Urinrörsstrikturinduktion följt av buckal slemhinnetransplantateutroplastik i en råttmodell

Summary

I detta protokoll utvecklades en urinrörsstrikturinduktion i Wistar-råttor, följt av urinrörsrekonstruktion med ett buckalt slemhinnetransplantat. En retrograd uretrogram- och laserdopplerbedömning utfördes, vilket validerade uretrarekonstruktion (efter strikturbildning) och transplantatplacering.

Abstract

Urinrörsrekonstruktion är ett viktigt kompetensområde för urologer. Munslemhinnan anses vara det bästa alternativet när urinrörstransplantation är nödvändig, även om det i vissa fall är olämpligt eller behöver optimeras för att reparera en viss förträngning. Därför är det avgörande att utveckla innovativa procedurer och utvärdera deras förmodade framgång i experimentella modeller för att passa det kliniska behovet. Med detta mål beskriver denna studie ett protokoll där urinrörsförträngning inducerades av diatermi hos Wistar-råttor. Urinrörsrekonstruktion utfördes 1 vecka senare med ett buckalt slemhinnetransplantat, skördat från underläppen och placerat på ett ventralt onlay-sätt. Ett retrograd uretrogram visade en signifikant förbättring av urinrörets diameter efter uretroplastik jämfört med respektive värde efter strikturinduktion. Dessutom bedömdes transplantatplaceringen genom blodperfusionsanalys med hjälp av laserdoppler. Som väntat motsvarade ett mörkblått område det icke-vaskulariserade buckala slemhinnetransplantatet. Denna procedur kan framgångsrikt simulera den normala patofysiologiska processen för urinrörsskada och vävnadsmodulering, såväl som uretral rekonstruktion med hjälp av ett buckalt slemhinnetransplantat på ett reproducerbart sätt, och fungera som grund för framtida forskning baserad på vävnadsteknik eller urinrörstransplantat.

Introduction

Uretral rekonstruktion är en stor utmaning för urologiska kirurger vid hantering av urinrörsskador i samband med strikturer, trauma eller medfödda defekter¹. Med botande avsikt är uretroplastik den bästa behandlingen för de flesta patienter, med långa (>2 cm) och främre urinrörsdefekter som kräver någon form av substitutionsuretroplastik². Många vävnader har använts som urinrörsersättningar, inklusive hudtransplantationer med full eller delad tjocklek av genitala eller extragenitala områden, blåsväggsslemhinnor eller den utbredda buckala slemhinnan². Buckala slemhinnetransplantat har flera fördelar, såsom att de kommer från en våt och hårlös miljö, är lätta att skörda, är resistenta mot infektioner, ett tjockt epitel, en minskad sannolikhet för pseudodivertikelbildning och en tunn lamina, vilket möjliggör tidig imbibition och inoskulering³. Till skillnad från klaffar har transplantat ingen blodtillförsel, beroende på mottagarens kärlbädd för att överleva⁴.

Djurmodeller av transplantat eller flikar har använts i stor utsträckning för att utveckla eller förfina kirurgiska tekniker, studera och förstå vävnadsfysiologi, underliggande mekanismer och orsaker till misslyckande och utvärdera innovativa behandlingsstrategier ^5,6. Även om större djur underlättar det tekniska utförandet är gnagare, dvs. råttor och möss, lättare att hantera och underhålla, resistenta mot sjukdomar, mer kostnadseffektiva och, vilket är viktigt, med verktyg för att undersöka molekylära mekanismer, vilket är avgörande för att testa innovativa terapier ^5,6. Flera modeller av flikar och transplantat har beskrivits hos råttor som använder olika vävnader, nämligen hud, ben, muskler⁶, kärl⁵ och till och med solida organ⁷. Det finns dock få undersökningar i murina modeller av transplantat för urinrörsrekonstruktion eller vävnadsteknik.

Icke desto mindre är framsteg inom translationell vetenskap beroende av djurmodeller som efterliknar sjukdomar. Hittills har den lokala patofysiologiska miljön inte behandlats, eftersom urinrörsrekonstruktion utförs omedelbart efter dess striktur. Häri syftar denna studie till att utföra en uretral rekonstruktion med hjälp av ett buckalt slemhinnetransplantat i en lokal patofysiologisk miljö. Med detta mål inducerades urinrörsförträngningen 1 vecka före dess rekonstruktion. Denna experimentella modell, som utförs på råttor, gör det möjligt att testa innovativa terapier och undersöka deras molekylära mekanismer och kliniska fördelar i framtiden.

Protocol

Alla djurförsök utfördes i enlighet med direktiv 2010/63/EU. Förfarandena godkändes av det institutionella djurskyddsorganet, licensierat av DGAV, den portugisiska behöriga myndigheten för djurskydd (licensnummer 0421/000/000/2021). Hanråttor av Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) (400-500 g) vid 12-14 veckors ålder användes för den aktuella studien. Djuren erhölls från en kommersiell källa (se materialförteckning).

1. Beredning av lösningar

1. Bedövningsmedel
   1. Fyll en 3 ml spruta med 2,3 ml medetomidin (1 mg/ml; 0,715 mg/kg kroppsvikt) och överför till en 15 ml centrifugslang.
   2. Fyll en 3 ml spruta med 1,55 ml fentanyl (0,05 mg/ml; 0,02 mg/kg kroppsvikt) och överför till samma 15 ml centrifugrör.
   3. Fyll en 10 ml spruta med 6,15 ml midazolam (5 mg/ml; 9,5 mg/kg kroppsvikt) och överför till samma 15 ml centrifugrör, så att du får en 10 ml anestesilösning.
   4. Märk tuben och förvara den vid 4 °C i mörker.
      OBS: Denna anestesikombination (medetomidin, fentanyl och midazolam) ger ett upp till 3 timmars anestesikirurgiskt fönster. Administrering av atipamezol och flumazenil kan återställa effekten.
2. Anti-lugnande lösning
   1. Fyll en 1 ml spruta med 0,7 ml atipamezol (5 mg/ml; 3,72 mg/kg kroppsvikt) och överför till en 15 ml centrifugslang.
   2. Fyll en 10 ml spruta med 9,3 ml flumazenil (0,1 mg/ml; 1,56 mg/kg kroppsvikt) och överför till samma 15 ml centrifugrör, så att du får en 10 ml anti-lugnande lösning.
   3. Märk tuben och förvara den vid 4 °C i mörker.
3. Postoperativa smärtlindringslösningar
   1. Fyll en 1 ml spruta med 0,5 ml karprofen (50 mg/ml; 5 mg/kg kroppsvikt) och överför till en 15 ml centrifugrör.
   2. Tillsätt 9,5 ml NaCl-lösning (0,9 %), vilket ger en 10 ml karprofenlösning.
   3. Fyll en 1 ml spruta med 1 ml buprenorfin (0,3 mg/ml; 0,01-0,05 mg/kg kroppsvikt) och överför till en 15 ml centrifugslang.
   4. Tillsätt 9 ml NaCl-lösning (0,9 %), vilket ger en 10 ml buprenorfinlösning.
   5. Märk rören och förvara dem vid 4 °C i mörker.
4. Perioperativ antibiotika
   1. Fyll en 2,5 ml spruta med 2,5 ml enrofloxacin (25 mg/ml; 10 mg/kg kroppsvikt) och överför till en 15 ml centrifugrör.
   2. Tillsätt 7,5 ml NaCl-lösning (0,9 %), vilket ger en 10 ml enrofloxacinlösning.
   3. Märk tuben och förvara den vid 4 °C i mörker.
      OBS: Detaljerna för alla reagenser för att bereda ovanstående lösningar listas i materialtabellen.

2. Kirurgisk induktion av urinrörsförträngning

OBS: De kirurgiska ingreppen utfördes med ett stereomikroskop (10x) (se materialförteckning).

1. Sterilisera alla kirurgiska verktyg före användning: skalpellblad (nummer 11), spetspincett, fjädersax, kirurgisk pincett, oftalmisk nålhållare, kirurgisk sax och en nålhållare. Använd sterila bomullstussar för att rengöra operationsområdet.
2. Fyll sprutan med bedövningslösningen innan du håller i råttan.
3. Håll fast djuret med hjälp av en slang eller en handduk och höj svansen för att exponera buken.
4. Håll djuret fastspänt och utför en intraperitoneal injektion av anestesilösningen (bereds i steg 1.1).
5. Testa råttans pedaluttagsreflexer för att bedöma anestesi.
6. Applicera skyddande ögongel i båda ögonen på djuret. Utför en subkutan injektion av antibiotikalösningen (beredd i steg 1.1) med 10 mg/kg kroppsvikt.
7. Placera råttan i dorsal decubitus-position på en uppvärmd dyna och använd ett dissektionsmikroskop med 10x eller 20x förstoring för att utföra det kirurgiska ingreppet.
8. Rengör penis och omgivande bukhud med povidon-jod (100 mg/ml).
9. Dra tillbaka förhuden manuellt och placera en ytlig stygn (7.0 sutur; se materialtabell) i den dorsala aspekten av penisollonet för att applicera dragkraft på penis, lämna nålhållaren på plats för att hålla penis indragen.
10. Placera en 22 G venkateter i urinröret för kateterisering med hjälp av en glidmedelsgel.
11. Använd ett kirurgiskt skalpellblad (nummer 11) och utför ett 1 cm längsgående ventralt snitt i penishuden.
12. Använd den spetsiga pincetten och fjädersaxen för att dissekera penisvävnadslagren tills urinröret exponeras i mitten av skaftnivån.
13. Med en diatermianordning (se materialtabell), applicera en ström med 10 W, i 1 s, i de laterala aspekterna av urinröret (på en plats på varje sida), ventralt i nivå med penisens mittskaft.
14. Stäng snittet med en 6.0 absorberbar löpande sutur (se materialförteckning).
15. Ta bort urinrörskatetern. Ta bort penisdragsuturen.
16. Utför subkutan injektion av analgesi: Karprofen vid 5 mg/kg kroppsvikt och buprenorfin vid 0,03 mg/kg kroppsvikt.
17. Ladda sprutan med den antisedativa lösningen (beredd i steg 1.2) och, med djuret i ventralt tryckläge, tälta den lösa huden för att administrera en subkutan injektion av den antisedativa lösningen.

3. Kirurgiskt ingrepp av uretroplastik med ett buckalt slemhinnetransplantat

OBS: De kirurgiska ingreppen utfördes med ett stereomikroskop (10x) (se materialförteckning).

1. Sterilisera alla kirurgiska verktyg som behövs för detta ingrepp: spetspincett, fjädersax, oftalmisk nålhållare, kirurgisk sax, nålhållare, tre myggpincett och ett skalpellblad (nummer 11). Använd små svampar för att rengöra det kirurgiska området.
2. Administrera bedövningsmedlet, antibiotikan, fasthållningsmedlet och placera djuret enligt beskrivningen tidigare (steg 2.2-2.8).
3. Rengör munslemhinnan i underläppen, penis och den omgivande bukhuden med povidonjod (100 mg/ml).
4. Placera tre stagsuturer (7,0 suturer) i underläppen, på båda sidor och i mitten, och lämna en mygga i var och en för att dra in underläppen och exponera den inre slemhinnan.
5. Använd en fjädersax och spetsig pincett, skörda ett transplantat med en diameter på 4 mm av underläppens inre munslemhinna och placera det i en liten behållare med steril koksaltlösning (0,9 % NaCl).
6. Applicera kompression i givarområdet med en svamp för hemostas.
7. Ta bort de tidigare placerade strumpsuturerna på underläppen.
8. Exponera penis enligt beskrivningen tidigare (steg 2.9).
9. Placera en 22 G venkateter i urinröret för kateterisering med hjälp av en glidmedelsgel.
10. Använd en fjädersax för att utföra ett perifert, subkoronalt snitt och deglove penis till basen.
11. Använd den spetsiga pincetten och fjädersaxen för att dissekera de återstående lagren och exponera urinröret.
12. Använd ett kirurgiskt skalpellblad (nummer 11) och fjädersax och utför ett längsgående ventralt snitt, med början 3 mm distalt om koronal sulcus i en förlängning av 4 mm, spatel urinröret i nivå med den tidigare indukterade strikturen (steg 2).
13. Placera två stagsuturer av 7,0-material, en på varje sida av spabuleringen, och lämna en mygga i var och en för att dra tillbaka urinröret.
14. Placera två 7.0 icke-absorberbara suturer, en i varje ände av spabuleringen.
15. Placera det buckala slemhinnetransplantatet på ett ventralt onlay-sätt med slemhinnesidan vänd mot urinrörets lumen.
16. För en av suturerna genom transplantatänden och utför en halv ellips med en löpande sutur.
17. Upprepa steg 3.15 och steg 3.16 med den andra suturen på andra sidan av transplantatet.
18. Ta bort urinrörskatetern. Flytta tillbaka penishuden.
19. Stäng det perifera, subkoronala snittet med en 6,0 absorberbar avbruten sutur.
20. Ta bort penisdragsuturen.
21. Administrera smärtlindringen följt av den antisedativa lösningen, som beskrivs i steg 2.16-2.17.

4. Postoperativ övervakning

1. Observera råttorna tre till fyra gånger i timmen för att bekräfta deras återhämtning från anestesi. Övervaka andningen och bedöm pedal- och ögonreflexer.
2. Subkutant injicera smärtlindring var 12:e timme i 48 timmar.
   OBS: Karprofen administrerades i 1 ml/500 mg kroppsvikt och buprenorfin administrerades i 0,5 ml/500 mg kroppsvikt (se materialförteckning).
3. Ge mjuk mat i 48 timmar efter varje procedur och vatten ad libitum.
4. Övervaka råttorna dagligen efter operationen och registrera deras hälsostatus och operationsställets utseende. Utvärderade tecken inkluderar ansiktsuttryck, vokalisering, aktivitetstillstånd, alla tecken på smärta, mat- och dryckesintag, tömning och blödning.

5. Utvärdering av blodperfusion

OBS: Blodflödet mäts omedelbart före strikturinduktion, omedelbart före uretroplastik och omedelbart efter uretroplastik.

1. Utför laserdopplerperfusionsavbildning.
   1. Bedöva råttorna med bedövningslösningen (steg 1.1).
   2. Sätt råttan på rygg på en 37 °C värmedyna med penisdragkraft, enligt beskrivningen i steg 2.9.
   3. Starta laserdopplerperfusionskameran (se materialtabell) för att få data. Förinställ det intresseområde som ska läsas av laserstrålen.
   4. Applicera den antisedativa lösningen (steg 1.2) för att återställa anestesin.
   5. Med hjälp av programvaran för bildanalys ritar du intresseområdet (ROI) runt penisområdet och registrerar flödesvärdena över tid.

6. Radiografisk utvärdering

OBS: Strikturinduktionsbekräftelse och strikturupplösning efter uretroplastik bekräftas med ett retrograd uretrogram. Denna utvärdering utförs 1 vecka efter strikturinduktion (före uretroplastik) och 2 veckor efter uretroplastik.

1. Utför ett retrograd uretrogram med hjälp av ett monoplan angiografisystem (se Materialförteckning).
   1. Bedöva råttorna med bedövningslösningen.
   2. Placera djuret på angiografimadrassen i ett höger snett tryckläge, med penisdragning, enligt beskrivningen i steg 2.9.
   3. Fokusera konstrålen på djurets bäckenområde, inklusive penis.
   4. Placera en 22 G venkateter framflyttad 2 mm in i det distala urinröret.
   5. Börja instillera 1 ml jod radiografiskt kontrastmedel (1:1 förhållande av 623 mg/ml jopromidlösning och 0,9 % NaCl) i urinröret.
   6. Utför samtidigt vanlig röntgen för att identifiera den röntgenologiska kontrasten som uppfyller urinrörets lumen och bedöma urinrörets diameter.
   7. Efter avslutad avbildning, återställ bedövningen med den anti-lugnande lösningen.

7. Eutanasi

OBS: Eutanasi utförs 3 veckor efter uretroplastik (4 veckor efter strikturinduktion), omedelbart efter den sista perfusionsutvärderingen.

1. Fyll en 2,5 ml spruta med 2 ml/kg pentobarbitalnatrium (400 mg/ml).
2. Utför en intraperitoneal injektion av lösningen för att avliva djuret.

Representative Results

Totalt användes 12 Wistar-hanråttor, som vägde 400-500 g och var 12-14 veckor gamla, för induktion av urinrörsstriktur. Ett retrograd uretrogram (RUG1) utfördes 1 vecka senare⁸, vilket bekräftade teknikens framgång. Urinrörets diameter mättes i millimeter i nivå med strikturinduktionen. Därefter utfördes en uretroplastik med ett buckalt slemhinnetransplantat i den ventrala ytan av råtturinröret. Samma råttor utsattes för ett andra retrograd uretrogram (RUG2) 14 dagar efter uretroplastik, och urinrörets diameter mättes i millimeter i nivå med transplantatplaceringen. De genomsnittliga diametrarna för RUG1 och RUG2 var 1,04 mm respektive 1,52 mm, vilket visade en signifikant förbättring (p < 0,0001) i urinrörets permeabilitet (Figur 1), vilket bekräftar framgången med det kirurgiska ingreppet och god överensstämmelse mellan mätningarna.

Lokal perfusion utvärderades också med laserdoppler omedelbart före och efter uretroplastik som en icke-invasiv metod för att övervaka vävnadens mikrocirkulatoriska miljö. Vävnadsperfusion visas i färgkodade bilder, där låg eller ingen perfusion är mörkblå och de högsta perfusionsnivåerna är röda. De genomsnittliga flödesvärdena erhålls med hjälp av Moor LDI V5.3 bildbehandlingsprogram (se materialtabell).

Med tanke på variationen i råttpopulationen användes 35 Wistar-hanråttor. Det genomsnittliga blodflödet före och omedelbart efter uretroplastik var 603,4 respektive 137,6 godtyckliga enheter (AU). Som förväntat motsvarar det område som visar en signifikant minskning (p < 0,0001) av det lokala blodflödet (i blått) det icke-vaskulariserade transplantatet (Figur 2).

God tolerans mot anestesiproceduren hittades hos alla försöksdjur; Tidigare resultat som erhållits i laboratoriet (data visas inte) visade dock att anestesitiden kan vara kritisk för att möjliggöra total återhämtning av djur, helst inte längre än 45 minuter. Postoperativt var råttorna också fria från större komplikationer.

Figur 1: Retrograd uretrogramanalys (RUG ). (A) Representativa bilder av ett retrograd uretrogram före (RUG1) och 14 dagar efter uretroplastik (RUG2). (B) Kvantitativ utvärdering av diametern uttryckt i millimeter visade en signifikant förbättring 14 dagar efter uretroplastik. Förkortningar: RUG1 = Retrograd uretrogram före uretroplastik; RUG2 = Retrograd uretrogram 14 dagar efter uretroplastik. Förändringar mellan grupperna bedömdes med hjälp av ett tvåsidigt parat t-test (n = 12). Skalstapel: 10 mm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 2: Laserdoppleranalys . (A) Representativa bilder av laserdopplerflöde före och omedelbart efter uretroplastik. (B) Kvantitativ utvärdering av blodflödet visade en signifikant minskad blodperfusion efter uretroplastik. Förändringar mellan grupperna bedömdes genom ett tvåsidigt Wilcoxon-matchningspar signerade rangtest (n = 35). Skalstreck: 0,5 cm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Discussion

Uretroplastik med buckala slemhinnetransplantat är en viktig hörnsten i urinrörsrekonstruktion. Innovativa metoder bör dock utvecklas för att optimera de som redan beskrivits och etablera nya, såsom vävnadstekniska material och biologiska transplantat, för att minska komplikationer och sjuklighet. Flera procedurer har publicerats för att etablera prekliniska modeller och definiera kirurgiska tekniker. Souza et ^al.1 genomförde en studie med 12 kaniner från Nya Zeeland. Ett ventralt längsgående hudsnitt utfördes, och urinröret mobiliserades från tunica albuginea, följt av excision av ett dorsalt segment av urinröret, vilket skapade en defekt. Samtidigt skördades ett buckalt slemhinnetransplantat från kinden och placerades som en dorsal onlay med en 7-0 absorberbar sutur. I den aktuella studien används Wistar-hanråttor. På grund av den mindre storleken är de tekniskt mer krävande, även om de är lättare att hantera. För att efterlikna patofysiologin hos urinrörsförrikningar och transplantatets fysiologi krävs, i denna modell, en urinrörsstrikturliknande sjukdom inducerades tidigare, i motsats till en urinrörsdefekt som utfördes samtidigt som uretroplastiken. Liksom Souza et al. användes också löpande suturer för att stänga urinröret med transplantatet¹. Ändå användes den icke-absorberbara suturen eftersom detta gör det möjligt att identifiera transplantatets omkrets i ytterligare studier, såsom histologiska. Martín-Cano et ^al.9 utvecklade en modell med hjälp av Wistar-råttor. Ett subkoronalt perifert snitt gjordes, följt av penisdegloving, vilket möjliggjorde en god exponering av urinröret. Transplantatet skördades från underläppen, urinröret öppnades genom ett längsgående ventralt mittlinjesnitt och transplantatet placerades på ett ventralt onlay-sätt med icke-absorberbara löpande suturer. Under ingreppet placerades en urinrörskateter för att upprätthålla urinrörets patent. Denna teknik som beskrivs här använde samma tillvägagångssätt för penisdegloving, vilket möjliggör en bra exponering av urinröret och placering av en kateter för att hålla urinröret patenterat under proceduren. Martín-Cano et al. utförde dock ingen tidigare urinrörsskada under ingreppet, vilket kan ha påverkat det naturliga transplantatet, eftersom vävnaderna var friskare.

Faktum är att enkel urinrörsskada och läkning har utvärderats av andra, som Hofer et ^al.10, som utvecklade en råttmodell med Wistar-råttor som består av ett subkoronalt perifert snitt, penisdegloving och ett längsgående ventralt mittlinjesnitt för att skada urinröret, följt av stängning med en löpande sutur. Slutsatsen var att i faser av inflammation, proliferation, mognad och ombyggnad analogt med dermal läkning sker läkning av urinröret. Detta är inte begränsat till skadestället, utan gäller även den stora majoriteten av periuretral vävnad och corpus spongiosum. Tavucku et ^al.11beskrev också en modell av urinrörsskada med Sprague-Dawley-råttor, där man utförde ett penoscrotal ventralt snitt i mitten av huden för att exponera urinröret och sedan applicerade diatermiström för att inducera urinrörsskada. Deras data visade ett ökat förhållande mellan kollagen typ I och kollagen typ III, en stark indikator på fibros. Enligt denna logik har en skadad vävnad mer fibros än en frisk, och det förväntas att transplantatet inte är lika i båda vävnaderna. Om man antar att uretroplastiker utförs i skadade vävnader är en stor fördel med denna modell att den bättre efterliknar den normala patofysiologiska processen. En annan stor fördel är realiseringen av ett retrograd uretrogram för att bekräfta strikturinduktion och senare för att bekräfta framgången med uretroplastik baserat på urinrörets diameter. Faktum är att alla djur hade en förbättrad urinrörsdiameter efter uretroplastik, vilket visar att ingreppet var framgångsrikt. Souza et ^al.1utförde också retrograd uretrogram, men först i slutet av studien. I denna studie och i Tavukcu et ^al.11 utfördes båda uretrogrammen, vilket ledde till att procedurens effektivitet drogs genom uretrogramanalys. Dessutom utfördes en perfusionsutvärdering, före och efter uretroplastik, som bekräftade en total icke-vaskulariserad (blå) yta motsvarande det buckala slemhinnetransplantatet.

Ändå finns det flera begränsningar relaterade till detta ingrepp, såsom storleken på råttornas urinrör som resulterar i en krävande kirurgisk teknik, operationstiden och frånvaron av flyktig anestesi. Det är dock viktigt att tänka på att även om större djur underlättar det tekniska utförandet, finns färre molekylära verktyg tillgängliga jämfört med gnagare, vilket kan vara en begränsning för att undersöka de molekylära mekanismerna bakom innovativa terapier. En annan begränsning är användningen av en enda metod för att inducera urinrörsförträngning, vilket kan bero på många andra orsaker, inklusive trauma, infektion eller medfödda defekter, vilket kan leda till olika patofysiologiska fenotyper. Termikatyrer användes dock eftersom det möjliggör ett enkelt, lätt, reproducerbart tillvägagångssätt med konsekventa resultat.

Såvitt vi vet är detta den första råttproceduren som: (1) efterliknar en lokal patofysiologisk miljö före transplantatet genom att inducera en urinrörsförträngning 1 vecka före placeringen av munslemhinnan; (2) bekräftar urinrörsförträngningen och dess upplösning genom retrograd uretrogram; (3) bekräftar transplantatets placering med laserdoppler; och (4) möjliggör en experimentell modell för att optimera användningen av transplantat och utveckla nya terapeutiska strategier baserade på till exempel vävnadskonstruerade material, i vilka molekylära mekanismer kan undersökas, med en inverkan på translationell vetenskap för att passa det kliniska behovet.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Atipamezole	OrionPharma		ANTISEDAN (atipamezole) is indicated for the reversal of the sedative and analgesic effects.
Buprenorphine	RichterPharma		Buprenorphine is a derivative of the opioid alkaloid thebaine that is a more potent (25-40 times) and longer lasting analgesic than morphine.
Carl Zeiss Opmi-1 FC Surgical Stereo Microscope	Carl Zeiss Microscopy, Germany		OPMI 1 FC from ZEISS symbolizes quality, precision and reliability. The manual system is easy to use and delivers high fidelity images with the legendary ZEISS optics.
Carprofen	Zoetis		Carprofen is a non-steroidal anti-inflammatory drug (NSAID) of the propionic acid class.
Catheter 22 G. x 1''	B Braun	Introcan Safety	IV Catheter of fluorinated ethylene propylene (FEP) with firmer construction for arterial access.
Enrofloxacin	Bayer		Enrofloxacin is a fluoroquinolone antibiotic.
Fentanyl	Braun	3644960	Fentanyl is a powerful synthetic opioid analgesic.
Flumazenil	Fresenius Kabi		Benzodiazepine antagonist is used for the complete or partial reversal of the sedative effects caused by benzodiazepines.
High temperature cautery	Fiab	F7244	Disposable cautery, sterile, high temperature (1200 °C), 28 mm fine tip.
Instillagel gel	Farco-pharma		Cellulose-based lubricant with local anaesthetic and disinfecting properties.
Iopromide	Bayer		Non-ionic injectable contrast medium, with iodine.
Laser Doppler imaging system (perfusion imager moorLDI2-HIR and dedicated software)	MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, UK	5710	The angiogenesis models uses Laser Doppler imaging to assess blood perfusion in the hind limbs, one of which is ligated surgically. Dedicated measurement and comparison software allows the definition of regions of interest for blood flow assessment on the ischaemic versus non-ischaemic limb to establish a "reperfusion ratio" which can be assessed as often as needed and over a number of days on the same subject.
Lubrithal Eye Gel	Dechra		Eye gel used in animals for prevention of dry eyes during anaesthesia. Lubricating and moisturising action on cornea and conjunctiva.
Male Wistar Han IGS (Crl:WI(Han) rats	Charles River Laboratories, Spain		Twelve to fourteen-week-old
Metedomidin	Virbac	037/01/07RFVPT	Medetomidine is a synthetic drug used as surgical anesthetic.
Midazolam	Labesfal		Benzodiazepine medication is used for anesthesia and procedural sedation.
Monoplan Angiography System	Philips Medical Systems	Azurion 7 M20	A stationary diagnostic fluoroscopic x-ray system specifically designed to optimize the capability of users to visually and quantitatively evaluate the anatomy and function of blood vessels of the heart, brain and other organs, as well as the lymphatic system.
Mosquito forceps	Henry Schein	102-4346	Hartman-Mosquito Hemostatic Forcep Curved 3-1/2" Stainless Steel
Needle Holder	Henry Schein	100-2570	Needle holder Mayo-Hegar, stainless steel, 14 cm
Ophtalmic Needle Holder	Asico	AE-6143	Needle holder barranquer most delicate without lock
Pentobarbital Sodium	Ecuphar		Pentobarbital Sodium is the sodium salt of pentobarbital used for euthanasia.
Pointed Forceps	Aesculap	BD335R	Microforceps, 0.30 mm tip
Polysorb 6.0	Medtronic (Covidien)	UL-101	Coated Synthetic Absorbable Suture aimed to reduce the inflammatory reaction in tissues, followed by gradual encapsulation of the suture by fibrous connective tissue.
Providone-Iodine	Mylan		Povidone-iodine 10% is an antiseptic drug, used as a disinfectant before and after surgery.
Scalpel Blade nº11	B Braun	BB511	Carbon steel, sterile
Spring Scissor	Henry Schein	600-4826	Surgical scissors 31 castroviejo
Surgical Forceps	Aesculap	BD33R	Microforceps, 0.20mm tip
Surgical Scissor	Aesculap	MA873R	Micro Iris Scissor, curved shrap tips
SurgiPro 7.0	Medtronic (Coviden)	VP-702-X	Non-Absorbable Monofilament Polypropylene Suture indicated for use in general soft tissue ligation.