Urethral striktur induksjon etterfulgt av bukkal mucosa graft urethroplasty i en rotte modell

Summary

I denne protokollen ble det utviklet en urethral strikturinduksjon hos Wistar-rotter, etterfulgt av urethral rekonstruksjon med bukkal mucosa-graft. Det ble utført retrograd urethrogram og laser dopplervurdering, validering av urethral rekonstruksjon (etter strikturdannelse) og graftplassering.

Abstract

Urethral rekonstruksjon er et viktig kompetanseområde for urologer. Bukkalslimhinnen anses som det beste alternativet når urinrørstransplantasjon er nødvendig, selv om det i noen tilfeller er upassende eller må optimaliseres for å reparere en gitt strenghet. Derfor er det avgjørende å utvikle innovative prosedyrer og evaluere deres antatte suksess i eksperimentelle modeller for å passe til det kliniske behovet. Med dette målet beskriver denne studien en protokoll der urinrørstriktur ble indusert av elektrokauteri hos Wistar-rotter. Urethral rekonstruksjon ble utført 1 uke senere med et bukkal mucosa-transplantat, høstet fra underleppen, og plassert i en ventral onlay mote. Retrograd urethrogram viste signifikant bedring av urethraldiameter etter uretroplastikk sammenlignet med den respektive verdien etter strikturinduksjon. I tillegg ble transplantatplasseringen vurdert ved blodperfusjonsanalyse med laserdoppler. Som forventet tilsvarte et mørkeblått område det ikke-vaskulariserte buccal mucosa-transplantatet. Denne prosedyren kan med hell simulere den normale patofysiologiske prosessen med urethralskade og vevsmodulering, samt urethral rekonstruksjon ved bruk av et bukkal slimhinnetransplantat på en reproduserbar måte, og tjene som grunnlag for fremtidig forskning basert på vevsteknikk eller uretrale transplantater.

Introduction

Urethral rekonstruksjon er en stor utfordring for urologiske kirurger i behandlingen av urethralskade i forbindelse med strikturer, traumer eller medfødte defekter¹. Med kurativ hensikt er uretroplastikk den foretrukne behandlingen for de fleste pasienter, med lange (>2 cm) og fremre uretrale defekter som krever noen form for substitusjons uretroplastikk². Mange vev har blitt brukt som urinrørssubstitutter, inkludert full eller delt tykkelse hudtransplantater av kjønnsorganer eller ekstragenitale områder, blæreveggslimhinner eller den utbredte bukkalslimhinnen². Bukkal slimhinnetransplantater har flere fordeler, for eksempel å komme fra et vått og hårløst miljø, være lett å høste, være motstandsdyktig mot infeksjon, et tykt epitel, redusert sannsynlighet for pseudo-divertikulumdannelse og en tynn lamina, noe som tillater tidlig imbibition og inoskulasjon³. I motsetning til klaffer har transplantater ingen blodtilførsel, avhengig av mottakerens vaskulære seng for å overleve⁴.

Dyremodeller av transplantater eller har blitt brukt mye til å utvikle eller forfine kirurgiske teknikker, studere og forstå vevsfysiologi, underliggende mekanismer og årsaker til svikt, og evaluere innovative behandlingsstrategier ^5,6. Selv om større dyr letter teknisk utførelse, er gnagere, nemlig rotter og mus, lettere å håndtere og vedlikeholde, resistente mot sykdommer, mer kostnadseffektive og, viktigere, med verktøyene for å undersøke molekylære mekanismer, avgjørende for å teste innovative terapier ^5,6. Flere modeller av og transplantater har blitt beskrevet hos rotter ved bruk av forskjellige vev, nemlig hud, bein, muskel⁶, kar⁵ og til og med faste organer⁷. Imidlertid er det lite undersøkelse i murine modeller i transplantater for urethral rekonstruksjon eller vevsteknikk.

Likevel er fremskritt innen translasjonsvitenskap avhengig av dyremodeller som etterligner sykdom. Så langt har det lokale patofysiologimiljøet ikke blitt adressert, siden urethral rekonstruksjon utføres umiddelbart etter strengheten. Her tar denne studien sikte på å utføre en urethral rekonstruksjon ved hjelp av et bukkal slimhinnetransplantat i et lokalt patofysiologisk miljø. Med dette målet ble urinrørsstrikturen indusert 1 uke før rekonstruksjonen. Denne eksperimentelle modellen, utført på rotter, gjør det mulig å teste innovative terapier og undersøke deres molekylære mekanismer og kliniske fordeler i fremtiden.

Protocol

Alle dyreprosedyrer ble utført i henhold til direktiv 2010/63/EU. Prosedyrene ble godkjent av det institusjonelle dyrevelferdsorganet, lisensiert av DGAV, den portugisiske kompetente myndigheten for dyrebeskyttelse (lisensnummer 0421/000/000/2021). Hannrotter (400-500 g) ved 12-14 ukers alder ble brukt i denne studien. Dyrene ble hentet fra en kommersiell kilde (se Materialfortegnelse).

1. Forberedelse av løsninger

1. Bedøvelse løsning
   1. Fyll en 3 ml sprøyte med 2,3 ml medetomidin (1 mg/ml, 0,715 mg/kg kroppsvekt) og overfør til en 15 ml sentrifugertube.
   2. Fyll en 3 ml sprøyte med 1,55 ml fentanyl (0,05 mg/ml, 0,02 mg/kg kroppsvekt) og overfør til samme 15 ml sentrifugerør.
   3. Fyll en 10 ml sprøyte med 6,15 ml midazolam (5 mg/ml, 9,5 mg/kg kroppsvekt) og overfør til samme 15 ml sentrifugerør, slik at det dannes en 10 ml bedøvelsesoppløsning.
   4. Merk tuben og oppbevar den ved 4 °C i mørket.
      MERK: Denne bedøvelseskombinasjonen (medetomidin, fentanyl og midazolam) gir et kirurgisk vindu på opptil 3 timer. Administrering av atipamezol og flumazenil kan reversere effekten.
2. Anti-beroligende løsning
   1. Fyll en 1 ml sprøyte med 0,7 ml atipamezol (5 mg/ml, 3,72 mg/kg kroppsvekt) og overfør til en 15 ml sentrifugertube.
   2. Fyll en 10 ml sprøyte med 9,3 ml flumazenil (0,1 mg/ml, 1,56 mg/kg kroppsvekt) og overfør til samme 15 ml sentrifugerør, slik at det dannes en 10 ml antisedativ oppløsning.
   3. Merk tuben og oppbevar den ved 4 °C i mørket.
3. Postoperative analgesiløsninger
   1. Fyll en 1 ml sprøyte med 0,5 ml karprofen (50 mg/ml, 5 mg/kg kroppsvekt) og overfør til et 15 ml sentrifugerør.
   2. Tilsett 9,5 ml NaCl-oppløsning (0,9%), oppnå en 10 ml karprofenløsning.
   3. Fyll en 1 ml sprøyte med 1 ml buprenorfin (0,3 mg/ml; 0,01-0,05 mg/kg kroppsvekt) og overfør til et 15 ml sentrifugerør.
   4. Tilsett 9 ml NaCl-oppløsning (0,9 %), oppnå en 10 ml buprenorfinoppløsning.
   5. Merk tubene og oppbevar dem ved 4 °C i mørket.
4. Perioperativ antibiotika
   1. Fyll en 2,5 ml sprøyte med 2,5 ml enrofloksacin (25 mg/ml, 10 mg/kg kroppsvekt) og overfør til et 15 ml sentrifugerør.
   2. Tilsett 7,5 ml NaCl-oppløsning (0,9%), oppnå en 10 ml enrofloxacin-løsning.
   3. Merk tuben og oppbevar den ved 4 °C i mørket.
      MERK: Detaljene for alle reagensene for å forberede løsningene ovenfor er oppført i materialfortegnelsen.

2. Kirurgisk induksjon av urinrørsstriktur

MERK: De kirurgiske prosedyrene ble utført med stereomikroskop (10x) (se materialfortegnelse).

1. Steriliser alle kirurgiske verktøy før bruk: skalpellblad (nummer 11), spiss tang, fjærsaks, kirurgisk tang, oftalmisk nåleholder, kirurgisk saks og en nåleholder. Bruk sterile bomullsdotter til å rengjøre det kirurgiske feltet.
2. Fyll sprøyten med bedøvelsesoppløsningen før du holder rotten.
3. Hold dyret ved hjelp av et rør eller et håndkle og løft halen for å avsløre magen.
4. Hold dyret fastholdt og utfør en intraperitoneal injeksjon av bedøvelsesoppløsningen (tilberedt i trinn 1.1).
5. Test rottens pedalabstinensreflekser for å vurdere anestesi.
6. Påfør beskyttende øyegel i begge øynene til dyret. Utfør en subkutan injeksjon av antibiotikaoppløsningen (tilberedt i trinn 1.1), ved 10 mg/kg kroppsvekt.
7. Plasser rotta i dorsal decubitusposisjon på en oppvarmet pute og bruk et disseksjonsmikroskop ved 10x eller 20x forstørrelse for å utføre den kirurgiske prosedyren.
8. Rengjør penis og omkringliggende magehud med povidon-jod (100 mg / ml).
9. Trekk forhuden manuelt inn og plasser en overfladisk oppholdsutur (7,0 sutur; se materialfortegnelse) i det dorsale aspektet av penisglans for å påføre trekkraft på penis, slik at nålholderen er på plass for å holde penis trukket tilbake.
10. Plasser et 22 G venekateter i urinrøret for kateterisering ved hjelp av en smøremiddelgel.
11. Bruk et kirurgisk skalpellblad (nummer 11), utfør et 1 cm langsgående ventral snitt i penishuden.
12. Bruk den spisse tangen og fjærsaksen, dissekere penisvevslagene til du eksponerer urinrøret på midten av akselnivået.
13. Med en elektrokauteriseringsanordning (se materialtabell), påfør en strøm med 10 W, i 1 s, i de laterale aspektene av urinrøret (på ett sted på hver side), ventralt på nivået av penisens midtaksel.
14. Lukk snittet med en 6.0 absorberbar løpsutur (se materialfortegnelse).
15. Fjern urinrørskateteret. Fjern penis trekkraft sutur.
16. Subkutan injeksjon av analgesi: Karprofen med 5 mg/kg kroppsvekt og buprenorfin med 0,03 mg/kg kroppsvekt.
17. Legg sprøyten med den beroligende oppløsningen (tilberedt i trinn 1.2), og med dyret ventral decubitus telter du den løse huden for å gi en subkutan injeksjon av den beroligende oppløsningen.

3. Kirurgisk prosedyre for uretroplastikk med bukkal slimhinnetransplantat

MERK: De kirurgiske prosedyrene ble utført med stereomikroskop (10x) (se materialfortegnelse).

1. Steriliser alle kirurgiske verktøy som trengs for denne intervensjonen: spisse tang, fjærsaks, oftalmisk nålholder, kirurgisk saks, nålholder, tre myggtang og et skalpellblad (nummer 11). Bruk små svamper til å rengjøre det kirurgiske feltet.
2. Administrer bedøvelsen, antibiotika, begrensningen og plasser dyret som beskrevet tidligere (trinn 2.2-2.8).
3. Rengjør bukkalslimhinnen i underleppen, penis og den omkringliggende bukhuden med povidon-jod (100 mg / ml).
4. Plasser tre oppholdssuturer (7,0 suturer) i underleppen, på begge sider og i midten, og la det være en mygg i hver for å trekke underleppen tilbake og eksponere den indre slimhinnen.
5. Bruk fjærsaks og spiss tang, høst et 4 mm diameter transplantat av underleppens indre bukkalslimhinne, og legg den i en liten mottaker med sterilt saltvann (0,9% NaCl).
6. Påfør kompresjon i donorområdet med en svamp for hemostase.
7. Fjern de tidligere plasserte oppholdssuturene i underleppen.
8. Eksponer penis som beskrevet tidligere (trinn 2.9).
9. Plasser et 22 G venekateter i urinrøret for kateterisering ved hjelp av en smøremiddelgel.
10. Bruk vårsaks, utfør et omkrets, sub-koronal snitt og avfett penis til basen.
11. Bruk de spisse tangene og vårsaksen, dissekere de resterende lagene og avslør urinrøret.
12. Bruk et kirurgisk skalpellblad (nummer 11) og fjærsaks til å utføre et langsgående ventralt snitt, som starter 3 mm distalt for koronasulcus i en forlengelse på 4 mm, og spruter urinrøret på nivå med den tidligere induserte strikturen (trinn 2).
13. Plasser to oppholdssuturer av 7,0 materiale, en på hver side av spatelen, og la en mygg være i hver for å trekke urinrøret tilbake.
14. Plasser to 7,0 ikke-absorberbare suturer, en i hver ende av spavulasjonen.
15. Plasser buccal mucosa graft i en ventral onlay mote med slimhinnesiden vendt mot urinrøret lumen.
16. Før en av suturene gjennom graftenden og utfør en halv ellipse med en løpende sutur.
17. Gjenta trinn 3.15 og trinn 3.16 med den andre suturen på den andre siden av transplantatet.
18. Fjern urinrørskateteret. Flytt penishuden.
19. Lukk det cirkumferensielle, sub-koronale snittet med en 6,0 absorberbar avbrutt sutur.
20. Fjern penis trekkraft sutur.
21. Administrer analgesien etterfulgt av den beroligende oppløsningen, som beskrevet i trinn 2.16-2.17.

4. Postoperativ overvåking

1. Observer rotter tre til fire ganger hver time, og bekreft deres utvinning fra anestesi. Overvåk respirasjon og vurder pedal- og øyereflekser.
2. Subkutant injiser analgesi hver 12. time i 48 timer.
   MERK: Karprofen ble administrert med 1 ml/500 mg kroppsvekt, og buprenorfin ble gitt med 0,5 ml/500 mg kroppsvekt (se materialfortegnelse).
3. Gi myk mat i 48 timer etter hver prosedyre og vann ad libitum.
4. Overvåk rottene daglig etter operasjonen og registrer helsestatus og utseende på operasjonsstedet. Evaluerte tegn inkluderer ansiktsuttrykk, vokalisering, aktivitetstilstand, tegn på smerte, inntak av mat og drikke, tømming og blødning.

5. Evaluering av blodperfusjon

MERK: Blodstrømmen måles umiddelbart før strikturinduksjon, umiddelbart før uretroplastikk og umiddelbart etter uretroplastikk.

1. Utfør laser Doppler perfusjonsavbildning.
   1. Bedøv rottene ved hjelp av bedøvelsesløsningen (trinn 1.1).
   2. Legg rotta på en 37 °C varmepute med penistrekk, som beskrevet i trinn 2.9.
   3. Start laserdopplerperfusjonsavbildningen (se materialfortegnelse) for å hente data. Forhåndsinnstill interesseområdet som skal leses av laserstrålen.
   4. Påfør den beroligende løsningen (trinn 1.2) for å tilbakestille anestesien.
   5. Ved hjelp av bildeanalyseprogramvaren tegner du interesseområdet (ROI) rundt penisområdet og registrerer fluksverdiene over tid.

6. Radiografisk evaluering

MERK: Stricture induksjonsbekreftelse og strikturoppløsning etter urethroplasty bekreftes med et retrograd urethrogram. Denne evalueringen utføres 1 uke etter strikturinduksjon (før uretroplastikk) og 2 uker etter uretroplastikk.

1. Utfør et retrograd uretrogram ved hjelp av et monoplan angiografisystem (se materialfortegnelse).
   1. Bedøv rotter ved hjelp av bedøvelsesløsningen.
   2. Plasser dyret på angiografi madrassen i en høyre skrå decubitus, med penis trekkraft, som beskrevet i trinn 2.9.
   3. Fokuser keglestrålen på dyrets bekkenområde, inkludert penis.
   4. Plasser et 22 G venekateter som føres 2 mm inn i det distale urinrøret.
   5. Begynn å dryppe 1 ml jodradiografisk kontrastmateriale (1:1-forhold på 623 mg/ml iopromidoppløsning og 0,9 % NaCl) inn i urinrøret.
   6. Utfør samtidig vanlig radiografi for å identifisere den radiografiske kontrasten som oppfyller urinrørslumen og vurdere urinrørdiameteren.
   7. Når avbildningen er fullført, tilbakestill anestesien med den beroligende løsningen.

7. Aktiv dødshjelp

MERK: Eutanasi utføres 3 uker etter urethroplasty (4 uker etter strikturinduksjon), umiddelbart etter siste perfusjonsevaluering.

1. Fyll en 2,5 ml sprøyte med 2 ml/kg pentobarbitalnatrium (400 mg/ml).
2. Utfør en intraperitoneal injeksjon av løsningen for å avlive dyret.

Representative Results

Totalt 12 hannrotter, som veide 400-500 g og 12-14 uker gamle, ble brukt til urethralstrikturinduksjon. Et retrograd urethrogram (RUG1) ble utført 1 uke senere⁸, som bekreftet suksessen til teknikken. Urethraldiameteren ble målt i millimeter på strikturinduksjonsnivået. Etter dette ble det utført en uretroplastikk med et bukkal slimhinnetransplantat i det ventrale ansiktet av rotteuretra. De samme rottene ble sendt til et annet retrograd urethrogram (RUG2) 14 dager etter urethroplasty, og urethraldiameteren ble målt i millimeter på nivået av graftplasseringen. Gjennomsnittlig RUG1- og RUG2-diameter var henholdsvis 1,04 mm og 1,52 mm, noe som viste en signifikant forbedring (p < 0,0001) i urethralpermeabilitet (figur 1), og bekreftet dermed suksessen til det kirurgiske inngrepet og god konsistens mellom målingene.

Lokal perfusjon ble også evaluert med laserdoppler umiddelbart før og etter uretroplastikk som en ikke-invasiv metode for å overvåke vevets mikrosirkulasjonsmiljø. Vevsperfusjon vises i fargekodede bilder, hvor lav eller ingen perfusjon er mørk blå, og de høyeste perfusjonsnivåene er røde. De gjennomsnittlige fluksverdiene oppnås ved å bruke Moor LDI V5.3 bildebehandlingsprogramvare (se Materialfortegnelse).

Tatt i betraktning variasjonen i rottepopulasjonen, ble 35 mannlige Wistar-rotter brukt. Gjennomsnittlig blodstrøm før og umiddelbart etter uretroplastikk var henholdsvis 603,4 og 137,6 vilkårlige enheter (A.U.). Som forventet tilsvarer området med signifikant reduksjon (p < 0001) i lokal blodstrøm (i blått) det ikke-vaskulariserte transplantatet (figur 2).

God toleranse for bedøvelsesprosedyren ble funnet hos alle studiedyrene; Tidligere resultater oppnådd i laboratoriet (data ikke vist) viste imidlertid at anestesitiden kunne være kritisk for å tillate total dyregjenoppretting, fortrinnsvis ikke over 45 min. Postoperativt var rottene også fri for store komplikasjoner.

Figur 1 Retrograd uretrogramanalyse (RUG). (A) Representative bilder av retrograd uretrogram før (RUG1) og 14 dager etter uretroplastikk (RUG2). (B) Kvantitativ evaluering av diameteren uttrykt i millimeter viste en signifikant forbedring 14 dager etter uretroplastikk. Forkortelser: RUG1 = Retrograd uretrogram før uretroplastikk; RUG2 = Retrograd uretrograd uretrogram 14 dager etter uretroplastikk. Endringer mellom gruppene ble vurdert med tosidig paret t-test (n = 12). Skala bar: 10 mm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 2: Laserdoppleranalyse. (A) Representative bilder av laserdopplerstrømning før og umiddelbart etter uretroplastikk. (B) Kvantitativ evaluering av blodstrømmen viste en signifikant redusert blodperfusjon etter uretroplastikk. Endringer mellom gruppene ble vurdert av en tosidig Wilcoxon matched-pairs signert rangtest (n = 35). Skala bar: 0.5 cm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Discussion

Uretroplastikk med bukkal slimhinnetransplantat er en viktig hjørnestein i urethral rekonstruksjon. Imidlertid bør innovative prosedyrer utvikles for å optimalisere de som allerede er beskrevet og etablere nye, for eksempel vevskonstruerte materialer og biologiske transplantater, for å redusere komplikasjoner og sykelighet. Flere prosedyrer har blitt publisert for å etablere prekliniske modeller og definere kirurgiske teknikker. Souza et ^al.1 gjennomførte en studie som inkluderte 12 New Zealand-kaniner. Et ventralt langsgående hudsnitt ble utført, og urinrøret ble mobilisert fra tunica albuginea, etterfulgt av eksisjon av et dorsalt segment av urinrøret, noe som skapte en defekt. Samtidig ble et bukkal slimhinnetransplantat høstet fra kinnet og plassert som et dorsalt pålegg med en 7-0 absorberbar sutur. I denne studien brukes mannlige Wistar-rotter. På grunn av den mindre størrelsen er de teknisk mer krevende, men lettere å håndtere. For å etterligne patofysiologien til urethralstrikturer og transplantatets fysiologi ble det i denne modellen tidligere indusert en uretral strikturlignende sykdom, i motsetning til en urethraldefekt utført på samme operative tidspunkt som urethroplastikken. I likhet med Souza et al. ble det også brukt løpende suturer for å lukke urinrøret med transplantatet¹. Likevel ble den ikke-absorberbare suturen brukt fordi dette gjør det mulig å identifisere graftomkretsen i videre studier, for eksempel histologiske seg. Martín-Cano et ^al.9 utviklet en modell ved hjelp av Wistar-rotter. Det ble gjort et sub-koronalt cirkumferensielt snitt, etterfulgt av penisdegloving, noe som ga god eksponering av urinrøret. Transplantatet ble høstet fra underleppen, urinrøret ble åpnet gjennom et langsgående ventralt midtlinjesnitt, og transplantatet ble plassert ventralt på leggende måte med ikke-absorberbare løpende suturer. Under prosedyren ble det plassert et urethralkateter for å opprettholde urinrørspatentet. Denne teknikken beskrevet her brukte samme tilnærming til penis degloving, noe som muliggjør en god utstilling av urinrøret og plassering av et kateter for å holde urinrøret patent under prosedyren. Imidlertid utførte Martín-Cano et al. ingen tidligere urethralskade i prosedyren, noe som kan ha påvirket det naturlige transplantatopptaket, da vevene var sunnere.

Faktisk har enkel urethral skade og helbredelse blitt evaluert av andre, som Hofer et ^al.10, som utviklet en rottemodell med Wistar-rotter bestående av et sub-koronalt omkretssnitt, penisdegloving og et langsgående ventralt midtlinjesnitt for å skade urinrøret, etterfulgt av lukking med en løpende sutur. Konklusjonen var at i faser av betennelse, proliferasjon, modning og remodellering analogt med dermal healing, oppstår helbredelse av urinrøret. Dette er ikke begrenset til skadestedet, men gjelder også for det store flertallet av periuretralt vev og corpus spongiosum. Tavucku et ^al.11beskrev også en modell av urethralskade med Sprague-Dawley-rotter, som utførte et penoscrotal ventral midtlinjehudsnitt for å eksponere urinrøret og deretter påføre elektrokauterstrøm for å indusere urinrørskade. Deres data viste et økt kollagen type I til kollagen type III forhold, en sterk indikator på fibrose. Etter denne begrunnelsen har et skadet vev mer fibrose enn en frisk, og det forventes at transplantatopptakene ikke er like i begge vev. Forutsatt at uretroplastikk utføres i skadet vev, er en stor fordel med denne modellen at den bedre etterligner den normale patofysiologiske prosessen. En annen stor fordel er realiseringen av et retrograd uretrogram for å bekrefte strikturinduksjon og senere for å bekrefte suksessen med uretroplastikk basert på urinrørdiameter. Faktisk hadde alle dyr en forbedret urinrørdiameter etter uretroplastikk, noe som viste prosedyrens suksess. Souza et ^al.1utførte også retrograd urethrogram, men bare på slutten av studien. I denne studien og i Tavukcu et ^al.11 ble begge uretrogrammene utført, og konkluderte prosedyrens effektivitet ved uretrogramanalyse. I tillegg ble det utført perfusjonsvurdering før og etter uretroplastikk, som bekreftet et totalt ikke-vaskularisert (blått) område svarende til buccal mucosa-transplantatet.

Likevel er det flere begrensninger knyttet til denne prosedyren, for eksempel størrelsen på rottenes urinrør som resulterer i en krevende kirurgisk teknikk, operasjonens varighet og fravær av flyktig anestesi. Det er imidlertid viktig å vurdere at selv om større dyr letter enklere teknisk utførelse, er færre molekylære verktøy tilgjengelige sammenlignet med gnagere, noe som kan være en begrensning for å undersøke molekylære mekanismer bak innovative terapier. En annen begrensning er bruken av en enkelt metode for å indusere urinrørstriktur, noe som kan skyldes mange andre årsaker, inkludert traumer, infeksjoner eller medfødte defekter, noe som kan føre til forskjellige patofysiologiske fenotyper. Imidlertid ble elektrokauteri brukt siden det tillater en enkel, enkel, reproduserbar tilnærming med konsistente resultater.

Så vidt vi vet, er dette den første rotteprosedyren som: (1) etterligner et lokalt patofysiologisk miljø før transplantatet ved å indusere en urinrørsstriktur 1 uke før buccal mucosa graftplassering; (2) bekrefter urinrørsstrikturen og dens oppløsning ved retrograd uretrogram; (3) bekrefter graftplasseringen med laserdoppler; og (4) tillater en eksperimentell modell for å optimalisere bruken av transplantater og utvikle nye terapeutiske strategier basert på for eksempel vevskonstruerte materialer, der molekylære mekanismer kan undersøkes, med innvirkning på translasjonsvitenskap for å passe til det kliniske behovet.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Atipamezole	OrionPharma		ANTISEDAN (atipamezole) is indicated for the reversal of the sedative and analgesic effects.
Buprenorphine	RichterPharma		Buprenorphine is a derivative of the opioid alkaloid thebaine that is a more potent (25-40 times) and longer lasting analgesic than morphine.
Carl Zeiss Opmi-1 FC Surgical Stereo Microscope	Carl Zeiss Microscopy, Germany		OPMI 1 FC from ZEISS symbolizes quality, precision and reliability. The manual system is easy to use and delivers high fidelity images with the legendary ZEISS optics.
Carprofen	Zoetis		Carprofen is a non-steroidal anti-inflammatory drug (NSAID) of the propionic acid class.
Catheter 22 G. x 1''	B Braun	Introcan Safety	IV Catheter of fluorinated ethylene propylene (FEP) with firmer construction for arterial access.
Enrofloxacin	Bayer		Enrofloxacin is a fluoroquinolone antibiotic.
Fentanyl	Braun	3644960	Fentanyl is a powerful synthetic opioid analgesic.
Flumazenil	Fresenius Kabi		Benzodiazepine antagonist is used for the complete or partial reversal of the sedative effects caused by benzodiazepines.
High temperature cautery	Fiab	F7244	Disposable cautery, sterile, high temperature (1200 °C), 28 mm fine tip.
Instillagel gel	Farco-pharma		Cellulose-based lubricant with local anaesthetic and disinfecting properties.
Iopromide	Bayer		Non-ionic injectable contrast medium, with iodine.
Laser Doppler imaging system (perfusion imager moorLDI2-HIR and dedicated software)	MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, UK	5710	The angiogenesis models uses Laser Doppler imaging to assess blood perfusion in the hind limbs, one of which is ligated surgically. Dedicated measurement and comparison software allows the definition of regions of interest for blood flow assessment on the ischaemic versus non-ischaemic limb to establish a "reperfusion ratio" which can be assessed as often as needed and over a number of days on the same subject.
Lubrithal Eye Gel	Dechra		Eye gel used in animals for prevention of dry eyes during anaesthesia. Lubricating and moisturising action on cornea and conjunctiva.
Male Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) rats	Charles River Laboratories, Spain		Twelve to fourteen-week-old
Metedomidin	Virbac	037/01/07RFVPT	Medetomidine is a synthetic drug used as surgical anesthetic.
Midazolam	Labesfal		Benzodiazepine medication is used for anesthesia and procedural sedation.
Monoplan Angiography System	Philips Medical Systems	Azurion 7 M20	A stationary diagnostic fluoroscopic x-ray system specifically designed to optimize the capability of users to visually and quantitatively evaluate the anatomy and function of blood vessels of the heart, brain and other organs, as well as the lymphatic system.
Mosquito forceps	Henry Schein	102-4346	Hartman-Mosquito Hemostatic Forcep Curved 3-1/2" Stainless Steel
Needle Holder	Henry Schein	100-2570	Needle holder Mayo-Hegar, stainless steel, 14 cm
Ophtalmic Needle Holder	Asico	AE-6143	Needle holder barranquer most delicate without lock
Pentobarbital Sodium	Ecuphar		Pentobarbital Sodium is the sodium salt of pentobarbital used for euthanasia.
Pointed Forceps	Aesculap	BD335R	Microforceps, 0.30 mm tip
Polysorb 6.0	Medtronic (Covidien)	UL-101	Coated Synthetic Absorbable Suture aimed to reduce the inflammatory reaction in tissues, followed by gradual encapsulation of the suture by fibrous connective tissue.
Providone-Iodine	Mylan		Povidone-iodine 10% is an antiseptic drug, used as a disinfectant before and after surgery.
Scalpel Blade nº11	B Braun	BB511	Carbon steel, sterile
Spring Scissor	Henry Schein	600-4826	Surgical scissors 31 castroviejo
Surgical Forceps	Aesculap	BD33R	Microforceps, 0.20mm tip
Surgical Scissor	Aesculap	MA873R	Micro Iris Scissor, curved shrap tips
SurgiPro 7.0	Medtronic (Coviden)	VP-702-X	Non-Absorbable Monofilament Polypropylene Suture indicated for use in general soft tissue ligation.