Summary
Dans le présent protocole, une induction de la sténose urétrale a été développée chez le rat Wistar, suivie d’une reconstruction urétrale avec une greffe de muqueuse buccale. Une urétrographie rétrograde et une évaluation Doppler laser ont été réalisées, validant la reconstruction urétrale (après formation de la sténose) et la mise en place du greffon.
Abstract
La reconstruction urétrale est un domaine d’expertise important pour les urologues. La muqueuse buccale est considérée comme la meilleure option lorsqu’une greffe urétrale est nécessaire, bien que dans certains cas, elle soit inappropriée ou doive être optimisée pour réparer une sténose donnée. Par conséquent, le développement de procédures innovantes et l’évaluation de leur succès putatif dans des modèles expérimentaux sont cruciaux pour répondre aux besoins cliniques. Dans ce but, cette étude décrit un protocole dans lequel la sténose urétrale a été induite par électrocautérisation chez des rats Wistar. La reconstruction urétrale a été réalisée 1 semaine plus tard avec une greffe de muqueuse buccale, prélevée sur la lèvre inférieure et placée en onlay ventral. Un urétrogramme rétrograde a montré une amélioration significative du diamètre de l’urètre après urétroplastie par rapport à la valeur respective après induction de la sténose. De plus, la mise en place du greffon a été évaluée par analyse de perfusion sanguine à l’aide d’un laser Doppler. Comme on pouvait s’y attendre, une zone bleu foncé correspondait à la greffe de muqueuse buccale non vascularisée. Cette procédure permet de simuler avec succès le processus physiopathologique normal de la lésion urétrale et de la modulation tissulaire, ainsi que la reconstruction urétrale à l’aide d’une greffe de muqueuse buccale de manière reproductible, et servir de base à de futures recherches basées sur l’ingénierie tissulaire ou les greffes urétrales.
Introduction
La reconstruction urétrale est un défi majeur pour les chirurgiens urologues dans la prise en charge des lésions urétrales dans le cadre de sténoses, de traumatismes ou de malformations congénitales1. Avec une visée curative, l’urétroplastie est le traitement de choix pour la plupart des patients, avec des défauts urétraux longs (>2 cm) et antérieurs nécessitant une certaine forme d’urétroplastiede substitution 2. De nombreux tissus ont été utilisés comme substituts urétraux, y compris les greffes de peau complètes ou d’épaisseur fendue des régions génitales ou extragénitales, la muqueuse de la paroi de la vessie ou la muqueuse buccale2 répandue. Les greffes de muqueuse buccale présentent plusieurs avantages, tels que le fait de provenir d’un environnement humide et glabre, d’être facile à récolter, d’être résistante aux infections, d’avoir un épithélium épais, une probabilité réduite de formation de pseudo-diverticule et une lame mince, permettant une imbibition et une inosculation précoces3. Contrairement aux lambeaux, les greffons n’ont pas d’apport sanguin, dépendant du lit vasculaire du receveur pour survivre4.
Les modèles animaux de greffons ou de lambeaux ont été largement utilisés pour développer ou affiner des techniques chirurgicales, étudier et comprendre la physiologie des tissus, les mécanismes sous-jacents et les causes de l’échec, et évaluer des stratégies de traitement innovantes 5,6. Bien que les animaux plus grands facilitent l’exécution technique, les rongeurs, à savoir les rats et les souris, sont plus faciles à manipuler et à entretenir, résistants aux maladies, plus rentables et, surtout, dotés d’outils permettant d’étudier les mécanismes moléculaires, cruciaux pour tester des thérapies innovantes 5,6. Plusieurs modèles de lambeaux et de greffes ont été décrits chez le rat en utilisant différents tissus, à savoir la peau, les os, les muscles6, les vaisseaux5 et même les organes solides7. Cependant, il y a peu d’études dans les modèles murins sur les greffons pour la reconstruction urétrale ou l’ingénierie tissulaire.
Néanmoins, les progrès de la science translationnelle dépendent de modèles animaux qui imitent la maladie. Jusqu’à présent, l’environnement physiopathologique local n’a pas été abordé, car la reconstruction urétrale est effectuée immédiatement après sa sténose. Dans le cadre de cette étude, cette étude vise à réaliser une reconstruction urétrale à l’aide d’une greffe de muqueuse buccale dans un environnement physiopathologique local. Dans ce but, la sténose urétrale a été induite 1 semaine avant sa reconstruction. Ce modèle expérimental, réalisé chez le rat, permet de tester des thérapies innovantes et d’étudier leurs mécanismes moléculaires et leurs avantages cliniques à l’avenir.
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Protocol
Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément à la directive 2010/63/UE. Les procédures ont été approuvées par l’organisme institutionnel de protection des animaux, agréé par la DGAV, l’autorité portugaise compétente en matière de protection des animaux (numéro de licence 0421/000/000/2021). Des rats mâles Wistar Han IGS (Crl :WI(Han) (400-500 g) âgés de 12 à 14 semaines ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).
1. Préparation des solutions
- Solution anesthésique
- Remplir une seringue de 3 mL avec 2,3 mL de médétomidine (1 mg/mL ; 0,715 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
- Remplir une seringue de 3 mL avec 1,55 mL de fentanyl (0,05 mg/mL ; 0,02 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL.
- Remplir une seringue de 10 mL avec 6,15 mL de midazolam (5 mg/mL ; 9,5 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL, obtenant ainsi une solution anesthésique de 10 mL.
- Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
REMARQUE : Cette combinaison d’anesthésiques (médétomidine, fentanyl et midazolam) fournit une fenêtre chirurgicale anesthésique allant jusqu’à 3 heures. L’administration d’atipamézole et de flumazénil peut inverser l’effet.
- Solution anti-sédative
- Remplir une seringue de 1 mL avec 0,7 mL d’atipamézole (5 mg/mL ; 3,72 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
- Remplir une seringue de 10 mL avec 9,3 mL de flumazénil (0,1 mg/mL ; 1,56 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL, obtenant ainsi une solution antisédative de 10 mL.
- Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
- Solutions d’analgésie postopératoire
- Remplir une seringue de 1 mL avec 0,5 mL de carprofène (50 mg/mL ; 5 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
- Ajouter 9,5 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution de 10 mL de carprofène.
- Remplir une seringue de 1 mL avec 1 mL de buprénorphine (0,3 mg/mL ; 0,01-0,05 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
- Ajouter 9 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution de buprénorphine de 10 mL.
- Étiquetez les tubes et conservez-les à 4 °C dans l’obscurité.
- Antibiotique périopératoire
- Remplir une seringue de 2,5 mL avec 2,5 mL d’enrofloxacine (25 mg/mL ; 10 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
- Ajouter 7,5 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution d’enrofloxacine de 10 mL.
- Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
REMARQUE : Les détails de tous les réactifs pour préparer les solutions ci-dessus sont répertoriés dans le tableau des matériaux.
2. Induction chirurgicale de la sténose urétrale
REMARQUE : Les interventions chirurgicales ont été réalisées à l’aide d’un stéréomicroscope (10x) (voir le tableau des matériaux).
- Stérilisez tous les outils chirurgicaux avant utilisation : lame de scalpel (numéro 11), pince pointue, ciseaux à ressort, pince chirurgicale, porte-aiguille ophtalmique, ciseaux chirurgicaux et porte-aiguille. Utilisez des boules de coton stériles pour nettoyer le champ opératoire.
- Chargez la seringue avec la solution anesthésique avant de tenir le rat.
- Attachez l’animal à l’aide d’un tube ou d’une serviette et soulevez la queue pour exposer l’abdomen.
- Maintenir l’animal attaché et effectuer une injection intrapéritonéale de la solution anesthésique (préparée à l’étape 1.1).
- Testez les réflexes de retrait de la pédale du rat pour évaluer l’anesthésie.
- Appliquez un gel protecteur pour les yeux sur les deux yeux de l’animal. Effectuer une injection sous-cutanée de la solution antibiotique (préparée à l’étape 1.1), à raison de 10 mg/kg de poids corporel.
- Placez le rat en position de décubitus dorsal sur un coussin chauffant et utilisez un microscope à dissection à un grossissement de 10x ou 20x pour effectuer l’intervention chirurgicale.
- Nettoyez le pénis et la peau abdominale environnante avec de la povidone iodée (100 mg/mL).
- Rétractez manuellement le prépuce et placez une suture superficielle (suture 7.0 ; voir le tableau des matériaux) dans la face dorsale du gland pénien pour appliquer une traction sur le pénis, en laissant le porte-aiguille en place pour maintenir le pénis rétracté.
- Placez un cathéter veineux de 22 G dans l’urètre pour le cathétérisme à l’aide d’un gel lubrifiant.
- À l’aide d’une lame de bistouri chirurgical (numéro 11), effectuez une incision ventrale longitudinale de 1 cm dans la peau du pénis.
- À l’aide de la pince pointue et des ciseaux à ressort, disséquez les couches de tissu pénien jusqu’à ce qu’elles exposent l’urètre au niveau de la tige médiane.
- À l’aide d’un appareil d’électrocautérisation (voir tableau des matériaux), appliquer un courant de 10 W, pendant 1 s, dans les faces latérales de l’urètre (à un endroit de chaque côté), ventralement au niveau de la tige médiane du pénis.
- Fermez l’incision avec une suture résorbable 6.0 (voir le tableau des matériaux).
- Retirez le cathéter urétral. Retirez la suture de traction pénienne.
- Effectuer l’injection sous-cutanée d’analgésie : Carprofène à 5 mg/kg de poids corporel et buprénorphine à 0,03 mg/kg de poids corporel.
- Chargez la seringue avec la solution antisédative (préparée à l’étape 1.2) et, avec l’animal en escarre ventrale, tentez la peau lâche pour administrer une injection sous-cutanée de la solution antisédative.
3. Intervention chirurgicale d’urétroplastie avec greffe de muqueuse buccale
REMARQUE : Les interventions chirurgicales ont été réalisées à l’aide d’un stéréomicroscope (10x) (voir le tableau des matériaux).
- Stérilisez tous les outils chirurgicaux nécessaires à cette intervention : pinces pointues, ciseaux à ressort, porte-aiguille ophtalmique, ciseaux chirurgicaux, porte-aiguille, trois pinces à moustiques et une lame de scalpel (numéro 11). Utilisez de petites éponges pour nettoyer le champ chirurgical.
- Administrer l’anesthésique, l’antibiotique, immobiliser et placer l’animal comme décrit précédemment (étapes 2.2 à 2.8).
- Nettoyez la muqueuse buccale de la lèvre inférieure, le pénis et la peau abdominale environnante avec de la povidone iodée (100 mg/mL).
- Placez trois sutures de séjour (7,0 sutures) dans la lèvre inférieure, des deux côtés et au milieu, et laissez un moustique dans chacune d’elles pour rétracter la lèvre inférieure et exposer la muqueuse interne.
- À l’aide de ciseaux à ressort et d’une pince pointue, prélevez un greffon de 4 mm de diamètre de la muqueuse buccale interne de la lèvre inférieure et placez-le dans un petit récipient avec une solution saline stérile (0,9 % de NaCl).
- Appliquez une compression dans la zone donneuse avec une éponge pour l’hémostase.
- Retirez les sutures de la lèvre inférieure précédemment placées.
- Exposez le pénis comme décrit précédemment (étape 2.9).
- Placez un cathéter veineux de 22 G dans l’urètre pour le cathétérisme à l’aide d’un gel lubrifiant.
- À l’aide de ciseaux à ressort, effectuez une incision circonférentielle sous-coronaire et dégantez le pénis jusqu’à la base.
- À l’aide de la pince pointue et des ciseaux à ressort, disséquez les couches restantes et exposez l’urètre.
- À l’aide d’une lame de bistouri chirurgical (numéro 11) et de ciseaux à ressort, effectuez une incision ventrale longitudinale, en commençant par 3 mm distal jusqu’au sillon coronaire dans une extension de 4 mm, en spatulant l’urètre au niveau de la sténose précédemment induite (étape 2).
- Placez deux sutures de séjour en matériau 7.0, une de chaque côté de la spatule, et laissez un moustique dans chacune d’elles pour rétracter l’urètre.
- Placez deux sutures non résorbables 7.0, une à chaque extrémité de la spatule.
- Placez la greffe de muqueuse buccale en mode d’incrustation ventrale avec le côté muqueuse face à la lumière urétrale.
- Passez l’une des sutures à travers l’extrémité du greffon et effectuez une demi-ellipse avec une suture courante.
- Répétez les étapes 3.15 et 3.16 avec l’autre suture de l’autre côté du greffon.
- Retirez le cathéter urétral. Repositionnez la peau du pénis.
- Fermez l’incision circonférentielle sous-coronaire avec une suture interrompue résorbable 6.0.
- Retirez la suture de traction pénienne.
- Administrer l’analgésie suivie de la solution antisédative, comme décrit aux étapes 2.16-2.17.
4. Suivi postopératoire
- Observez les rats trois à quatre fois par heure, confirmant leur rétablissement de l’anesthésie. Surveillez la respiration et évaluez les réflexes de la pédale et des yeux.
- Injecter l’analgésie par voie sous-cutanée toutes les 12 h pendant 48 h.
REMARQUE : Le carprofène a été administré à raison de 1 mL/500 mg de poids corporel et la buprénorphine à raison de 0,5 mL/500 mg de poids corporel (voir le tableau des matériaux). - Fournir de la nourriture molle pendant 48 h après chaque intervention et de l’eau ad libitum.
- Surveillez les rats tous les jours après l’intervention chirurgicale et enregistrez leur état de santé et l’apparence du site de l’opération. Les signes évalués comprennent l’expression faciale, la vocalisation, l’état d’activité, tout signe de douleur, l’ingestion d’aliments et de boissons, la miction et les saignements.
5. Évaluation de la perfusion sanguine
REMARQUE : Le débit sanguin est mesuré immédiatement avant l’induction de la sténose, immédiatement avant l’urétroplastie et immédiatement après l’urétroplastie.
- Effectuer une imagerie de perfusion Doppler laser.
- Anesthésier les rats à l’aide de la solution anesthésique (étape 1.1).
- Placez le rat couché sur le dos sur un coussin chauffant à 37 °C avec traction pénienne, comme décrit à l’étape 2.9.
- Démarrez l’imageur de perfusion laser Doppler (voir le tableau des matériaux) pour obtenir des données. Préréglez la zone d’intérêt à lire par le faisceau laser.
- Appliquez la solution antisédative (étape 1.2) pour inverser l’anesthésie.
- À l’aide du logiciel d’analyse d’image, dessinez la région d’intérêt (ROI) autour de la zone du pénis et enregistrez les valeurs de flux au fil du temps.
6. Évaluation radiographique
REMARQUE : La confirmation de l’induction de la sténose et la résolution de la sténose après urétroplastie sont confirmées par un urétrogramme rétrograde. Cette évaluation est réalisée 1 semaine après l’induction de la sténose (avant l’urétroplastie) et 2 semaines après l’urétroplastie.
- Réaliser un urétrogramme rétrograde à l’aide d’un système d’angiographie monoplan (voir le tableau des matériaux).
- Anesthésier les rats à l’aide de la solution anesthésique.
- Placez l’animal sur le matelas d’angiographie dans un décubitus oblique droit, avec traction pénienne, comme décrit à l’étape 2.9.
- Concentrez le faisceau conique sur la région pelvienne de l’animal, y compris le pénis.
- Placer un cathéter veineux de 22 G avancé de 2 mm dans l’urètre distal.
- Commencez à instiller 1 mL de produit de contraste radiographique à l’iode (rapport 1 :1 de 623 mg/mL de solution d’iopromide et de NaCl à 0,9 %) dans l’urètre.
- Simultanément, effectuez une radiographie simple pour identifier le contraste radiographique remplissant la lumière urétrale et évaluer le diamètre de l’urètre.
- À la fin de l’imagerie, inversez l’anesthésie avec la solution antisédative.
7. Euthanasie
REMARQUE : L’euthanasie est pratiquée 3 semaines après l’urétroplastie (4 semaines après l’induction de la sténose), immédiatement après la dernière évaluation de perfusion.
- Remplir une seringue de 2,5 mL avec 2 mL/kg de pentobarbital sodique (400 mg/mL).
- Effectuer une injection intrapéritonéale de la solution pour euthanasier l’animal.
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Representative Results
Au total, 12 rats Wistar mâles, pesant de 400 à 500 g et âgés de 12 à 14 semaines, ont été utilisés pour l’induction de la sténose urétrale. Un urétrogramme rétrograde (RUG1) a été réalisé 1semaine plus tard8, confirmant le succès de la technique. Le diamètre de l’urètre a été mesuré en millimètres au niveau de l’induction de la sténose. Après cela, une urétroplastie avec greffe de muqueuse buccale a été réalisée dans la face ventrale de l’urètre de rat. Les mêmes rats ont été soumis à un deuxième urétrogramme rétrograde (RUG2) 14 jours après l’urétroplastie, et le diamètre de l’urètre a été mesuré en millimètres au niveau de la mise en place du greffon. Les diamètres moyens de RUG1 et RUG2 étaient respectivement de 1,04 mm et 1,52 mm, montrant une amélioration significative (p < 0,0001) de la perméabilité urétrale (Figure 1), confirmant ainsi le succès de l’intervention chirurgicale et une bonne cohérence entre les mesures.
La perfusion locale a également été évaluée par laser Doppler immédiatement avant et après l’urétroplastie comme méthode non invasive pour surveiller l’environnement microcirculatoire tissulaire. La perfusion tissulaire est représentée dans des images codées par couleur, où une perfusion faible ou nulle est bleu foncé et les niveaux de perfusion les plus élevés sont rouges. Les valeurs moyennes de flux sont obtenues à l’aide du logiciel de traitement d’image Moor LDI V5.3 (voir Tableau des matériaux).
Compte tenu de la variabilité de la population de rats, 35 rats Wistar mâles ont été utilisés. Le débit sanguin moyen avant et immédiatement après l’urétroplastie était de 603,4 et 137,6 unités arbitraires (UA), respectivement. Comme on pouvait s’y attendre, la zone présentant une réduction significative (p < 0,0001) du flux sanguin local (en bleu) correspond au greffon non vascularisé (Figure 2).
Une bonne tolérance à la procédure anesthésique a été constatée chez tous les animaux d’étude ; Cependant, des résultats antérieurs obtenus en laboratoire (données non présentées) ont révélé que le temps d’anesthésie pouvait être critique pour permettre une récupération totale de l’animal, ne dépassant pas de préférence 45 min. Après l’opération, les rats n’ont pas non plus eu de complications majeures.
Figure 1 : Analyse de l’urétrogramme rétrograde (RUG). (A) Images représentatives d’un urétrogramme rétrograde avant (RUG1) et 14 jours après l’urétroplastie (RUG2). (B) L’évaluation quantitative du diamètre exprimé en millimètres a démontré une amélioration significative 14 jours après l’urétroplastie. Abréviations : RUG1 = Urétrogramme rétrograde avant urétroplastie ; RUG2 = Urétrogramme rétrograde 14 jours après urétroplastie. Les changements entre les groupes ont été évalués à l’aide d’un test t bilatéral apparié (n = 12). Barre d’échelle : 10 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Analyse Doppler laser. (A) Images représentatives de l’écoulement Doppler laser avant et immédiatement après l’urétroplastie. (B) L’évaluation quantitative du débit sanguin a montré une diminution significative de la perfusion sanguine après urétroplastie. Les changements entre les groupes ont été évalués à l’aide d’un test de classement à deux queues (n = 35). Barre d’échelle : 0,5 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
L’urétroplastie avec greffes de muqueuse buccale est une pierre angulaire majeure de la reconstruction urétrale. Cependant, des procédures innovantes devraient être développées pour optimiser celles déjà décrites et en établir de nouvelles, telles que les matériaux d’ingénierie tissulaire et les greffes biologiques, afin de réduire les complications et la morbidité. Plusieurs procédures ont été publiées pour établir des modèles précliniques et définir des techniques chirurgicales. Souza et al.1 ont mené une étude portant sur 12 lapins néo-zélandais. Une incision cutanée longitudinale ventrale a été pratiquée et l’urètre a été mobilisé à partir de la tunique albuginée, suivie de l’excision d’un segment dorsal de l’urètre, créant un défaut. Simultanément, une greffe de muqueuse buccale a été prélevée sur la joue et placée sous forme d’onlay dorsal avec une suture résorbable 7-0. Dans la présente étude, des rats Wistar mâles sont utilisés. En raison de leur taille plus petite, ils sont techniquement plus exigeants, bien que plus faciles à manipuler. Pour imiter la physiopathologie des sténoses urétrales et la physiologie du greffon, il faut, dans ce modèle, qu’une maladie de type sténose urétrale ait été préalablement induite, par opposition à une anomalie urétrale réalisée en même temps opératoire que l’urétroplastie. Comme Souza et al., des sutures pour fermer l’urètre avec le greffon ont également été utilisées1. Néanmoins, la suture non résorbable a été utilisée car elle permet d’identifier la circonférence du greffon dans des études ultérieures, telles que les études histologiques. Martín-Cano et al.9 ont développé un modèle utilisant des rats Wistar. Une incision circonférentielle sous-coronaire a été pratiquée, suivie d’un dégamour du pénis, permettant une bonne exposition urétrale. Le greffon a été prélevé à partir de la lèvre inférieure, l’urètre a été ouvert par une incision longitudinale de la ligne médiane ventrale et le greffon a été placé en mode d’onlay ventral avec des sutures non résorbables. Au cours de la procédure, un cathéter urétral a été placé pour maintenir le brevet de l’urètre. Cette technique décrite ici utilise la même approche de déglovage pénien, qui permet une bonne exposition de l’urètre et la mise en place d’un cathéter pour garder l’urètre perméable pendant la procédure. Cependant, Martín-Cano et al. n’ont pas effectué de lésion urétrale antérieure au cours de la procédure, ce qui aurait pu influencer la prise naturelle du greffon, car les tissus étaient plus sains.
En fait, la lésion et la cicatrisation urétrales simples ont été évaluées par d’autres, comme Hofer et al.10, qui ont développé un modèle de rat avec des rats Wistar consistant en une incision circonférentielle sous-coronaire, un dégamour du pénis et une incision longitudinale de la ligne médiane ventrale pour blesser l’urètre, suivie d’une fermeture avec une suture courante. La conclusion était que, dans les phases d’inflammation, de prolifération, de maturation et de remodelage analogues à la cicatrisation dermique, la cicatrisation de l’urètre se produit. Cela ne se limite pas au site de la lésion, mais s’applique également à la grande majorité du tissu péri-urétral et du corps spongieux. Tavucku et al.11ont également décrit un modèle de lésion urétrale chez des rats Sprague-Dawley, effectuant une incision cutanée de la ligne médiane ventrale péno-scrotale pour exposer l’urètre, puis appliquant un courant électrocautérisé pour induire une lésion urétrale. Leurs données ont montré une augmentation du rapport entre le collagène de type I et le collagène de type III, un indicateur fort de la fibrose. En suivant ce raisonnement, un tissu lésé a plus de fibrose qu’un tissu sain, et on s’attend à ce que les prélèvements de greffe ne soient pas égaux dans les deux tissus. En supposant que les urétroplasties sont effectuées dans les tissus lésés, un avantage majeur de ce modèle est qu’il imite mieux le processus physiopathologique normal. Un autre avantage majeur est la réalisation d’un urétrogramme rétrograde pour confirmer l’induction de la sténose et plus tard pour confirmer le succès de l’urétroplastie en fonction du diamètre de l’urètre. En fait, tous les animaux avaient un diamètre urétral amélioré après urétroplastie, ce qui montre le succès de la procédure. Souza et al.1ont également réalisé un urétrogramme rétrograde, mais seulement à la fin de l’étude. Dans cette étude et dans Tavukcu et al.11, les deux urétrogrammes ont été réalisés, concluant à l’efficacité de la procédure par analyse de l’urétrographie. De plus, une évaluation de perfusion a été effectuée, avant et après urétroplastie, qui a confirmé une zone totale non vascularisée (bleue) correspondant à la greffe de muqueuse buccale.
Néanmoins, il existe plusieurs limitations liées à cette procédure, telles que la taille des urètres des rats entraînant une technique chirurgicale exigeante, la durée de la chirurgie et l’absence d’anesthésie volatile. Cependant, il est important de considérer que, bien que les animaux plus grands facilitent l’exécution technique, moins d’outils moléculaires sont disponibles par rapport aux rongeurs, ce qui peut être une limite à l’étude des mécanismes moléculaires derrière les thérapies innovantes. Une autre limite est l’utilisation d’une seule méthode pour induire une sténose urétrale, qui peut être due à de nombreuses autres causes, notamment un traumatisme, une infection ou des malformations congénitales, qui peuvent conduire à différents phénotypes physiopathologiques. Cependant, l’électrocautérisation a été utilisée car elle permet une approche simple, facile et reproductible avec des résultats cohérents.
À notre connaissance, il s’agit de la première intervention chez le rat qui : (1) imite un environnement physiopathologique local antérieur à la greffe en induisant une sténose urétrale 1 semaine avant la mise en place de la greffe de muqueuse buccale ; 2° confirme la sténose urétrale et sa résolution par urétrogramme rétrograde ; (3) confirme l’emplacement du greffon par laser Doppler ; et (4) permet à un modèle expérimental d’optimiser l’utilisation des greffons et de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques basées, par exemple, sur des matériaux issus de l’ingénierie tissulaire, dans lesquels les mécanismes moléculaires pourraient être étudiés, avec un impact sur la science translationnelle pour répondre aux besoins cliniques.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous remercions João Leitão, chef du département de radiologie du Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, et Catia Fernandes, technicienne du département de radiologie du Centro Hospitalar Universitário Lisboa Norte, pour leur collaboration dans la réalisation des urétrogrammes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atipamezole | OrionPharma | ANTISEDAN (atipamezole) is indicated for the reversal of the sedative and analgesic effects. | |
| Buprenorphine | RichterPharma | Buprenorphine is a derivative of the opioid alkaloid thebaine that is a more potent (25-40 times) and longer lasting analgesic than morphine. | |
| Carl Zeiss Opmi-1 FC Surgical Stereo Microscope | Carl Zeiss Microscopy, Germany | OPMI 1 FC from ZEISS symbolizes quality, precision and reliability. The manual system is easy to use and delivers high fidelity images with the legendary ZEISS optics. | |
| Carprofen | Zoetis | Carprofen is a non-steroidal anti-inflammatory drug (NSAID) of the propionic acid class. | |
| Catheter 22 G. x 1'' | B Braun | Introcan Safety | IV Catheter of fluorinated ethylene propylene (FEP) with firmer construction for arterial access. |
| Enrofloxacin | Bayer | Enrofloxacin is a fluoroquinolone antibiotic. | |
| Fentanyl | Braun | 3644960 | Fentanyl is a powerful synthetic opioid analgesic. |
| Flumazenil | Fresenius Kabi | Benzodiazepine antagonist is used for the complete or partial reversal of the sedative effects caused by benzodiazepines. | |
| High temperature cautery | Fiab | F7244 | Disposable cautery, sterile, high temperature (1200 °C), 28 mm fine tip. |
| Instillagel gel | Farco-pharma | Cellulose-based lubricant with local anaesthetic and disinfecting properties. | |
| Iopromide | Bayer | Non-ionic injectable contrast medium, with iodine. | |
| Laser Doppler imaging system (perfusion imager moorLDI2-HIR and dedicated software) | MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, UK | 5710 | The angiogenesis models uses Laser Doppler imaging to assess blood perfusion in the hind limbs, one of which is ligated surgically. Dedicated measurement and comparison software allows the definition of regions of interest for blood flow assessment on the ischaemic versus non-ischaemic limb to establish a "reperfusion ratio" which can be assessed as often as needed and over a number of days on the same subject. |
| Lubrithal Eye Gel | Dechra | Eye gel used in animals for prevention of dry eyes during anaesthesia. Lubricating and moisturising action on cornea and conjunctiva. | |
| Male Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) rats | Charles River Laboratories, Spain | Twelve to fourteen-week-old | |
| Metedomidin | Virbac | 037/01/07RFVPT | Medetomidine is a synthetic drug used as surgical anesthetic. |
| Midazolam | Labesfal | Benzodiazepine medication is used for anesthesia and procedural sedation. | |
| Monoplan Angiography System | Philips Medical Systems | Azurion 7 M20 | A stationary diagnostic fluoroscopic x-ray system specifically designed to optimize the capability of users to visually and quantitatively evaluate the anatomy and function of blood vessels of the heart, brain and other organs, as well as the lymphatic system. |
| Mosquito forceps | Henry Schein | 102-4346 | Hartman-Mosquito Hemostatic Forcep Curved 3-1/2" Stainless Steel |
| Needle Holder | Henry Schein | 100-2570 | Needle holder Mayo-Hegar, stainless steel, 14 cm |
| Ophtalmic Needle Holder | Asico | AE-6143 | Needle holder barranquer most delicate without lock |
| Pentobarbital Sodium | Ecuphar | Pentobarbital Sodium is the sodium salt of pentobarbital used for euthanasia. | |
| Pointed Forceps | Aesculap | BD335R | Microforceps, 0.30 mm tip |
| Polysorb 6.0 | Medtronic (Covidien) | UL-101 | Coated Synthetic Absorbable Suture aimed to reduce the inflammatory reaction in tissues, followed by gradual encapsulation of the suture by fibrous connective tissue. |
| Providone-Iodine | Mylan | Povidone-iodine 10% is an antiseptic drug, used as a disinfectant before and after surgery. | |
| Scalpel Blade nº11 | B Braun | BB511 | Carbon steel, sterile |
| Spring Scissor | Henry Schein | 600-4826 | Surgical scissors 31 castroviejo |
| Surgical Forceps | Aesculap | BD33R | Microforceps, 0.20mm tip |
| Surgical Scissor | Aesculap | MA873R | Micro Iris Scissor, curved shrap tips |
| SurgiPro 7.0 | Medtronic (Coviden) | VP-702-X | Non-Absorbable Monofilament Polypropylene Suture indicated for use in general soft tissue ligation. |
References
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- Andrich, D. E., Mundy, A. R. Urethral strictures and their surgical treatment. BJU International. 86 (5), 571-580 (2000).
- Bhargava, S., Chapple, C. R., Bullock, A. J., Layton, C., MacNeil, S. Tissue-engineered buccal mucosa for substitution urethroplasty. BJU International. 93 (6), 807-811 (2004).
- Fu, Q., et al. Substitution urethroplasty for anterior urethral stricture repair: comparison between lingual mucosa graft and pedicled skin flap. Scandinavian Journal of Urology. 51 (6), 479-483 (2017).
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- Park, J. H., et al. Balloon-expandable biodegradable stents versus self-expandable metallic stents: a comparison study of stent-induced tissue hyperplasia in the rat urethra. Cardiovascular and Interventional Radiology. 42 (9), 1343-1351 (2019).
- Martín-Cano, F., et al. Histological and immunohistochemical changes in the rat oral mucosa used as an autologous urethral graft. Journal of Pediatric Surgery. 48 (7), 1557-1564 (2013).
- Hofer, M. D., et al. Analysis of primary urethral wound healing in the rat. Urology. 84 (1), e1-7 (2014).
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