Summary
I denne protokollen ble endotelbarrierefunksjonen til submandibulær kjertel (SMG) evaluert ved å injisere forskjellige molekylvektede fluorescerende sporstoffer i vinkelårene til testdyrmodeller in vivo under et to-foton laserskanningsmikroskop.
Abstract
Spytt spiller en viktig rolle i oral og generell helse. Den intakte endotelbarrierefunksjonen til blodkar muliggjør spyttsekresjon, mens endotelbarrieredysfunksjonen er relatert til mange spyttkjertelsekretoriske lidelser. Den nåværende protokollen beskriver en in vivo paracellulær permeabilitetsdeteksjonsmetode for å evaluere funksjonen til endoteltette kryss (TJs) i musens submandibulære kjertler (SMG). Først ble fluorescensmerket dextrans med forskjellige molekylvekter (4 kDa, 40 kDa eller 70 kDa) injisert i musens vinkelårer. Etterpå ble den ensidige SMG dissekert og festet i den tilpassede holderen under et to-foton laserskanningsmikroskop, og deretter ble det tatt bilder for blodkar, acini og kanaler. Ved hjelp av denne metoden ble sanntids dynamisk lekkasje av de forskjellige størrelsene sporstoffer fra blodkar inn i basale sider av acini og til og med over acinarepitelet i kanalene overvåket for å evaluere endringen av endotelbarrierefunksjonen under fysiologiske eller patofysiologiske forhold.
Introduction
Ulike spyttkjertler produserer spytt, som primært fungerer som den første forsvarslinjen mot infeksjoner og hjelper fordøyelsen, og spiller dermed en viktig rolle i oral og generell helse1. Blodtilførsel er avgjørende for spyttkjertelsekresjon siden det hele tiden gir vann, elektrolytter og molekyler som danner den primære spytten. Endotelbarrierefunksjon, regulert av det tette krysset (TJ) -komplekset, begrenser strengt og delikat gjennomtrengingen av kapillærene, som er svært gjennomtrengelige for vann, oppløsninger, proteiner og til og med celler som beveger seg fra de sirkulerende blodkarene inn i spyttkjertelvevet 2,3. Vi har tidligere funnet at åpningen av endotelial TJs som respons på en kolinerg stimulus letter spyttsekresjon, mens svekkelsen av endotelbarrierefunksjonen er interlinket med hyposekresjon og lymfocytisk infiltrasjon i submandibulære kjertler (SMG) ved Sjögrens syndrom4. Disse dataene antyder at bidraget fra endotelbarrierefunksjonen må betales nok oppmerksomhet angående en rekke spyttkjertelsykdommer.
Et to-foton laserskanningsmikroskop er et kraftig verktøy for å observere dynamikken til celler i intakt vev in vivo. En av fordelene med denne teknikken er at nær-infrarødt lys (NIR) har dypere vevspenetrasjon enn synlig eller ultrafiolett lys når prøver er begeistret av NIR og ikke forårsaker åpenbar lysskade på vev under passende forhold 5,6. Faktisk er spyttkjertlene et veldig homogent og overfladisk vev, hvor overflateacinarcellene bare er rundt 30 μm unna kjerteloverflaten 7,8. Det er vist at intravital konfokalmikroskopi kan studere eksokrin sekresjon og aktincytoskjelett i spyttkjertler med levende mus ved subcellulær oppløsning8. To-foton laserskanningsmikroskopi har likevel ikke bare fordelen av konvensjonell konfokal mikroskopi, men kan også brukes til å oppdage dypere vev og bilde tydeligere. Her kan fluorescensmerket dextrans, som ofte brukes som paracellulære permeabilitetssporere og har fordelen av forskjellige størrelser, brukes til å teste størrelsen på TJ-pore9. I denne studien etableres en intravital sanntids to-foton laserskanningsmikroskopiteknikk for in situ-evaluering av endotelbarrierefunksjon i muse-SMG-er. Hvert arbeidstrinn for in vivo vaskulær permeabilitetsdeteksjon i musens SMG-er er beskrevet i gjeldende protokoll. Her er et eksempel på å oppdage endotelbarrierefunksjon i musens SMG-kanalligeringsmodell.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle prosedyrer ble godkjent av Etisk komité for dyreforsøk, Peking University Health Science Center, og overholdt Veiledningen for pleie og bruk av forsøksdyr (NIH-publikasjon nr. 85-23, revidert 1996). Mannlige villtype (WT) mus i aldersgruppen 8-10 uker ble brukt til denne studien. De eksperimentelle dyrene ble nøye behandlet for å minimere smerte og ubehag.
1. Dyr prosedyrer
- Forbered og administrer bedøvelsene og sporstoffene.
- Opprettholde sterile forhold gjennom hele studien og steriliser instrumentene ved autoklavering. Del musene i to grupper.
MERK: Kontrollgruppen ble ubehandlet, og den andre gruppen med ensidig SMG-kanalligering i 1 dag fungerte som eksperimentgruppen. Ved gruppering må mus med lignende kroppsvekt og alder velges for å redusere påvirkning av vekt og alder på vaskulær permeabilitet. - Velg passende sporstoffer som fluoresceinisotiocyanat (FITC)-merket dextran (molekylvekt: 4 kDa; FD4) og rhodamin B-merket dextran (molekylvekt: 70 kDa; RD70) (se materialtabell) med distinkte eksitasjons-/utslippsspektra for å minimere interferensen mellom fluorescenssignaler (ved bruk av henholdsvis FITC- eller rhodamin B-filteret) for permeabilitetsanalysen.
MERK: Eksitasjonsbølgelengdene til FD4 og RD70 er henholdsvis 488 nm og 594 nm, og de valgte utslippsbølgelengdene er henholdsvis 511-564 nm og 617-669 nm. - Fortynn sporstoffene i sterilt fosfatbufret saltvann (1x PBS) til 100 mg/ml lagre og oppbevar aliquotene beskyttet mot lys ved −20 °C.
MERK: Dextran med en molekylvekt som 4 kDa vil raskt lekke fra blodet i musens SMG-er selv uten patologiske forhold10. - Intraperitonealt injisere tribromoetanol (dosen for en 25 g mus var ca. 600 μL) for å bedøve musene. Gi analgesi som anbefalt av den lokale dyreetiske komiteen.
NOTAT: Etter induksjon av anestesi, bruk veterinærsalve på øynene for å forhindre tørrhet. Ta godt vare på dyrene11. Vent til musen tåler mekanisk stimulering, f.eks. tåklype uten motorisk respons. - Injiser en blanding av to paracellulære permeabilitetssporere med forskjellige molekylvekter (FD4 og RD70) i vinkelvenen (0,5 mg/g kroppsvekt). Injiser hver mus med en 100 μL traceroppløsningsblanding, med 50 μL av hvert fargestoff blandet i forholdet 1:1.
- Etter anestesi, hold forsiktig musens hode og nakke for å få den ene siden av øyebollet til å stikke litt ut. Sett inn en insulinsprøyte som inneholder fluorescerende sporstoffer (vær forsiktig så du ikke fører luft inn i sprøyten) langs øyekroken i rett vinkel mot øyet.
MERK: Hvis vinkelvenen er satt inn riktig, vil fargestoffoppløsningen lett injiseres i venen, og det vil ikke være noen motstand under injeksjonen. I tillegg kan haleveneinjeksjon hos mus også være en kandidat for intravenøse spormolekyler.
- Etter anestesi, hold forsiktig musens hode og nakke for å få den ene siden av øyebollet til å stikke litt ut. Sett inn en insulinsprøyte som inneholder fluorescerende sporstoffer (vær forsiktig så du ikke fører luft inn i sprøyten) langs øyekroken i rett vinkel mot øyet.
- Opprettholde sterile forhold gjennom hele studien og steriliser instrumentene ved autoklavering. Del musene i to grupper.
- Utfør SMG-isolasjonen ved å følge trinnene nedenfor.
MERK: Bruk sterile verktøy, inkludert vev saks og separasjon nickels, for operasjonen.- Skill en ensidig kjertel forsiktig for ikke å skade de omkringliggende blodkarene og nerver under et stereoskopisk mikroskop.
- Etter injeksjon av paracellulære permeabilitetssporere, legg raskt musene på pappen og legg dem i en liggende stilling med lemmer og hoder teipet. Påfør hårfjerningskrem på nakkehuden for å fjerne musens hår. Bruk 75% etanol for å desinfisere huden før operasjonen.
- Deretter, under et stereomikroskop, kutt epidermis i nakken med generell vevsaks for å eksponere begge sider av SMG-ene (høyre kjertel ble behandlet i dette eksperimentet). Bruk deretter en stump vevsseparasjonsnikkel (se materialtabell) for å forsiktig skille kapselen fra kjerteloverflaten, og pass på at du ikke skader kjertelvevet og blodkarene.
- Separat kapselen fra kjerteloverflaten uten å skade kjertelstrukturen. I tillegg må du sørge for at hele prosessen med musebegrensning og kjertelseparasjon oppnås innen 10 minutter.
- Skill en ensidig kjertel forsiktig for ikke å skade de omkringliggende blodkarene og nerver under et stereoskopisk mikroskop.
2. To-foton mikroskop oppsett
- Koble den tilpassede holderen til undertrykksenheten, og kontroller om den negative trykkeffekten er riktig oppnådd på forhånd.
NOTAT: Holderen er formet som et miniatyrforstørrelsesglass med et flatt stykke rundt glass i midten (diameter: 4,32 mm, figur 1). Undertrykksanordningen ble designet internt på en slik måte at holderen er koblet til et gummirør, som er koblet til en dreneringsflaske, og flasken er festet til undertrykksregulatoren gjennom et kort gummirør. På denne måten kan undertrykksregulatoren justere trykket for å sikre at vevet suges opp i holderen.- Koble den ene siden av holderen til undertrykksanordningen. For å teste om undertrykksenheten er intakt og passende, snu holderen opp ned, tilsett en dråpe vann og sett undertrykksverdien til 20 enheter. Hvis vannet suges helt og raskt bort, er undertrykksanordningen installert med holderen.
- Plasser forsiktig musens eksponerte SMG på den tilpassede holderen, og sug opp vevet ved undertrykkssug så langt unna musekroppen som mulig for å redusere bevegelsesartefakter forårsaket av respirasjon og andre forhold.
- Se for deg støttematerialet som er festet til kjertelen under et 25x/NA 1.0 nedsenkningsmål for vann (spesielt for NIR).
MERK: Bruk et oppreist to-foton mikroskop (se Tabell over materialer) i dette eksperimentet. Blodkarene må være synlige umiddelbart med åpenbar fluorescens etter sporstoffinjeksjonen.
3. Fartøysavbildning og permeabilitetsdeteksjon
- Start bildebehandling kort tid etter at synet av kjertelen ble valgt.
MERK: Vanligvis blir tidsserier på 45-50 bilder i 20 s eller lenger vanligvis tatt, avhengig av eksperimentell design. - Få sekvensielle bilder langs Z-aksen, trappet 2 μm fra hverandre, fra kjertelens overflate opp til 70-140 μm inn i vevet for å generere en tredimensjonal (3D) konstruksjon.
- Få time-lapse avbildning av fartøyene for å måle vaskulær permeabilitet i SMG.
MERK: Angi betingelsene for programmenyen som følger etter at du har kjørt mikroskopprogramvaren (se Materialtabell).- I dialogboksen Explorer klikker du på Legg til ny mappe og endrer filnavnet.
- Gå tilbake til Anskaffelse-kolonnen . I XY er formatet 512 x 512, og hastigheten er 400 Hz. Slå på Toveis X .
- Sett zoomfaktoren til 0,75 og 1,5 for Zoom.
- Hvis du vil hente timelapse-bildebehandling, velger du xyt under Anskaffelsesmodus. Sett Varighet til 20 s, 30 min, eller lenger i henhold til eksperimentelt behov.
- For å lage 3D-konstruksjonen, sett Acquisition Mode til xyz. Z-Step størrelse kan stilles inn i henhold til den faktiske situasjonen.
- Etter å ha angitt betingelsene, klikk på Live for å observere vaskulær avbildning av to kanaler og overlappende kanaler i fotoformingsrammen og velg interesseområdene.
- Klikk på Start for å starte bildebehandling.
MERK: Musen må ikke stå uten tilsyn under avbildningsprosessen mens den er i narkose.
4. Analyse av data
- For å evaluere fartøyets permeabilitet, bruk Image J-programvare for å beregne fluorescensintensitetsforholdet mellom FD4 og RD70 mellom utvendige og innvendige kar og betegne dem som ekstra- og intravaskulær intensitet4.
MERK: Endringen av vaskulær permeabilitet gjennom sporing av transport av dextrans gjenspeiler endringen i endotelbarrierefunksjonen. Videre observerer du vaskulær morfologi og tetthet ved å beregne diameteren og antall karendringer.- Kjør Image J-programvare (se Tabell over materialer).
- Klikk på Fil og velg Åpne for å åpne blodkarbildene som er tatt under to-fotonmikroskopet.
- Velg Bilde og sett Type til 16-biters for å konvertere bildeformatet.
- Velg Analyser , og velg Område, Middelverdi, IntDen under Angi mål. Klikk på OK for å bekrefte.
- Under Analyser velger du Verktøy, åpner ROI Mangeger og velger Vis alle og etiketter.
- Mål den intravaskulære fluorescensintensitetsverdien: Klikk på lassoverktøyet på hovedgrensesnittet for å skissere omrisset av blodkaret. Klikk på Legg til i ROI Manager. Følg dette trinnet for å fortsette å velge flere fartøy. Velg alle ROI Manager-objektene og klikk på Mål.
- Mål verdien for total fluorescensintensitet: Omriss hele bildet, klikk på Mål, og resultatet er den totale fluorescensintensitetsverdien for bildet.
- Beregn den ekstravaskulære fluorescensintensitetsverdien. Kopier dataene til Excel for beregning. Ekstravaskulær fluorescensintensitetsratio = (1 - intravaskulær fluorescensintensitetsverdi / total fluorescensintensitetsverdi) × 100%.
5. Nedstrøms applikasjoner
- Under forsøket beregner du blodstrømningshastigheten ved å måle avstanden som en rød celle (vist som en svart prikk under to-fotonmikroskopet)4 gjennomgår i en tidsvarighet.
- For å visualisere bevegelsen av blodceller over endotelcellene, merk blodcellene ved fluorescens. Injiser deretter fluorescensmerkede celler med FD4 eller RD70 via musehalevenen. Etter å ha sirkulert i 5 minutter, spor de interesserte cellene i en periode.
MERK: Totalt 2 x 106 CFSE (karboksyfluoresceinsein succinimidylester, en membranpermeabel fluorescerende fargestoff)-merkede lymfocytter avledet fra milten hos donormus ble overført til mottakere ved haleveneinjeksjon, og infiltrasjon av lymfocytter i SMG ble undersøkt i eksperimentelle dyremodeller4.
6. Dyrepleie og gjenoppretting
- Ta godt vare på dyrene gjennom hele forsøket.
MERK: Sørg for at dyret som har gjennomgått kirurgi ikke returneres til selskap med andre dyr før det er fullstendig gjenopprettet under forsøket. - Ikke la dyret være uten tilsyn før det gjenvinner nok bevissthet.
MERK: Vær oppmerksom på musens pustestatus kontinuerlig og hold dem varme ved å sette dem på dyrevarmeputen. Gi postsurgical smertegjenoppretting bolig og analgesi, som anbefalt av den lokale dyreetiske komiteen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Etter protokollen ble den ensidige SMG festet til en skreddersydd holder, og kjertelen ble holdt så langt unna musekroppen som mulig for å forhindre at pusten forårsaket bevegelsesartefakter. Den raske strømmen av de røde blodcellene (svarte prikker) i blodkar ble observert under mikroskopet. Etter å ha funnet vevfeltet under en okulær linse, må man bytte for å manipulere mikroskopprogramvaren. I kontrollgruppen eksisterte begge sporstoffene i blodkarene til musen SMG. Spesielt på grunn av sin lille molekylvekt var FD4 i stand til å lekke ut av blodkarene til basale sider av acini og kanaler, og dermed tydelig skildre formen på acini og kanaler (som A og D påpeker i figur 2A). Derimot kunne dextrans med høyere molekylvekter, som 40 kDa og 70 kDa, ikke skille SMG-morfologien. Faktisk ble RD70 dominerende fordelt i store blodkar og mikrovessel. I kanalligasjonsgruppen ble både FD4 og RD70 ekstravasert til basalsidene av acini, noe som indikerte at kanalligering kunne forstyrre endotelbarrierefunksjonen og deretter øke permeabiliteten til store molekyler. De semikvantitative FD4- og RD70-fluorescensintensitetsresultatene bekreftet også fenomenene ovenfor (figur 2B). Dessuten ble diameteren av blodkarene økt, noe som indikerer at kanalligering i 1 dag induserte utvidelse av blodkar. Videre viste 3D-bildene mye mer skjult fluorescens av FD4 og RD70 rundt blodkar i ligasjonsgruppen (figur 2C).
Figur 1: Et skjematisk diagram som viser den tilpassede holderen. Holderen er formet som et miniatyrforstørrelsesglass med et flatt stykke rundt glass i midten (diameter: 4,32 mm). Den ene siden av holderen er koblet til undertrykksanordningen for å suge opp vevet under glasset, mens den andre siden av holderen er død. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: In vivo vaskulær permeabilitetsanalyse og 3D-bilder av blodkar i submandibulære kjertler (SMG) hos mus. Musene ble delt inn i kontroll- og kanalligeringsgrupper. De ensidige kjertlene i begge gruppene ble eksponert og observert. (A) In vivo vaskulær permeabilitetsanalyse ble utført ved å injisere 4 kDa FITC-merket dextran (FD4) og 70 kDa rhodamin B-merket dextran (RD70) i vinkelvenen. Pilspisser indikerer endringene i fordelingen av sporstoffer i SMG. A, Acini. D, kanal. Skalabar = 100 μm. (B) For halvkvantifiseringsanalysen av bildene ovenfor ble fluorescensintensiteten, inkludert FD4 og RD70 i blodkar (intravaskulær) og utenfor blodkar (ekstravaskulær), målt av Image J-programvaren. (C) 3D-bilder av blodkar og mikrovestre i SMG. Pilspisser indikerer endringene i fordelingen av sporstoffer i SMG. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vedlikehold og regulering av endotelbarrierefunksjon er avgjørende for vaskulær homeostase. Endotelceller og deres intercellulære veikryss spiller en kritisk rolle i å opprettholde og kontrollere vaskulær integritet12. Skjærkraften i blodstrømmen, vekstfaktorer og inflammatoriske faktorer kan forårsake endringer i vaskulær permeabilitet og dermed delta i forekomsten og utviklingen av systemiske sykdommer som hypertensjon, diabetes og autoimmune sykdommer13,14,15. Den vaskulære fordeling og blodstrøm av spyttkjertelen er en av de mest tallrike i alle organer og vev, men forskning på spyttkjertelens vaskulære system har ikke blitt utført mye. En dypere og mer omfattende forståelse av spyttkjertelblodkar, spesielt endotelbarrierefunksjonen, vil gi nye ledetråder til mekanismen for spyttsekresjon og fremme vaskulær biologiforskning.
In vivo to-foton laserskanningsmikroskopiteknikk kan kvantifisere vaskulær permeabilitet ved intravenøs injeksjon av fluorescerende fargestoff uten å ofre dyret. Fluorescensmerket dextrans med mikrosfærer med forskjellige molekylvekter eller størrelser kan bedre vurdere omfanget av endotelskade. I mellomtiden bestemmes den dynamiske kinetikken til vaskulær permeabilitet i sanntid ved bruk av det intravitale evalueringssystemet for vaskulær permeabilitet. En annen fordel er at det er lett å skille mellom typer blodårer, som arterioler, venuler og kapillærer16. Videre er ødeleggelse av vaskulær endotelbarriere og migrasjon av immunceller uunngåelig knyttet til betennelse, men det er mange studier som undersøker en enkelt faktor, og bare noen få studier har fokusert på sammenhengen mellom begge aspekter17,18. Uhl og medarbeidere etablerte nylig en forskningsmetode for å analysere rollen til ulike patogene faktorer i spyttkjertelsykdommer ved å injisere fluorescensmerket dextrans og immuncellespesifikke antistoffer med forskjellige fluorescerende markører samtidig in vivo19. Her kan fluorescensmerkede immunceller også spores gjennom haleveneinjeksjon for å utforske patogenese i dagens arbeidsmodell. Derfor kan den nåværende eksperimentelle metoden gi et unikt system for å studere samspillet mellom leukocytt ekstravasasjon og endotelbarriereintegritet i SMG-sykdomsdyremodeller in vivo.
Likevel må det ikke ignoreres at musens respons på anestetika er forskjellig, og jo lengre bildetiden tar, desto lengre anestesitid trengs, og jo vanskeligere er det for mus å gjenopprette. Derfor er dette eksperimentet bedre brukt til å undersøke når det ikke kreves etterfølgende in vivo-eksperimenter etter avbildningen. I tillegg er en annen begrensning at denne teknikken ikke er egnet for eksperimenter med lang tidsperiode. Dextrans er vannløselige og enkle å metabolisere, noe som resulterer i svakere fluorescens med lengre bildetid, og det er derfor bedre å opprettholde bildebehandlingstiden innen 30 minutter.
Samlet sett fokuserer studien på penetrasjon av paracellulære permeabilitetssporere og celler fra blodkar og mikrovesseler i kjertelvev og har strengt etablert kontrastforsterket intravital dynamisk to-foton laserskanningsmikroskopi som en avansert metode for å måle vaskulær permeabilitet for å evaluere endotelbarrierefunksjonen i musen SMG.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Denne studien ble støttet av National Natural Science Foundation of China (tilskudd 31972908, 81991500, 81991502, 81771093 og 81974151) og Beijing Natural Science Foundation (tilskudd 7202082).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-photon microscope (TCS-SP8 DIVE) | Leica, Germany | ||
| 4 kDa FITC-labeled dextran | Sigma Aldrich | 46944 | |
| 70 kDa rhodamine B-labeled dextran | Sigma Aldrich | R9379 | |
| Blunt tissue separation nickel | Bejinghuabo Company | NZW28 | |
| Depilatory cream | Veet | ||
| Disposable sterile syringe | Zhiyu Company | 1 mL | |
| Image J software | National Institutes of Health | ||
| Insulin syringe | Becton, Dickinson and Company | 0253316 | 1 mL |
| Leica Application Suite X software | Leica Microsystems | ||
| Microtubes | Axygen | MCT-150-C | 1.5 mL |
| Phosphate buffered saline 1x | Servicebio | G4207-500 | |
| Tissue scissors | Bejinghuabo Company | M286-05 | |
| Tribromoethanol | JITIAN Bio | JT0781 |
References
- Carpenter, G. H. The secretion, components, and properties of saliva. Annual Review of Food Science and Technology. 4, 267-276 (2013).
- Garrett, J. R. The proper role of nerves in salivary secretion: A review. Journal of Dental Research. 66 (2), 387-397 (1987).
- Berndt, P., et al. Tight junction proteins at the blood-brain barrier: Far more than claudin-5. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (10), 1987-2002 (2019).
- Cong, X., et al. Disruption of endothelial barrier function is linked with hyposecretion and lymphocytic infiltration in salivary glands of Sjögren's syndrome. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1864 (10), 3154-3163 (2018).
- Helmchen, F., Denk, W.
- Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
- Masedunskas, A., Sramkova, M., Weigert, R. Homeostasis of the apical plasma membrane during regulated exocytosis in the salivary glands of live rodents. Bioarchitecture. 1 (5), 225-229 (2011).
- Masedunskas, A., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (33), 13552-13557 (2011).
- Balda, M. S., et al. Functional dissociation of paracellular permeability and transepithelial electrical resistance and disruption of the apical-basolateral intramembrane diffusion barrier by expression of a mutant tight junction membrane protein. The Journal of Cell Biology. 134 (4), 1031-1049 (1996).
- Enis, D. R., et al. Induction, differentiation, and remodeling of blood vessels after transplantation of Bcl-2-transduced endothelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (2), 425-430 (2005).
- Wang, X., et al. Application of digital subtraction angiography in canine hindlimb arteriography. Vascular. 30 (3), 474-480 (2022).
- Trani, M., Dejana, E. New insights in the control of vascular permeability: vascular endothelial-cadherin and other players. Current Opinion in Hematology. 22 (3), 267-272 (2015).
- Viazzi, F., et al. Vascular permeability, blood pressure, and organ damage in primary hypertension. Hypertension Research. 31 (5), 873-879 (2008).
- Scheppke, L., et al. Retinal vascular permeability suppression by topical application of a novel VEGFR2/Src kinase inhibitor in mice and rabbits. The Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2337-2346 (2008).
- Blanchet, M. R., et al. Loss of CD34 leads to exacerbated autoimmune arthritis through increased vascular permeability. Journal of Immunology. 184 (3), 1292-1299 (2010).
- Egawa, G., Ono, S., Kabashima, K. Intravital Imaging of vascular permeability by two-photon microscopy. Methods in Molecular Biology. 2223, 151-157 (2021).
- Vestweber, D., Wessel, F., Nottebaum, A. F. Similarities and differences in the regulation of leukocyte extravasation and vascular permeability. Seminars in Immunopathology. 36 (2), 177-192 (2014).
- Schulte, D., et al. Stabilizing the VE-cadherin-catenin complex blocks leukocyte extravasation and vascular permeability. The EMBO Journal. 30 (20), 4157-4170 (2011).
- Uhl, B., et al. A novel experimental approach for in vivo analyses of the salivary gland microvasculature. Frontiers in Immunology. 11, 604470 (2020).
