Summary
יש צורך במודל מתאים של בעלי חיים כדי להבין את המנגנונים הפתולוגיים העומדים בבסיס היצרות מסתם אבי העורקים (AVS) ולהעריך את יעילותן של התערבויות טיפוליות. הפרוטוקול הנוכחי מתאר הליך חדש לפיתוח מודל ארנב AVS באמצעות פגיעה ישירה בבלון in vivo.
Abstract
מודלים של בעלי חיים מתגלים ככלי חשוב להבנת המנגנונים הפתולוגיים העומדים בבסיס היצרות מסתם אבי העורקים (AVS) בגלל היעדר גישה למקורות אמינים של מסתמי אבי העורקים האנושי החולים. בין המודלים השונים של בעלי חיים, דגמי ארנבים AVS הם אחד הנפוצים ביותר במחקרים בבעלי חיים גדולים. עם זאת, מודלים מסורתיים של ארנבי AVS דורשים תקופה ארוכת טווח של תוספי תזונה ומניפולציה גנטית כדי לגרום להיצרות משמעותית במסתם אבי העורקים, מה שמגביל את השימוש בהם במחקרים ניסיוניים. כדי להתמודד עם מגבלות אלה, מוצע מודל חדש של ארנב AVS, שבו היצרות נגרמת על ידי פגיעה ישירה בבלון למסתם אבי העורקים. הפרוטוקול הנוכחי מתאר טכניקה מוצלחת להשראת AVS בארנבים לבנים בניו זילנד (NZW), עם הליכים שלב אחר שלב להכנה, להליך הכירורגי ולטיפול שלאחר הניתוח. מודל פשוט וניתן לשחזור זה מציע גישה מבטיחה לחקר ההתחלה וההתקדמות של AVS ומספק כלי רב ערך לחקר המנגנונים הפתולוגיים הבסיסיים של המחלה.
Introduction
יותר ויותר ידוע כי השימוש במודלים מתאימים של בעלי חיים יכול לתרום להבנה טובה יותר של המנגנונים הפתולוגיים העומדים בבסיס היצרות מסתם אבי העורקים (AVS) בשל היעדר גישה למקורות אמינים של מסתמי אבי העורקים האנושיים החולים הקשורים להתקדמות היצרות אבי העורקים (AS). בין המודלים השונים של בעלי חיים לחקר AVS, ארנבים הם אחד המודלים הנפוצים ביותר של AVS בעלי חיים גדולים, ומודל ארנב AVS מושרה באמצעות תוספת כולסטרול / ויטמין D2 או מניפולציה גנטית 1,2,3,4.
למרות שמודלים של AVS מספקים תובנה משמעותית לגבי הפיתוח וההתקדמות של AVS, זה עדיין מאתגר לגרום ל- AVS באופן עקבי וניתן לשחזור, כפי שניתן לראות בניסויים הראשוניים שלנו.
בנוסף למודלים של בעלי חיים הנגרמים על ידי תזונה ורגישים גנטית, מודל חדש של AVS הוקם באמצעות פגיעה מכנית ישירה בעכברים 5,6. מודל הפגיעה המכנית גורם בהצלחה להיצרות אבי העורקים ומייצג מודל AVS פשוט וניתן לשחזור בעכברי בר. למיטב ידיעתנו, לא נערכו מחקרים קודמים שבדקו את ההשפעות של פגיעה מכנית על המסתם האאורטלי במודלים של ארנבים. לפיכך, מחקר זה מספק הליך חדש לגרימת AVS בארנבים לבנים מניו זילנד באמצעות פגיעה ישירה בבלון למסתם אבי העורקים, אשר יכול לחקות במדויק את המצב של היצרות אבי העורקים המסתם. פרוטוקול זה כולל תיאורים שלב אחר שלב של ההכנה, ההליך הכירורגי והטיפול שלאחר הניתוח, אשר שימושיים לגרימת מודלים של ארנב AVS הניתנים לשחזור.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל הליכי המחקר בבעלי חיים אושרו ובוצעו בהתאם לחוק רווחת חיות המעבדה, המדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה, וההנחיות והמדיניות לניסויים בבעלי חיים שסופקו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) במכללה לרפואה של האוניברסיטה הקתולית של קוריאה (מספר אישור: CUMC-2021-0176-05). במחקר הנוכחי נעשה שימוש בארנבים לבנים מניו זילנד (NZW) בני 3 חודשים במשקל 3.5-4.0 ק"ג, שהוחזקו בתנאים סטנדרטיים בכלובים בודדים. הארנבים קיבלו תזונה רגילה או תזונה מועשרת בכולסטרול ב-0.5% בתוספת 50,000 U של ויטמין D2 (ראו טבלת חומרים). שיטות התכנון והניתוח הניסיוניות להשראת מודל הארנב AVS מתוארות באיור 1.
1. הכנה למבצע
- יש לוודא שכל המכשירים הרפואיים והכירורגיים (ראה טבלת חומרים) מעוקרים בתחילת הניתוח.
- הכינו את סט צנתרי בלון ההתרחבות לפי השלבים הבאים.
- חבר את התקן הדפלציה המלא בתערובת של מלח ואמצעי ניגוד הזמינים מסחרית (1:1) לחלק נעילת הפיתוי של צנתר הבלון (ראה טבלת חומרים).
- מלאו את הבלון בתמיסת ניפוח, והוציאו אוויר מצנתר הבלון.
הערה: במחקר הנוכחי, תמיסת הניפוח כללה 30% יודיקסנול עם 0.9% מלוחים (ראה טבלת חומרים). - ודא ניפוח בלון תקין על ידי ניקוי לומן הבלון עם פתרון הניפוח.
2. הליך כירורגי לפגיעה במסתם אבי העורקים
- מתן זריקה תוך שרירית של tiletamine & zolazepam (15 מ"ג / ק"ג) ו xylazine (5 מ"ג / ק"ג) (ראה טבלה של חומרים) כדי להרדים את החיה.
הערה: לפני מתן ההרדמה, הארנבים טופלו מראש בזריקת גליקופירולט תת-עורית (0.05 מ"ג/ק"ג) כחומר אנטיכולינרגי טרום הרדמה. רמת ההרדמה הנאותה נקבעה על פי שילוב של קריטריונים, כולל חוסר תגובה לצביטה בבוהן וקצב נשימה יציב. - יש להכניס צנתר תוך ורידי (IV) במשקל 24 גרם לווריד האוריקולרי השולי, ולחבר ערכת עירוי עם מי מלח הפרינים (100 U/kg הפרין).
- חברו את הארנב למוניטור וטרינרי רב-פרמטרים (ראו טבלת חומרים) כדי לנטר באופן רציף את הסימנים החיוניים, כגון אות ריווי החמצן (SpO2), טמפרטורה ולחץ דם.
הערה: לניטור SpO 2, חבר את חיישן SpO2 ללשון הארנב. לניטור הטמפרטורה, הכנס את הבדיקה לפי הטבעת של הארנב. לניטור לחץ הדם, הניחו את השרוול על הגפה הקדמית. - הניחו את הארנב במצב שכיבה על שולחן ניתוחים המצויד בפלואורוסקופיה של זרוע C (ראו טבלת חומרים), והוציאו את השיער מאזור צוואר הגחון באמצעות קוצצי שיער של חיות (איור 2A).
- לעקר את אזור החתך עם יוד, ולכסות את הארנב עם מגבות כירורגיות.
- מקמו את לב הארנב במרכז תמונת זרוע C.
הערה: כל החוקרים חייבים ללבוש ציוד מגן עם דוזימטרים תרמו-לומינסנטיים מחוברים (TLDs) כדי להפחית את החשיפה לקרינה בעת ביצוע ניתוח מונחה זרוע C.- הפעל את זרוע C ובחר את המצב הפלאורוסקופי להדמיית לב.
- התאימו את מיקום הארנב כדי לוודא שהלב נמצא במרכז שדה ההדמיה.
- בצעו חתך אורכי של כ-3 ס"מ בעור הצוואר, והשתמשו במספריים כירורגיים כדי לחתוך את הפאשיה ואת רקמת השומן.
- חשוף את עורק התרדמה המשותף השמאלי (LCCA) על-ידי הפרדה זהירה בין השרירים עד לחשיפת כ-3-3.5 ס"מ מה-LCCA (איור 2B).
- קשרו את ה-LCCA עם תפר משי 3-0 (ראו טבלת חומרים) בחלק העליון והקצה של ה-LCCA החשוף כדי לעצור את זרימת הדם.
- הכנס צנתר IV 22 G לתוך LCCA, והכנס חוט מנחה (0.016 אינץ ', ראה טבלת חומרים) לחדר השמאלי (LV) דרך צנתר IV, כדי להבטיח כי קצה הצנתר ממוקם כראוי בשדה הדימות של זרוע C.
הערה: בעת החדרת צנתר העירוי, שחררו בזהירות את תפר הרצועה בדרך למטה אל המסתם האאורטלי כדי לאפשר את התקדמות הצנתר. - משכו את צנתר העירוי, עזבו את חוט ההנחיה, והניחו נדן 4-F (ראו טבלת חומרים) מעל חוט ההנחיה לתוך ה-LCCA כדי להכניס את צנתר הבלון (איור 2C).
הערה: לאחר החלפת צנתר העירוי בנדן, יש להסיר כל אוויר כלוא ממכשיר הנדן. - הכניסו בזהירות את צנתר הבלון בקוטר 8 מ"מ מעל חוט ההנחיה לתוך המסתם האאורטלי תחת הנחיה פלואורוסקופית של זרוע C (איור 2D).
- מניחים את קצה צנתר הבלון כ-1-2 ס"מ דיסטלי לשסתום אבי העורקים, ומנפחים את הבלון על ידי ניקוי תמיסת הניפוח עם מנפח לחץ ב-6 אטמוספירה.
- מקדמים את הבלון לקודקוד ה-LV ומושכים אותו חזרה לשקע ה-LV. חזרו על התהליך הזה חמש פעמים, ואז פוצצו את הבלון (איור 2E, F).
- חזור על שלבים 2.8-2.9 שלוש פעמים כדי להבטיח פגיעה מספקת במסתם.
- מוציאים את צנתר הבלון ואת חוט ההנחיה. הסר לאט את הנדן מה- LCCA, ומיד קשר את ה- LCCA עם התפר בדרך למטה לשסתום אבי העורקים.
- נקו את אזור החתך במי מלח כדי להסיר את קרישי הדם, ובדקו את האתר המנוקב לדימום עורקי.
- סוגרים את השריר והעור בתפר 3-0 שאינו נספג, ומעקרים את כל צידי הפצע ביוד.
3. טיפול לאחר הניתוח
- הסירו את מדבקות הניטור והקליפים, והחזיקו את הארנב באינקובטור טיפול נמרץ.
הערה: לאחר הניתוח, הארנבים היו במעקב צמוד במשך יום אחד באינקובטור טיפול נמרץ ולאחר מכן הועברו לכלוב ביתי. - לטפל בכאב לאחר הניתוח עם 5 מ"ג / ק"ג טרמדול ו 3 מ"ג / ק"ג קטופרופן ולתת אנטיביוטיקה (4 מ"ג / ק"ג גנטמיצין) פעמיים ביום במשך 3 ימים באמצעות הזרקה תת עורית (ראה טבלת חומרים).
הערה: טיפול בכאב לאחר הניתוח צריך לדבוק בהנחיות וטרינריות והנחיות IACUC (למשל, אופיואיד, NSAID, הרדמה מקומית או שילוב). - האכילו תזונה מועשרת ב-0.5% כולסטרול ב-50,000 U של ויטמין D2 (HC + VitD2) במשך 8 שבועות.
4. אקוקרדיוגרפיה
- לאחר 8 שבועות של פגיעה בבלון, יש להרדים את הארנב באותו הליך המתואר בשלב 2.1.
- הצג באופן חזותי את מסתמי אבי העורקים באמצעות תצוגות טרנס-חזיות דו-ממדיות, והקלט תמונות במצב M בתצוגות של ציר קצר וציר ארוך.
- הניחו את הארנב במצב שכיבה על שולחן תהודה.
- יש לגלח את אזור החזה באמצעות קוצץ וקרם להסרת שיער.
- יש למרוח ג'ל מתמר אולטרסאונד (ראו טבלת חומרים) על החזה.
- כוונן את המתמר כדי לקבל את תצוגת הציר הארוך של בית החזה ואת תצוגת הציר הקצר של שסתום אבי העורקים.
- השתמש בהדמיה במצב M כדי להקליט תמונות של שסתום אבי העורקים הן בתצוגה של ציר ארוך והן בתצוגה של ציר קצר, ושמור את התמונות לניתוח מאוחר יותר.
5. ניתוח היסטולוגי
- לאחר אקוקרדיוגרפיה, להרדים את הארנב על ידי מתן זריקה תוך ורידי של אשלגן כלורי (KCl, 3 גרם / 20 מ"ל, 1 מ"ל).
- פתחו את חלל בית החזה, קצרו את הלב עם אבי העורקים העולה7, והניחו אותו על קרח במי מלח חוצצי פוספט (PBS).
- יש לטבול מיד את הלב בתמיסת 4% פרפורמלדהיד (PFA) ולהטמיע אותה בגוש פרפין (ראו טבלת חומרים).
- חתכו את בלוק הלב המשובץ בפרפין למקטעים בעובי 4 מיקרומטר באמצעות מיקרוטום, והכתימו את הקטעים בטריכרום של מאסון (MT), אליזרין אדום ופון קוסה (ראו טבלת חומרים) כדי להעריך את שקיעת הקולגן ואת הסתיידות המסתם, בהתאמה 8,9.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
מודל AVS ארנב המושרה על ידי פגיעה במסתם אבי העורקים
כדי לגרום למודל AVS ארנב, ארנבי NZW זכרים במשקל 3.5-4.0 ק"ג שימשו למחקר זה. על פי הפרוצדורות הכירורגיות המתוארות בשלב 2 (איור 2), מודל AVS נקבע על ידי פגיעה במסתם אבי העורקים, שהביאה לניוון מכני של מסתם אבי העורקים ולהסתיידות. קבוצת הביקורת כללה ארנבים שניזונו מתזונה מועשרת ב-0.5% כולסטרול (כולסטרול גבוה, HC) ו-50,000 U של ויטמין D2 (VitD2), הידוע כמודל AVS המושרה על ידי דיאטה.
הערכת שסתום אבי העורקים
כדי להעריך שינויים מבניים במסתם אבי העורקים, ניידות ועובי העלון הוערכו באמצעות מבט אקוקרדיוגרפי קצר ציר וציר ארוך. לאחר 8 שבועות לאחר הפגיעה במסתם אבי העורקים, בדיקת אקוקרדיוגרפיה גילתה שהקוצים התעבו והתנועה הוגבלה בארנבים הפגועים שניזונו מתזונת HC + VitD2 בהשוואה לארנבי הביקורת, כולל ארנבי הבר (WT) והארנבים שניזונו מתזונת HC + VitD2 ללא פגיעה במסתם (איור 3).
ניתוח היסטולוגי
כדי להעריך את השינויים ההיסטולוגיים במסתם אבי העורקים, הארנבים הוקרבו לאחר 8 שבועות לאחר הפגיעה במסתם אבי העורקים, ובוצע ניתוח היסטולוגי עם הלבבות שנכרתו (איור 4). כפי שניתן לראות באיור 4A, המסתם האאורטלי המוכתם בטריכרום של מאסון (MT) הראה עובי מוגבר של שסתום אבי העורקים בקבוצה הפגועה בהשוואה לקבוצות WT ו-HC + VitD2 שקיבלו דיאטה. בנוסף, כדי להשוות את מידת משקעי הסידן המסתמיים, בוצעו צביעה אדומה של אליזרין וצביעת פון קוסה, כפי שניתן לראות באיור 4B,C. בעוד שהקבוצה שקיבלה HC + VitD2 בדיאטה הראתה משקעי סידן זניחים בעלוני המסתמים, משקעים קלציפיים משמעותיים נצפו בקבוצה שנפגעה מבלון.
איור 1: סכימת ציר הזמן של הניסוי. מודל ארנב של היצרות מסתם אבי העורקים נקבע על ידי פגיעה ישירה בבלון על המסתם האאורטלי בארנבים לבנים מניו זילנד (NZW) זכרים (3.5-4.0 ק"ג), ואחריו דיאטה עתירת כולסטרול/ויטמין D2 (0.5% תזונה מועשרת בכולסטרול + 50,000 U של ויטמין D2; HC + VitD2) במשך 8 שבועות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: מתווה ההליך הניתוחי. (A) תחת הרדמה, הארנב הונח במצב שכיבה על שולחן הניתוחים. (B) עורק התרדמה המשותף השמאלי (LCCA) נחשף על-ידי הפרדה זהירה בין העור לשרירים. (C) נדן 4-F וחוט מנחה הוכנסו לתוך LCCA. חץ אדום: נדן; חץ צהוב: חוט מנחה. (D) צנתר הבלון הוכנס דרך חוט ההנחיה לתוך המסתם האאורטלי. חץ אדום: צנתר בלון. (ה,ו) צנתר הבלון נופח והתקדם/נמשך לאחור בין קודקוד החדר השמאלי למוצא תחת הנחיה פלואורוסקופית של זרוע C. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: ניתוח אקו לב של היצרות המסתם האאורטלי. תמונות מייצגות של תצוגות הציר הארוך (לוחות עליונים) והציר הקצר (לוחות אמצעיים) באקו לב ותרשים סכמטי של מידת ההיצרות המסתמית (לוחות תחתונים) בקבוצות WT (n = 3), HC + VitD2-diet (n = 3) ודיאטת HC + VitD2 עם פגיעה במסתם (n = 3). מעגל מנוקד: שסתום אבי העורקים; ראש חץ אדום: עלונים מעובים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: ניתוח היסטולוגי של מסתמי אבי העורקים. תמונות מייצגות של (A) הטריכרום של מאסון, (B) אדום אליזרין ו-(C) צביעת פון קוסה בדיאטת WT, HC + VitD2 ודיאטת HC + VitD2 עם קבוצות פגיעה במסתמים. ראש חץ כחול: עלונים מעובים; ראש חץ אדום: עלונים מסוידים. פסי קנה מידה = 1 מ"מ. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
מודלים של AVS בבעלי חיים משמשים בדרך כלל לחקר ההיבטים הפתולוגיים של AVS, כולל אתחול והתקדמות של AVS. פרוטוקול זה מציג מודל AVS חדש של ארנב המושרה על ידי פגיעה ישירה בבלון לשסתום אבי העורקים. במחקר זה, מודל הפגיעה במסתם אבי העורקים הראה עיבוי והסתיידות עלונים משמעותיים. בהשוואה למודל AVS המתון המושרה על ידי תוספי תזונה, המסתם האאורטלי במודל הפציעה הישירה בבלון נפגע באופן סלקטיבי, מה שהוביל לעיבוי ותנועה מוגבלת, כמו גם עלונים מעובים ומסוידים. תוצאות אלה תואמות את המאפיינים הכלליים של AVS10,11.
למודלים הנפוצים של ארנבי AVS המושרים על ידי תוספי תזונה ומניפולציה גנטית יש מספר מגבלות במחקרים ניסיוניים12,13,14. התפתחות היצרות משמעותית במודלים של ארנבים דורשת לעתים קרובות תקופת האכלה ארוכה יותר מאשר בעכברים, מה שעלול לגרום לדלקת משמעותית ורעילות בכבד. בנוסף, תוספי תזונה, כגון דיאטות היפרכולסטרולמיות ו- VitD2, במודלים אלה לא תמיד גורמים להיצרות מסתמית עקבית ומשמעותית. לשם השוואה, פגיעת הבלון הישירה המתוארת בפרוטוקול זה עלולה לגרום נזק מכני לעלוני המסתם האאורטלי המנותחים, ובכך לגרום באופן ספציפי לתגובת שיפוץ הניתנת לשחזור. יתר על כן, פרוטוקול זה מאפשר מניפולציה של חומרת AVS על ידי התאמת עוצמת הפציעה. למיטב ידיעתנו, זו הפעם הראשונה שההשפעה של פגיעה מכנית על מסתם אבי העורקים בדגמי ארנבים מאומתת in vivo.
למרות יתרונות אלה, לפרוטוקול זה יש מגבלות ביצירת דגמי AVS עקביים וניתנים לשחזור. ראשית, ההליך הכירורגי דורש ניסיון כירורגי רב עם מודלים של בעלי חיים. שנית, יש צורך לקבוע תנאים מפורטים לאופטימיזציה של חומרת AVS, כגון מבחינת עוצמת הפציעה ומשך תוספי התזונה. שלישית, פרוטוקול זה מוגבל ביכולתו לספק מידע על השפעות הפגיעה בבלון בלבד על היצרות מסתם אבי העורקים, שכן מחקר זה בדק רק את ההשפעות של פגיעה בבלון בשילוב עם תזונה מועשרת בכולסטרול. הכללת קבוצה שקיבלה את פציעת הבלון ללא תזונה מועשרת בכולסטרול תהיה אינפורמטיבית, ואנו נשקול זאת למחקרים עתידיים. עם זאת, עבודה זו מדגימה פרוטוקול חדש לפגיעה ישירה בבלון על מסתם אבי העורקים במודל הארנב, אשר שימושי לחקר המנגנונים הפתולוגיים העומדים בבסיס AVS ויכול לשמש לפיתוח אפשרויות טיפוליות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין ניגודי עניינים להצהיר עליהם בעבודה זו.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה על ידי מענק קרן המחקר הלאומית של קוריאה (NRF) במימון ממשלת קוריאה (MSIT) (מס '2020R1A4A3079570), משרד החינוך (מס '2021R1I1A1A01051425), והתוכנית לפיתוח טכנולוגיה אסטרטגית תעשייתית (מס '20014873) במימון משרד המסחר, התעשייה והאנרגיה, הרפובליקה של קוריאה.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
References
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al.
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
