hoved og hals for at få den ene side af øjeæblet til at stikke lidt ud. Indsæt en insulinsprøjte indeholdende fluorescerende sporstoffer (pas på ikke at indføre luft i sprøjten) langs øjenkrogen i en ret vinkel på øjet.
- Oprethold sterile forhold under hele undersøgelsen og steriliser instrumenterne ved autoklavering. Del musene i to grupper.
- Udfør SMG-isoleringen ved at følge nedenstående trin.
BEMÆRK: Brug sterile værktøjer, herunder vævssaks og separationsnikkel, til operationen.- Adskil en ensidig kirtel omhyggeligt for ikke at beskadige de omgivende blodkar og nerver under et stereoskopisk mikroskop.
- Efter injektion af paracellulære permeabilitetssporere skal du hurtigt sætte musene på pap og placere dem i liggende stilling med deres lemmer og hoveder tapet. Påfør hårfjerningscreme på nakkehuden for at fjerne musens hår. Brug 75% ethanol til at desinficere huden før operationen.
- Derefter skæres epidermis i nakken under et stereomikroskop med en generel vævssaks for at udsætte begge sider af SMG'erne (højre kirtel blev behandlet i dette eksperiment). Brug derefter en stump vævsseparationsnikkel (se Materialetabel) til forsigtigt at adskille kapslen fra kirteloverfladen og passe på ikke at beskadige kirtelvævet og blodkarrene.
- Adskil kapslen fra kirteloverfladen uden at beskadige kirtelstrukturen. Sørg desuden for, at hele processen med musefastholdelse og kirtelseparation opnås inden for 10 minutter.
- Adskil en ensidig kirtel omhyggeligt for ikke at beskadige de omgivende blodkar og nerver under et stereoskopisk mikroskop.
2. Opsætning af tofotonmikroskop
- Tilslut den tilpassede holder til undertryksenheden, og kontroller, om undertrykseffekten opnås korrekt på forhånd.
BEMÆRK: Holderen er formet som et miniatureforstørrelsesglas med et fladt stykke rundt glas i midten (diameter: 4,32 mm, figur 1). Undertryksanordningen blev designet internt på en sådan måde, at holderen er forbundet til et gummirør, der er forbundet med en dræningsflaske, og flasken er fastgjort til undertryksregulatoren gennem et kort gummirør. På denne måde kan undertryksregulatoren justere trykket for at sikre, at vævet suges op i holderen.- Forbind den ene side af holderen med undertryksanordningen. For at teste, om undertryksanordningen er intakt og passende, skal du vende holderen på hovedet, tilføje en dråbe vand og indstille undertryksværdien til 20 enheder. Hvis vandet suges helt og hurtigt væk, installeres undertryksanordningen med holderen.
- Placer forsigtigt musens udsatte SMG på den tilpassede holder, og sug vævet op ved undertrykssugning så langt væk fra musekroppen som muligt for at reducere bevægelsesartefakter forårsaget af åndedræt og andre forhold.
- Billede det støttemateriale, der er fastgjort til kirtlen under et 25x / NA 1.0 vandnedsænkningsmål (specielt til NIR).
BEMÆRK: Brug et opretstående to-fotonmikroskop (se Materialetabel) i dette eksperiment. Blodkarrene skal være synlige straks med tydelig fluorescens efter sporinjektionen.
3. Fartøjsbilleddannelse og detektion af permeabilitet
- Begynd billeddannelse kort efter, at synet af kirtlen blev valgt.
BEMÆRK: Typisk optages tidsserier på 45-50 billeder i 20 sekunder eller længere generelt afhængigt af det eksperimentelle design. - Få sekventielle billeder langs Z-aksen, trådt 2 μm fra hinanden, fra kirteloverfladen op til 70-140 μm ind i vævet for at generere en tredimensionel (3D) konstruktion.
- Få time-lapse-billeddannelse af karrene til måling af vaskulær permeabilitet i SMG.
BEMÆRK: Indstil betingelserne for programmenuen som følger efter at have kørt mikroskopsoftwaren (se Materialetabel).- I dialogboksen Explorer skal du klikke på Tilføj ny mappe og ændre filnavnet.
- Gå tilbage til kolonnen Anskaffelse . I XY er formatet 512 x 512, og hastigheden er 400 Hz. Slå Tovejs X til.
- Indstil zoomfaktoren til 0,75 og 1,5 for Zoom.
- Hvis du vil hente timelapse-billeddannelse, skal du vælge xyt under Anskaffelsestilstand. Indstil varighed til 20 s, 30 minutter eller længere i henhold til det eksperimentelle behov.
- For at lave 3D-konstruktionen skal du indstille Acquisition Mode til xyz. Z-Step størrelse kan indstilles i henhold til den aktuelle situation.
- Når du har indstillet betingelserne, skal du klikke på Live for at observere vaskulær billeddannelse af to kanaler og overlappende kanaler i fotodannerammen og vælge interesseområderne.
- Klik på Start for at starte billeddannelsen.
BEMÆRK: Musen må ikke efterlades uden opsyn under billeddannelsesprocessen, mens den er under anæstesi.
4. Dataanalyse
- For at evaluere fartøjets permeabilitet skal du bruge Image J-software til at beregne fluorescensintensitetsforholdet mellem FD4 og RD70 mellem de udvendige og indvendige kar og angive dem som ekstra- og intravaskulær intensitet4.
BEMÆRK: Ændringen af vaskulær permeabilitet gennem sporing af transport af dextraner afspejler ændringen i endotelbarrierefunktionen. Desuden observeres vaskulær morfologi og densitet ved at beregne diameteren og antallet af fartøjsændringer.- Kør Image J-software (se Materialetabel).
- Klik på Filer, og vælg Åbn for at åbne blodkarbillederne taget under tofotonmikroskopet.
- Vælg Billede , og indstil Type til 16-bit for at konvertere billedformatet.
- Vælg Analysér , og vælg Område, Middelværdi, IntDen under Angiv målinger. Klik på OK for at bekræfte.
- Under Analysér skal du vælge Værktøjer, åbne ROI Manger og vælge Vis alle og etiketter.
- Mål den intravaskulære fluorescensintensitetsværdi: Klik på lassoværktøjet på hovedgrænsefladen for at skitsere omridset af blodkarret. Klik på Tilføj i ROI Manager. Følg dette trin for at fortsætte med at vælge flere fartøjer. Vælg alle ROI Manager's objekter, og klik på Måling.
- Mål den samlede fluorescensintensitetsværdi: konfigurer hele billedet, klik på Måling, og resultatet er billedets samlede fluorescensintensitetsværdi.
- Beregn den ekstravaskulære fluorescensintensitetsværdi. Kopiér dataene til Excel til beregning. Ekstravaskulært fluorescensintensitetsforhold = (1 - intravaskulær fluorescensintensitetsværdi / total fluorescensintensitetsværdi) × 100%.
5. Downstream-applikationer
- Under eksperimentet beregnes blodgennemstrømningshastigheden ved at måle den afstand, som en rød celle (vist som en sort prik under tofotonmikroskopet)4 gennemgår i en tidsvarighed.
- For at visualisere blodcellernes bevægelse over endotelcellerne skal du mærke blodcellerne ved fluorescens. Derefter injiceres de fluorescensmærkede celler med FD4 eller RD70 via musehalevenen. Efter at have cirkuleret i 5 minutter, spores de interesserede celler i en periode.
BEMÆRK: I alt 2 x 106 CFSE (carboxyfluorescein succinimidylester, et membranpermeabelt fluorescerende farvestof) -mærkede lymfocytter afledt af milten fra donormus blev overført til modtagere ved haleveneinjektion, og infiltration af lymfocytter i SMG'er blev undersøgt i eksperimentelle dyremodeller4.
6. Dyrepleje og genopretning
- Pas godt på dyrene under hele forsøget.
BEMÆRK: Sørg for, at det dyr, der har gennemgået operation, ikke returneres til selskab med andre dyr, før det er fuldt genoprettet under forsøget. - Lad ikke dyret være uden opsyn, før det genvinder tilstrækkelig bevidsthed.
BEMÆRK: Overhold musenes vejrtrækningsstatus kontinuerligt, og hold dem varme ved at lægge dem på dyrets varmepude. Giv postkirurgisk smertegenvindingshus og analgesi, som anbefalet af den lokale dyreetiske komité.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter protokollen blev den ensidige SMG fastgjort til en specialfremstillet holder, og kirtlen blev holdt så langt væk fra musekroppen som muligt for at forhindre vejrtrækning i at forårsage bevægelsesartefakter. Den hurtige strøm af de røde blodlegemer (sorte prikker) i blodkar blev observeret under mikroskopet. Efter at have fundet vævsfeltet under en okulær linse, skal man skifte for at manipulere mikroskopsoftwaren. I kontrolgruppen eksisterede begge sporstoffer i blodkarrene i musen SMG. Især på grund af sin lille molekylvægt var FD4 i stand til at lække ud af blodkarrene til de basale sider af acini og kanaler og derved tydeligt skildre formen på acini og kanaler (som A og D påpeger i figur 2A). I modsætning hertil kunne dextraner med højere molekylvægte, såsom 40 kDa og 70 kDa, ikke differentiere SMG-morfologien. Faktisk blev RD70 dominerende fordelt i store blodkar og mikrokar. I kanalligateringsgruppen blev både FD4 og RD70 ekstravaseret til de basale sider af acini, hvilket indikerede, at kanalligation kunne forstyrre endotelbarrierefunktionen og derefter øge permeabiliteten for store molekyler. De semikvantitative FD4- og RD70-fluorescensintensitetsresultater bekræftede også ovennævnte fænomener (figur 2B). Desuden blev diameteren af blodkarrene øget, hvilket indikerer, at kanalligation i 1 dag inducerede udvidelse af blodkar. Desuden viste 3D-billederne meget mere skjult fluorescens af FD4 og RD70 omkring blodkar i ligationsgruppen (figur 2C).
Figur 1: Et skematisk diagram, der viser den tilpassede holder. Holderen er formet som et miniatureforstørrelsesglas med et fladt stykke rundt glas i midten (diameter: 4,32 mm). Den ene side af holderen er forbundet med undertryksanordningen for at suge vævene op under glasset, mens den anden side af holderen er død. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: In vivo vaskulær permeabilitetsanalyse og 3D-billeder af blodkar i mus submandibulære kirtler (SMG'er). Musene blev opdelt i kontrol- og kanalligationsgrupper. De ensidige kirtler i begge grupper blev udsat og observeret. (A) In vivo vaskulær permeabilitetsassay blev udført ved at injicere 4 kDa FITC-mærket dextran (FD4) og 70 kDa rhodamin B-mærket dextran (RD70) i vinkelvenen. Pilespidser angiver ændringerne i fordelingen af sporstoffer i SMG. A, acini. D, kanal. Skalabar = 100 μm. (B) Til semikvantificeringsanalysen af ovenstående billeder blev fluorescensintensiteten, herunder FD4 og RD70 i blodkar (intravaskulære) og udvendige blodkar (ekstravaskulær), målt af Image J-softwaren. (C) 3D-billeder af blodkar og mikrokar i SMG. Pilespidser angiver ændringerne i fordelingen af sporstoffer i SMG. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vedligeholdelse og regulering af endotelbarrierefunktionen er afgørende for vaskulær homeostase. Endotelceller og deres intercellulære kryds spiller en afgørende rolle i opretholdelsen og kontrollen af vaskulær integritet12. Forskydningskraften i blodgennemstrømning, vækstfaktorer og inflammatoriske faktorer kan forårsage ændringer i vaskulær permeabilitet og dermed deltage i forekomsten og udviklingen af systemiske sygdomme som hypertension, diabetes og autoimmune sygdomme13,14,15. Den vaskulære fordeling og blodgennemstrømning af spytkirtlen er en af de mest rigelige i alle organer og væv, men forskning i spytkirtlens vaskulære system er ikke blevet udført bredt. En dybere og mere omfattende forståelse af spytkirtlen blodkar, især endotelbarrierefunktionen, vil give nye spor til mekanismen for spytsekretion og fremme vaskulær biologi forskning.
In vivo-laserscanningsmikroskopiteknikken med to fotoner kan kvantificere vaskulær permeabilitet ved intravenøs injektion af fluorescerende farvestof uden at ofre dyret. Fluorescensmærkede dextraner med mikrosfærer af forskellig molekylvægt eller størrelse kan bedre vurdere omfanget af endotelskade. I mellemtiden bestemmes den dynamiske kinetik af vaskulær permeabilitet i realtid ved hjælp af det intravitale evalueringssystem for vaskulær permeabilitet. En anden fordel er, at det er let at skelne mellem typer blodkar, såsom arterioler, venuler og kapillærer16. Desuden er ødelæggelse af den vaskulære endotelbarriere og migration af immunceller uundgåeligt forbundet med inflammation, men der er mange undersøgelser, der undersøger en enkelt faktor, og kun få undersøgelser har fokuseret på sammenhængen mellem begge aspekter17,18. Uhl et al. etablerede for nylig en forskningsmetode til at analysere forskellige patogene faktorers rolle i spytkirtelsygdomme ved at injicere fluorescensmærkede dextraner og immuncellespecifikke antistoffer med forskellige fluorescerende markører samtidigt in vivo19. Her kan fluorescensmærkede immunceller også spores gennem haleveneinjektion for at udforske patogenese i den nuværende arbejdsmodel. Derfor kan den nuværende eksperimentelle metode give et unikt system til undersøgelse af interaktionen mellem leukocytekstravasation og endotelbarriereintegritet i SMG-sygdomsdyremodeller in vivo.
Ikke desto mindre må det ikke ignoreres, at musenes lydhørhed over for anæstetika er anderledes, og jo længere billeddannelsestiden tager, jo længere tid er anæstesitiden nødvendig, og jo vanskeligere er det for mus at komme sig. Derfor bruges dette eksperiment bedre til at undersøge, når der ikke kræves efterfølgende in vivo-eksperimenter efter billeddannelsen. Derudover er en anden begrænsning, at denne teknik ikke er egnet til eksperimenter med lang tid. Dextraner er vandopløselige og lette at metabolisere, hvilket resulterer i svagere fluorescens med en længere billeddannelsestid, og det er derfor bedre at opretholde billeddannelsestiden inden for 30 minutter.
Alt i alt fokuserer undersøgelsen på penetration af paracellulære permeabilitetssporere og celler fra blodkar og mikrokar i kirtelvæv og har strengt etableret kontrastforstærket intravital dynamisk to-foton laserscanningsmikroskopi som en avanceret metode til måling af vaskulær permeabilitet til evaluering af endotelbarrierefunktion i musen SMG.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Denne undersøgelse blev støttet af National Natural Science Foundation of China (tilskud 31972908, 81991500, 81991502, 81771093 og 81974151) og Beijing Natural Science Foundation (tilskud 7202082).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-photon microscope (TCS-SP8 DIVE) | Leica, Germany | ||
| 4 kDa FITC-labeled dextran | Sigma Aldrich | 46944 | |
| 70 kDa rhodamine B-labeled dextran | Sigma Aldrich | R9379 | |
| Blunt tissue separation nickel | Bejinghuabo Company | NZW28 | |
| Depilatory cream | Veet | ||
| Disposable sterile syringe | Zhiyu Company | 1 mL | |
| Image J software | National Institutes of Health | ||
| Insulin syringe | Becton, Dickinson and Company | 0253316 | 1 mL |
| Leica Application Suite X software | Leica Microsystems | ||
| Microtubes | Axygen | MCT-150-C | 1.5 mL |
| Phosphate buffered saline 1x | Servicebio | G4207-500 | |
| Tissue scissors | Bejinghuabo Company | M286-05 | |
| Tribromoethanol | JITIAN Bio | JT0781 |
References
- Carpenter, G. H. The secretion, components, and properties of saliva. Annual Review of Food Science and Technology. 4, 267-276 (2013).
- Garrett, J. R. The proper role of nerves in salivary secretion: A review. Journal of Dental Research. 66 (2), 387-397 (1987).
- Berndt, P., et al. Tight junction proteins at the blood-brain barrier: Far more than claudin-5. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (10), 1987-2002 (2019).
- Cong, X., et al. Disruption of endothelial barrier function is linked with hyposecretion and lymphocytic infiltration in salivary glands of Sjögren's syndrome. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1864 (10), 3154-3163 (2018).
- Helmchen, F., Denk, W.
- Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
- Masedunskas, A., Sramkova, M., Weigert, R. Homeostasis of the apical plasma membrane during regulated exocytosis in the salivary glands of live rodents. Bioarchitecture. 1 (5), 225-229 (2011).
- Masedunskas, A., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (33), 13552-13557 (2011).
- Balda, M. S., et al. Functional dissociation of paracellular permeability and transepithelial electrical resistance and disruption of the apical-basolateral intramembrane diffusion barrier by expression of a mutant tight junction membrane protein. The Journal of Cell Biology. 134 (4), 1031-1049 (1996).
- Enis, D. R., et al. Induction, differentiation, and remodeling of blood vessels after transplantation of Bcl-2-transduced endothelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (2), 425-430 (2005).
- Wang, X., et al. Application of digital subtraction angiography in canine hindlimb arteriography. Vascular. 30 (3), 474-480 (2022).
- Trani, M., Dejana, E. New insights in the control of vascular permeability: vascular endothelial-cadherin and other players. Current Opinion in Hematology. 22 (3), 267-272 (2015).
- Viazzi, F., et al. Vascular permeability, blood pressure, and organ damage in primary hypertension. Hypertension Research. 31 (5), 873-879 (2008).
- Scheppke, L., et al. Retinal vascular permeability suppression by topical application of a novel VEGFR2/Src kinase inhibitor in mice and rabbits. The Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2337-2346 (2008).
- Blanchet, M. R., et al. Loss of CD34 leads to exacerbated autoimmune arthritis through increased vascular permeability. Journal of Immunology. 184 (3), 1292-1299 (2010).
- Egawa, G., Ono, S., Kabashima, K. Intravital Imaging of vascular permeability by two-photon microscopy. Methods in Molecular Biology. 2223, 151-157 (2021).
- Vestweber, D., Wessel, F., Nottebaum, A. F. Similarities and differences in the regulation of leukocyte extravasation and vascular permeability. Seminars in Immunopathology. 36 (2), 177-192 (2014).
- Schulte, D., et al. Stabilizing the VE-cadherin-catenin complex blocks leukocyte extravasation and vascular permeability. The EMBO Journal. 30 (20), 4157-4170 (2011).
- Uhl, B., et al. A novel experimental approach for in vivo analyses of the salivary gland microvasculature. Frontiers in Immunology. 11, 604470 (2020).
