Summary
이 연구에서는 일본 뇌염 예방 접종을 받은 어린이의 림프구 검출을 위해 두 실험실에서 두 개의 유세포 분석기 간에 실험 설정 및 분석 템플릿의 이동을 용이하게 하는 방법을 개발했습니다. 유세포 분석기 실험의 표준화 방법을 통해 여러 센터에서 연구 프로젝트를 효과적으로 수행할 수 있습니다.
Abstract
점점 더 많은 실험실이 여러 유세포 분석기에서 데이터를 수집해야 하며, 특히 여러 센터에서 수행되는 연구 프로젝트의 경우 더욱 그렇습니다. 서로 다른 실험실에서 두 개의 유세포 분석기를 사용할 때의 문제에는 표준화된 재료의 부족, 소프트웨어 호환성 문제, 기기 설정의 불일치, 서로 다른 유세포 분석기에 대한 다른 구성 사용 등이 포함됩니다. 여러 센터에서 실험 결과의 일관성과 비교 가능성을 달성하기 위해 표준화된 유세포 분석 실험을 확립하기 위해 서로 다른 유세포 분석기에 매개변수를 전송하기 위한 신속하고 실현 가능한 표준화 방법이 수립되었습니다.
이 연구에서 개발된 방법을 통해 일본 뇌염(JE) 예방 접종을 받은 어린이의 림프구 검출을 위해 서로 다른 실험실에 있는 두 개의 유세포 분석기 간에 실험 설정 및 분석 템플릿을 전송할 수 있었습니다. 형광 표준 비드를 사용하여 두 세포분석기 사이에서 일관된 형광 강도를 얻어 세포분석기 설정을 설정하였다. 서로 다른 유형의 기기를 사용하는 두 실험실에서 비슷한 결과를 얻었습니다. 이 방법을 사용하여 우리는 서로 다른 실험실에서 서로 다른 기기를 사용하여 JE 백신 접종 어린이의 면역 기능을 평가하기 위한 분석을 표준화하고, 여러 센터의 유세포 분석기 간의 데이터 및 결과의 차이를 줄이고, 실험실 결과의 상호 인증을 위한 실행 가능한 접근 방식을 제공할 수 있습니다. 유세포 분석기 실험의 표준화 방법은 여러 센터에서 연구 프로젝트의 효과적인 수행을 보장합니다.
Introduction
유세포 분석의 표준화는 서로 다른 실험실 및 연구 센터의 서로 다른 세포계에서 얻은 결과를 비교할 수 있는 데 유용하며 결과를 상호 인식하여 작업 효율성을 개선하는 데 도움이 됩니다. 점점 더 많은 시나리오에 표준화가 필요합니다. 약물 개발 과정에서 유세포 분석 표준화는 중요한데, 이는 개발되고 검증된 분석법이 전임상부터 임상 분석에 이르는 전체 약물 개발 프로세스를 지원하기 때문입니다. 유세포 분석법은 제약 산업과 협력 실험실 간에 자주 이전됩니다1. 또한 다중심 임상 연구에서 비교 가능한 데이터를 얻는 것이 필수적입니다. 예를 들어, 다기관 유세포 분석(multicentric flow cytometry)에서 비교 가능한 데이터를 얻기 위해 전신 자가면역 질환 다기관 임상 연구 프로젝트(Systemic Autoimmune Diseases Multicenter Clinical Research Project)에서 표준화 워크플로우가 개발되었습니다2.
유세포 분석법의 표준화는 어려운 과제입니다. 실험실 전반에서 발생하는 문제는 표준화된 재료의 부족, 소프트웨어 호환성 문제, 기기 설정의 불일치, 서로 다른 유세포 분석기 간의 서로 다른 구성 사용 및 센터 간의 다양한 게이팅 전략에 기인합니다 3,4. 따라서 실험실 간의 갭 분석을 수행하는 것이 중요합니다. 시료 접근, 품질 시스템, 인력 자격 및 기기 구성을 검토하여 요구 사항이 충족되는지 확인해야 합니다.
현재 일본뇌염(JE) 백신을 접종한 어린이는 JE5의 발병률이 유의하게 감소했습니다. 말초 혈액 면역 세포를 모니터링하면 백신 접종 후 세포 매개 적응 면역의 변화와 말초 혈액 림프구 하위 집합의 변화와 백신 접종 효과 간의 상관 관계를 이해하는 데 도움이 될 수 있습니다. 전혈 샘플의 제한된 안정성으로 인해 백신 효능 평가는 종종 여러 센터에서 수행됩니다. 이 분석을 위해 우리는 나이브 CD8+ 또는 CD4+ T 세포를 CD27+ CD45RA+로, 중심 기억 T 세포(TCM)를 CD27+ CD45RA-로, 이펙터 기억 T 세포(TEM)를 CD27-CD45RA-로, 말단 분화 이펙터 기억 T 세포(TEMRA)를 CD27-CD45RA+로 정의했습니다. CD19+ B 세포는 IgD 6,7 대 CD27을 발현하는 집단으로 분리할 수 있고, 나이브 B 세포는 IgD6의 발현을 기반으로 CD27n 기억 B 세포(mBC)를 발현하는 집단으로 분리할 수 있으며, 조절 T 세포(Treg)는 CD4+CD25++CD127low 8로 식별할 수 있습니다. 여러 센터에서 실험 결과의 일관성과 비교 가능성을 달성하기 위해 표준화된 유세포 분석 실험을 확립하기 위해 JE 백신 접종을 받은 어린이의 전혈에서 림프구를 검출하기 위해 다양한 유세포 분석기에 걸친 프로토콜 전달을 용이하게 하기 위해 신속하고 실현 가능한 표준화 방법을 수립했습니다. 6 명의 건강한 어린이 (2 세)가 수도 의과 대학 베이징 아동 병원에서 모집되었습니다. 6개월 이내에 약독화 생백신인 JE SA14-14-2 백신으로 프라임 및 부스트 백신을 접종한 후 지원자로부터 말초 혈액 샘플을 수집했습니다. 표준화된 절차에 따라 다양한 기기에서 매우 유사한 데이터를 얻었으며, 이는 다기관 평가에 도움이 됩니다.
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Protocol
이 연구는 수도 의과 대학 베이징 아동 병원 윤리위원회의 승인을 받았습니다(승인 번호: 2020-k-85). 임상 시험 후 잔류 샘플만 이 연구에서 사용되었기 때문에 인간 피험자의 정보에 입각한 동의는 면제되었습니다. 이 연구에는 두 개의 실험실이 참여합니다. 이송 실험실 은 하나의 유세포 분석기를 사용하여 표준화된 방법을 개발한 곳입니다. 이 실험실의 세포분석기는 이하 세포분석기 A라고 합니다. 시험법 연구실은 다른 유세포 분석기를 이용하여 방법을 받는 실험실이며, 이 연구실 의 세포분석기는 이하 세포계 B라고 합니다.
1. 말초 혈액 샘플 수집 및 세포 준비
- 표준 정맥 천자에 의해 EDTA-K2-항응고 튜브에서 JE 백신 접종 아동 및 백신 접종되지 않은 아동의 말초 혈액 샘플(2mL)을 수집합니다.
- 튜브를 거꾸로 10배 돌려 전혈 샘플을 혼합합니다. 100 μL의 전혈을 12 mm x 75 mm 튜브에 넣습니다. 각 샘플을 이중으로 만듭니다.
- 10μL의 브릴리언트 염색 완충액(BV 완충액)을 12mm x 75mm 튜브에 추가합니다. 각 항체(CD45, CD3, CD4, CD8, CD127, CD27, CD19, IgD; 희석 계수: 1:20) 5μL와 항체 20μL(CD25, CD45RA; 희석 계수: 1:5)를 BV 완충액에 추가합니다. 부드럽게 소용돌이.
참고: 항체 시약의 부피와 정보는 표 1에 나와 있습니다. - 항체 칵테일을 전혈 샘플과 함께 튜브에 추가합니다. 부드럽게 소용돌이 치고 실온에서 어둠 속에서 15 분 동안 배양합니다.
- 10x 용해 용액을 증류수로 1:10으로 희석하여 1x 용해 용액을 제조한다. 혈액 샘플을 용해하여 1x 용해 용액 2mL를 추가합니다. 소용돌이를 부드럽게 하고 실온의 어두운 곳에서 10분 동안 배양합니다.
- 300 × g 에서 5 분 동안 원심 분리하고 상청액을 디캔팅합니다.
- 펠릿을 1x PBS 2mL에 재현탁하고 300× g 에서 5분 동안 원심분리한 다음 상층액을 경사지게 합니다.
- 펠릿을 0.5mL의 1x PBS에 재현탁하고 완전히 혼합합니다. 2 °C 내지 8 °C에서 보관한다. 유세포 분석을 위해 샘플을 두 실험실로 보냅니다.
참고: 음성 대조군 샘플과 세포 단일 염색 대조군은 동시에 처리해야 합니다.
2. 보상 비드 및 단일 염색 제어 준비
- 라벨 V500-anti-CD45 single-stained, APC-H7-anti-CD3 single-stained, FITC-anti-CD4 single-stained, R718-anti-CD8 single-stained, BV605-anti-CD27 single-stained, APC-anti-CD45RA single-stained, PE-anti-CD25 single-stained, BV421-anti-CD127 single-stained, BB700-anti-CD19 single-stained, 및 PE-CY7-anti-IgD single-stained tube.
- 1% 소 태아 혈청(FBS)이 포함된 1x Dulbecco's phosphate-buffered saline(DPBS) 완충액 100μL를 5mL 둥근 바닥 폴리스티렌 시험관에 추가합니다.
- 50 μL의 음성 비드와 50 μL의 항-마우스 Ig, κ 비드를 각 튜브에 넣고 소용돌이칩니다.
- 각 표지 항체(CD45, CD3, CD4, CD8, CD25, CD127, CD45RA, CD27, CD19, IgD) 2μL를 단일 염색 튜브에 추가합니다. 혼합물을 부드럽게 와동시키고 실온(20°C 내지 25°C)의 암실에서 15분 동안 인큐베이션한다.
- 비드를 2mL의 1x PBS에 재현탁하고, 300× g 에서 5분 동안 원심분리하고, 상청액을 디캔팅합니다.
- 0.5mL의 1x PBS에 비드를 재현탁하고 완전히 혼합합니다. 2 °C 내지 8 °C에서 보관한다.
3. 두 실험실의 서로 다른 유세포분석기에서 동일한 구성 이름 사용
- Cytometer A의 소프트웨어에서 새 구성을 만듭니다. Cytometer 버튼을 클릭하고 구성 보기를 선택하여 구성 창을 표시합니다.
- 구성 목록에서 기본 구성 폴더를 마우스 오른쪽 단추로 클릭하고 새 폴더를 선택한 다음 이름을 바꿉니다.
- 기본 구성을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 복사를 선택합니다.
- 새 폴더를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 기본 구성을 붙여넣어 새 구성을 만듭니다. 새 구성의 이름을 "표준화된 방법 전송"으로 바꿉니다.
- 매개변수 이름(예: FITC)을 매개변수 목록에서 해당 감지기(530/30)로 끕니다.
- 추가 매개변수(PE, BB700, PE-CY7, APC, R718, APC-H7, BV421, V500 및 BV605)를 새 구성으로 편집합니다.
- 이 방법에 따라 "표준화된 분석법 이전"이라는 동일한 이름을 사용하여 다른 유세포 분석기 모델에 새 구성을 만듭니다. 구성에 각 감지기에 대해 동일한 매개 변수가 포함되어 있는지 확인합니다.
참고: 두 개의 서로 다른 유세포 분석기 모델에서 실험 템플릿을 성공적으로 식별하려면 이름이 일관성이 있어야 합니다. - 세포분석기 구성에서 세포분석기 설정 및 추적(CST) 비드를 사용하여 세포분석기 기준선을 정의하고 세포분석기 성능을 추적합니다. Cytometer 버튼을 클릭하고 CST를 선택하여 Cytometer 설정 및 추적 작업 공간을 표시합니다.
- 5mL 둥근 바닥 폴리스티렌 시험관에 있는 0.5mL의 1x PBS에 셋업 비드 3방울(150μL)을 추가합니다. 비드 튜브를 세포분석기에 놓습니다.
- Setup Control(설정 제어) 창에서 Define Baseline(기준 정의)을 선택하고 Run(실행)을 클릭합니다.
4. 이식 실험실에서 세포분석기 A를 이용한 실험 표준화
- 세포분석기 설정 및 추적 비드를 사용하여 성능 검사를 실행하여 세포분석기가 제대로 작동하는지 확인합니다.
- 소프트웨어 브라우저 창에서 유세포분석기 설정을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 응용 프로그램 설정을 선택하여 워크시트를 만듭니다.
- 염색되지 않은 샘플을 사용하여 FSC, SSC 및 모든 형광 매개변수의 광전자 증배관(PMT) 전압을 조정합니다. FSC: 260; SSC: 460년; 핏: 490; 체육: 575; BB700: 620; PE-CY7: 640; APC: 600; R718: 620년; APC-H7: 620; BV421: 466; V500: 420; 및 BV605:505.
- 실험 유세포분석기 설정을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 애플리케이션 설정을 선택하여 저장합니다.
- 실험 버튼을 클릭하고 보상 설정 메뉴를 선택합니다. 그런 다음 보정 제어 생성(Create compensation controls)을 선택하여 보정 제어를 자동으로 추가합니다.
- 모든 보정 제어 비드에 대한 데이터를 기록합니다.
- 실험을 클릭하고 보정 설정을 선택합니다. 그런 다음 보상을 자동으로 계산합니다.
- 세포 단일 염색 대조군에 대한 데이터를 기록합니다.
- CD45RA APC를 사용하여 R718의 보상 값을 15% APC로 수정합니다. CD19 BB700을 사용하여 APC-H7의 보정 값을 14% BB700으로 수정합니다. CD8 R718을 사용하여 APC-H7의 보정 값을 60% R718로 수정합니다.
- CST 비드에 대한 데이터를 기록합니다.
- CST 밝은 구슬에 대한 목표 값 템플릿의 전역 워크시트를 만듭니다.
- FSC/SSC 플롯을 사용하여 CST 밝은 비드에 대한 다각형 게이트를 그립니다. CST 브라이트 비드(FITC, PE, BB700, PE-Cy7, APC, R718, APC-H7, BV421, V500 및 BV605)에 대한 10개의 형광 채널의 히스토그램 플롯을 얻습니다. 히스토그램 플롯에 구간 게이트를 만듭니다. 간격 게이트의 중앙값을 표시하여 통계 보기를 만듭니다.
- 유세포 분석기에서 샘플을 실행합니다. 총 25,000 개의 림프구를 수집합니다.
- 샘플에 대한 분석 템플릿의 전역 워크시트를 만듭니다.
- 다음 샘플 게이팅 전략을 사용합니다.
- CD45/측면 산란 영역(SSC-A) 도트 플롯을 사용하여 폴리곤 게이트를 그려 파편을 제외하고 손상되지 않은 림프구 집단을 식별합니다.
- CD3/CD19 도트 플롯을 사용하여 직사각형 게이트를 그려 CD3+ T 세포와 CD19+ B 세포를 선택합니다.
- CD4/CD8 도트 플롯을 사용하여 쿼드 게이트를 그려 CD4+ 또는 CD8+ T 세포(각각 이러한 마커에 대한 형광이 높은 세포)를 선택합니다.
- CD45RA/CD27 도트 플롯을 사용하여 CD8+ 또는 CD4+ T 세포를 나이브(CD27+CD45RA+),Tcm(CD27+ CD45RA-), TEM(CD27-CD45RA-) 및 TEMRA(CD27-CD45RA+) 세포로 세분화하는 쿼드 게이트를 그립니다.
- CD25/CD127 도트 플롯을 사용하여 쿼드 게이트를 그려 CD4+ T 세포를 Treg 세포(CD4+CD25++CD127낮음)로 세분화합니다.
- CD27/IgD 도트 플롯을 사용하여 쿼드 게이트를 그려 CD19+ B 세포를 나이브 B 세포(CD27-IgD+)와 기억 B 세포(CD27+IgD-)로 세분화합니다.
- 실험 템플릿을 세포분석기 A에 저장합니다.
- CD-ROM을 사용하여 실험 템플릿을 내보냅니다.
5. 실험 템플릿을 테스트 방법 실험실의 세포계 B로 전송
참고: 실험 템플릿에는 기기 설정, 분석 템플릿 및 중간 형광 강도(MFI)의 목표값 템플릿이 포함됩니다.
- CST 비드를 사용하여 성능 검사를 수행하여 세포분석기가 제대로 작동하는지 확인합니다.
- 실험 템플릿을 가져오고 템플릿을 사용하여 세포분석기 B에 대한 실험을 만듭니다.
- 동일한 로트의 CST 비드를 사용하여 이전 MFI 기기와 일치하도록 각 형광 채널의 형광 매개변수 전압을 조정합니다.
알림: MFI 값은 ±5% 이내로 다양합니다(전사 전후의 밝은 비드의 MFI는 표 2에 나와 있음). - 필요한 경우 염색되지 않은 샘플을 사용하여 FSC의 전압을 조정합니다.
- 실험용 세포분석기 설정을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 애플리케이션 설정을 선택하여 애플리케이션 설정을 저장합니다.
- CD45RA APC를 사용하여 R718의 보상 값을 15% APC로 수정합니다. CD19 BB700을 사용하여 APC-H7의 보상 값을 24% BB700으로 수정합니다. CD8 R718을 사용하여 APC-H7의 보정 값을 60% R718로 수정합니다.
- 유세포 분석기에서 샘플을 실행합니다. 총 25,000 개의 림프구를 수집합니다.
6. 두 세포계에서 얻은 실험 결과 간의 일관성
- 일원 ANOVA를 사용하여 기기 간 림프구 하위 집합의 차이를 평가합니다(p < 0.05).
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Representative Results
그림 1은 CST 브라이트 비드에 대한 목표 값 템플릿의 전역 워크시트를 보여줍니다. FSC/SSC 플롯을 사용하여 CST 브라이트 비드를 선택하기 위해 다각형 게이트를 그립니다. CST 브라이트 비드에 대해 10개의 형광 채널의 히스토그램 플롯을 얻었다: FITC, PE, BB700, PE-Cy7, APC, R718, APC-H7, BV421, V500 및 BV605. 각 파라미터에 대한 목표값은 히스토그램 게이트 내의 중앙값을 표 2에 표시하여 표시한다. 세포분석기 A 및 세포분석기 B의 소프트웨어에 있는 템플릿 및 매개변수 설정의 스크린샷은 보충 그림 S1에 나와 있습니다.
그림 2는 기기 표준화 후 두 기기 사이에 있는 한 샘플의 도트 플롯을 보여줍니다. 데이터는 자동 분석 템플릿을 사용하여 서로 다른 기기 간의 일관성을 보여줍니다. 6개 샘플의 결과를 표 3의 두 가지 다른 기기 모델에서 비교했습니다. 두 실험실에서 15개의 림프 하위 집합의 백분율에 유의미한 차이가 측정되지 않았습니다. 이러한 결과는 표준화된 방법에 따라 매우 유사한 데이터를 얻었다는 것을 보여줍니다. 백분율tage 상이한 기구로부터의 15개의 림프 하위집합은 보충 표 S1에 제시되어 있다.
그림 1: CST 브라이트 비드에 대한 전역 워크시트 템플릿. CST 브라이트 비드는 FSC 대 SSC 플롯에서 게이트됩니다. CST 브라이트 비드에 대해 10개의 형광 채널의 히스토그램 플롯이 표시됩니다. 간격 게이트는 각 형광 검출기에 대한 CST 비드의 밝은 비드 모집단을 포함하도록 생성됩니다. 약어: FSC-A = 전방 산란 영역; SSC-A = 측면 산란 영역. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 두 기기 간 한 샘플의 도트 플롯 비교. (A) CD45/SSC-A 도트 플롯은 림프구를 게이트하는 데 사용됩니다. (B) CD3/CD19 도트 플롯은 CD3+ T 세포 및 CD19+ B 세포를 게이트하는 데 사용됩니다. (C) CD4/CD8 도트 플롯은 CD3+, CD8+ T 및 CD3+, CD4+ T 세포를 식별하는 데 사용됩니다. (D) CD25/CD127 도트 플롯은 Treg 세포를 게이트하는 데 사용됩니다(CD4+CD25++CD127낮음). (E) CD4+ T 세포에 대한 CD45RA/CD27 도트 플롯은 나이브(CD27+CD45RA+),Tcm(CD27+ CD45RA-), TEM(CD27-CD45RA-) 및TMRA(CD27-CD45RA+)를 게이트하는 데 사용됩니다. (F) CD8+ T 세포에 대한 CD45RA/CD27 도트 플롯은 나이브(CD27+CD45RA+),TCM(CD27+ CD45RA-), TEM(CD27-CD45RA-) 및TEMRA(CD27-CD45RA+)를 게이트하는 데 사용됩니다. (G) CD27/IgD 도트 플롯은 나이브 B 세포(CD27-IgD+) 및 기억 B 세포(CD27+ IgD-)를 게이트하는 데 사용됩니다. 게이팅 전략은 Zhang et al.7에서 가져온 것입니다. 약어: SSC-A = 측면 산란 영역; TCM = 중앙 기억 T 세포; TEM = 이펙터 기억 T 세포; T EMRA = 말단 차동 이펙터 기억 T 세포. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
| 항체 표적 | 형광 색소 | 클론 | 카탈로그 번호 | 시험당 부피 (μL) |
| CD4 (영어) | 핏 | SK3 (주)케이3 | 566320 | 5 |
| CD25 (CD25) | 체육 | M-A251 시리즈 | 555432 | 20 |
| CD19 | BB700 시리즈 | HIB19 (영문) | 745907 | 5 |
| IgD (영문) | PE-CY7 (영어) | IA6-2 (IA6-2) | 561314 | 5 |
| CD45RA | 증권 시세 표시기 | 하이100 | 550855 | 20 |
| CD8 | R718 시리즈 | G42-8 (영문) | 751953 | 5 |
| CD3 (영어) | APC-H7〈화이트〉 | SK7 (주)케이7 | 560176 | 5 |
| CD127 | BV421 시리즈 | 힐-7R-M21 | 562436 | 5 |
| CD45 (CD45) | V500 시리즈 | 하이30 | 560777 | 5 |
| CD27 | BV605 시리즈 | L128 시리즈 | 562656 | 5 |
표 1: 유세포 분석을 위한 항체 부피 및 접합 형광단 정보. 약어: BV = 브릴리언트 바이올렛; BB = 브릴리언트 블루; FITC = 플루오레세인 이소티오시아네이트; PE = 피코에리트린; APC = 알로피코시아닌.
| 밝은 구슬의 MFI | |||
| 채널 | 세포계 A | 세포계 B | MFI의 %Diff |
| 증권 시세 표시기 | 22,133 | 22,689 | 2.51% |
| 증권 시세 표시기 | 1,51,361 | 1,51,261 | -0.07% |
| 핏 | 9,956 | 9,964 | 0.08% |
| 체육 | 30,877 | 31,264 | 1.25% |
| BB700 시리즈 | 19,265 | 19,440 | 0.91% |
| PE-CY7 (영어) | 14,406 | 14,375 | -0.22% |
| 증권 시세 표시기 | 64,494 | 64,340 | -0.24% |
| R718 시리즈 | 41,271 | 41,456 | 0.45% |
| APC-H7〈화이트〉 | 90,666 | 90,837 | 0.19% |
| BV421 시리즈 | 9,882 | 9,776 | -1.07% |
| V500 시리즈 | 19,680 | 19,425 | -1.30% |
| BV605 시리즈 | 10,794 | 10,356 | -4.06% |
표 2 : 전사 전후의 밝은 비드의 MFI. 약어: MFI = 평균 형광 강도; BV = 브릴리언트 바이올렛; BB = 브릴리언트 블루; FITC = 플루오레세인 이소티오시아네이트; PE = 피코에리트린; APC = 알로피코시아닌.
| 백분율의 평균 | 백분율의 평균 | ||
| 세포분석기 A(n=6) | 세포농도계 B(n=6) | P 값 | |
| T 세포 | 71.30 | 74.73 | 0.19 |
| CD4+ T 세포 | 48.63 | 47.75 | 0.82 |
| CD4+ 티씨엠 | 30.68 | 28.20 | 0.06 |
| CD4+ 순진한 | 57.60 | 58.25 | 0.90 |
| CD4+ TEM | 8.98 | 10.52 | 0.51 |
| CD4+ T엠라 | 2.73 | 3.07 | 0.81 |
| 트레그 | 9.07 | 8.57 | 0.74 |
| CD8+ T 세포 | 40.63 | 40.45 | 0.98 |
| CD8 + TCM | 16.83 | 14.78 | 0.75 |
| CD8+ 순진한 | 49.08 | 47.70 | 0.80 |
| CD8+ TEM | 6.35 | 8.20 | 0.51 |
| D4+ T엠라 | 27.75 | 29.30 | 0.77 |
| B 세포 | 13.88 | 13.20 | 0.84 |
| 순진한 B | 67.88 | 70.38 | 0.84 |
| 메모리 B | 11.88 | 11.80 | 0.95 |
표 3: 기기 간 림프구 하위 집합의 차이 평가. p > 0.05는 유의한 차이가 없음을 나타낸다. 약어:TCM = 중앙 기억 T 세포; TEM = 이펙터 기억 T 세포; T EMRA = 말단적으로 분화된 이펙터 기억 T 세포.
보충 표 S1: 서로 다른 도구에서 6개 샘플의 림프구 하위 집합 비율. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.
보충 그림 S1: 세포분석기 A 및 세포분석기 B의 소프트웨어에 있는 템플릿 및 매개변수 설정의 스크린샷. (A) 템플릿의 XML 파일입니다. (B) 템플릿의 스크린샷. (C) 세포계 A의 매개변수 설정. (D) 세포분석기 B의 매개변수 설정. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.
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Discussion
말초 혈액 림프구 하위 집합의 면역 표현형은 소아에서 백신 접종 후 세포 매개 적응 면역의 변화를 이해하는 데 도움이 될 수 있습니다. 임상 적용에서는 적시에 샘플을 검출하지 못하거나 유세포 분석기를 교체하는 것과 같은 예기치 않은 상황이 발생합니다. 그러므로, 서로 다른 실험실에서 유세포 분석기 간의 이동을 용이하게 하는 신속하고 표준화된 방법이 필요하다 9,10,11. 여기에서는 서로 다른 기기 간에 일관된 결과를 보장하기 위해 신속하게 표준화된 방법을 설명합니다. 표준화 된 방법은 예방 접종 후 어린이의 말초 혈액에서 면역 세포를 모니터링하는 데 사용되었으며 두 실험실에서 일관된 결과를 얻었습니다. 표준화 된 방법은 BD Canto와 LSRFortessa 사이에 확립되었습니다. 이 프로토콜은 FACSCelesta, FACSymphony A5 및 FACSAria II에도 적합합니다. 다른 표준화 방법 2,3과 비교하여이 표준 방법은 데이터의 일관성을 얻기 위해 타사 소프트웨어를 사용할 필요가 없습니다. 그것은 단지 Diva 소프트웨어의 특성을 사용하여 목표 값 위치와 자동 분석을 포함하는 템플릿 모듈을 만들어 서로 다른 기기 간의 전송 방법을 실현하고 데이터 분석의 요구 사항을 줄입니다. 이 방법은 시간을 절약하고 작동하기 쉬우며 자동화된 게이팅 도구를 개발할 필요가 없습니다.
이 연구에서 유세포 분석 프로토콜의 표준화는 세포 분석 설정, 자동 데이터 분석 및 표적 위치 워크시트를 포함하는 하나의 기기에 실험 템플릿을 생성함으로써 달성됩니다. 그런 다음 다른 기기는 CST 비드를 사용하여 매개변수 전압을 조정하여 목표 값에 도달합니다. 다양한 유세포 분석기 장비에서 성공적인 표준화를 완료하려면 몇 가지 중요한 기능을 고려해야 합니다. 첫째, 표준화된 방법은 기기가 동일한 소프트웨어 시스템을 사용해야 하므로 실험 템플릿의 XML 파일을 기기의 소프트웨어 간에 공유할 수 있습니다. 둘째, 두 계측기는 구성에 대해 동일한 이름을 가져야 하며 매개변수의 이름도 동일하게 지정해야 합니다. 셋째, CST 비드는 목표 값으로 보상 없이 지정된 전압 조건에서 수집되어야 합니다. 서로 다른 기기의 레이저 출력과 PMT 감도가 다르기 때문에 동일한 로트 번호의 CST 비드를 사용하여 다른 기기의 목표 값에 따라 전압 매개변수를 조정하고 MFI 값이 ±5% 이내인지 확인해야 합니다. 넷째, 기기의 일일 품질 관리 평가도 매우 중요합니다. 한 기기가 평가에 실패하면 플로우 셀에 기포가 있는지 청소하거나 레이저 보정을 받아야 합니다. 마지막으로, 준비 절차로 인한 차이를 줄이려면 이러한 대규모 다기관 연구를 수행할 때 동일한 방식으로 샘플을 준비해야 하며, 다른 실험실에서 샘플을 분석할 수 있도록 설정을 전송해야 합니다. 그러나, 이 프로토콜에서 메모리 B 셀의 더 나은 식별을 위한 패널 최적화를 위한 여지가 여전히 존재한다. 기억 B 세포의 빈도는 2세 소아에서 상대적으로 낮고 이러한 세포 표면의 CD27 발현은 확산됩니다. 마커가 BV605보다 더 밝은 플루오레세인으로 대체되면 기억 B 세포를 더 잘 식별할 수 있습니다.
그러나 몇 가지 제한 사항에 유의해야 합니다. 첫째, 이 실험에서 표준화를 위해 두 개의 유세포 분석기가 사용되었습니다. 추가 기기 모델은 후속 실험에 포함되어야 합니다. 둘째, 세포 표면 염색 방법은 림프구 하위 집합을 구별하고 결정하는 데 사용되었으며 더 많은 세포 내 사이토카인의 검출을 포함하지 않았습니다. 셋째, 두 유세포 분석기의 표준화 과정을 거치지 않은 실험 결과를 비교하지 않았다.
이 표준화된 방법의 장점은 소프트웨어가 동일한 경우 서로 다른 기기가 실험 템플릿의 XML 파일을 공유할 수 있다는 것입니다. 실험 템플릿에는 고정 목표값 템플릿이 포함되어 있으며 PMT 전압을 기기 간 목표값으로 조정한 후에만 데이터를 얻을 수 있습니다. 또한 실험 템플릿에는 자동 게이트 전략 분석도 포함되어 있습니다. 데이터가 확보되면 자동 분석 보고서가 생성됩니다. 이 절차는 작동하기 쉽고 수동 분석으로 인한 결과의 차이를 줄입니다. 이 표준화된 방법은 실험실 전반에 걸쳐 다양한 도구를 사용하여 JE 백신 접종 아동의 전혈에서 림프구 하위 집합의 변화를 평가하는 데 사용할 수 있으며, 연구 프로젝트가 여러 센터에서 일관되게 수행되도록 하는 목표를 달성할 수 있습니다. 본 연구에서는 표면 염색을 통해 표준화된 방법의 전환성을 테스트하는 것을 목표로 하며, 그 성공은 추후 세포내 염색 실습의 토대가 될 것입니다.
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Disclosures
저자는 이해 상충을 선언하지 않습니다.
Acknowledgments
RW는 중국 베이징 자연 과학 재단 (No. 7222059), 중국 국립 자연 과학 재단 (No. 82002130), XZ는 CAMS 의료 과학 혁신 기금 (No. 2019-I2M-5-026)의 지원을 받았습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD CompBeads Anti-Mouse Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set | BD | 552843 | compensation |
| BD FACSCanto | BD | FACSCanto | flow Cytometry A in the transferring lab |
| BD FACSDiva CS&T Research Beads | BD | 655051 | define flow cytometer baseline and track cytometer performance |
| BD Horizon BV421 Mouse Anti-Human CD127 | BD | 562436 | Fluorescent antibody |
| BD Horizon BV605 Mouse Anti-Human CD27 | BD | 562656 | Fluorescent antibody |
| BD Horizon V500 Mouse Anti-Human CD45 | BD | 560777 | Fluorescent antibody |
| BD LSRFortessa | BD | LSRFortessa | flow Cytometry B in the test method lab |
| BD OptiBuild BB700 Mouse Anti-Human CD19 | BD | 745907 | Fluorescent antibody |
| BD OptiBuild R718 Mouse Anti-Human CD8 | BD | 751953 | Fluorescent antibody |
| BD Pharmingen APC Mouse Anti-Human CD45RA | BD | 550855 | Fluorescent antibody |
| BD Pharmingen APC-H7 Mouse Anti-Human CD3 | BD | 560176 | Fluorescent antibody |
| BD Pharmingen FITC Mouse Anti-Human CD4 | BD | 566320 | Fluorescent antibody |
| BD Pharmingen PE Mouse Anti-Human CD25 | BD | 555432 | Fluorescent antibody |
| BD Pharmingen PE-Cy7 Mouse Anti-Human IgD | BD | 561314 | Fluorescent antibody |
| Brilliant Staining Buffer Plus | BD | 566385 | Staining Buffer |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810 | Cell centrifugation |
| Centrifuge Tube | BD Falcon | BD-35209715 | 15 mL centrifuge tube |
| CS&T IVD Beads | BD | 662414 | standard beads to setup cytometer settings in different flow cytometer |
| Lysing Solution 10x Concentrate | BD | 349202 | lysing red blood cells |
| Phosphate-buffered Saline (PBS) | Gibco | 10010-023 | PBS |
| Round-bottom test tube | BD Falcon | 352235 | 5 mL test tube |
References
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