Summary
Ein geeignetes Tiermodell ist erforderlich, um die pathologischen Mechanismen, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, zu verstehen und die Wirksamkeit therapeutischer Interventionen zu bewerten. Das vorliegende Protokoll beschreibt ein neues Verfahren zur Entwicklung des AVS-Kaninchenmodells über eine direkte Ballonverletzung in vivo.
Abstract
Tiermodelle entwickeln sich zu einem wichtigen Instrument, um die pathologischen Mechanismen zu verstehen, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, da es keinen Zugang zu zuverlässigen Quellen für erkrankte menschliche Aortenklappen gibt. Unter den verschiedenen Tiermodellen sind AVS-Kaninchenmodelle eines der am häufigsten verwendeten in Großtierstudien. Herkömmliche AVS-Kaninchenmodelle erfordern jedoch eine langfristige Zeit der Nahrungsergänzung und genetischen Manipulation, um eine signifikante Stenose in der Aortenklappe zu induzieren, was ihre Verwendung in experimentellen Studien einschränkt. Um diesen Einschränkungen zu begegnen, wird ein neues AVS-Kaninchenmodell vorgeschlagen, bei dem die Stenose durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe induziert wird. Das vorliegende Protokoll beschreibt eine erfolgreiche Technik zur Induktion von AVS bei neuseeländischen weißen Kaninchen (NZW) mit Schritt-für-Schritt-Verfahren für die Vorbereitung, den chirurgischen Eingriff und die postoperative Versorgung. Dieses einfache und reproduzierbare Modell bietet einen vielversprechenden Ansatz für die Untersuchung der Initiierung und des Fortschreitens von AVS und stellt ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung der zugrunde liegenden pathologischen Mechanismen der Krankheit dar.
Introduction
Es wird zunehmend erkannt, dass die Verwendung geeigneter Tiermodelle zu einem besseren Verständnis der pathologischen Mechanismen beitragen kann, die der Aortenklappenstenose (AVS) zugrunde liegen, da der Zugang zu zuverlässigen Quellen für erkrankte menschliche Aortenklappen, die mit dem Fortschreiten der Aortenklappenstenose (AS) verbunden sind, fehlt. Unter den verschiedenen Tiermodellen zur Untersuchung von AVS sind Kaninchen eines der am häufigsten verwendeten AVS-Modelle für Großtiere, und das AVS-Kaninchenmodell wird entweder durch eine Cholesterin-/Vitamin-D2-Supplementierung oder eine genetische Manipulation induziert 1,2,3,4.
Obwohl Kaninchen-AVS-Modelle einen signifikanten Einblick in die Entwicklung und den Verlauf von AVS gegeben haben, bleibt es immer noch eine Herausforderung, AVS konsistent und reproduzierbar zu induzieren, wie in unseren vorläufigen Experimenten zu sehen war.
Zusätzlich zu diätinduzierten und genetisch anfälligen Tiermodellen wurde ein neues Modell des AVS durch direkte mechanische Verletzung bei Mäusen etabliert 5,6. Das mechanische Verletzungsmodell induziert erfolgreich eine Aortenklappenstenose und stellt ein einfaches und reproduzierbares AVS-Modell in Wildtyp-Mäusen dar. Nach unserem Kenntnisstand gibt es bisher keine Studien, die die Auswirkungen einer mechanischen Verletzung auf die Aortenklappe in Kaninchenmodellen untersucht haben. Somit bietet diese Studie ein neues Verfahren zur Induktion von AVS bei männlichen neuseeländischen weißen Kaninchen durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe, die den Zustand einer Aortenklappenklappenstenose genau nachahmen kann. Dieses Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Beschreibungen der Vorbereitung, des chirurgischen Eingriffs und der postoperativen Versorgung, die für die Induktion reproduzierbarer AVS-Kaninchenmodelle nützlich sind.
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Protocol
Alle Tierversuchsverfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Laboratory Animals Welfare Act, dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und den Richtlinien und Richtlinien für Tierversuche genehmigt und durchgeführt, die vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) am College of Medicine der Katholischen Universität von Korea bereitgestellt wurden (Zulassungsnummer: CUMC-2021-0176-05). In der vorliegenden Studie wurden 3 Monate alte männliche neuseeländische weiße (NZW) Kaninchen mit einem Gewicht von 3,5-4,0 kg verwendet, die unter Standardbedingungen in Einzelkäfigen gehalten wurden. Die Kaninchen erhielten entweder eine normale Diät oder eine mit 0,5 % Cholesterin angereicherte Diät, die mit 50.000 E Vitamin D2 ergänzt wurde (siehe Materialtabelle). Das experimentelle Design und die Analysemethoden für die Induktion des AVS-Kaninchenmodells sind in Abbildung 1 dargestellt.
1. Vorbereitung auf die Operation
- Stellen Sie sicher, dass alle medizinischen und chirurgischen Instrumente (siehe Materialtabelle) zu Beginn der Operation sterilisiert sind.
- Bereiten Sie das Dilatationsballonkatheter-Set vor, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
- Schließen Sie das mit einer Mischung aus Kochsalzlösung und handelsüblichem Kontrastmittel (1:1) gefüllte In-Deflation-Gerät an den Luer-Lock-Teil des Ballonkatheters an (siehe Materialtabelle).
- Füllen Sie den Ballon mit Aufblaslösung und entfernen Sie die Luft aus dem Ballonkatheter.
HINWEIS: Für die vorliegende Studie bestand die Inflationslösung aus 30 % Iodixanol mit 0,9 % Kochsalzlösung (siehe Materialtabelle). - Überprüfen Sie das richtige Aufblasen des Ballons, indem Sie das Ballonlumen mit der Aufblaslösung spülen.
2. Chirurgischer Eingriff bei der Aortenklappenverletzung
- Verabreichen Sie eine intramuskuläre Injektion von Tiletamin und Zolazepam (15 mg/kg) und Xylazin (5 mg/kg) (siehe Materialtabelle), um das Tier zu betäuben.
HINWEIS: Vor der Verabreichung der Anästhesie wurden die Kaninchen mit einer subkutanen Glycopyrrolat-Injektion (0,05 mg/kg) als Anticholinergikum vor der Anästhesie vorbehandelt. Die angemessene Anästhesiestufe wurde durch eine Kombination von Kriterien bestimmt, darunter eine mangelnde Reaktion auf ein Einklemmen der Zehen und eine gleichmäßige Atemfrequenz. - Führen Sie einen 24 G intravenösen (IV) Katheter in die marginale Ohrvene ein und verbinden Sie ein Infusionsset mit heparinisierter Kochsalzlösung (100 E/kg Heparin).
- Verbinden Sie das Kaninchen mit einem Multiparameter-Veterinärmonitor (siehe Materialtabelle), um die Vitalparameter wie das Sauerstoffsättigungssignal (SpO2), die Temperatur und den Blutdruck kontinuierlich zu überwachen.
HINWEIS: Bringen Sie für die SpO 2-Überwachung den SpO2-Sensor an der Zunge des Kaninchens an. Für die Temperaturüberwachung führen Sie die Sonde in das Rektum des Kaninchens ein. Für die Blutdrucküberwachung legen Sie die Manschette auf die Vordergliedmaße. - Legen Sie das Kaninchen in Rückenlage auf einen Operationstisch, der mit einer C-Bogen-Durchleuchtung ausgestattet ist (siehe Materialtabelle), und entfernen Sie die Haare aus dem ventralen Halsbereich mit einer Tierhaarschneidemaschine (Abbildung 2A).
- Sterilisieren Sie den Einschnittbereich mit Jod und decken Sie das Kaninchen mit chirurgischen Handtüchern ab.
- Positionieren Sie das Herz des Hasen in der Mitte des C-Bogen-Bildes.
HINWEIS: Alle Forscher müssen Schutzkleidung mit angebrachten Thermolumineszenzdosimetern (TLDs) tragen, um die Strahlenbelastung während der Durchführung der C-Bogen-geführten Operation zu reduzieren.- Schalten Sie den C-Bogen ein und wählen Sie den Durchleuchtungsmodus für die kardiale Bildgebung.
- Passen Sie die Position des Kaninchens an, um sicherzustellen, dass sich das Herz in der Mitte des Bildfeldes befindet.
- Machen Sie einen Längsschnitt von ca. 3 cm in der Haut des Halses und schneiden Sie mit einer chirurgischen Schere das Faszien- und Fettgewebe ab.
- Legen Sie die linke Arteria carotis communis (LCCA) frei, indem Sie die Muskeln vorsichtig trennen, bis etwa 3-3,5 cm der LCCA freigelegt sind (Abbildung 2B).
- Ligatieren Sie die LCCA mit einer 3-0-Seidennaht (siehe Materialtabelle) oben und am Ende der freiliegenden LCCA, um den Blutfluss zu stoppen.
- Führen Sie einen 22-G-IV-Katheter in den LCCA ein und führen Sie einen Führungsdraht (0,016 Zoll, siehe Materialtabelle) durch den IV-Katheter in die linke Herzkammer (LV) ein, wobei sicherzustellen ist, dass die Spitze des Katheters richtig im Bildgebungsfeld des C-Bogens positioniert ist.
HINWEIS: Lösen Sie beim Einführen des IV-Katheters vorsichtig die Ligaturnaht auf dem Weg nach unten zur Aortenklappe, um das Vorschieben des Katheters zu ermöglichen. - Ziehen Sie den IV-Katheter zurück, lassen Sie den Führungsdraht und legen Sie eine 4-F-Hülle (siehe Materialtabelle) über den Führungsdraht in die LCCA, um den Ballonkatheter einzuführen (Abbildung 2C).
HINWEIS: Nachdem der IV-Katheter durch die Hülle ersetzt wurde, sollte die eingeschlossene Luft aus der Schleusevorrichtung entfernt werden. - Führen Sie den 8-mm-Ballonkatheter vorsichtig über den Führungsdraht in die Aortenklappe unter C-Bogen-Durchleuchtungskontrolle ein (Abbildung 2D).
- Platzieren Sie die Ballonkatheterspitze etwa 1-2 cm distal der Aortenklappe und blasen Sie den Ballon auf, indem Sie die Aufblaslösung mit einem Druckinflator bei 6 atm spülen.
- Schieben Sie den Ballon in den LV-Scheitelpunkt und ziehen Sie ihn zurück in den LV-Auslass. Wiederholen Sie diesen Vorgang fünfmal, und lassen Sie dann die Luft aus dem Ballon ab (Abbildung 2E, F).
- Wiederholen Sie die Schritte 2.8-2.9 dreimal, um eine ausreichende Klappenverletzung sicherzustellen.
- Ziehen Sie den Ballonkatheter und den Führungsdraht zurück. Entfernen Sie langsam die Hülle aus der LCCA und binden Sie die LCCA sofort mit der Naht auf dem Weg nach unten zur Aortenklappe.
- Reinigen Sie den Inzisionsbereich mit Kochsalzlösung, um die Blutgerinnsel zu entfernen, und untersuchen Sie die punktierte Stelle auf arterielle Blutungen.
- Verschließen Sie den Muskel und die Haut mit einer 3-0 nicht resorbierbaren Naht und sterilisieren Sie alle Seiten der Wunde mit Jod.
3. Nachsorge
- Entfernen Sie die Überwachungspflaster und -klammern und halten Sie das Kaninchen in einem Intensiv-Inkubator.
HINWEIS: Nach der Operation wurden die Kaninchen 1 Tag lang in einem Intensiv-Inkubator engmaschig beobachtet und dann in einen Heimkäfig gebracht. - Behandeln Sie postoperative Schmerzen mit 5 mg/kg Tramadol und 3 mg/kg Ketoprofen und verabreichen Sie Antibiotika (4 mg/kg Gentamicin) zweimal täglich über 3 Tage als subkutane Injektion (siehe Materialtabelle).
HINWEIS: Die postoperative Schmerzbehandlung sollte den veterinärmedizinischen und IACUC-Richtlinien entsprechen (z. B. Opioide, NSAID, Lokalanästhetikum oder Kombination). - Füttern Sie 8 Wochen lang eine mit 0,5 % Cholesterin angereicherte Diät mit 50.000 E Vitamin D2 (HC + VitD2).
4. Echokardiographie
- Nach 8 Wochen Ballonverletzung wird das Kaninchen mit dem in Schritt 2.1 beschriebenen Verfahren betäubt.
- Visualisieren Sie die Aortenklappen mit zweidimensionalen transthorakalen Ansichten und zeichnen Sie M-Mode-Bilder in Kurzachsen- und Langachsenansichten auf.
- Legen Sie das Kaninchen in Rückenlage auf einen Echotisch.
- Rasieren Sie den Brustbereich mit einer Haarschneidemaschine und einer Haarentfernungscreme.
- Tragen Sie Ultraschall-Schallkopfgel (siehe Materialtabelle) auf die Brust auf.
- Stellen Sie den Schallkopf ein, um die parasternale Längsachsansicht und die parasternale Kurzachsenansicht der Aortenklappe zu erhalten.
- Verwenden Sie die M-Mode-Bildgebung, um Bilder der Aortenklappe sowohl in der Längs- als auch in der Kurzachsenansicht aufzuzeichnen und die Bilder für eine spätere Analyse zu speichern.
5. Histologische Analyse
- Nach der Echokardiographie wird das Kaninchen durch Verabreichung einer intravenösen Injektion von Kaliumchlorid (KCl, 3 g/20 ml, 1 ml) eingeschläfert.
- Öffnen Sie die Brusthöhle, entnehmen Sie das Herz mit der aufsteigenden Aorta7 und legen Sie es in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auf Eis.
- Tauchen Sie das Herz sofort in eine 4%ige Paraformaldehyd-Lösung (PFA) und betten Sie es in einen Paraffinblock ein (siehe Materialtabelle).
- Schneiden Sie den in Paraffin eingebetteten Herzblock mit einem Mikrotom in 4 μm dicke Abschnitte und färben Sie die Abschnitte mit Masson-Trichrom (MT), Alizarinrot und von Kossa (siehe Materialtabelle), um die Kollagenablagerung bzw. die Klappenverkalkung zu beurteilen 8,9.
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Representative Results
Kaninchen-AVS-Modell, induziert durch Aortenklappenverletzung
Um das Kaninchen-AVS-Modell zu induzieren, wurden männliche NZW-Kaninchen mit einem Gewicht von 3,5-4,0 kg für diese Studie verwendet. Gemäß den in Schritt 2 beschriebenen chirurgischen Verfahren (Abbildung 2) wurde das AVS-Modell durch eine Aortenklappenverletzung etabliert, die zu einer mechanischen Aortenklappendegeneration und -verkalkung führte. Die Kontrollgruppe umfasste Kaninchen, die mit einer 0,5 % cholesterinangereicherten Diät (High-Cholesterol, HC) und 50.000 U Vitamin D2 (VitD2) gefüttert wurden, was als diätinduziertes AVS-Modell bekannt ist.
Beurteilung der Aortenklappe
Um strukturelle Veränderungen in der Aortenklappe zu beurteilen, wurden die Segelbeweglichkeit und -dicke mit Hilfe von echokardiographischen Kurzachsen- und Längsachsenansichten beurteilt. 8 Wochen nach der Aortenklappenverletzung ergab die Echokardiographie, dass die Höcker bei den verletzten Kaninchen, die mit der HC + VitD2-Diät gefüttert wurden, im Vergleich zu den Kontrollkaninchen, einschließlich der Wildtyp-Kaninchen (WT) und der Kaninchen, die ohne Klappenverletzung mit HC + VitD2-Diät gefüttert wurden, verdickt waren und die Bewegung eingeschränkt war (Abbildung 3).
Histologische Analyse
Um die histologischen Veränderungen der Aortenklappe zu beurteilen, wurden die Kaninchen 8 Wochen nach der Aortenklappenverletzung getötet und eine histologische Analyse mit den herausgeschnittenen Herzen durchgeführt (Abbildung 4). Wie in Abbildung 4A dargestellt, zeigte die mit Masson-Trichrom (MT) gefärbte Aortenklappe in der verletzten Gruppe eine erhöhte Dicke der Aortenklappenhöcker im Vergleich zu den WT- und HC + VitD2-diätsinduzierten Gruppen. Um den Grad der Kalziumablagerungen zu vergleichen, wurde zusätzlich eine Alizarinrot-Färbung und eine von-Kossa-Färbung durchgeführt, wie in Abbildung 4B,C dargestellt. Während die HC + VitD2-diätinduzierte Gruppe vernachlässigbare Kalziumablagerungen in den Herzklappensegeln aufwies, wurden in der ballonverletzten Gruppe signifikante Kalkablagerungen beobachtet.
Abbildung 1: Schema der experimentellen Zeitachse. Ein Kaninchenmodell der Aortenklappenstenose wurde durch direkte Ballonverletzung an der Aortenklappe bei männlichen neuseeländischen weißen (NZW) Kaninchen (3,5-4,0 kg) etabliert, gefolgt von einer cholesterin-/vitamin-D2-reichen Diät (0,5 % cholesterinangereicherte Diät + 50.000 E Vitamin D2; HC + VitD2) für 8 Wochen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Gliederung des operativen Ablaufs. (A) Unter Narkose wurde das Kaninchen in Rückenlage auf den Operationstisch gelegt. (B) Die linke Arteria carotis communis (LCCA) wurde freigelegt, indem Haut und Muskeln vorsichtig voneinander getrennt wurden. (C) Der 4-F-Mantel und der Führungsdraht wurden in die LCCA eingesetzt. Roter Pfeil: Scheide; gelber Pfeil: Führungsdraht. (D) Der Ballonkatheter wurde über den Führungsdraht in die Aortenklappe eingeführt. Roter Pfeil: Ballonkatheter. (E,F) Der Ballonkatheter wurde aufgeblasen und unter C-Bogen-Durchleuchtungskontrolle zwischen der linksventrikulären Spitze und dem Ausgang vorgeschoben/zurückgezogen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Echokardiographische Analyse der Aortenklappenstenose. Repräsentative Bilder der langachsigen (obere Tafeln) und kurzachsigen (mittlere Tafeln) Ansichten im Echokardiogramm und eine schematische Darstellung des Grades der Herzklappenstenose (untere Tafeln) in den Gruppen WT (n = 3), HC + VitD2-Diät (n = 3) und HC + VitD2-Diät mit Klappenverletzung (n = 3). Gestrichelter Kreis: Aortenklappe; Rote Pfeilspitze: verdickte Blättchen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Histologische Analyse der Aortenklappen. Repräsentative Bilder von (A) Masson-Trichrom, (B) Alizarinrot und (C) von-Kossa-Färbung in der WT-, HC + VitD2-Diät und HC + VitD2-Diät mit Klappenverletzungsgruppen. Blaue Pfeilspitze: verdickte Blättchen; Rote Pfeilspitze: verkalkte Blättchen. Maßstabsbalken = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Tierische AVS-Modelle werden häufig verwendet, um die pathologischen Aspekte von AVS zu untersuchen, einschließlich der Initiierung und des Fortschreitens von AVS. Dieses Protokoll führt ein neues AVS-Modell für Kaninchen ein, das durch eine direkte Ballonverletzung der Aortenklappe induziert wird. In dieser Studie zeigte das Aortenklappenverletzungsmodell eine signifikante Verdickung und Verkalkung der Segel. Im Vergleich zum milden AVS-Modell, das durch Nahrungsergänzung induziert wurde, wurde die Aortenklappe im Modell der direkten Ballonverletzung selektiv verletzt, was zu verdickten Höckern und Bewegungseinschränkungen sowie verdickten und verkalkten Segeln führte. Diese Ergebnisse stimmen mit den allgemeinen Merkmalen von AVS10,11 überein.
Die häufig verwendeten AVS-Kaninchenmodelle, die durch Nahrungsergänzung und genetische Manipulation induziert werden, weisen in experimentellen Studien mehrere Einschränkungen auf12,13,14. Die Entwicklung einer signifikanten Stenose in Kaninchenmodellen erfordert oft eine längere Fütterungszeit als bei Mäusen, was zu erheblichen Entzündungen und Lebertoxizität führen kann. Darüber hinaus führt eine Nahrungsergänzung, wie z. B. bei hypercholesterinämischen Diäten und VitD2, in diesen Modellen nicht immer zu einer konsistenten und signifikanten Klappenstenose. Im Vergleich dazu kann die in diesem Protokoll beschriebene direkte Ballonverletzung eine mechanische Schädigung der operierten Aortenklappensegel verursachen und dadurch spezifisch eine reproduzierbare Remodellierungsreaktion induzieren. Darüber hinaus ermöglicht dieses Protokoll die Manipulation des Schweregrads des AVS durch Anpassung der Verletzungsintensität. Unseres Wissens nach ist dies das erste Mal, dass der Effekt einer mechanischen Verletzung auf die Aortenklappe in Kaninchenmodellen in vivo validiert wurde.
Trotz dieser Vorteile hat dieses Protokoll Einschränkungen bei der Induktion konsistenter und reproduzierbarer AVS-Modelle. Zum einen erfordert der chirurgische Eingriff viel chirurgische Erfahrung mit Tiermodellen. Zweitens ist es notwendig, detaillierte Bedingungen für die Optimierung des Schweregrads des AVS festzulegen, z. B. in Bezug auf die Verletzungsintensität und die Dauer der Nahrungsergänzung. Drittens ist dieses Protokoll nur begrenzt in der Lage, Informationen über die Auswirkungen der Ballonverletzung allein auf die Aortenklappenstenose zu liefern, da in dieser Studie nur die Auswirkungen einer Ballonverletzung in Kombination mit einer mit Cholesterin angereicherten Ernährung untersucht wurden. Die Einbeziehung einer Gruppe, die die Ballonverletzung ohne eine mit Cholesterin angereicherte Diät erhielt, wäre aufschlussreich, und wir werden sie für zukünftige Studien berücksichtigen. Nichtsdestotrotz demonstriert diese Arbeit ein neues Protokoll für die direkte Ballonverletzung an der Aortenklappe im Kaninchenmodell, das für die Untersuchung der pathologischen Mechanismen, die dem AVS zugrunde liegen, nützlich ist und möglicherweise für die Entwicklung therapeutischer Optionen verwendet werden kann.
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Disclosures
Die Autoren haben mit dieser Arbeit keine Interessenkonflikte zu erklären.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss der National Research Foundation of Korea (NRF) unterstützt, der von der koreanischen Regierung (MSIT) (Nr. 2020R1A4A3079570), dem Bildungsministerium (Nr. 2021R1I1A1A01051425) und dem Industrial Strategic Technology Development Program (Nr. 20014873) des Ministeriums für Handel, Industrie und Energie der Republik Korea finanziert wird.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
References
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