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El aislamiento de la linfa mesentérica fluida en ratones para cuantificar la cinética in vivo de la absorción de lípidos en la dieta y la secreción de quilomicrones

Published: November 30, 2022 doi: 10.3791/64338
Automatic Translation
1, 1, 1
1Division of Endocrinology and Metabolism, Department of Medicine, School of Medicine, University of Pittsburgh

Summary

El presente protocolo describe un protocolo quirúrgico detallado para aislar la linfa intestinal que fluye en respuesta a infusiones de nutrientes intraduodenales en ratones. Esto permite la determinación fisiológica de la absorción total de lípidos intestinales y la síntesis y secreción de quilomicrones en respuesta a diversos nutrientes experimentales.

Abstract

Las lipoproteínas intestinales, especialmente los quilomicrones ricos en triglicéridos, son un importante impulsor del metabolismo, la inflamación y las enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, aislar las lipoproteínas intestinales es muy difícil in vivo porque primero se secretan desde el intestino delgado hacia los linfáticos mesentéricos. La linfa que contiene quilomicron luego se vacía en la vena subclavia desde el conducto torácico para entregar componentes de la comida al corazón, los pulmones y, en última instancia, la circulación de todo el cuerpo. Aislar los quilomicrones ingenuos es imposible de la sangre ya que el triglicérido de quilomicrones sufre hidrólisis inmediatamente después de la interacción con la lipoproteína lipasa y otros receptores de lipoproteínas en circulación. Por lo tanto, el procedimiento original de fístula linfática de 2 días, descrito por Bollman et al. en ratas, se ha utilizado históricamente para aislar la linfa mesentérica fresca antes de su entrada en la vena torácica. Ese protocolo ha sido mejorado y profesionalizado por el laboratorio de Patrick Tso durante los últimos 45 años, lo que permite el análisis de estas lipoproteínas críticas y secreciones del intestino. El procedimiento de fístula linfática Tso ahora se ha actualizado y se presenta aquí visualmente por primera vez. Este procedimiento revisado es una técnica quirúrgica de un solo día para instalar una sonda de alimentación duodenal, canular el conducto linfático mesentérico y recolectar linfa después de una comida en ratones conscientes. Los principales beneficios de estas nuevas técnicas incluyen la capacidad de recolectar linfa de ratones de forma reproducible (que aprovecha el poder de los modelos genéticos de ratón); la reducción del tiempo de anestesia para ratones durante la implantación del tubo de infusión duodenal y la cánula linfática; la capacidad de muestrear continuamente la linfa durante la alimentación y el período postprandial; la capacidad de medir cuantitativamente hormonas y citoquinas antes de su dilución e hidrólisis enzimática en sangre; y la capacidad de recolectar grandes cantidades de linfa para aislar lipoproteínas intestinales. Esta técnica es una herramienta poderosa para medir directa y cuantitativamente la absorción de nutrientes en la dieta, la síntesis intestinal de lipoproteínas y la secreción de quilomicrones.

Introduction

La importancia fisiológica del sistema linfático mesentérico
Los linfáticos mesentéricos han sido descritos de alguna forma desde ~300 a.C. cuando Herófilo describió el sistema portal hepático y todas las "venas absorbentes en los intestinos"1,2,3,4,5. Durante más de 1.700 años después de esta descripción inicial, una característica definitoria de los linfáticos intestinales fue la presencia de líquido lechoso en la linfa mesentérica poco después de una comida3. Ahora se sabe que la linfa lechosa que contiene quilomicron (linfa "quilosa") no drena en la vena porta y el hígado, sino que viaja a través de la cisterna quili hacia el conducto torácico y, en última instancia, se une a la sangre en la vena subclavia izquierda6. Debido a esta disposición anatómica, la linfa quilosa viaja primero a través del corazón y los pulmones antes de circular por el resto del cuerpo. Esto significa que el corazón y los pulmones obtienen un "primer paso" en las secreciones en la linfa mesentérica7.

Un papel importante de los linfáticos mesentéricos es su transporte de lípidos dietéticos desde el intestino delgado 8,9,10. Anatómicamente, quilomicrones, células inmunes intestinales 11,12,13,14, hormonas intestinales 15,16,17,18, antígenos 19,20,21, compuestos lipofílicos no quilomicrones 22,23 , y el exceso de líquido entra en los lacteales subyacentes a la membrana basal de los enterocitos y luego se concentran a través de los capilares linfáticos a los ganglios linfáticos mesentéricos. Es probable que haya muchos componentes linfáticos mesentéricos desconocidos, incluidos metabolitos, antígenos, contaminantes ambientales, nutrientes y moléculas de señalización.

Los componentes de la linfa mesentérica no se han identificado sistemáticamente, en gran parte debido a la dificultad de aislar la linfa mesentérica. El acceso a la linfa mesentérica siempre ha sido un desafío serio porque los conductos linfáticos son incoloros, y excepto después de una comida grasa cuando se vuelven quilosos y lechosos, los linfáticos mesentéricos contienen líquido linfático incoloro 6,8,9,10.

Métodos actuales y comunes para aislar la linfa intestinal
No se puede acceder a la linfa mesentérica en humanos (excepto en circunstancias raras y extremas en las que se ha producido un traumatismo gastrointestinal grave)24. La recolección linfática in vivo es quirúrgicamente compleja y exigente. El procedimiento original de fístula linfática de 2 días fue descrito por Bollman et al.25 y ha sido mejorado y profesionalizado por el laboratorio de Patrick Tso durante los últimos 45 años 26,27. El procedimiento de fístula linfática permite a los investigadores recolectar linfa que fluye de animales conscientes durante un período de infusión de lípidos duodenales de 6 h.

El modelo de fístula linfática se ha utilizado principalmente en ratas para medir la tasa de flujo linfático, la producción de triglicéridos y colesterol (u otros compuestos con infusión duodenal), la composición de quilomicrones y las concentraciones hormonales intestinales. En menor medida, esta técnica también se puede utilizar en ratones, aunque la supervivencia quirúrgica y el volumen linfático sufren. Debido a las dificultades para ver los conductos linfáticos mesentéricos, los métodos históricos han incluido la linfa mesentérica canulante en animales más grandes como mini-cerdos28, ovejas29, cerdos30, perros31 y ratas17. Trabajar con estos modelos más grandes requiere muchos recursos y no permite estudios en modelos knock-in o knock-out.

También se han utilizado enfoques alternativos. Los quilomicrones pueden aislarse de la sangre en estado postprandial (aunque estos serán parcialmente hidrolizados por la lipoproteína lipasa plasmática)32,33,34,35. El conducto torácico también puede ser canulado, aunque la linfa recolectada allí contiene una mezcla de linfa mesentérica y drenaje linfático extraintestinal26,36. In vitro, las células Caco-2 secretan una partícula similar al quilomicron en respuesta al tratamiento con ácidos grasos, y estas células pueden ser cocultivadas con células endoteliales o vasculares linfáticas relevantes37,38. Se ha demostrado que los cultivos de organoides intestinales humanos y de ratón procesan lípidos apicales y secretan quilomicrones 39,40,41,42. Estos modelos son muy ventajosos y permiten conocimientos mecanicistas sobre la fisiología del intestino delgado, pero no pueden replicar la complejidad, los gradientes fisicoquímicos o el flujo linfático dinámico de los linfáticos mesentéricos in situ.

Ventajas del modelo de fístula linfática de ratón de 1 día presentado aquí
Con respecto a estos otros métodos de aislamiento de lipoproteínas intestinales, la técnica de fístula linfática Tso Lab se ha considerado tradicionalmente la técnica estándar de oro para medir la absorción de nutrientes dietéticos en la linfa mesentérica. Esta técnica in vivo tiene la ventaja de capturar aspectos fisiológicos clave de la absorción de lípidos en la dieta: la apariencia dinámica de los compuestos durante el período de absorción, lo que requiere el muestreo repetido de linfa mesentérica que fluye en animales vivos con nutrientes duodenales. Esta técnica quirúrgica también mide las hormonas intestinales y las citoquinas directamente en su compartimento fisiológico en lugar de en la sangre, donde se diluyen y degradan enzimáticamente17,43.

Si la pregunta experimental requiere una comprensión de la dinámica de la secreción lipídica o la absorción dinámica y el metabolismo de cualquier compuesto o fármaco GI hidrófobo, entonces esta técnica no solo es apropiada sino que también es el único enfoque que interpola el movimiento del contenido luminal desde el intestino proximal al distal (estómago a colon) y desde la superficie apical a la basolateral (contenido luminal a través de enterocitos a lacteales y circulación portal). Como esta técnica emplea la entrega luminal de nutrientes a través del catéter intraduodenal, y debido a que la linfa mesentérica que fluye se desvía y se recolecta, todo el aparato de absorción está bajo control experimental y se puede usar para evaluar cualitativamente los perfiles de absorción del intestino delgado.

Presentado visualmente aquí por primera vez es una actualización importante del modelo de fístula linfática Tso Lab, que (1) reduce el tiempo experimental a un período de implantación quirúrgica y recolección experimental de 1 día; (2) mejora la supervivencia del ratón y las consideraciones de bienestar animal; y (3) aumenta la reproducibilidad del enfoque en ratones para aprovechar el poder de los modelos genéticos de ratón. Esta técnica debe considerarse un estándar de oro para todas las cuestiones experimentales de secreciones intestinales, lipoproteínas o absorción de lípidos en la dieta y es la mejor técnica para la determinación de alta fidelidad de la cinética de absorción de lípidos y quilomicrones.

Protocol

Todos los procedimientos quirúrgicos fueron aprobados por el Comité Interno de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Pittsburgh [Protocolo # 20047008] y cumplen con la Guía de los NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. Para el presente estudio se utilizaron ratones machos C57BL6/J, de 8 a 14 semanas de edad. Los ratones se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de materiales). Todos los ratones fueron alojados en un ciclo de luz / oscuridad de 12 h con acceso ad libitum a comida y agua estándar.

1. Preparación de animales

  1. Dependiendo del diseño experimental, alimenta a los ratones o déjalos ayunar.
    NOTA: Un ayuno nocturno es innecesario a menos que haya preocupaciones sobre las diferencias en la tasa de vaciado del estómago.
  2. Inducir la anestesia con gas isoflurano al 5% y asegurar una anestesia adecuada pellizcando la cola y el dedo del pie. Una vez anestesiados, mantenga a los ratones en un plano anestésico adecuado con gas isoflurano al 2% -3% y colóquelos con cinta adhesiva en la plataforma quirúrgica.
  3. Mantenga a los ratones calientes en una plataforma quirúrgica calentada que utilice agua tibia circulante (consulte la Tabla de materiales).

2. Cirugía y diseño experimental

  1. Comience la cirugía aplicando ungüento veterinario en los ojos, afeitando el abdomen y aplicando exfoliante quirúrgico antiséptico (consulte la Tabla de materiales) en el sitio quirúrgico. Esto esteriliza la incisión y reduce la generación de pelaje en el aire durante la incisión de la línea media.
  2. Mantenga un área de trabajo estéril utilizando instrumentos estériles, cortinas y otros equipos y suministros necesarios.
  3. Inyecte la primera dosis de carprofeno (ver Tabla de materiales) para aliviar el dolor (i.p.) a una dosis de 5 mg/kg.
  4. Agarre la piel con pinzas y haga una incisión abdominal en la línea media con tijeras pequeñas. Cortar hacia el esternón (nunca por encima) y cortar hasta la grasa inguinal. Luego, corte la capa muscular por separado con las tijeras.
    NOTA: Esterilice todo el equipo antes de usarlo.
  5. Usando el retractor, mueva las vísceras peritoneales fuera del camino hasta que el conducto linfático sea visible.
  6. Usando un Q-tip empapado en solución salina (consulte la Tabla de materiales), mueva el hígado hacia el lado superior derecho del cuerpo y los intestinos y el estómago a la izquierda del animal.
  7. Estire el duodeno hacia la izquierda transversalmente para exponer la arteria mesentérica superior y el conducto linfático intestinal.
  8. Prepare un tubo de cánula de 30-40 cm de longitud insertando una aguja roma en el tubo de cánula (consulte la Tabla de materiales) y enjuague una pequeña cantidad de heparina (1,000 U/L) a través del tubo con una jeringa de 1 ml.
    NOTA: El flujo linfático es asistido por la gravedad para fluir hacia abajo y hacia los tubos de recolección de microcentrífugas en hielo. Dependiendo de dónde se encuentre el cubo de hielo de recolección adyacente a la configuración quirúrgica, es posible que sea necesario ajustar la longitud del tubo de la cánula.
  9. Use tijeras para cortar un bisel en la punta del tubo de la cánula.
  10. Haga una incisión superficial con tijeras de iris (consulte la Tabla de materiales) en el conducto linfático aproximadamente a 5 mm de su aparición en el intestino delgado.
  11. Sostenga el tubo de la cánula con un par de pinzas finas e inserte suavemente el bisel de la punta en el conducto.
    NOTA: Es importante no empujar la cánula demasiado lejos en el conducto porque esto puede impedir el flujo linfático cuando los órganos retraídos vuelven a su posición original.
  12. El conducto linfático es demasiado frágil para las manipulaciones asociadas con atar el catéter con una sutura. En su lugar, use una gota de pegamento de cianoacrilato (consulte la Tabla de materiales) para pegar la cánula linfática en el conducto linfático mesentérico.
  13. Verifique si hay linfa blanca lechosa (si se usó sonda nasogástrica de aceite de oliva antes de la cirugía) o linfa clara (si los ratones han ayunado antes de la cirugía) que comienza a fluir inmediatamente a través de la cánula de la fístula linfática.
    NOTA: Verifique que la cánula linfática se haya colocado correctamente y que la linfa fluya; Continuar con la colocación de la cánula intraduodenal.
  14. Con una aguja de 18 G, perfore un orificio a través de la región pilórica del estómago posterior al esfínter pilórico.
  15. Inserte el tubo de infusión duodenal (consulte la Tabla de materiales) a través de ese orificio en el estómago hasta aproximadamente 1-2 mm más allá del esfínter pilórico en el duodeno.
  16. Asegurar mediante una ligadura de cuerda de bolso con sutura de seda 5-0 (ver Tabla de materiales) con una aguja en el estómago y sellar con una gota de pegamento de cianoacrilato para evitar fugas.
  17. Iniciar la infusión intraduodenal de glucosa al 5%-solución salina al 0,9% a 0,3 mL/h.
    NOTA: Cuando se usan ratones con pequeñas variaciones en el peso corporal que miden aproximadamente 25 g (~ 8 semanas de edad), la infusión de 0.3 ml / h de glucosa / solución salina es apropiada. Si los ratones son dramáticamente más grandes, la velocidad de infusión debe ajustarse hacia arriba para tener en cuenta el cambio en el peso corporal y el volumen sanguíneo.
  18. Reemplace los órganos en la cavidad corporal y suture (5-0) los tejidos musculares y cutáneos por separado.
    NOTA: La cánula linfática y la sonda de alimentación intraduodenal se exteriorizan a través de la misma incisión. No hay precedencia para separar los tubos con una sutura y no hay preferencia por el ángulo de la exteriorización de los tubos.
  19. Después de la cirugía, pero antes de retirar la anestesia, coloque a los ratones suavemente en sujeciones de acurrucamiento (consulte la Tabla de materiales) para limitar la motilidad.
    NOTA: Las restricciones de acurrucamiento evitan que los ratones agarren o giren la cabeza para masticar los puntos y tubos.
  20. Luego, coloque a los ratones en una caja de plexiglás transparente en un rotador con un balanceo suave, y caliente usando una almohadilla térmica de anfibios / reptiles disponible comercialmente con temperatura controlada adherida al costado de la caja de contención. Proporcione humidificación también en forma de recipientes de agua desionizada estériles en las esquinas de la caja de contención (consulte la Tabla de materiales).
  21. A los 30 min antes de retirar el isoflurano, administrar a los ratones su segunda dosis de alivio del dolor (Buprenex, 0,1 mg/kg, i.p.).
  22. Dependiendo del experimento, proporcione a los ratones una infusión intraduodenal continua de glucosa al 5%, solución salina al 0,9% a una velocidad de 0,3 ml / h durante 1 h.
    NOTA: La solución salina al 5% de glucosa-0,9% se prepara utilizando una bolsa salina estéril (para uso humano, pH 7,4) de la farmacia y un frasco estéril para uso humano de dextrosa al 50%, siguiendo estrictas pautas de esterilidad. La solución debe hacerse fresca y desecharse si han pasado las fechas de caducidad proporcionadas en la bolsa de solución salina o en el frasco de dextrosa.
  23. Administrar a los ratones uno de los lípidos enumerados en la Tabla 1 como un lípido experimental a través de una cánula intraduodenal (ver Tabla de materiales).
    NOTA: Para todos los datos mostrados en la Figura 1, SMOFlipid (emulsión inyectable de lípidos al 20%, USP, ver Tabla de materiales) se infundió intraduodenalmente. Esta infusión en bolo lipídico tanto pre como post-intraduodenal reemplaza el líquido perdido que drena a través del conducto linfático y es un requisito absoluto. Los ratones ahora están listos para ser infundidos con una dosis experimental de lípidos.
  24. Realice la infusión lipídica clásica de un bolo de emulsión lipídica de 0,3 ml (emulsión inyectable de lípidos SMOF al 20%, USP) a través del tubo de infusión intraduodenal (consulte la Tabla de materiales).
  25. Después de la infusión en bolo de lípidos intraduodenales, cambie la infusión de nuevo a 5% de glucosa-0,9% de solución salina a 0,3 ml / h continuamente hasta el final del experimento.
  26. Recoja las muestras de linfa en tubos de microcentrífuga previamente pesados durante 60 minutos y mantenga la linfa en hielo. Pese los tubos por segunda vez para establecer el peso de la linfa que se secreta cada período de 60 minutos.
    NOTA: Espere recolectar aproximadamente 50-300 μL de linfa por hora, por ratón en el ~ 6 h después de un bolo lipídico de 0.3 ml.
  27. La linfa puede fluir hasta 6 h después de la infusión de lípidos. En el punto de tiempo de 6 h, eutanasia a los ratones a través de isoflurano y dislocación cervical.
    NOTA: Un cirujano y/o técnico de laboratorio debe estar presente para monitorear a los animales durante todo el experimento. Durante la observación, esté atento a los coágulos en el drenaje linfático y los cambios en el comportamiento de los animales que indican dolor / angustia. Si el conducto linfático está obstruido en cualquier momento durante el experimento, el experimento se termina y el animal es sacrificado. Técnicamente, el animal puede mantenerse vivo hasta 24 h después de la cirugía (según las reglas de cirugía de supervivencia de IACUC). Sin embargo, las tasas de supervivencia disminuyen con el tiempo, y 6 h es un período de supervivencia reproducible donde la absorción de lípidos todavía imita la fisiología in vivo , y el animal no está luchando con la supervivencia.
  28. Realizar la recolección de tejido terminal después de la eutanasia (paso 3.1).
    NOTA: La diferencia en los perfiles de absorción de lípidos en la dieta en ratones mantenidos durante 6 h o 24 horas después de la cirugía se probó recientemente44. Encontramos que el procedimiento de 24 horas reduce las tasas de supervivencia animal y la excursión de lípidos dietéticos a la linfa. Por estas razones, recomendamos encarecidamente el enfoque de 6 horas. Este diseño quirúrgico actualizado reduce la muerte innecesaria de animales y el potencial de angustia animal en el período postquirúrgico. Esto apoya un objetivo importante de la Asociación Americana para la Acreditación del Cuidado de Animales de Laboratorio, que es el "Reemplazo, Reducción, Refinamiento" de animales [ref PMID: 21595115].

3. Recogida del contenido luminal y del tejido mucoso

  1. Al final del período de infusión de lípidos de 6 h, sacrifique a los ratones a través de isoflurano y dislocación cervical. Ate ambos extremos del estómago, el intestino delgado y el ciego con suturas 5-0 para evitar fugas del contenido luminal.
  2. Recoja el estómago, el ciego y el colon, y colóquelos en un tubo de vidrio de 15 ml. Divida el intestino delgado en tres o cuatro segmentos y recoja el contenido luminal enjuagando el tejido en 2-3 ml de PBS frío después de cortar longitudinalmente.
  3. Retire la mucosa intestinal que comprende las células epiteliales y la lámina propia asociada de la capa muscular raspando cada sección en 2-3 ml de PBS frío con una pinza curva.
  4. Colocar todos los tejidos, los aislados luminal y mucoso, y la capa muscular en tubos de vidrio y añadir 8 mL de CHCl 3:MeOH a cada tubo de 2:1 vol/vol CHCl3:MeOH.
  5. Determinar la radiactividad y/o las concentraciones de lípidos mediante el recuento de centelleo líquido y/o un kit de ensayo de triglicéridos (ver Tabla de materiales) después de la extracción de Folch45.

4. Cromatografía en capa fina (TLC)

  1. Extraer los lípidos totales de los aislados luminal y mucoso mediante una extracción de Folch modificada45.
  2. Seque los lípidos extraídos en el disolvente bajo un evaporador de nitrógeno y luego resuspenda en 2:1 vol/vol de CHCl3:MeOH antes de cargarlos en una placa de gel de sílice TLC (ver Tabla de materiales).
  3. Separe los lípidos usando un sistema solvente de éter de petróleo, éter etílico y ácido acético glacial (25:5:1 vol/vol/vol). Utilice vapor de yodo para la visualización de diferentes lípidos, incluidos los estándares.
  4. Raspa las manchas en la placa TLC correspondientes a monoglicéridos/fosfolípidos, diglicéridos, ácidos grasos, triglicéridos y éster de colesterol en viales de centelleo individuales antes de la adición de 4 ml del líquido de centelleo (ver Tabla de materiales) para el recuento de centelleo.
  5. Exprese los datos como un porcentaje de la dosis total de lípidos en bolo o como una fracción del lípido total detectado para cada muestra.

5. Aislamiento y caracterización de quilomicrones

  1. Transfiera las muestras de linfa combinadas del bolo postlipídico de 6 h (paso 2.29) a tubos de ultracentrífuga, mezcladas con NaCl al 0,9% (300-500 μL), y luego superponga cuidadosamente con un volumen apropiado de NaCl al 0,87% (300-500 μL).
    1. Ultracentrífuga (ver Tabla de materiales) las muestras a 110.000 x g a 4 °C durante 16 h. Recoger la fracción superior que contiene quilomicrones aislados y transferirlos a un nuevo tubo de microcentrífuga.
  2. Determine las concentraciones de triglicéridos, colesterol y apoB de quilomicrones siguiendo los pasos a continuación.
    1. Determine las concentraciones de triglicéridos y colesterol utilizando un kit de análisis de triglicéridos y colesterol (consulte la Tabla de materiales).
    2. Brevemente, incubar 2 μL de las muestras con 200 μL de reactivo enzimático a 37 °C durante 5 min en una placa de 96 pocillos. Lea la placa usando un lector de placas a 500 nm para triglicéridos y 600 nm para colesterol.
      NOTA: Para el cálculo de las concentraciones se utilizaron patrones y espacios en blanco. Las concentraciones de ApoB se determinaron utilizando el kit ELISA de ApoB de ratón (ver Tabla de materiales).
  3. Determine el tamaño de partícula de quilomicrones.
    1. Use muestras frescas de quilomicrones a concentraciones de triglicéridos de alrededor de 40 mg / dL para imágenes TEM. Brevemente, coloque 5-10 μL de cada muestra en una rejilla TEM y séquela.
    2. Examine la rejilla con un microscopio electrónico de transmisión y capture imágenes. Mida los tamaños de las partículas de lipoproteínas y analícelas utilizando el software ImageJ (consulte la Tabla de materiales).

Representative Results

La Figura 2 muestra la secreción de triglicéridos en la linfa mesentérica y las tasas promedio de flujo linfático en los ratones n = 17 de tipo salvaje (WT) más recientes que se sometieron al procedimiento de fístula linfática de un solo día descrito aquí. Como se muestra en la Figura 2A, la concentración de triglicéridos en la linfa aumenta en respuesta a un bolo intraduodenal de 300 μL de SMOFLipid. La concentración máxima de triglicéridos se alcanza a ~ 2-3 h después del bolo y disminuye constantemente durante el tiempo de 6 h (inmediatamente antes de la eutanasia). En paralelo con la secreción de triglicéridos, la tasa de flujo linfático aumenta desde la infusión en bolo de Time 0 hasta el final del experimento (Figura 2B).

Estos resultados muestran que se ha producido la implantación quirúrgica tanto del conducto linfático mesentérico como de la cánula intraduodenal y son representativos de un control positivo al que se podrían comparar otros contenidos linfáticos (hormonas, péptidos, nutrientes). Si no hay cambios en la concentración de triglicéridos en la linfa en respuesta a los lípidos intraduodenales en bolo, esto indica que la cirugía ha causado un daño significativo al intestino delgado, por lo que la capacidad de absorción de lípidos está ausente, o, en modelos genéticos previamente no fenotipados, esto sugeriría que el ratón tiene un defecto en la absorción de lípidos que es fisiológicamente significativo.

Figure 1
Figura 1: Línea de tiempo propuesta para el modelo de ratón con fístula linfática. T-4, T-3, T-2: La doble canulación dura aproximadamente 2-4 h, seguida de la colocación de los ratones en cámaras de recuperación. T-1: Una vez que los ratones están en el período de recuperación, reciben una infusión duodenal continua de 5% de glucosa-0,9% de solución salina. T0: la infusión intraduodenal continua se cambia de 5% glucosa-0,9% solución salina a una infusión de nutrientes experimentales. T0-T6: Los ratones reciben glucosa intraduodenal continua al 5% en solución salina o, alternativamente, nutrientes continuos. La linfa se recolecta cada hora durante este período. Punto final: Los ratones son sacrificados y se pueden recolectar tejidos. La figura fue creada con BioRender.com. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Concentración de triglicéridos linfáticos mesentéricos y caudal. A los ratones de tipo salvaje se les colocó una sonda de alimentación intraduodenal y una cánula linfática mesentérica. Los ratones recibieron una infusión en bolo de 300 μL de lípido. La linfa se recolectó durante 6 h en alícuotas cada hora y se mantuvo en hielo. (A) El contenido de triglicéridos linfáticos se determinó mediante un ensayo químico en cada alícuota horaria de linfa. (B) En las 6 h después de la infusión en bolo, el flujo linfático se representa como gramos de linfa secretada por hora. Los puntos son medios ± SEM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Métodos de administración de lípidos Recomendaciones/Instrucciones
Bolo mixto de emulsión lipídica Se puede usar una dosis de 0,3 ml de ( A ) Liposyn III 20% inyectable de lípidos o (B) emulsión inyectable de lípidos SMOFlipid al 20%, USP, a través de un tubo de infusión intraduodenal. Estos lípidos emulsionados son útiles porque no necesitan ser preparados previamente, son líquidos a temperatura ambiente, son estériles y porque contienen una mezcla "fácilmente digerible" de ácidos grasos libres, triglicéridos, fosfolípidos y taurocolato de sodio. Esta es una buena infusión iniciadora para ratones que pueden tener insuficiencias pancreáticas o biliares.
Bolo de triglicéridos 0.3 ml de aceite de oliva suavemente calentado (o trioleína purificada) como un lípido neutro que refleja una dieta rica en grasas insaturadas, manteca de cerdo (que refleja una dieta con alto contenido de grasas saturadas) o aceite de coco (que refleja una dieta con alto contenido de triglicéridos de cadena media) se pueden administrar por tubo de infusión intraduodenal o sonda oral. Si el triglicérido experimental está saturado, debe calentarse para que sea líquido a temperatura ambiente.
Bolo de comida mixta 0.3 mL Asegúrese de que con la formulación que contiene 0.075 g de grasa (21.6%), 0.5 g de carbohidratos (64.0%) y 0.1125 g de proteína (14.4%) y refleja una comida mixta baja en grasa, se puede administrar por infusión intraduodenal.
Bolo lipídico radiomarcado 5.0 μCi 3 trioleato de glicerol marcado con H y / o 1.0 μCi 14C-colesterol en 0.3ml de aceite de oliva se pueden administrar a través de infusión intraduodenal. 14 Colesterol-C: Colesterol-[4-14C] con actividad específica de 55Ci/mmol y una concentración de 0.1mCi/mL. 3 Trioleína H-TG [9,10-3H(N)] (3H-TG) con actividad específica de 60Ci/mmol y concentración de 1mCi/mL
Dosis continua La infusión de cualquiera de las formulaciones de nutrientes experimentales anteriores a una velocidad de 0,3 ml / h (en lugar de 0,3 ml de bolo total), dará como resultado una salida constante de triglicéridos en la linfa. Esto difiere de una infusión en bolo, donde la concentración de triglicéridos en la linfa alcanza su punto máximo en ~ 2-3 h, y luego regresa a las concentraciones basales en ~ 6-8 h.

Tabla 1: Tabla de infusiones lipídicas.

Discussion

El procedimiento original de fístula linfática de 2 días fue descrito por Bollman et al.25 y practicado por el laboratorio de Patrick Tso durante los últimos 45 años 26,27. El protocolo presentado aquí es una poderosa adición a este método clásico y estándar de oro para identificar, cuantificar y comprender las secreciones quilosas únicas del intestino delgado, así como la dinámica in vivo de la absorción y el metabolismo de nutrientes en la dieta, las hormonas intestinales y la inmunidad intestinal.

Las ventajas de este modelo incluyen (1) la capacidad de muestrear continuamente la linfa mesentérica durante todo el período de alimentación y postprandial en lugar de muestreo estático en un punto de tiempo durante la absorción, digestión o secreción; (2) la medición de hormonas intestinales y citoquinas directamente en su compartimento fisiológico en lugar de en la sangre, donde se diluyen y degradan enzimáticamente17,44; (3) la capacidad de aislar, cuantificar y caracterizar las lipoproteínas secretadas por el intestino delgado después de la ingestión de una harina lipídica y la ausencia de lipasas endoteliales en la linfa mesentérica, lo que preserva las concentraciones de triglicéridos quilomicrones y la estructura de quilomicrones nativos46,47; (4) la capacidad de medir directamente la tasa de flujo linfático, la producción de triglicéridos y colesterol (u otros compuestos con infusión duodenal), la composición de quilomicrones y las concentraciones hormonales intestinales. Finalmente, este protocolo permite recolectar cantidades relativamente grandes de >50 μL de linfa cada hora durante un período de 6 horas. A medida que el líquido se repone con solución salina intraduodenal e infusión de glucosa, el modelo de fístula linfática mejora significativamente sobre otras técnicas de muestreo linfático y da como resultado grupos de linfa mesentérica que fluyen en lugar de estáticos. Como el volumen es un obstáculo importante para los enfoques lipidómicos, proteómicos y metabolómicos, esta es una fortaleza importante.

El protocolo de fístula linfática de ratón de 1 día descrito aquí tiene varias ventajas sobre el protocolo original de fístula linfática, incluida una reducción en el número total de animales experimentales de los protocolos de fístula linfática de 2 días descritos anteriormente26,27 debido a una mayor tasa de supervivencia después de la cirugía; una reducción en el tiempo experimental total de 2 días a un solo día; y, finalmente, una reducción en el período de recuperación para ratones de durante la noche (>18 h), donde puede ocurrir dolor irruptivo o malos resultados postquirúrgicos, a un período postoperatorio más manejable de ~ 6 h después de la cirugía.

Una característica de este protocolo de 1 día es el enfoque en consideraciones humanas y puntos finales. Estos deben tener la máxima prioridad: (1) los animales deben recibir líquidos de reemplazo intraduodenal o IV; (2) deben mantenerse calientes y lo más indoloros posible (con Buprenex y/o carprofeno postoperatorio, dependiendo del diseño experimental y la necesidad de evitar efectos antiinflamatorios); (3) sangrado, temblores, diarrea o signos de angustia son razones convincentes para un criterio de valoración humano. Según las estrictas pautas de IACUC, el isoflurano seguido de dislocación cervical es un buen punto final. Las tasas de supervivencia quirúrgica son ~ 70% para un solo día (en comparación con ~ 40% para la cirugía original de 2 días), pero los investigadores no deben dudar en terminar el experimento a un signo de angustia. Esto debe tenerse en cuenta al planificar el número de animales.

En términos de solución de problemas de esta técnica, la colocación exitosa de la cánula linfática es el principal cuello de botella en este procedimiento quirúrgico. Mientras practica la cirugía, ayuda a sonda nasogástrica al ratón con 0,3 ml de aceite de oliva aproximadamente 2 h antes de la cirugía. Esto causará la secreción de quilomicrones en el conducto linfático mesentérico, haciéndolo parecer "lechoso" y más visible. El azul de metileno también se puede usar, pero a menudo es menos obvio que el conducto linfático lechoso. Si después de la colocación de la cánula linfática y su colocación con pegamento, la linfa mesentérica fluye con éxito a través de la cánula hacia un recipiente de recolección, entonces se puede proceder con la colocación de un tubo de infusión duodenal. Ocasionalmente, la linfa puede no fluir continuamente, pero puede comenzar a fluir nuevamente cuando el animal se coloca en la mesa giratoria. Críticamente, tenga cuidado con los coágulos dentro del tubo linfático. Estos deben ser masajeados fuera de los tubos para evitar la presión de reflujo en el conducto linfático.

Además de la secreción de triglicéridos y la tasa de flujo linfático, esta técnica se puede utilizar para determinar la siguiente cinética de absorción de lípidos y las características de los quilomicrones:

Secreción de quilomicrones45,48,49
Inmediatamente después de una comida que contiene grasa, hay un aumento transitorio en los triglicéridos plasmáticos circulantes. Como los triglicéridos son inherentemente hidrofóbicos, primero deben emulsionarse para ser solubles en sangre50. Los enterocitos del intestino delgado desempeñan esta función y empaquetan triglicéridos dietéticos en partículas de emulsión de quilomicrones51. Los quilomicrones contienen colesterol y triglicéridos dietéticos en su núcleo, rodeados de fosfolípidos y apolipoproteínas, incluyendo apoB-48, apoA-I, apoA-IV y apoC-III52,53,54,55. ApoB-48 es la proteína estructural esencial, y las otras apolipoproteínas tienen varias funciones requeridas para el metabolismo de quilomicrones y la eliminación de la sangre. Para determinar las características clave de los quilomicrones, incluido su contenido de triglicéridos y apolipoproteínas, se debe utilizar la técnica de fístula linfática de 1 día que se muestra aquí. La tasa de secreción de quilomicrones es el porcentaje de 3triglicéridos H infundidos que se secretan en la linfa y se miden por centelleo contando muestras de linfa por hora. Esto se puede combinar con la caracterización detallada de quilomicrones 48,49,56,57,58. Las muestras de linfa por hora se pueden combinar o mantener por separado. La linfa se transfiere a tubos de ultracentrífuga, se mezcla con NaCl al 0,9% y luego se superpone cuidadosamente con 300-500 μL de NaCl al 0,87%. A continuación, las muestras se centrifugan a 110.000 g a 4 °C durante 16 h. Las fracciones superiores que contienen quilomicrones aislados se recogen y se analizan para determinar las concentraciones de triglicéridos utilizando el kit de ensayo de triglicéridos. Brevemente, 2 μL del quilomicron (dilución 1:10) se incuban con 200 μL de reactivo enzimático a temperatura ambiente durante 10 min en una placa de 96 pocillos. La placa es leída por un lector de placas a 500 nm, y los patrones y espacios en blanco se utilizan para el cálculo de las concentraciones de triglicéridos. El tamaño de los quilomicrones puede determinarse mediante tinción negativa y microscopía electrónica de transmisión (TEM)14,29. Los triglicéridos y el colesterol se pueden cuantificar mediante ensayo químico y contenido de apolipoproteínas (apoB-48, A-I, C-II, C-III) mediante kits ELISA o Western blot.

Determinación del sitio primario de absorción de lípidos 48,59
Al aislar los compartimentos de células luminales y epiteliales del duodeno, yeyuno e íleon a las 6 h después de la infusión de 3 triglicéridos H o una comida mixta radiomarcada, se extrae el contenido de Folch para determinar qué cantidad del triglicérido 3 H seabsorbe a través de la membrana celular epitelial (normal) o se retiene en el lumen (anormal) a lo largo del intestino delgado48 . Estos estudios son particularmente impactantes si existen diferencias potenciales en la motilidad GI 60,61,62, si existe una hipótesis con respecto a los ácidos biliares (altamente activos durante la absorción de lípidos y reabsorbidos en el íleon)63,64,65,66, o si existe la preocupación de que los nutrientes estén siendo absorbidos en la ubicación anatómica incorrecta (íleon o incluso colon)67 ,68,69,70.

Identificación de mecanismos de tráfico de 3H-triglicéridos en células epiteliales absorbentes48
Esto se realiza calculando el porcentaje de 3 triglicéridos H hidrolizados a 3ácidos grasos libres de Hen la luz intestinal, absorbidos en la mucosa y reesterificados en triglicéridos 3 Hintracelulares antes de la secreción como quilomicrones. Este es un poderoso marcador de defectos de absorción / secreción, ya que se puede rastrear para mostrar el movimiento de los triglicéridos dietéticos en sus productos de degradación y el posterior envasado en quilomicrones. La expresión de ARNm de la maquinaria de absorción de ácidos grasos (CD36, FABPs, ACSLs), la vía de reesterificación (MGAT, DGAT, MTTP, apoB) y las apolipoproteínas (apoC-III, B-48, C-II, A-I, A-IV) pueden cuantificarse adicionalmente mediante RT-PCR.

Las aplicaciones futuras de esta técnica solo están limitadas por el interés en la diafonía entre el intestino y los órganos, el metabolismo, la inmunidad, la absorción de nutrientes, los contaminantes dietéticos ambientales o cualquier otra enfermedad con un papel en el sistema gastrointestinal. Es probable que muchos experimentos e hipótesis convincentes se hayan estancado debido a la dificultad para acceder al sistema linfático mesentérico crítico, y el objetivo de este protocolo visualizado es hacer que esta técnica esté más fácilmente disponible. Aislar los quilomicrones y la linfa mesentérica en la que residen inicialmente es una parte crítica de la comprensión del metabolismo de todo el cuerpo; El modelo de fístula linfática de ratón de 1 día es un poderoso modelo fisiológico para estudiar estos eventos.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Estamos extremadamente agradecidos a la Fundación de Fibrosis Quística (Premio Piloto y de Viabilidad 1810, a ABK), la Fundación Rainin (Premio Synergy, a PI GJ Randolph y Co-I ABK) y los Institutos Nacionales de Salud (R01DK118239, R03DK116011 a ABK) por su apoyo a estos estudios.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Injection, USP  sterile Hospira, Lake Forest, IL, US NDC 0409-4888-06
1.7 mL Eppendorf tubes Fisher Scientific, Waltham, MA, US 7200184
14C-cholesterol: Cholesterol-[4-14C] (0.1mCi/ mL) American Radiolabeled Chemicals Inc., St. Louis, MO, US ARC 0857
18 G needle Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, US 305199
2 Dumont micro-dissecting forceps Fine Science Tools, Foster City, CA, US 11251-35
2 Forceps ROBOZ Surgical Instrument Co., Gaithersburg, MD, US RS-5130
3H-TAG:  Triolein [9,10-3H(N)] (3H-TG) (1mCi/ mL) American Radiolabeled Chemicals Inc., St. Louis, MO, US ART0199
3H-TG Triolein [9,10-3H(N)] (3H-TG) American Radiolabeled Chemicals, INC. St. Louis MO 63146
50% Dextrode Injection, USP 25grams/50 mL  sterile Hospira, Lake Forest, IL, US NDC-0409-6648-16
Analtech TLC Uniplates: silica gel matrix Z265500-1PAK Fisher Scientific, Waltham, MA, US 11-101-0007
BD CareFusion ChloraPrep Swabstick Fisher Scientific, Waltham, MA, US 14-910-501
Betadine surgical scrub Dynarex Corp., Orangeburg, NY, US 1201
Bevel-cut cannula Braintree Scientific.,  Braintree , MA, US MRE025
Buprenorphine HCl Injection Carpuject PFS 0.3mg/mL 10/Bx (Buprenex) HenrySchein, Warrendale, PA, US 1278184
C57BL6/J male mice Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine
ChloraPrep Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, US 260100
Cholesterol Assay Kit FujiFilm Healthcare, Lexington, MA, US 99902601
Cholesterol-[4-14C] American Radiolabeled Chemicals, INC. St. Louis MO 63146
Clear plexiglass box L43cm X W26 X H 21 with temperature-controlled heating pad and humidification our own design and modifications
commercially available  amphibian/reptile heating pad ShenZhen XingHongChang Electric CO., LTD. ShenZhen, China XHC-F035D
Cotton tip applicators Fisher Scientific, Waltham, MA, US 22363156
Duodenal infusion tube - canuala Braintree Scientific, Braintree , MA, US MRE037
Ensure Abbott Nutrition, Columbus, OH
Heating pad surgical platform with circulating warm water pump combination Patterson Scientific, Waukesha, WI, US Gaymar T/Pump Classic
Hetarin Sodium Injection, USP 1,000 units/mL sterile Mylan, Morgantown, WV, US NDC-67457-384-31
Image J Software National Institute of Health, Bethesda, Maryland,
Iris scissors ROBOZ Surgical Instrument Co., Gaithersburg, MD, US RS-5602
Isoflurane Piramal Pharma Solutions, Riverview, MI, US NDC 66794-017-25
Isoflurane induction apparatus and Anesthesia Apparatus Patterson Scientific, Waukesha, WI, US mouse induction chamber
Krazy glue Elmer's products Inc., Columbus, OH, US KG484
Liposyn III 20% lipid injectable Hospira Inc. Lake Forest, Illinois, USA
LS 6500 Multi-Purpose Scintillation Counter Beckman Coulter, Brea, CA
Micro-dissecting Spring Scissors ROBOZ Surgical Instrument Co., Gaithersburg, MD, US RS-5602
Mouse apoB ELISA Kit ABCAM Inc., Waltham, MA, US ab230932-1
Needle Holder Fine Science Tools, Foster City, CA, US 12002-12
Retractors Kent Scientific Co., Torrington, CT, US SURGI-5001
Rimadyl (Carprofen) Zoetis Inc., Kalamazoo MI, US 4019449
Rotating table Barnstead Thermolyne Labquake, Zürich, Switzerland Barnstead Thermolyne
SMOFlipid 20% lipid injectable emulsion, USP Fresenius Kabi, Warrendale, PA, US NDC-63323-820-01
Snuggle Lomir Biomedical Inc., Notre-Dame-de-l'Île-Perrot, QC J7V 7M4, Canada MS 02.5PM
Surgical Scissors ROBOZ Surgical Instrument Co., Gaithersburg, MD, US RS-5912SC
Suture (5-0 silk with needle) DemeTECH, Miami Lakes, FL, US DT-719
Transmission Electron Microscope (JEOL 1400-FLASH 120KV ) JEOL, Peabody, MA
Triglyceride Assay Kit Randox Laboratories, Crumlin, United Kingdom TR210
ULTIMA GOLD XR Scintillation Fluid Perkin Elmer, Hebron, KY, US 6013119
Ultracentrifuge, rotor S100AT4-497 SORVALL RC M120 GX

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Biología Número 189
El aislamiento de la linfa mesentérica fluida en ratones para cuantificar la cinética in vivo de la absorción de lípidos <em>en la</em> dieta y la secreción de quilomicrones
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Dedousis, N. L., Teng, L., Kohan, A. … More

Dedousis, N. L., Teng, L., Kohan, A. B. The Isolation of Flowing Mesenteric Lymph in Mice to Quantify In Vivo Kinetics of Dietary Lipid Absorption and Chylomicron Secretion. J. Vis. Exp. (189), e64338, doi:10.3791/64338 (2022).

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