Summary
No presente protocolo, foi desenvolvida indução de estenose uretral em ratos Wistar, seguida de reconstrução uretral com enxerto de mucosa bucal. Foi realizado uretrograma retrógrado e avaliação com laser Doppler, validando a reconstrução uretral (após a formação de estenose) e a colocação do enxerto.
Abstract
A reconstrução uretral é uma importante área de atuação dos urologistas. A mucosa bucal é considerada a melhor opção quando o enxerto uretral é necessário, embora, em alguns casos, seja inadequado ou precise ser otimizado para reparar uma determinada estenose. Portanto, desenvolver procedimentos inovadores e avaliar seu suposto sucesso em modelos experimentais é crucial para atender à necessidade clínica. Com esse objetivo, este estudo descreve um protocolo no qual a estenose uretral foi induzida por eletrocautério em ratos Wistar. A reconstrução uretral foi realizada 1 semana após com enxerto de mucosa bucal, retirado do lábio inferior e colocado de forma onlay ventral. O uretrograma retrógrado mostrou melhora significativa do diâmetro uretral após a uretroplastia em relação ao respectivo valor após a indução da estenose. Além disso, a colocação do enxerto foi avaliada pela análise da perfusão sanguínea com laser Doppler. Como esperado, uma área azul-escura correspondeu ao enxerto de mucosa bucal não vascularizado. Este procedimento pode simular com sucesso o processo fisiopatológico normal da lesão uretral e modulação tecidual, bem como a reconstrução uretral utilizando enxerto de mucosa bucal de forma reprodutível, e servir de base para futuras pesquisas baseadas em engenharia tecidual ou enxertos uretrais.
Introduction
A reconstrução uretral é um grande desafio para os cirurgiões urológicos no manejo da lesão uretral no contexto de estenoses, traumas ou defeitos congênitos1. Com intenção curativa, a uretroplastia é o tratamento de escolha para a maioria dos pacientes, com defeitos uretrais longos (>2 cm) e anteriores que requerem alguma forma de uretroplastia de substituição2. Muitos tecidos têm sido usados como substitutos uretrais, incluindo enxertos de pele de espessura total ou dividida de áreas genitais ou extragenitais, mucosa da parede vesical ou mucosa bucal disseminada2. Os enxertos de mucosa bucal apresentam várias vantagens, como provêm de ambiente úmido e sem pelos, são de fácil contenção, são resistentes a infecções, epitélio espesso, menor probabilidade de formação de pseudodivertículos e lâmina fina, permitindo embebição e inosculaçãoprecoces3. Ao contrário dos retalhos, os enxertos não têm suprimento sanguíneo, dependendo do leito vascular do receptor para sobreviver4.
Modelos animais de enxertos ou retalhos têm sido amplamente utilizados para desenvolver ou refinar técnicas cirúrgicas, estudar e entender a fisiologia tecidual, os mecanismos subjacentes e as causas de falha e avaliar estratégias inovadoras de tratamento 5,6. Embora animais de maior porte facilitem a execução técnica, os roedores, nomeadamente ratos e camundongos, são mais fáceis de manusear e manter, resistentes a doenças, mais custo-efetivos e, principalmente, com ferramentas para investigar mecanismos moleculares, cruciais para testar terapias inovadoras 5,6. Vários modelos de retalhos e enxertos têm sido descritos em ratos utilizando diferentes tecidos, nomeadamente pele, osso,músculo6, vasos5 e até órgãossólidos7. No entanto, há escassa investigação em modelos murinos sobre enxertos para reconstrução uretral ou engenharia tecidual.
No entanto, os avanços da ciência translacional dependem de modelos animais que mimetizam doenças. Até o momento, o ambiente fisiopatológico local não foi abordado, uma vez que a reconstrução uretral é realizada imediatamente após sua estenose. Neste trabalho, este estudo tem como objetivo realizar uma reconstrução uretral com enxerto de mucosa bucal em ambiente fisiopatológico local. Com esse objetivo, a estenose uretral foi induzida 1 semana antes de sua reconstrução. Este modelo experimental, realizado em ratos, permite testar terapias inovadoras e investigar seus mecanismos moleculares e vantagens clínicas no futuro.
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Protocol
Todos os procedimentos com animais foram realizados de acordo com a Diretiva 2010/63/UE. Os procedimentos foram aprovados pelo Organismo de Bem-Estar Animal institucional, licenciado pela DGAV, a autoridade portuguesa competente para a proteção animal (licença n.º 0421/000/000/2021). Ratos machos Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) (400-500 g) com 12-14 semanas de idade foram utilizados para o presente estudo. Os animais foram obtidos de fonte comercial (ver Tabela de Materiais).
1. Preparação das soluções
- Solução anestésica
- Encher uma seringa de 3 mL com 2,3 mL de medetomidina (1 mg/mL; 0,715 mg/kg de peso corporal) e transferir para um tubo de centrífuga de 15 mL.
- Encher uma seringa de 3 mL com 1,55 mL de fentanil (0,05 mg/mL; 0,02 mg/kg de peso corporal) e transferir para o mesmo tubo centrífugo de 15 mL.
- Preencher uma seringa de 10 mL com 6,15 mL de midazolam (5 mg/mL; 9,5 mg/kg de peso corporal) e transferir para o mesmo tubo centrífugo de 15 mL, formando assim uma solução anestésica de 10 mL.
- Rotular o tubo e guardá-lo a 4 °C no escuro.
NOTA: Esta combinação anestésica (medetomidina, fentanil e midazolam) proporciona uma janela cirúrgica anestésica de até 3 horas. A administração de atipamezol e flumazenil pode reverter o efeito.
- Solução anti-sedativa
- Encher uma seringa de 1 mL com 0,7 mL de atipamezol (5 mg/mL; 3,72 mg/kg de peso corporal) e transferir para um tubo centrífugo de 15 mL.
- Preencher uma seringa de 10 mL com 9,3 mL de flumazenil (0,1 mg/mL; 1,56 mg/kg de peso corporal) e transferir para o mesmo tubo centrífugo de 15 mL, formando assim uma solução antissedativa de 10 mL.
- Rotular o tubo e guardá-lo a 4 °C no escuro.
- Soluções para analgesia pós-operatória
- Encher uma seringa de 1 mL com 0,5 mL de carprofeno (50 mg/mL; 5 mg/kg de peso corporal) e transferir para um tubo centrífugo de 15 mL.
- Adicionar 9,5 mL de solução de NaCl (0,9%), obtendo-se 10 mL de solução de carprofeno.
- Encher uma seringa de 1 mL com 1 mL de buprenorfina (0,3 mg/mL; 0,01-0,05 mg/kg de peso corporal) e transferir para um tubo de centrífuga de 15 mL.
- Adicionar 9 mL de solução de NaCl (0,9%), obtendo-se 10 mL de solução de buprenorfina.
- Rotular os tubos e guardá-los a 4 °C no escuro.
- Antibioticoterapia perioperatória
- Encher uma seringa de 2,5 mL com 2,5 mL de enrofloxacina (25 mg/mL; 10 mg/kg de peso corporal) e transferir para um tubo centrífugo de 15 mL.
- Adicionar 7,5 mL de solução de NaCl (0,9%), obtendo-se 10 mL de solução de enrofloxacina.
- Rotular o tubo e guardá-lo a 4 °C no escuro.
NOTA: Os detalhes de todos os reagentes para preparar as soluções acima estão listados na Tabela de Materiais.
2. Indução cirúrgica de estenose uretral
OBS: Os procedimentos cirúrgicos foram realizados utilizando-se estereomicroscópio (10x) (vide Tabela de Materiais).
- Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos antes do uso: lâmina de bisturi (número 11), pinça pontiaguda, tesoura de mola, pinça cirúrgica, porta-agulha oftálmica, tesoura cirúrgica e porta-agulha. Use bolas de algodão estéreis para limpar o campo cirúrgico.
- Coloque a seringa com a solução anestésica antes de segurar o rato.
- Conter o animal usando um tubo ou uma toalha e elevar a cauda para expor o abdômen.
- Manter o animal contido e realizar uma injeção intraperitoneal da solução anestésica (preparada no passo 1.1).
- Teste os reflexos de retirada do pedal do rato para avaliar a anestesia.
- Aplicar gel protetor ocular em ambos os olhos do animal. Realizar uma injeção subcutânea da solução antibiótica (preparada na etapa 1.1), a 10 mg/kg de peso corporal.
- Colocar o rato em decúbito dorsal sobre coxim aquecido e utilizar microscópio de dissecção com aumento de 10x ou 20x para realizar o procedimento cirúrgico.
- Limpar o pénis e a pele abdominal circundante com iodopovidona (100 mg/ml).
- Retrair manualmente o prepúcio e colocar uma sutura superficial (sutura 7.0; ver Tabela de Materiais) na face dorsal da glande peniana para tracionar o pênis, deixando o porta-agulha no lugar para manter o pênis retraído.
- Coloque um cateter venoso 22G na uretra para cateterismo usando um gel lubrificante.
- Com lâmina de bisturi cirúrgico (número 11), realizar incisão ventral longitudinal de 1 cm na pele peniana.
- Com pinça pontiaguda e tesoura de mola, disseque as camadas de tecido peniano até expor a uretra ao nível médio da diáfise.
- Com um aparelho de eletrocautério (ver Tabela de Materiais), aplique uma corrente com 10 W, por 1 s, nas faces laterais da uretra (em um local de cada lado), ventralmente ao nível da diáfise média do pênis.
- Fechar a incisão com uma sutura contínua absorvível 6.0 (ver Tabela de Materiais).
- Remova o cateter uretral. Remova a sutura de tração peniana.
- Realizar a injeção subcutânea de analgesia: Carprofeno a 5 mg/kg de peso corporal e buprenorfina a 0,03 mg/kg de peso corporal.
- Carregar a seringa com a solução anti-sedativa (preparada no passo 1.2) e, com o animal em decúbito ventral, tendar a pele solta para administrar uma injeção subcutânea da solução anti-sedativa.
3. Procedimento cirúrgico de uretroplastia com enxerto de mucosa bucal
OBS: Os procedimentos cirúrgicos foram realizados utilizando-se estereomicroscópio (10x) (vide Tabela de Materiais).
- Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos necessários para esta intervenção: pinça pontiaguda, tesoura de mola, porta-agulha oftálmico, tesoura cirúrgica, porta-agulha, três pinças de mosquito e uma lâmina de bisturi (número 11). Use pequenas esponjas para limpar o campo cirúrgico.
- Administrar o anestésico, o antibiótico, a contenção e colocar o animal conforme descrito anteriormente (passos 2.2-2.8).
- Limpar a mucosa bucal do lábio inferior, do pênis e da pele abdominal circundante com iodopovidona (100 mg/mL).
- Coloque três pontos de permanência (7,0 suturas) no lábio inferior, em ambos os lados e no meio, e deixe um mosquito em cada um para retrair o lábio inferior e expor a mucosa interna.
- Com tesoura de mola e pinça pontiaguda, retirar um enxerto de 4 mm de diâmetro da mucosa bucal interna do lábio inferior e colocá-lo em um recipiente pequeno com solução salina estéril (NaCl 0,9%).
- Aplicar compressão na área doadora com uma esponja para hemostasia.
- Remova as suturas de permanência do lábio inferior previamente colocadas.
- Expor o pénis conforme descrito anteriormente (passo 2.9).
- Coloque um cateter venoso 22G na uretra para cateterismo usando um gel lubrificante.
- Com tesoura de mola, realizar uma incisão circunferencial subcoronal e degrelar o pênis até a base.
- Com a pinça pontiaguda e a tesoura de mola, disseque as camadas restantes e exponha a uretra.
- Com lâmina de bisturi cirúrgico (número 11) e tesoura de mola, realizar incisão ventral longitudinal, iniciando 3 mm distal ao sulco coronal em extensão de 4 mm, espatulando a uretra ao nível da estenose previamente induzida (passo 2).
- Coloque duas suturas de permanência de material 7.0, uma de cada lado da espatulação, e deixe um mosquito em cada uma para retrair a uretra.
- Colocar dois pontos inabsorvíveis 7.0, um em cada extremidade da espatulação.
- Colocar o enxerto de mucosa bucal de forma onlay ventral com o lado da mucosa voltado para a luz uretral.
- Passe uma das suturas pela extremidade do enxerto e realize uma meia elipse com uma sutura contínua.
- Repetir o passo 3.15 e o passo 3.16 com a outra sutura do outro lado do enxerto.
- Remova o cateter uretral. Reposicione a pele peniana.
- Fechar a incisão circunferencial subcoronal com sutura interrompida absorvível 6.0.
- Remova a sutura de tração peniana.
- Administrar a analgesia seguida da solução anti-sedativa, conforme descrito nos passos 2.16-2.17.
4. Monitorização pós-operatória
- Observar os ratos de três a quatro vezes a cada hora, confirmando sua recuperação da anestesia. Monitore a respiração e avalie os reflexos do pedal e do olho.
- Injetar analgesia por via subcutânea a cada 12 h por 48 h.
NOTA: O carprofeno foi administrado a 1 mL/500 mg de peso corporal e a buprenorfina a 0,5 mL/500 mg de peso corporal (ver Tabela de Materiais). - Fornecer alimentos macios por 48 h após cada procedimento e água ad libitum.
- Monitorar os ratos diariamente após a cirurgia e registrar seu estado de saúde e aparência no local da cirurgia. Os sinais avaliados incluem expressão facial, vocalização, estado de atividade, qualquer sinal de dor, ingestão de alimentos e bebidas, micção e sangramento.
5. Avaliação da perfusão sanguínea
NOTA: O fluxo sanguíneo é medido imediatamente antes da indução da estenose, imediatamente antes da uretroplastia e imediatamente após a uretróstia.
- Realizar cintilografia de perfusão com laser Doppler.
- Anestesiar os ratos com a solução anestésica (passo 1.1).
- Colocar o rato em decúbito dorsal numa almofada de aquecimento a 37 °C com tracção peniana, conforme descrito no passo 2.9.
- Inicie o imageador de perfusão laser Doppler (ver Tabela de Materiais) para obter os dados. Pré-defina a área de interesse a ser lida pelo feixe de laser.
- Aplicar a solução anti-sedativa (passo 1.2) para reverter a anestesia.
- Usando o software de análise de imagens, desenhe a região de interesse (ROI) ao redor da área do pênis e registre os valores de fluxo ao longo do tempo.
6. Avaliação radiográfica
NOTA: A confirmação da indução da estenose e a resolução da estenose após a uretroplastia são confirmadas com um uretrograma retrógrado. Essa avaliação é realizada 1 semana após a indução da estenose (antes da uretroplastia) e 2 semanas após a uretroplastia.
- Realizar um uretrograma retrógrado usando um sistema de angiografia monoplanar (consulte a Tabela de Materiais).
- Anestesiar os ratos com solução anestésica.
- Colocar o animal no colchão da angiografia em decúbito oblíquo direito, com tração peniana, conforme descrito no passo 2.9.
- Focalize o feixe cônico na área pélvica do animal, incluindo o pênis.
- Coloque um cateter venoso 22G avançado 2 mm na uretra distal.
- Iniciar a instilação de 1 mL de contraste radiográfico iodado (proporção de 1:1 de solução de iopromida 623 mg/mL e NaCl a 0,9%) na uretra.
- Simultaneamente, realizar radiografia simples para identificar o contraste radiográfico que preenche a luz uretral e avaliar o diâmetro uretral.
- Ao término da aquisição de imagem, reverter a anestesia com a solução antissedativa.
7. Eutanásia
OBS: A eutanásia é realizada 3 semanas após a uretroplastia (4 semanas após a indução da estenose), imediatamente após a última avaliação da perfusão.
- Encher uma seringa de 2,5 mL com 2 mL/kg de pentobarbital sódico (400 mg/mL).
- Realizar uma injeção intraperitoneal da solução para eutanásia do animal.
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Representative Results
Um total de 12 ratos Wistar machos, pesando 400-500 g e 12-14 semanas de idade, foram utilizados para indução de estenose uretral. Um uretrograma retrógrado (RUG1) foi realizado 1 semana após8, confirmando o sucesso da técnica. O diâmetro uretral foi medido em milímetros ao nível da indução da estenose. Em seguida, foi realizada uretroplastia com enxerto de mucosa bucal na face ventral da uretra de ratos. Os mesmos ratos foram submetidos a um segundo uretrograma retrógrado (RUG2) 14 dias após a uretroplastia, e o diâmetro uretral foi medido em milímetros ao nível da colocação do enxerto. Os diâmetros médios de RUG1 e RUG2 foram de 1,04 mm e 1,52 mm, respectivamente, mostrando melhora significativa (p < 0,0001) na permeabilidade uretral (Figura 1), confirmando o sucesso da intervenção cirúrgica e boa consistência entre as medidas.
A perfusão local também foi avaliada pelo laser Doppler imediatamente antes e após a uretroplastia como método não invasivo para monitorar o ambiente microcirculatório tecidual. A perfusão tecidual é mostrada em imagens codificadas por cores, onde a perfusão baixa ou nenhuma é azul escuro e os níveis mais altos de perfusão são vermelhos. Os valores médios de fluxo são obtidos usando o software de processamento de imagens Moor LDI V5.3 (ver Tabela de Materiais).
Considerando a variabilidade da população de ratos, foram utilizados 35 ratos Wistar machos. O fluxo sanguíneo médio antes e imediatamente após a uretroplastia foi de 603,4 e 137,6 unidades arbitrárias (U.A.), respectivamente. Como esperado, a área com redução significativa (p < 0,0001) do fluxo sanguíneo local (em azul) corresponde ao enxerto não vascularizado (Figura 2).
Boa tolerância ao procedimento anestésico foi encontrada em todos os animais do estudo; No entanto, resultados prévios obtidos em laboratório (dados não mostrados) revelaram que o tempo de anestesia pode ser crítico para permitir a recuperação total do animal, preferencialmente não excedendo 45 min. No pós-operatório, os ratos também estavam livres de complicações maiores.
Figura 1: Análise do uretrograma retrógrado (RUG). (A) Imagens representativas de um uretrograma retrógrado antes (RUG1) e 14 dias após a uretrograma (RUG2). (B) A avaliação quantitativa do diâmetro expresso em milímetros demonstrou melhora significativa 14 dias após a uretroplastia. Abreviações: RUG1 = Uretrograma retrógrado antes da uretroplastia; RUG2 = Uretrograma retrógrado 14 dias após a uretroplastia. As mudanças entre os grupos foram avaliadas por meio do teste t pareado bicaudal (n = 12). Barra de escala: 10 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Análise do laser Doppler. (A) Imagens representativas do fluxo ao laser Doppler pré e imediatamente pós-uretrograma. (B) A avaliação quantitativa do fluxo sanguíneo demonstrou diminuição significativa da perfusão sanguínea após a uretroplastia. As mudanças entre os grupos foram avaliadas pelo teste de Wilcoxon bicaudal para pares sinalizados (n = 35). Barra de escala: 0,5 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
A uretroplastia com enxertos de mucosa bucal é um dos principais pilares da reconstrução uretral. No entanto, procedimentos inovadores devem ser desenvolvidos para otimizar os já descritos e estabelecer novos, como materiais de engenharia tecidual e enxertos biológicos, para reduzir complicações e morbidade. Vários procedimentos têm sido publicados para estabelecer modelos pré-clínicos e definir técnicas cirúrgicas. Souza et al.1 realizaram um estudo com 12 coelhos da raça Nova Zelândia. Uma incisão longitudinal ventral da pele foi realizada, e a uretra foi mobilizada a partir da túnica albugínea, seguida da excisão de um segmento dorsal da uretra, criando um defeito. Simultaneamente, um enxerto de mucosa bucal foi retirado da bochecha e colocado como onlay dorsal com sutura absorvível 7-0. No presente estudo, ratos Wistar machos são utilizados. Devido ao tamanho menor, eles são tecnicamente mais exigíveis, embora mais fáceis de manusear. Para mimetizar a fisiopatologia das estenoses uretrais e a fisiologia do enxerto, nesse modelo, foi previamente induzida uma estenose uretral, ao contrário de um defeito uretral realizado no mesmo tempo operatório da uretroplastia. Assim como Souza et al., suturas contínuas para fechamento da uretra com o enxerto também foram utilizadas1. No entanto, a sutura inabsorvível foi utilizada por permitir a identificação da circunferência do enxerto em estudos posteriores, como os histológicos. Martín-Cano et al.9 desenvolveram um modelo utilizando ratos Wistar. Foi realizada incisão circunferencial subcoronal, seguida de desenluvamento peniano, permitindo boa exposição uretral. O enxerto foi retirado do lábio inferior, a uretra foi aberta através de uma incisão longitudinal ventral na linha média, e o enxerto foi colocado de forma onlay ventral com pontos contínuos inabsorvíveis. Durante o procedimento, um cateter uretral foi colocado para manter a uretra pérvia. Essa técnica aqui descrita utilizou a mesma abordagem do desenluvamento peniano, que permite uma boa exposição da uretra e colocação de um cateter para manter a uretra pérvia durante o procedimento. No entanto, Martín-Cano et al., não realizaram nenhuma lesão uretral prévia no procedimento, o que pode ter influenciado a tomada natural do enxerto, uma vez que os tecidos eram mais saudáveis.
De fato, a lesão uretral simples e a cicatrização foram avaliadas por outros, como Hofer et al.10, que desenvolveram um modelo de rato com ratos Wistar consistindo de uma incisão circunferencial subcoronal, desenluvamento peniano e uma incisão longitudinal ventral na linha média para lesar a uretra, seguida de fechamento com sutura contínua. Concluiu-se que, nas fases de inflamação, proliferação, maturação e remodelação análogas à cicatrização dérmica, ocorre a cicatrização da uretra. Isso não se limita ao local da lesão, mas também se aplica à grande maioria do tecido periuretral e ao corpo esponjoso. Tavucku et al.11também descreveram um modelo de lesão uretral em ratos Sprague-Dawley, realizando uma incisão cutânea na linha média ventral do penosescroto para expor a uretra e, em seguida, aplicando corrente de eletrocautério para induzir lesão uretral. Seus dados mostraram um aumento da relação colágeno tipo I para colágeno tipo III, um forte indicador de fibrose. Seguindo esse raciocínio, um tecido lesado tem mais fibrose do que um tecido saudável, e espera-se que as tomadas de enxerto não sejam iguais em ambos os tecidos. Assumindo que as uretroplastias são realizadas nos tecidos lesados, uma grande vantagem desse modelo é que ele mimetiza melhor o processo fisiopatológico normal. Outra grande vantagem é a realização de um uretrograma retrógrado para confirmar a indução de estenose e, posteriormente, confirmar o sucesso da uretroplastia com base no diâmetro uretral. De fato, todos os animais apresentaram melhora do diâmetro uretral após a uretroplastia, mostrando o sucesso do procedimento. Souza et al.1também realizaram uretrograma retrógrado, porém apenas ao final do estudo. Neste estudo e em Tavukcu et al.11, ambos os uretrogramas foram realizados, concluindo a eficácia do procedimento pela análise do uretrograma. Além disso, foi realizada avaliação perfusional, antes e após a uretroplastia, que confirmou área total não vascularizada (azul) correspondente ao enxerto de mucosa bucal.
No entanto, existem várias limitações relacionadas a esse procedimento, como o tamanho da uretra dos ratos, resultando em uma técnica cirúrgica exigente, a duração da cirurgia e a ausência de anestesia volátil. No entanto, é importante considerar que, embora animais maiores facilitem a execução técnica mais fácil, menos ferramentas moleculares estão disponíveis em comparação com roedores, o que pode ser uma limitação para investigar os mecanismos moleculares por trás de terapias inovadoras. Outra limitação é o uso de um único método para induzir estenose uretral, que pode ser devido a muitas outras causas, incluindo trauma, infecção ou defeitos congênitos, que podem levar a diferentes fenótipos fisiopatológicos. Entretanto, o eletrocautério foi utilizado por permitir uma abordagem simples, fácil, reprodutível e com resultados consistentes.
Até onde sabemos, este é o primeiro procedimento em ratos que: (1) mimetiza um ambiente fisiopatológico local prévio ao enxerto, induzindo uma estenose uretral 1 semana antes da colocação do enxerto de mucosa bucal; (2) confirma a estenose uretral e sua resolução pelo uretrograma retrógrado; (3) confirma a localização do enxerto pelo laser Doppler; e (4) permite um modelo experimental para otimizar o uso de enxertos e desenvolver novas estratégias terapêuticas baseadas, por exemplo, em materiais de engenharia tecidual, nos quais mecanismos moleculares poderiam ser investigados, com impacto na ciência translacional para atender à necessidade clínica.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a João Leitão, chefe do serviço de Radiologia do Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, e a Cátia Fernandes, técnica do serviço de Radiologia do Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, pela colaboração na realização dos uretrogramas.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atipamezole | OrionPharma | ANTISEDAN (atipamezole) is indicated for the reversal of the sedative and analgesic effects. | |
| Buprenorphine | RichterPharma | Buprenorphine is a derivative of the opioid alkaloid thebaine that is a more potent (25-40 times) and longer lasting analgesic than morphine. | |
| Carl Zeiss Opmi-1 FC Surgical Stereo Microscope | Carl Zeiss Microscopy, Germany | OPMI 1 FC from ZEISS symbolizes quality, precision and reliability. The manual system is easy to use and delivers high fidelity images with the legendary ZEISS optics. | |
| Carprofen | Zoetis | Carprofen is a non-steroidal anti-inflammatory drug (NSAID) of the propionic acid class. | |
| Catheter 22 G. x 1'' | B Braun | Introcan Safety | IV Catheter of fluorinated ethylene propylene (FEP) with firmer construction for arterial access. |
| Enrofloxacin | Bayer | Enrofloxacin is a fluoroquinolone antibiotic. | |
| Fentanyl | Braun | 3644960 | Fentanyl is a powerful synthetic opioid analgesic. |
| Flumazenil | Fresenius Kabi | Benzodiazepine antagonist is used for the complete or partial reversal of the sedative effects caused by benzodiazepines. | |
| High temperature cautery | Fiab | F7244 | Disposable cautery, sterile, high temperature (1200 °C), 28 mm fine tip. |
| Instillagel gel | Farco-pharma | Cellulose-based lubricant with local anaesthetic and disinfecting properties. | |
| Iopromide | Bayer | Non-ionic injectable contrast medium, with iodine. | |
| Laser Doppler imaging system (perfusion imager moorLDI2-HIR and dedicated software) | MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, UK | 5710 | The angiogenesis models uses Laser Doppler imaging to assess blood perfusion in the hind limbs, one of which is ligated surgically. Dedicated measurement and comparison software allows the definition of regions of interest for blood flow assessment on the ischaemic versus non-ischaemic limb to establish a "reperfusion ratio" which can be assessed as often as needed and over a number of days on the same subject. |
| Lubrithal Eye Gel | Dechra | Eye gel used in animals for prevention of dry eyes during anaesthesia. Lubricating and moisturising action on cornea and conjunctiva. | |
| Male Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) rats | Charles River Laboratories, Spain | Twelve to fourteen-week-old | |
| Metedomidin | Virbac | 037/01/07RFVPT | Medetomidine is a synthetic drug used as surgical anesthetic. |
| Midazolam | Labesfal | Benzodiazepine medication is used for anesthesia and procedural sedation. | |
| Monoplan Angiography System | Philips Medical Systems | Azurion 7 M20 | A stationary diagnostic fluoroscopic x-ray system specifically designed to optimize the capability of users to visually and quantitatively evaluate the anatomy and function of blood vessels of the heart, brain and other organs, as well as the lymphatic system. |
| Mosquito forceps | Henry Schein | 102-4346 | Hartman-Mosquito Hemostatic Forcep Curved 3-1/2" Stainless Steel |
| Needle Holder | Henry Schein | 100-2570 | Needle holder Mayo-Hegar, stainless steel, 14 cm |
| Ophtalmic Needle Holder | Asico | AE-6143 | Needle holder barranquer most delicate without lock |
| Pentobarbital Sodium | Ecuphar | Pentobarbital Sodium is the sodium salt of pentobarbital used for euthanasia. | |
| Pointed Forceps | Aesculap | BD335R | Microforceps, 0.30 mm tip |
| Polysorb 6.0 | Medtronic (Covidien) | UL-101 | Coated Synthetic Absorbable Suture aimed to reduce the inflammatory reaction in tissues, followed by gradual encapsulation of the suture by fibrous connective tissue. |
| Providone-Iodine | Mylan | Povidone-iodine 10% is an antiseptic drug, used as a disinfectant before and after surgery. | |
| Scalpel Blade nº11 | B Braun | BB511 | Carbon steel, sterile |
| Spring Scissor | Henry Schein | 600-4826 | Surgical scissors 31 castroviejo |
| Surgical Forceps | Aesculap | BD33R | Microforceps, 0.20mm tip |
| Surgical Scissor | Aesculap | MA873R | Micro Iris Scissor, curved shrap tips |
| SurgiPro 7.0 | Medtronic (Coviden) | VP-702-X | Non-Absorbable Monofilament Polypropylene Suture indicated for use in general soft tissue ligation. |
References
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