Summary
盆腔器官脱垂影响着全世界数百万女性，但一些常见的手术干预失败率高达40%。缺乏标准的动物模型来研究这种情况阻碍了进展。我们提出以下方案作为子宫骶韧带悬吊和 体内 拉伸测试的模型。
Abstract
盆腔器官脱垂（POP）是一种常见的盆底疾病（PFD），有可能显着影响女性的生活质量。在美国，大约 10%-20% 的女性接受盆底修复手术以治疗脱垂。仅在美国，PFD 案件每年就造成 263 亿美元的总费用。这种多因素条件对生活质量有负面影响，但治疗方案在最近的过去只是减少了。一种常见的手术选择是子宫骶韧带悬吊术 （USLS），通常通过将阴道穹窿固定在骨盆的子宫骶韧带上进行。与补片增强术相比，这种修复术并发症的发生率较低，但值得注意的是，失败率相对较高，高达 40%。考虑到缺乏研究盆底功能障碍的标准动物模型，迫切需要该领域的创新临床需求，重点是开发具有成本效益和可访问的动物模型。在这篇手稿中，我们描述了一种USLS的大鼠模型，涉及完全子宫切除术，然后将剩余的阴道穹窿固定在子宫骶韧带上。该模型的目标是模拟对女性执行的程序，以便能够使用该模型来研究改善韧带附件机械完整性的修复策略。重要的是，我们还描述了 原位 拉伸测试程序的开发，以表征手术干预后选定时间点的界面完整性。总体而言，该模型将成为未来研究的有用工具，这些研究通过USLS 研究POP 修复的治疗方案。
Introduction
盆腔器官脱垂（POP）是一种常见的盆底疾病，影响着全世界数百万女性，有可能对女性生活的许多方面产生重大影响，尤其是1岁。值得注意的是，美国约有 13% 的女性会接受脱垂或尿失禁手术2.脱垂是怀孕和分娩后最常见的疾病，其特征是盆腔器官下降，主要是阴道和/或子宫的各个隔室，超出其在腹膜腔中的正常位置。这会导致阴道隆起或压迫、肠道、膀胱和性功能障碍以及整体生活质量下降的烦人症状。POP 的其他危险因素包括肥胖、吸烟、慢性咳嗽和便秘3。
在健康女性中，盆底器官由肛提肌、子宫骶韧带 （USL）、主韧带、骨盆侧壁结缔组织附着物和会阴体远端结构支撑4，5。USL是子宫和阴道顶端最重要的顶端支撑结构之一，因此通常用于POP的手术矫正（图1）。USL的结构支持源于骶区致密的胶原结缔组织，这些结缔组织过渡到紧密排列的平滑肌。由于这种成分梯度，USL与子宫和阴道肌肉组织交织在一起，为盆腔器官提供坚固的支撑6，7。在子宫骶韧带悬吊液 （USLS） 中，子宫切除术后将 USL 固定在阴道穹窿上，将阴道和周围结构恢复到腹腔室中的解剖位置。然而，无论经阴道还是腹腔镜途径，在某些研究中，USLS程序都受到高达40%的相对较高的失败率的困扰8，9。在一项大型多中心随机对照试验中，根尖间室脱垂（如 USL）修复后 5 年令人烦恼的阴道隆起症状的复发率约为 40%9。在同一试验中，5 年复发性脱垂的再治疗约为 10%。这种高失败率的机制尚未得到研究，但将阴道和周围结构恢复到其解剖位置需要缝合放置在USL10，11 的致密胶原区域而不是平滑肌区域。因此，高故障率可能是由于手术形成的阴道-USL 接口的机械和成分不匹配，与在原生宫颈-USL 附件中看到的完全整合相比。
治疗这些疾病的经济影响也值得注意，在美国，每年约有3亿美元用于门诊护理12，每年花费超过10亿美元用于外科手术的直接成本13。尽管有大量的经济资源致力于治疗这些疾病，但许多脱垂手术引起的并发症仍然令人沮丧。例如，与天然组织修复术相比，基于聚丙烯网状的根尖脱垂修复术（例如骶骨阴道固定术）提供更高的成功率14，但代价是潜在的并发症，例如网状暴露或糜烂。仅在2008年至2010年期间，FDA就收到了近3，000起与网状并发症有关的投诉。最终，FDA于2019年4月下令停止生产和销售所有经阴道放置的POP网状产品15。因此，临床上对聚丙烯以外的材料以及用于测试它们的模型有强烈的需求，与单独缝合的传统技术相比，这些材料可以增强天然组织脱垂修复并提高成功率。
自 2019 年 FDA 宣布以来，大多数盆腔外科医生已停止使用经阴道放置的网片进行脱垂修复，促使研究人员寻求新的组织工程方法来增强天然组织修复16，17，18，例如间充质基质细胞 （MSC）9，20.随着重点的转移，迫切需要改进有助于开发新材料的动物模型;这一过程中的挑战是平衡临床相关性和成本。为此，研究盆腔器官脱垂的基础科学和临床研究人员迄今为止已经利用了几种动物模型，包括大鼠，小鼠，兔子，绵羊，猪和非人灵长类动物19。确定最佳动物模型的过程具有挑战性，因为与其他哺乳动物物种相比，人类是两足动物，没有尾巴，并且具有创伤性的出生过程20。猪21已被用于模拟机器人骶骨阴道固定术，而绵羊已被用于模拟阴道脱垂修复术22。这些动物模型虽然具有临床相关性，但可行性受到成本和维护的限制。非人灵长类动物已被用于研究脱垂的发病机制;特别是松鼠猴是除人类外唯一可以发生自发性脱垂的物种之一，这使它们成为最相关的动物模型之一20。非人灵长类动物也被用于研究妇科外科手术，如骶骨阴道固定术23和子宫移植24。与绵羊和猪类似，非人灵长类动物作为脱垂动物模型的主要限制是维护，护理和寄宿的成本19。
尽管与人类相比，啮齿动物骨盆水平定向，头与出生道大小比小得多19，但大鼠适合USLS手术的小动物研究，因为它们具有相似的USL解剖结构，细胞，组织学结构和基质组成与人类USL25相比。此外，它们在维护和登机方面是有益的。尽管有这些有益的属性，但没有关于USLS修复大鼠模型的已发表报告。因此，目的是描述经产刘易斯大鼠子宫切除术和USLS的方案。该协议将有利于旨在使用这种可访问的动物模型研究POP的病理生理学和手术成分的研究人员。
图1：盆腔器官脱垂 。 （A）腹膜腔内器官的正常方向和（B）脱垂发生时器官的剧烈下降。子宫切除术后，（C）子宫骶韧带悬吊液将阴道和周围结构恢复到适当的解剖位置。 请点击此处查看此图的大图。
Protocol
遵循所有机构动物护理和使用委员会 （IACUC） 指南，在开始之前获得所有动物程序的批准。无菌手术技术的要求可以从指南26和动物福利条例27中找到。该研究已获得弗吉尼亚大学机构动物护理和使用委员会协议编号4332-11-20的批准。获得经产（两窝）雌性饲养员。大鼠应成对饲养在美国实验动物护理认证协会认可的动物饲养室中，并 随意提供食物和水。这项研究中的动物是从查尔斯河获得的刘易斯大鼠，年龄在4至6个月之间，以适应两窝的需求。将动物维持在12小时的明暗循环中。
1.使用子宫骶韧带悬吊术修复盆腔器官脱垂
- 活体动物手术的设备和手术区域准备
- 准备手术区域，以便使用循环热水加热垫和无菌防水垫将手术板加热到37°C。使用不含漂白剂的表面消毒剂，然后用70%乙醇擦拭，确保手术板和手术区域的无菌。
- 使用高压灭菌器热灭菌对所有高压灭菌器安全用品进行灭菌，包括手术器械、手术海绵（纱布）、棉签和一次性窗帘。获得无菌包装的手术手套。
- 获取电剪、眼药膏、乙醇湿巾、棉签和碘溶液，以及无菌包装的手术刀刀片和缝合线，并放在工作台上。
- 活体动物手术的动物准备
- 小心地将动物放入提供2%异氟醚的麻醉室中，并在达到适当的麻醉平面后称量动物。当动物对脚趾捏没有反应时，确认适当的麻醉。
- 将动物以俯卧位放在手术板上，鼻子牢固地放在提供 2% 异氟醚的麻醉锥中。将眼药膏涂抹在每只动物的眼睛上。
- 皮下给予阿片类镇痛药和非甾体抗炎药镇痛药（材料表）。
- 如图 2所示，将动物置于仰卧位，并从剑突向下刮掉从剑突到尿道口（8 cm x 4 cm）的腹部皮毛。用碘和酒精三种电荷对腹部进行消毒，以准备切口部位。
注意：如果剃须导致出血，请在用碘和酒精准备垫准备皮肤之前用压力止血。保持皮肤上的碘30秒。 - 如果没有可用的手术助手，请将无菌用品和器械放在无菌器械托盘上，包括无菌棉签、窗帘、海绵（纱布）、手术刀片、缝合线和手术标记（可选）。如果有手术助手，则可以省略此步骤，助手可以按照步骤1.3.1提供无菌器械。
- 子宫切除术和子宫骶韧带悬吊术 （USLS）
- 穿上手术服、头套、口罩和无菌手套。用无菌区域覆盖动物，只露出腹部。
- 使用手术刀刀片从剑突下方沿白线切开 7 厘米的切口，直至下线。切口应从尿道口结束~0.5-1.0厘米。然后，通过下面的肌肉层做一个切口。避免腹壁血管以防止出血。
- 组装腹部牵开器并检查腹腔（图3A）。使用虹膜钳，轻轻定位左子宫角。子宫位于肠道深处，这通常是进入腹膜腔时首先遇到的结构。首先识别卵巢（图3B）和相关的卵巢脂肪垫是有益的。
- 用抓手或蚊子夹轻轻抬高左子宫角，并使用蚊子夹结扎卵巢和输卵管下方的角开始子宫切除术。卵巢是脆弱的结构，很容易被手法破坏或去血管化。抬高子宫角时要小心;抓住角与卵巢保持安全距离以实现这一目标。
- 继续子宫切除术，使用微型剪刀夹紧和修剪相邻的脉管系统、结缔组织和子宫角的脂肪。在移除之前夹住结缔组织以减少出血。将夹子尽可能靠近子宫界面放置，一直到子宫颈交界处（也称为角分叉）。
- 使用蚊子镊子夹住子宫角附近的分叉点（图4A-C）。将同侧角切除到夹子上，以避免出血。它位于子宫-宫颈交界处（仅到子宫颈的嘴部）和子宫-输卵管结扎点之间。子宫切除术后阴道穹窿将保留（图4D）。
注意：由于大鼠血管的口径较小，用临时夹子结扎子宫残端足以进行这种手术。然而，这种技术可以根据需要进行修改，用电灼术或缝合结扎术密封椎弓根。 - 在右子宫角重复步骤1.3.3-1.3.6进行全子宫切除术。
- 调整腹部牵开器以暴露下骨盆。检查暴露的阴道穹窿和骨盆底支撑韧带和结缔组织，可以看到它们附着在阴道和子宫颈上。如果可能，在卵巢内侧识别输尿管，它只是卵巢的内侧。
- 识别子宫骶韧带28，29，如图5A所示，可以发现它附着在子宫角（阴道穹窿）剩余残端下方的子宫颈上。韧带以头内侧方向向骶骨追踪。
- 在一根小的锥形针上使用 3-0 聚二氧杂环酮缝合线，将针线穿过左子宫骶韧带。将针脚放在韧带上，靠近骶骨。
- 拉动缝线以确保它已捕获子宫骶韧带 - USL结构插入子宫颈，原点潜入直肠后面，连接到骶骨。再次，识别输尿管，以确保它没有被纳入子宫骶缝线或与子宫骶缝线扭结。
- 然后，将左聚二氧杂酮缝线穿过阴道穹窿的左侧（图5B），小心地合并阴道袖带的前部和后部。重复这些步骤以完成右侧的 USLS 过程。如果需要，可以双侧放置多针。
- 一旦子宫骶部缝线被双侧放置，使用方形结牢固地绑住缝合线，如图 5C所示，使得阴道穹窿向骶骨抬高;这样就完成了子宫骶韧带悬吊。
- 闭合手术伤口
- 将腹部内容物置回腹腔内的解剖位置。用4-0至6-0聚乳酸910或聚二氧化黄酮缝合线的连续缝合模式关闭腹壁的深层（腹膜，筋膜，肌肉）。
- 用 4-0 至 6-0 聚二唑酮或聚乳酸 910 的皮下（或间断）缝合线闭合皮肤。根据需要皮下注射抗生素，以预防手术部位感染。
- 进行术后监测，直到动物恢复足够的意识以维持胸骨卧位。在完全康复之前，不要将动物送回社会住房。
图2：活体手术的动物准备。 从切口部位周围区域去除毛皮对于适当的无菌技术是必要的。图（A）和（B）中显示的区域是指南。研究人员应该去除足够的头发，使无菌器械在手术过程中不会与头发接触。 请点击此处查看此图的大图。
图3：保留卵巢。 第一次打开腹部时，子宫角通常不可见，如（A）所示。一旦找到角并跟随找到（B）它们连接到角的卵巢和输卵管，就可以夹住角的顶部，并将角分开以开始子宫切除术。 请点击此处查看此图的大图。
图 4：移除子宫角。 大鼠子宫切除术涉及（A）两个子宫角（B）夹在子宫颈交界处和（C）切除。每个角的阴道穹窿仍然与连接它们的（D）颈部/子宫残端（箭头）保持联系。 请点击此处查看此图的大图。
图5：子宫骶韧带悬吊。 （A）子宫骶韧带相对于创建的阴道穹窿结构的方向。当放置用于子宫骶韧带悬吊（USLS）修复的缝合线时，（B）缝合线捕获子宫骶韧带，然后穿过阴道袖带的前部和后部。（C）固定在子宫骶韧带上，阴道穹窿现在向骶骨抬高头颅。 请点击此处查看此图的大图。
2. 单轴拉伸试验
注：所使用的测试系统和软件按照制造商的校准和测试指南进行操作。所有测试均在22°C下进行。
- 试样制备
- 使用IACUC批准的药理学程序对大鼠实施安乐死。通过二级物理方法确保死亡。在这里，使用CO2吸入，然后进行心脏穿刺。暴露阴道穹窿，准备进行拉伸机械测试。在目前的研究中，对天然子宫骶韧带（对照）以及如上所述接受子宫骶韧带悬吊术（POP）的动物进行拉伸测试。
- 手术后 24 周原 位 测试韧带。建议至少 8 周的终末时间点，以便缝合线完全重吸收。
- 人道安乐死后，在白线下切开一个切口以露出腹部。
- 开始解剖脂肪组织，直到阴道穹窿可见。继续解剖腹部脂肪垫，直到完整的USL清晰可见（对照动物， 图6A）或子宫骶韧带和阴道穹窿之间的连接处可见（POP动物， 图6C）。小心不要拉扯液络部以去除脂肪组织，而是使用微型剪刀小心切割以保持样品之间的一致性。
- 使用柔性尺子测量子宫骶部插入（直肠后方）和阴道穹窿之间的距离。该值是组织的原始长度。
注意：组织的原始长度，即规格长度，用于对照 USL 测量为 13.4 ± 0.5 毫米，而用于 USL 修复的标距长度测量为 12.8 ± 0.4 毫米。 - 将脐带穿在完整的USL（对照，图 6B）或USLS连接处（POP， 图6D）后面，使组织以脐带为中心。使用数字卡尺测量组织与脐带相交的高度和宽度。这些值将用于计算横截面积。
- 通过底座适配器连接一个大的压缩板（材料表），并将动物放在顶部，使试样在夹具下方居中。
- 拉伸试验
- 将拉伸测试制度编程到软件中：预加载、预条件、拉动失效。这遵循先前的骨盆底29 和生殖组织30 机械测试协议。
- 设置仪器以准备拉伸测试。对于当前研究，使用10 N称重传感器，3D打印夹具和底座适配器来连接压板，如图 7所示。
注意：任何可以支撑动物全尺寸的基础设置都是可以接受的。使用任何可以牢固固定脐带的手柄。本次测试使用了来自先前研究31，32的定制3D 打印支架和握把。STL 文件作为补充文件包含在内。- 定位动物，使标本位于夹具下方的中心（图 8A）。通过将动物固定在压板上来固定标本周围的骨盆区域（图8B）。
- 降低称重传感器，使脐带的尾部容易到达手柄。将脐带固定在手柄中，保持胶带松弛以避免试样操作。
- 在软件界面中打开预处理测试，并用样品名称标记测试。确保预处理方法包括预加载步骤。
- 单击以开始预处理测试，这将在 0.015 N 处预加载样品。一旦预紧力稳定，测试将以0.1 mm / s的伸长率预处理样品30秒。让组织休息1分钟。在等待期间，加载拉动故障测试制度。
注意：预紧力可能因仪器限制和测试条件而异。参考以前的研究，其中报告的预载荷范围从0.015 N到0.1 N29，33，34，35，36。 - 打开编程为拉动失败的测试制度。使用示例名称标记测试，然后单击“ 确定 ”进入下一个窗口。输入样品的标距长度，然后单击 “下一步 ”切换到测试页面。
- 平衡所有并单击 开始。允许测试以 0.1 mm/s 的伸长率运行，直到组织被拉到失效。测试将产生载荷-位移数据。
- 计算拉伸试验的应力、应变和模量
- 使用载荷-位移数据、横截面积和样品的标距长度，计算应力 （MPa） 和应变 （%），如之前报告的37，38，39，40，41。使用如下所示的公式1和公式2。请注意，在这些计算中也应考虑测试期间胶带的拉伸。
等式 1
等式 2- 根据载荷-位移曲线（图 9A，D），计算刚度（线性斜率，N/mm）和极限载荷。根据应力应变曲线，计算切线模量（线性斜率，MPa）和极限应力。应力应变曲线的线性区域如图9B，E所示，两个实验组的计算切线模量如图9C，F所示。
注意： 对于刚度和切线模量，通过选择一个点窗口来识别线性部分，该窗口使线性回归37，41 的 R2 值最大化。
- 根据载荷-位移曲线（图 9A，D），计算刚度（线性斜率，N/mm）和极限载荷。根据应力应变曲线，计算切线模量（线性斜率，MPa）和极限应力。应力应变曲线的线性区域如图9B，E所示，两个实验组的计算切线模量如图9C，F所示。
- 使用载荷-位移数据、横截面积和样品的标距长度，计算应力 （MPa） 和应变 （%），如之前报告的37，38，39，40，41。使用如下所示的公式1和公式2。请注意，在这些计算中也应考虑测试期间胶带的拉伸。
等式 1
等式 2
图 6：用于单轴拉伸测试的试样制备。 （A）在（B）脐带穿在组织后面之前暴露的对照USL。（C）缝合线完全溶解后的USL-阴道穹窿连接处（B）将脐带穿在组织后面，准备进行拉伸试验。 请点击此处查看此图的大图。
图 7：机械 测试系统。 （A）拉伸测试模式下的测试系统与（B）3D打印支架和（C）3D打印样品夹持一起使用，并配有纹理条以提高抓地力。面板（D）中显示的部件配置。 请点击此处查看此图的大图。
图 8：拉伸测试的设置 。 （A） 试样位于夹具和支架下方的中心。（B）在拉伸试验开始之前，试样周围的动物和组织保持静止。如插图所示，保护周围组织对于分离感兴趣的组织至关重要。 请点击此处查看此图的大图。
图 9：拉伸试验数据输出和分析示例。 （A） 对照样品的载荷-位移曲线，然后是 （B） 应力应变分析和 （C） 线曲线拟合方程的斜率，显示以 MPa 为单位的切线模量。（D-F） 显示了 USLS 示例的相同过程。请点击此处查看此图的大图。
Representative Results
手术可行性和子宫骶缝合线放置
任何动物均未出现与子宫切除术或子宫骶韧带悬吊术相关的术中并发症。切除子宫角期间出血极少，前提是在切除前夹紧相邻脉管系统。有限的出血使子宫骶韧带能够很好地观察缝合线，并防止术中肠、直肠、输尿管或膀胱损伤。放置缝合线后，新形成的USL-阴道穹窿连接处阻止了宫颈/子宫残端的移动，如图 5C所示。在术后的前三天，每天检查动物，然后每两周检查一次，直到实验结束。在手术时给予缓释阿片类药物和非甾体抗炎药镇痛药后，发现不需要额外的镇痛药。根据我们对16例动物手术的经验（对照组和USLS组的n =8），预计术后第一周体重会下降，平均比手术日体重减轻5.7±1.4%。正如预期的那样，大鼠在随后的23周内体重缓慢增加，在实验过程中平均体重增加15.1±4.5%。
USLS维修的机械测试
为了演示USLS维修的功能，进行了单轴拉伸测试。在选定的术后时间点对动物实施安乐死后，在本研究中为24周，应仔细解剖手术区域以可视化USL-阴道穹窿连接处，如图6A所示。与用于测试大鼠USLs以及其他支持结构和盆腔器官的其他方法相比29，42，此处描述的方法首次以孤立的方式测试大鼠USL。本研究中使用的脐带因其灵活性而被战略性地选择，因为胶带的顺应性允许在拉伸测试准备期间对组织的破坏最小。因此，必须调整载荷位移数据，以考虑脐带贡献的少量拉伸。图9提供了通过拉伸测试获得的数据示例，图9A提供了典型应力-应变图的示例。建议报告应力-应变数据，因为该信息是标准化的，与标本34的大小无关，并且可以更好地比较各个研究。对于完整的子宫骶韧带，我们报告了结构特性，如极限载荷（2.9±0.5 N）和刚度（0.4±0.1 N/mm）以及归一化材料特性，如极限应力（2.1±0.4MPa）、极限应变（1.6±0.5）和切线模量（4.0±1.1MPa）。在Moalli等人对大鼠生殖器官及其所有支持组织连接进行的单轴测试中，他们报告了失效时的极限载荷（13.2±1.1 N）和刚度（2.9±0.9 N / mm）高于孤立的USL29。Moalli等人所做的工作和其他文献34，35提到了测试样品之间的高度变异性，如此处提供的数据所示。对于子宫骶韧带悬架修复，我们发现所有结构材料特性（刚度，0.33±0.13 N/mm;极限载荷，2.6 ± 1.3 N）和归一化材料特性（极限应力，1.8 ± 0.7 MPa;极限应变 1.3 ± 0.3;切线模量，3.0 ± 0.9 MPa）低于原生 USL。
Discussion
该协议有几个优点。据我们所知，这是大鼠模型中首次发表的USLS描述，将为未来的研究人员提供在研究环境中执行该程序的可重复步骤。其次，我们包括一种用于USL的天然和外科界面拉伸测试的新协议。拉伸测试协议可用于类似的研究，研究新的组织工程方法来增强天然组织修复，如USLS。此外，与较大的动物模型相比，大鼠模型本身可用于研究盆底疾病，因为与较大的动物模型相比，易于处理/登机，寿命短且具有成本效益。该方案的局限性包括无法评估USLS的主要并发症之一，输尿管扭结。尽管如此，我们在这项研究中没有推定输尿管损伤的病例。另一个考虑因素是，大鼠模型中骨盆的水平方向、小胎头与出生耳道比以及缺乏自发性脱垂确实限制了结果对人类的一些适用性。然而，使用经产大鼠是本研究的一个优势，因为这解释了POP3发展的主要危险因素。
在刘易斯大鼠中建立成功的子宫切除术和USLS方案将成为未来研究人员研究POP手术成分的有用工具，同时最大限度地减少测试USL机械行为的可变性。手术动物模型是有益的，因为它们允许研究人员设计临床相关的实验，控制胎次、体重、疾病和营养34 ，同时降低人类初始研究的伦理风险。此外，POP的标准化模型使研究人员能够绕过人体组织收集的限制。特别是，本协议中描述的拉伸测试方法将使研究之间的一致性。以前的啮齿动物模型测试了整个骨盆区域的机械性能，包括子宫颈、阴道和多个骨盆支撑韧带29，42。这里描述的方法允许以保持原生脊柱和颈椎附件的方式测量USL。应该注意的是，拉伸测试方法不仅评估USL，而是结合其在骶骨和子宫颈的插入来评估USL。这是该研究的优势，因为它反映了韧带所承受的 通常原位 力。我们承认，如果在体 外 测试而没有其天然附件，孤立韧带的机械行为会有所不同。由于大鼠结构很小，并且限制了收集适合 离体 测试的样品的可行性，因此尤其如此。USL确实在 原位经历了多个方向的载荷，因此测试的单轴性质是一个限制，但是使用这种方法可以在以前的大鼠USL力学研究之间进行有意义的比较29，42。虽然目前还没有广泛接受的标准机械测试协议，但该模型将成为该领域未来组织工程研究的有用工具。
本协议中描述的几个步骤对于动物的健康和福祉以及USLS手术和随后的拉伸测试的可重复性至关重要。首先，必须同时获得镇痛药和抗炎药，因为发现单独使用镇痛药不足以进行疼痛管理。预防性抗生素可降低手术部位感染的风险，是人体手术的标准护理。关于USLS外科手术，避免卵巢损伤和尽量减少失血对于手术的成功至关重要。步骤1.3.3和1.3.4描述了将子宫角的顶部与相邻的卵巢分开;应注意将这种夹层保持在子宫角的一侧，以防止卵巢周围脆弱的血管破裂，从而导致出血过多。值得注意的是，其他研究人员已经表明，切除子宫角后卵巢功能得以保留43。此外，如果卵巢被破坏或切除，整个胶原纤维结构将受到干扰，改变其组织的机械性能44，45。一旦子宫角与卵巢安全分离，就会有一个清晰的解剖平面，允许子宫角与周围的脂肪垫和脉管系统隔离。尽管解剖平面清晰，但在用微型剪刀横断之前，应用夹子固定沿子宫角的椎弓根。与人类的外科实践相反，我们发现子宫切除椎弓根的缝合结扎是不必要的，因为在横断前夹住椎弓根可确保足够的止血。协议的步骤1.3.6描述了这种谨慎的过程，以尽量减少失血。在进行子宫切除术时，应非常小心地识别输尿管，如步骤1.3.6和1.3.8中所述。了解输尿管的解剖学接近度至关重要，因为与人类USL相关的最常见并发症之一是输尿管损伤46。
总之，我们提出了一种用于在大鼠模型中进行子宫切除术，子宫骶韧带悬吊和USL拉伸测试的新方案。我们预计，我们的研究结果将通过提供对这些程序的清晰，可重复的描述来帮助未来的基础科学研究人员，从而推动盆腔器官脱垂研究。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
我们感谢Silvia Blemker教授使用她的Instron和George Christ教授使用他的手术空间以及3D打印支架和握把。这项工作得到了UVA-Coulter转化研究伙伴关系和国防部（W81XWH-19-1-0157）的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alcohol prep pad | BD | 326895 | |
| Artificial Tear Ointment | American Health Service Sales Corp | PH-PARALUBE-O | |
| Bluehill software | Instron | Bluehill 3 | |
| Cavicide 1 disinfectant | Fisher Scientific | 22 998 800 | |
| Compression platean | Instron | 2501-163 | |
| Cotton swabs | Puritan Medical | 806-WC | |
| Gauze Sponge, 8-Ply | VWR | 95038-728 | |
| Mosquito Forceps | Medline Industries | MMDS1222115 | |
| Needle Holder | Medline Industries | DYND04045 | |
| Operating Scissors, 5½", Sharp | American Health Service Sales Corp | 4-222 | |
| Opioid Analgesic (Buprenorphine XR) | Fidelis Animal Health | Ethiqa XR | 0.65 mg/kg SC Q72 |
| NSAID Analgesic (Meloxicam SR) | Wildlife Pharmaceuticals, LLC | Meloxicam SR | 1 mg/kg SC q72 |
| PDS II, 3-0 Polydioxanone Suture, SH-1 | Ethicon | Z316H | |
| PDS II, 5-0 P olydioxanone Suture, RB-1 | Ethicon | Z303H | |
| Retractor | Medline Industries | MDS1862107 | |
| Scalpel Blade Stainless Surgical #10 | Miltex | 4-310 | |
| Scalpel Handle | Medline Industries | MDS15210 | |
| Scissor, Micro, Curved, 4.5" | Westcott | MDS0910311 | |
| Single Column Universal Testing System | Instron | 5943 S3873 | 1 kN force capacity, 10 N load cell |
| Sterile Natural Rubber Latex Gloves | Accutech | 91225075 | |
| Suture,Vicryl,6-0,P-3 | Ethicon | J492G | |
| Tape,Umbilical,Cotton,1/8X18" | Ethicon | U10T | |
| Tension and Compression Load Cell | Instron | 2530-10N | 10N load cell (1 kgf, 2 lbf) |
| Veterinary surgical adhesive (skin glue) | Covetrus | 31477 |
References
- Olsen, A. L., et al. Epidemiology of surgically managed pelvic organ prolapse and urinary incontinence. Obstetrics and Gynecology. 89 (4), 501-506 (1997).
- Wu, J. M., et al. Lifetime risk of stress urinary incontinence or pelvic organ prolapse surgery. Obstetrics and Gynecology. 123 (6), 1201-1206 (2014).
- Kenton, K., Mueller, E. R. The global burden of female pelvic floor disorders. BJU International. 98, 1-7 (2006).
- Herschorn, S. Female pelvic floor anatomy The pelvic floor, supporting structures, and pelvic organs. Reviews in Urology. 6, 2-10 (2004).
- Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 369 (9566), 1027-1038 (2007).
- Campbell, R. M. The anatomy and histology of the sacrouterine ligaments. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 59 (1), 1-12 (1950).
- Reisenauer, C., et al. The role of smooth muscle in the pathogenesis of pelvic organ prolapse - An immunohistochemical and morphometric analysis of the cervical third of the uterosacral ligament. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 19 (3), 383-389 (2008).
- Lavelle, R. S., Christie, A. L., Alhalabi, F., Zimmern, P. E. Risk of prolapse recurrence after native tissue anterior vaginal suspension procedure with intermediate to long-term followup. Journal of Urology. 195 (4), 1014-1020 (2016).
- Jelovsek, J. E., et al. Effect of uterosacral ligament suspension vs sacrospinous ligament fixation with or without perioperative behavioral therapy for pelvic organ vaginal prolapse on surgical outcomes and prolapse symptoms at 5 years in the OPTIMAL randomized clinical trial. JAMA - Journal of the American Medical Association. 319 (15), 1554-1565 (2018).
- Bradley, M. S., et al. Vaginal uterosacral ligament suspension: A retrospective cohort of absorbable and permanent suture groups. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 24 (3), 207-212 (2018).
- Cola, A., et al. Native-tissue prolapse repair: Efficacy and adverse effects of uterosacral ligaments suspension at 10-year follow up. International Journal of Gynecology and Obstetrics. , (2022).
- Sung, V. W., Washington, B., Raker, C. A. Costs of ambulatory care related to female pelvic floor disorders in the United States. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 202 (5), 1-4 (2010).
- Subak, L. L., et al. Cost of pelvic organ prolapse surgery in the United States. Obstetrics and Gynecology. 98 (4), 646-651 (2001).
- Siddiqui, N. Y., et al. Mesh sacrocolpopexy compared with native tissue vaginal repair: A systematic review and meta-analysis. Obstetrics & Gynecology. 125 (1), 44-55 (2015).
- FDA takes action to protect women's health, orders manufacturers of surgical mesh intended for transvaginal repair of pelvic organ prolapse to stop selling all devices. FDA News Release. , Available from: https://www.fda.gov/news-events/press-announcements/fda-takes-action-protect-womens-health-orders-manufacturers-surgical-mesh-intended-transvaginal (2019).
- Brincat, C. A. Pelvic organ prolapse reconsidering treatment, innovation, and failure. JAMA - Journal of the American Medical Association. 322 (11), 1047-1048 (2019).
- Cundiff, G. W. Surgical innovation and the US Food and Drug Administration. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 25 (4), 263-264 (2019).
- Luchristt, D., Weidner, A. C., Siddiqui, N. Y. Urinary basement membrane graft-augmented sacrospinous ligament suspension: a description of technique and short-term outcomes. International Urogynecology Journal. 33 (5), 1347-1350 (2022).
- Couri, B. M., et al. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics and Gynecology. 7 (3), 249-260 (2012).
- Mori da Cunha, M. G. M. C., et al. Animal models for pelvic organ prolapse: systematic review. International Urogynecology Journal. 32 (6), 1331-1344 (2021).
- Kasabwala, K., Goueli, R., Culligan, P. J. A live porcine model for robotic sacrocolpopexy training. International Urogynecology Journal. 30 (8), 1371-1375 (2019).
- Mansoor, A., et al. Development of an ovine model for training in vaginal surgery for pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 28 (10), 1595-1597 (2017).
- Liang, R., et al. Impact of prolapse meshes on the metabolism of vaginal extracellular matrix in rhesus macaque. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 212 (2), 1-7 (2015).
- Johannesson, L., et al. Preclinical report on allogeneic uterus transplantation in non-human primates. Human Reproduction. 28 (1), 189-198 (2013).
- Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
- National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , National Academies Press. (2011).
- Federal Animal Welfare Regulations. National Archives. , Available from: https://www.ecfr.gov/current/title-9/chapter-l/subchapter-A/part-2/subpart-C/section-2.31 (2022).
- Ma, Y., et al. Knockdown of Hoxa11 in vivo in the uterosacral ligament and uterus of mice results in altered collagen and matrix metalloproteinase activity. Biology of Reproduction. 86 (4), 100 (2012).
- Moalli, P. A., et al. A rat model to study the structural properties of the vagina and its supportive tissues. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (1), 80-88 (2005).
- Yoshida, K., et al. Mechanics of cervical remodelling: Insights from rodent models of pregnancy. Interface Focus. 9 (5), 20190026 (2019).
- Christ, G. J., Sharma, P., Hess, W., Bour, R. Modular biofabrication platform for diverse tissue engineering applications and related method thereof. , (2020).
- Smith, K., Christ, G. J. Incorporation of in vitro double seeding for enhanced development of tissue engineered skeletal muscle implants. , University of Virginia. (2019).
- Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
- Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
- Baah-Dwomoh, A., McGuire, J., Tan, T., De Vita, R. Mechanical properties of female reproductive organs and supporting connective tissues: A review of the current state of knowledge. Applied Mechanics Reviews. 68 (6), 1-12 (2016).
- Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
- Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical testing of murine tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280 (2019).
- Griffin, M., et al. Biomechanical characterization of human soft tissues using indentation and tensile testing. Journal of Visualized Experiments. (118), e54872 (2016).
- Feola, A., et al. Parity negatively impacts vaginal mechanical properties and collagen structure in rhesus macaques. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (6), 1-8 (2010).
- Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
- Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics and Gynecology and Reproductive Biology. 144, Suppl 1 146-158 (2009).
- Lowder, J. L., et al. Adaptations of the rat vagina in pregnancy to accommodate delivery. Obstetrics and Gynecology. 109 (1), 128-135 (2007).
- Koebele, S. V., et al. Hysterectomy uniquely impacts spatial memory in a rat model: A role for the nonpregnant uterus in cognitive processes. Endocrinology. 160 (1), 1-19 (2019).
- Kafantari, H., et al. Structural alterations in rat skin and bone collagen fibrils induced by ovariectomy. Bone. 26 (4), 349-353 (2000).
- Daghma, D. E. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers in bone matrix indicates bone quality in ovariectomized rat spine. Journal of Bone and Mineral Metabolism. 36 (3), 297-306 (2018).
- Manodoro, S., Frigerio, M., Milani, R., Spelzini, F. Tips and tricks for uterosacral ligament suspension: how to avoid ureteral injury. International Urogynecology Journal. 29 (1), 161-163 (2018).
