Summary
Hier beschrijven we een micro-drive-ontwerp, chirurgische implantatieprocedure en postoperatieve herstelstrategie die chronische veld- en single-unit-opnames van meerdere hersengebieden tegelijkertijd mogelijk maken in juveniele en adolescente muizen in een kritisch ontwikkelingsvenster van postnatale dag 20 (p20) tot postnatale dag 60 (p60) en verder.
Abstract
In vivo elektrofysiologie biedt een ongeëvenaard inzicht in de sub-second-level circuitdynamica van de intacte hersenen en vertegenwoordigt een methode van bijzonder belang voor het bestuderen van muismodellen van menselijke neuropsychiatrische aandoeningen. Dergelijke methoden vereisen echter vaak grote schedelimplantaten, die niet kunnen worden gebruikt bij muizen op vroege ontwikkelingstijdstippen. Als zodanig zijn er vrijwel geen studies van in vivo fysiologie uitgevoerd bij vrij gedragende baby- of juveniele muizen, ondanks het feit dat een beter begrip van de neurologische ontwikkeling in dit kritieke venster waarschijnlijk unieke inzichten zou opleveren in leeftijdsafhankelijke ontwikkelingsstoornissen zoals autisme of schizofrenie. Hier worden een micro-drive-ontwerp, chirurgische implantatieprocedure en postoperatieve herstelstrategie beschreven die chronische veld- en single-unit-opnames van meerdere hersengebieden tegelijkertijd bij muizen mogelijk maken naarmate ze ouder worden van postnatale dag 20 (p20) tot postnatale dag 60 (p60) en verder, een tijdvenster dat ruwweg overeenkomt met de menselijke leeftijd van 2 jaar oud tot volwassenheid. Het aantal opname-elektroden en uiteindelijke opnameplaatsen kan eenvoudig worden gewijzigd en uitgebreid, waardoor flexibele experimentele controle van de in vivo monitoring van gedrags- of ziekterelevante hersengebieden in de ontwikkeling mogelijk is.
Introduction
De hersenen ondergaan grootschalige veranderingen tijdens de kritieke ontwikkelingsvensters van de kindertijd en adolescentie 1,2,3. Veel neurologische en psychiatrische ziekten, waaronder autisme en schizofrenie, manifesteren zich voor het eerst gedragsmatig en biologisch tijdens deze periode van jeugdige en adolescente hersenontwikkeling 4,5,6. Hoewel er veel bekend is over de cellulaire, synaptische en genetische veranderingen die optreden tijdens de vroege ontwikkeling, is er relatief weinig bekend over hoe processen op circuit- of netwerkniveau gedurende dit tijdvenster veranderen. Belangrijk is dat de hersenfunctie op circuitniveau, die uiteindelijk ten grondslag ligt aan complex gedrag, geheugen en cognitie, een niet-voorspelbare, emergente eigenschap is van cellulaire en synaptische functie 7,8,9,10. Om de hersenfunctie op netwerkniveau volledig te begrijpen, is het dus noodzakelijk om neurale activiteit direct te bestuderen op het niveau van een intact neuraal circuit. Om te identificeren hoe hersenactiviteit wordt veranderd tijdens de progressie van neuropsychiatrische stoornissen, is het bovendien van cruciaal belang om netwerkactiviteit in een geldig ziektemodel te onderzoeken tijdens het specifieke temporele venster wanneer de gedragsfenotypen van de ziekte zich manifesteren en om de waargenomen veranderingen te volgen terwijl ze aanhouden tot in de volwassenheid.
Een van de meest voorkomende en krachtige wetenschappelijke modelorganismen is de muis, met grote aantallen unieke genetische stammen die neurologische ontwikkelingsstoornissen modelleren met leeftijdsafhankelijk begin van de gedrags- en / of ezelsbruggetjesfenotypen 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Hoewel het een uitdaging is om precieze ontwikkelingstijdpunten tussen de hersenen van mensen en muizen te correleren, geven morfologische en gedragsvergelijkingen aan dat p20-p21-muizen de menselijke leeftijden van 2-3 jaar oud vertegenwoordigen, en p25-p35-muizen vertegenwoordigen de menselijke leeftijden van 11-14 jaar oud, waarbij muizen waarschijnlijk het ontwikkelingsequivalent van een menselijke 20-jarige volwassene bereiken door p603, 22. Dus, om beter te begrijpen hoe het juveniele brein zich ontwikkelt en om te identificeren hoe de neurale netwerken van de hersenen disfunctioneel worden bij ziekten zoals autisme of schizofrenie, zou het ideaal zijn om de hersenactiviteit in vivo bij muizen in de leeftijd van 20 dagen tot 60 dagen oud direct te volgen.
Een fundamentele uitdaging bij het monitoren van hersenactiviteit tijdens de vroege ontwikkeling bij muizen is echter de kleine omvang en relatieve zwakte van jonge muizen. De chronische implantatie van elektroden, die nodig is voor longitudinaal onderzoek naar de ontwikkeling van de hersenen, vereist meestal een grote, omvangrijke behuizing om de fijne elektrodraden en interfacebordente beschermen 23,24, en de implantaten moeten stevig worden bevestigd aan de schedel van de muis, die dunner en minder stijf is bij jonge muizen vanwege verminderde ossificatie. Zo zijn vrijwel alle onderzoeken naar in vivo knaagdierfysiologie uitgevoerd bij volwassen proefpersonen vanwege hun relatieve grootte, sterkte en schedeldikte. Tot op heden zijn de meeste studies die in vivo de hersenfysiologie van juveniele knaagdieren onderzoeken, uitgevoerd bij wild-type juveniele ratten, wat noodzakelijkerwijs het vermogen beperkt om de juveniele hersenfunctie experimenteel te volgen in een vrij gedragend model van een menselijke aandoening 25,26,27,28,29,30.
Dit manuscript beschrijft nieuwe implantaatbehuizing, een chirurgische implantatieprocedure en een postoperatieve herstelstrategie om de langetermijn (tot 4 of meer weken) in vivo hersenfunctie van juveniele muizen chronisch te bestuderen gedurende een ontwikkelingskritisch tijdvenster (p20 tot p60 en verder). De implantatieprocedure maakt de betrouwbare, permanente bevestiging van de elektroden aan de schedels van jonge muizen mogelijk. Bovendien is het ontwerp van de microaandrijving licht van gewicht, omdat deze microaandrijving ~ 4-6 g weegt wanneer deze volledig is gemonteerd, en vanwege het minimale tegenwicht dat nodig is om het gewicht van het implantaat te compenseren, heeft het geen invloed op de gedragsprestaties van jonge muizen tijdens typische gedragsparadigma's.
Protocol
De huidige studie werd goedgekeurd door de University of Texas Southwestern Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee (protocol 2015-100867) en uitgevoerd in overeenstemming met zowel institutionele als National Institute of Health-richtlijnen. De C57/Bl6 mannelijke en vrouwelijke muizen die in deze studie werden gebruikt, werden geïmplanteerd bij p20 (gewicht 8,3-11,1 g op het moment van implantatie).
1. Micro-drive ontwerp en constructie
- Digitaal ontwerpen en printen van de microdrive (figuur 1)
- Download de modelsjablonen voor microdrives (https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive).
- Identificeer de stereotaxische locaties van het doelhersengebied of de doelhersengebieden in een geschikte stereotaxische atlas.
- Laad met behulp van driedimensionale software voor computerondersteund ontwerp (3D CAD) de canule met microaandrijving van de sjabloon (afbeelding 1B).
- Wijzig indien nodig de uitvoercanule-uitgangslocaties op het micro-drive canulemodel om de gewenste hersenregio('s) te targeten.
OPMERKING: Elke extrusie van het canulegat moet ten minste 2 mm lang zijn om ervoor te zorgen dat de tetrode uit het canulegat komt en recht op het doel richt. De micro-drive canulesjabloon is ontworpen om zich bilateraal te richten op de anterieure cingulate cortex (één tetrode per hemisfeer), hippocampusgebied CA1 (vier tetrodes per hemisfeer) en hippocampusgebied CA3 (twee tetrodes per hemisfeer), met één referentietetrode per hemisfeer in de witte stof boven hippocampusgebied CA1. - Wijzig indien nodig de behuizing van de microaandrijving (figuur 1A) om plaats te bieden aan de bevestiging van de elektronische interfacekaart (EIB).
- Print de behuizing, canule, conus en deksel van de microdrive met hoge resolutie op een 3D-printer (idealiter met een resolutie van meer dan 25 μm) en bereid de geprinte materialen voor volgens de protocollen van de fabrikant. Gebruik printerharsen met een hoge stijfheid.
- Montage van de aangepaste schroeven en hulpstukken (figuur 2A, B)
- Laad met behulp van 3D CAD-software de schroefbevestigingsmodellen (figuur 1E).
- Print de schroefbevestigingen met hoge resolutie op een 3D-printer (idealiter met een resolutie van ten minste 25 μm) en bereid de geprinte materialen voor volgens de protocollen van de fabrikant. Gebruik printerharsen met een hoge stijfheid.
- Bevestig de schroefbevestigingen op elke tetrode-voortschrijdende schroef (figuur 1F) (tetrode-voortschrijdende schroeven worden op maat vervaardigd in een machinewerkplaats voorafgaand aan de constructie van de microaandrijving).
- Bevestig twee schroefbevestigingen aan elke schroef, met één boven en één onder de nok. Zorg ervoor dat de onderkant van elke schroefbevestiging contact maakt met de nok. Houd de schroefbevestigingen samen met gelcyanoacrylaat.
- Eenmaal bevestigd, zorg ervoor dat de schroefbevestigingen niet in de lengteas van de schroef bewegen, maar vrij draaien met minimale weerstand.
- Montage van de carrosserie van de microaandrijving (figuur 2C, D)
- Knip met een fijne, scherpe schaar grote polyimidebuizen (buitendiameter: 0,2921 mm, binnendiameter: 0,1803 mm) in ~ 6 cm lange secties.
- Haal de grote polyimide-secties door de uitgangsgaten op de micro-drive canule, zodat elke buis een paar millimeter voorbij de bodem van de canule reikt.
- Bevestig met een schone naald van 30 G het polyimide op de canule door kleine hoeveelheden vloeibaar cyanoacrylaat aan te brengen. Zorg ervoor dat het cyanoacrylaat niet in de binnenkant van de polyimidebuis komt.
OPMERKING: Het druppelen van vloeibaar cyanoacrylaat in de canule via de bovenkant van het aandrijflichaam kan dit proces versnellen, maar vereist later opnieuw verwijderen van de geleidingsgaten met een boor met een fijne punt. - Haal de grote polyimidebuizen vanaf de bovenkant van de micro-drive canule door de juiste grote polyimide gaten in de micro-drive body.
- Duw de micro-drive canule en micro-drive body langzaam tegen elkaar totdat ze naast elkaar liggen en de canule/body attachment tabs in elkaar grijpen. Zorg ervoor dat u de polyimidebuizen tijdens het proces niet knikt of beschadigt.
OPMERKING: Elke polyimidebuis moet soepel van de onderkant van de canule naar buiten gaan door de bovenkant van de micro-drive body. Lichte buiging is normaal, maar overmatige buiging van de polyimidebuis kan de tetrode kromtrekken en voorkomen dat deze rechtstreeks in de hersenen terechtkomt. - Bevestig de micro-drive body en de micro-drive canule samen met cyanoacrylaat.
- Snijd met een nieuw, scherp scheermesje de grote polyimidebuisuiteinden af die uit de bodem van de canule-uitgangsgaten worden geëxtrudeerd. Zorg ervoor dat de snede precies aan de basis van de canule zit, zodat de buizen en de bodem van de canule gelijk met elkaar lopen.
- Knip met een scherpe schaar de grote polyimidebuizen net boven de rand van de binnenrand van het aandrijflichaam in een hoek van ~ 45 ° af.
- Het laden van de gemonteerde aangepaste schroeven (figuur 2E)
- Schroef elke gemonteerde aangepaste schroef in de buitenste gaten van de micro-drive body. Zorg ervoor dat de schroefgeleidingspost door het grote gat in de schroefbevestigingen gaat. Schuif elke schroef volledig vooruit totdat deze niet verder komt. Het is aan te raden om de schroeven voor te smeren met minerale olie of asvet.
- Knip met een extreem scherpe schaar kleine polyimidebuizen (buitendiameter: 0,1397 mm, binnendiameter: 0,1016) in ~4 cm lange secties.
- Haal de kleine polyimide-secties door de grote polyimide-buizen die al in de microdrive zijn gemonteerd. Zorg ervoor dat overtollige kleine polyimidebuizen uit de boven- en onderkant van elke grote polyimidebuis steken.
- Bevestig de kleine polyimidebuizen via cyanoacrylaat op de schroefbevestigingen en zorg ervoor dat er geen cyanoacrylaat in de grote of kleine polyimidebuizen komt.
- Snijd met een nieuw, scherp scheermesje de kleine polyimidebuiseinden af die uit de bodem van de canulegaten extruderen. Zorg ervoor dat de snede precies aan de basis van de canule zit en dat de snede schoon is, zonder dat er iets is dat het polyimidebuisgat blokkeert.
- Knip met een scherpe schaar de bovenkant van het kleine polyimide een paar millimeter boven de bovenkant van de schroefbevestiging in een hoek van ~ 45 °. Zorg ervoor dat de snede schoon is, zonder dat er iets is dat het buisgat van polyimide blokkeert.
- Het laden van de tetrodes
- Bereid de tetrodes (~ 6 cm lang) voor met behulp van eerder beschreven methoden31.
- Gebruik een keramische of rubberen tang om voorzichtig een tetrode door een van de kleine polyimidebuizen te halen, waardoor ~ 2 cm uit de bovenkant van de kleine polyimidebuis steekt.
- Bevestig de tetrode aan de bovenkant van de kleine polyimidebuis via vloeibaar cyanoacrylaat en zorg ervoor dat de kleine en grote polyimidebuizen tijdens het proces niet aan elkaar worden bevestigd.
- Trek de schroef in totdat deze zich in de buurt van de bovenkant van de schijf bevindt.
- Pak de tetrodedraad die uit de onderkant van de schijf steekt en knik deze voorzichtig op het punt waar deze uit de canule komt.
- Schuif de schroef volledig terug in de aandrijving.
- Knip met een zeer scherpe schaar de tetrodedraad net boven de knik door. Zorg er onder een microscoop voor dat de snede schoon is en dat het metaal van alle vier de tetrodes wordt blootgesteld.
- Trek de schroef terug totdat de tetrode net in de canule is bevestigd.
- Herhaal stap 1.5.2-1.5.8 voor alle schroeven.
- Bevestig de EIB aan het EIB-ondersteuningsplatform via kleine sieradenschroeven.
- Sluit elke elektrode van elke tetrode aan op de juiste poort van de EIB.
- De microdrive voorbereiden voor een operatie
- Plaat de tetrodes elektrisch om de elektrische impedantie te verminderen met behulp van eerder beschreven methoden31.
- Zorg er na het plating voor dat elke tetrode in de canule is ondergebracht, zodat de punt van de tetrode gelijk is met de bodem van elk canulegat.
- Schuif de kegel van de microdrive rond de voltooide microdrive. Bevestig het microschijfdeksel aan de kegel met de microaandrijving door de bevestigingspaal van de conus in de dekselpoort te schuiven.
- Oriënteer de kegel zo dat de EIB-connectoren vrij door de doorvoergaten van de EIB-verbinding gaan wanneer het deksel gesloten is, en lijm de kegel op zijn plaats met cyanoacrylaat dat rond de basis van de conus is geplaatst, waarbij u ervoor zorgt dat er geen cyanoacrylaat in een van de uitgangsgaten van de canule komt. Verwijder het deksel.
- Vul elk canulegat voorzichtig op met steriele minerale olie om te voorkomen dat lichaamsvloeistoffen na chirurgische implantatie in de polyimidegaten terechtkomen.
- Bedek de basis van de canule zorgvuldig met steriele vaseline. Dit zal dienen als een barrière om te voorkomen dat chemische agentia (bijv. Tandheelkundig cement) de blootgestelde hersenen binnendringen tijdens de operatie.
- Weeg de volledig geassembleerde microaandrijving, het deksel en de vier botschroeven af om een tegengewicht van hetzelfde gewicht te bereiden.
- Optioneel, voorafgaand aan de operatie, extrudeer de tetroden op een afstand die geschikt is voor het bereiken van de doelhersengebieden zodra de schijf gelijk is met de schedel.
OPMERKING: Steriliseer het implantaat voorafgaand aan de chirurgische implantatie via gassterilisatie in ethyleenoxide (500-1200 mg / L, 2-4 uur). Alle botschroeven en chirurgische instrumenten moeten worden gesteriliseerd via autoclaaf (121 °C, 30 minuten).
2. Chirurgische implantatie
- De muis verdoven en in het stereotaxische apparaat monteren
- Plaats de muis in een klein vak met voldoende bewegingsruimte en verdoof de muis met 3% -4% isofluraan.
OPMERKING: Andere anesthetica kunnen worden gebruikt, maar voorzichtigheid is geboden vanwege de leeftijd, grootte en het gewicht van de juveniele muis. - Zodra de muis niet meer reageert (geen reactie op staartknijpen, een ventilatiesnelheid van ~ 60 ademhalingen per minuut), verwijdert u deze uit de doos en monteert u deze snel op het stereotaxische apparaat.
- Plaats snel het stereotaxische masker over de snuit van de muis en handhaaf de anesthesie op 1-3% isofluraan. Breng elke door de dierenarts goedgekeurde pijnverlichting aan, zoals buprenorfine met aanhoudende afgifte (0,05-0,5 mg / kg subcutaan), of ontstekingsremmende middelen, zoals carprofen (5-10 mg / kg subcutaan), voorafgaand aan de eerste chirurgische incisie.
- Bevestig de kop van de muis volledig in het stereotaxische apparaat met behulp van oorbalken. Zorg ervoor dat de schedel waterpas en onbeweeglijk is zonder onnodige druk uit te oefenen op de gehoorgangen van de muis. Door de beperkte ossificatie van juveniele schedelbotten is het mogelijk om blijvende schade aan te richten tijdens hoofdfixatie.
- Plaats de muis in een klein vak met voldoende bewegingsruimte en verdoof de muis met 3% -4% isofluraan.
- De muis voorbereiden op een operatie en de schedel blootleggen
- Bescherm de ogen van de muis door een klein volume synthetische traangel op elk oog te plaatsen en elk oog te bedekken met een geautoclaveerd stukje folie.
OPMERKING: De synthetische tranen houden de ogen vochtig, terwijl de folie voorkomt dat een lichtbron langdurige schade veroorzaakt. Dikkere synthetische traanoplossingen hebben de voorkeur omdat ze ook kunnen dienen als een barrière voor de onbedoelde introductie van andere potentieel toxische chirurgische oplossingen (ethanol, tandacryl, enz.) in de ogen. - Gebruik steriele wattenstaafjes om ontharingscrème over het operatiegebied aan te brengen om het haar van de hoofdhuid te verwijderen. Pas op dat u de crème niet in de buurt van de ogen krijgt. Plaats na het verwijderen van het haar een steriel gordijn over de hoofdhuid om het chirurgische gebied vast te zetten.
- Gebruik steriele wattenstaafjes om de hoofdhuid te reinigen via drie opeenvolgende wasbeurten van povidon-jodium (10%) oplossing gevolgd door isopropylalcohol (100%).
- Verwijder met een steriel scalpel of een fijne schaar de hoofdhuid.
- Gebruik steriele wattenstaafjes en steriele oplossingen van zoutoplossing (0,9% NaCl) en waterstofperoxide om de schedel grondig te reinigen.
- Identificeer bregma en markeer met behulp van het stereotaxische apparaat zorgvuldig de doelopnamelocaties op de schedel met een permanente marker.
- Bescherm de ogen van de muis door een klein volume synthetische traangel op elk oog te plaatsen en elk oog te bedekken met een geautoclaveerd stukje folie.
- Het canulegat openen en de botankers bevestigen
- Verwijder de schedel die de opnameplaatsen bedekt. # Vanwege de dunheid van de schedel op deze leeftijd, snijd de schedel met een scalpelmes; Dit elimineert de noodzaak van het gebruik van een boormachine, die de onderliggende dura kan beschadigen. Houd de blootgestelde dura vochtig met de toepassing van steriele zoutoplossing (0,9% NaCl) of steriele minerale olie. Verwijder of prik de dura in dit stadium niet door, omdat deze bij jonge muizen voldoende dun is om de tetrodes in toekomstige stappen te laten passeren.
- Boor voorzichtig proefgaten voor vier botschroeven.
- Plaats de botschroeven in de uiterste laterale en rostrale of caudale delen van de schedel, waar het bot het dikst is en de botschroeven voldoende ver van het micro-drive implantaat verwijderd zijn. Gebruik voor de botschroeven steriele, fijne sieradenschroeven (bijv. UNM 120-schroefdraad, 1,5 mm-kop).
- Wind een botschroef stevig op met een dunne, sterk geleidende draad die als aarde zal dienen en in stap 2.4.6 aan de EIB zal worden bevestigd.
- Gebruik een scalpelmes of gebruik voorzichtig een boor om de schedel in de buurt van de botschroefgatlocaties te scoren. Scoren is belangrijk om een voldoende ruw oppervlak te bieden voor het vloeibare cyanoacrylaat om te binden in stap 2.3.5.
- Gebruik een steriele schroevendraaier en steriele schroefklem om elke steriele botschroef op zijn plaats te rijgen, waarbij u ervoor zorgt dat de onderliggende dura niet wordt doorboord.
- Plaats met behulp van een steriele naald van 30 G vloeibaar cyanoacrylaat rond elke botschroef. Dit verdikt effectief de schedel waar de botschroeven zijn bevestigd. Zorg ervoor dat er geen cyanoacrylaat in de blootgestelde dura boven de opnameplaatsen komt.
- De microdrive laten zakken en bevestigen (figuur 2G)
- Monteer de voltooide microdrive op het stereotaxische apparaat om voorzichtig op de schedel van de muis te worden neergelaten. Zorg ervoor dat de canule met microaandrijving op de juiste coördinaten staat wanneer deze wordt neergelaten.
- Laat de microaandrijving langzaam zakken en beweeg alleen in de dorsale / ventrale richting. Verlaag de micro-drive met de tetrodes die al uit de canulegaten zijn gevorderd (stap 1.6.6) om hun binnenkomst in de hersenen te visualiseren; Elke mediale/laterale of rostrale/caudale beweging wanneer de tetrodes de muis raken, kan de tetrodes buigen en ervoor zorgen dat ze hun eindbestemming missen.
- Zodra de micro-drive volledig is neergelaten, moet u ervoor zorgen dat de basis van de canule net contact maakt met de schedel / dura. De laag vaseline en/of minerale olie zal dienen als een barrière om de blootgestelde dura te bedekken. Voeg indien nodig steriele vaseline of steriele botwas toe om overtollige blootgestelde dura te bedekken.
- Terwijl u de microdrive op zijn plaats houdt met het stereotaxische apparaat, bedekt u de schedel met tandcement om de basis van de microdrive op de geïmplanteerde botschroeven te bevestigen.
OPMERKING: Het tandcement moet alle botschroeven volledig omhullen en moet de tandcementankerrand op de micro-drive canule bedekken. - Terwijl het tandcement uitzet, vormt u het zorgvuldig om scherpe hoeken of randen te voorkomen die de muis kunnen beschadigen of de microdrive kunnen beschadigen. Zorg ervoor dat er voldoende tandheelkundig cement is om de micro-drive vast te houden, maar elimineer overmatig tandheelkundig cement dat onnodig gewicht zal toevoegen.
- Rijg de aardingsdraad voorzichtig door de microdrive en bevestig deze aan de juiste sleuf op de EIB.
- Zodra het tandcement volledig is ingesteld, maakt u de microdrive voorzichtig los van het stereotaxische apparaat. Plaats het deksel op de microdrive.
- Maak de muis schoon met een steriel wattenstaafje en een steriele zoutoplossing.
- Breng met een steriel wattenstaafje een dunne laag antibiotische zalf aan op elke blootgestelde hoofdhuid in de buurt van de implantaatplaats.
- Verwijder de folie van de ogen van de muis.
- Verwijder de muis uit het stereotaxische apparaat en zorg ervoor dat het extra gewicht van de microdrive wordt ondersteund terwijl de muis naar een schone kooi wordt vervoerd.
3. Herstel na de operatie
- Direct herstel
- Bereid voorafgaand aan de operatie het contragewichtsysteem voor door een PVC-buis met een diameter van 0,75 aan te sluiten, zoals weergegeven in figuur 2G. Eén arm van het systeem gaat door gaten die in het deksel van de kooi zijn geboord, de tweede arm rust bovenop het kooideksel en de derde arm strekt zich uit boven en buiten de kooi. De bovenste arm is afgedekt.
- Bevestig de microaandrijving voorzichtig aan het contragewichtsysteem (figuur 2G-I) en gebruik een contragewichtgewicht dat identiek is aan het gewicht van de microaandrijving en botschroeven. Laat een sterke draad of vislijn van een aan de EIB bevestigde connector over de drie armen van het contragewichtsysteem naar het contragewicht, dat over de bovenste arm hangt, lopen.
- Zorg ervoor dat het contragewicht sterk is verbonden met de EIB met microaandrijving en dat er voldoende lijn is om de muis volledige toegang te geven tot de hele kooi.
- Zorg voor voedingsrijke gel in de kooi naast bevochtigde normale knaagdiervoeding om rehydratatie en herstel te garanderen.
- Controleer de muis totdat deze volledig herstelt van de chirurgische anesthesie.
- Herstel op lange termijn
- Wanneer deze niet aan het controleapparaat is bevestigd, moet u er te allen tijde voor zorgen dat de microaandrijving wordt ondersteund door het contragewichtsysteem. Verminder het contragewicht na verloop van tijd, maar verwijder het nooit volledig om onverwachte spanning op de muis of koppel aan de botschroeven te voorkomen.
- Om schade aan het implantaat- en contragewichtsysteem te voorkomen, moet u de muis huisvesten zonder de mogelijkheid van directe interactie met andere muizen voor de duur van het experiment.
- Zorg voor voedingsrijke gel gedurende ten minste 3 dagen na de operatie, waarna vast voedsel alleen voldoende is.
- Vanwege de bovengrondse vereisten van het contragewichtsysteem, geen voedsel en water verstrekken in een bovenleidinggaas; Plaats het voedsel op de vloer van de kooi en geef water via de zijkant van de kooi. Om bederf te voorkomen, vervangt u het voedsel volledig dagelijks.
- Zorg er dagelijks voor dat de muis vrije toegang heeft tot het geheel van de kooi en dat het contragewicht stevig en sterk is bevestigd aan de microdrive.
Representative Results
Het hierboven beschreven protocol werd gebruikt om lokale veldpotentiaalsignalen en enkele eenheden van meerdere hersengebieden tegelijkertijd in muizen op te nemen, met dagelijkse opnames uitgevoerd in dezelfde muizen van p20 tot p60. Hier worden representatieve elektrofysiologische opnames van twee muizen en post-experiment histologie gemeld die de uiteindelijke opnamelocaties aantonen.
Chirurgische implantatie van de micro-drive in p20-muizen
Een micro-drive (figuur 1) werd geconstrueerd (figuur 2) en chirurgisch geïmplanteerd in een p20-muis, zoals hierboven beschreven. Direct na de operatie werd de muis bevestigd aan het contragewichtsysteem (figuur 2G-I) en kon hij herstellen. Zodra de muis volledig mobiel was, werd de microdrive aangesloten op een in vivo elektrofysiologisch opnamesysteem. De kabels die de microdrive met het opnameapparaat verbonden, hingen boven de muis. Elektrofysiologische opnames (32 kHz) werden verkregen over alle kanalen gedurende 1 uur, terwijl de muis zich natuurlijk gedroeg in zijn thuiskooi. Na de opname werd de muis losgekoppeld van het opnamesysteem, opnieuw bevestigd aan het contragewichtsysteem en teruggebracht naar het vivarium met vrije toegang tot water en chow.
Dagelijkse registratie van neurale activiteit
Elektrofysiologische opnames werden dagelijks gedurende enkele weken verkregen om de chronische monitoring van hetzelfde hersengebied over de kritieke ontwikkelingsvensters van p20-p60 mogelijk te maken. Sample raw local field potentials (LFP) van de chronische opnames zijn weergegeven in figuur 3A,C. Geïsoleerde afzonderlijke eenheden werden gelijktijdig verkregen uit meerdere tetrodes (figuur 3B). Eenheden met vergelijkbare golfvormen werden over meerdere dagen geïdentificeerd (figuur 3B, midden en rechts), maar vanwege de potentiële drift van de opname-elektrode was het niet mogelijk om definitief te beweren dat dezelfde eenheid over dagen werd geïdentificeerd. In een afzonderlijke muis geïmplanteerd op p20 en dagelijks geregistreerd gedurende enkele weken, werd neurale activiteit onderzocht op een tetrode gericht op dorsale gebied CA1. Rimpelingen met grote amplitude en goed geïsoleerde afzonderlijke eenheden werden op elke dag van de opname geïdentificeerd (figuur 4). Deze gegevens geven aan dat stabiele, hoogwaardige in vivo elektrofysiologische opnames van dezelfde muis kunnen zijn tijdens de vroege ontwikkeling.
Histologische bevestiging van de opnameplaatsen en de ontwikkelingseffecten van chronische implantatie
Na de laatste opnamedag werd de muis grondig verdoofd via isofluraananesthesie, gevolgd door een dodelijke injectie van pentobarbitalnatrium en werd een stroom door de elektrodepunten geleid om kleine laesies op de opnameplaatsen te produceren. Post-experiment histologische sectie van het muizenbrein maakte de visualisatie van de uiteindelijke opnameplaatsen mogelijk (figuur 5A, B). In een apart cohort werden drie mannelijke en drie vrouwelijke muizen chirurgisch geïmplanteerd op p20 zoals hierboven beschreven. Gelijke aantallen nestgenoten werden ongeïmplanteerd gelaten en in identieke huisvestingsomstandigheden gehouden. De muizen werden geofferd op p62 (6 weken na de operatie voor het geïmplanteerde cohort). De schedels werden zorgvuldig gereinigd en er werden externe metingen gedaan van de bregma-tot-lambdaafstand (figuur 5C, linksboven) en de externe maximale schedelbreedte bij lambda (figuur 5C, rechtsboven). Er werd een incisie gemaakt langs de middellijn van de schedel en de helft van de schedel werd verwijderd om de hersenen weg te snijden voor massameting (figuur 5C, rechtsonder). De hoogte van de schedelholte bij bregma werd gemeten vanaf de intacte schedelhelft (figuur 5C, linksonder). Geen enkele maat was significant verschillend tussen de geïmplanteerde en niet-geïmplanteerde cohorten (Wilcoxon rank-sum test), wat aangeeft dat implantatie op lange termijn, beginnend bij p20, geen grove invloed heeft op de natuurlijke ontwikkeling van de schedel of het hersenvolume.
Figuur 1: Micro-drive componenten. Driedimensionale weergaven van de (A) micro-drive body, (B) canule, (C) conus, (D) deksel, (E) schroefbevestigingen en (F) tetrode-advancing screw. De kritieke kenmerken van elk onderdeel worden aangegeven. Meetdetails kunnen worden geëxtraheerd uit de modelbestanden die beschikbaar zijn op https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Micro-drive constructie . (A) Zijaanzicht en (B) bovenaanzicht van de tetrode-oprukkende schroef met de bovenste en onderste schroefbevestigingen aangesloten. (C) Zij- en (D) bovenaanzicht van de microaandrijving met het lichaam en de canule bevestigd en de grote polyimide-buizen die door elk canulegat lopen en tot de bodem van de canule zijn bijgesneden. (E) Zijaanzicht van de microaandrijving met de schroeven en kleine polyimidebuizen op hun plaats. De bovenkanten van de kleine polyimide buisjes worden vlak voor het laden van de tetrode bijgesneden. (F) Voltooide microdrive aangesloten op het stereotaxische apparaat. De beschermende kegel die normaal gesproken de microdrive zou omringen, is verwijderd voor visualisatiedoeleinden. Merk op dat sommige van de schroefbevestigingen zijn afgedrukt in een zwarte hars voor deze micro-drive. (G) Systeem ter ondersteuning van het tegenwicht. h) Zij- en (I) bovenaanzicht van een muizenkooi met het contragewichtsteunsysteem bevestigd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Representatieve elektrofysiologische opnames. Een p20-muis werd geïmplanteerd met een micro-drive zoals hierboven beschreven. Vanaf p21 en elke dag daarna gedurende 2 weken werd de muis aan het opnameapparaat bevestigd en werd neurale activiteit gedurende ten minste 1 uur geregistreerd. (A) Ruwe lokale veldpotentiaal (LFP) opnames van de bilaterale (L = links; R = rechts) anterieure cingulate cortex (ACC), hippocampusgebied CA3 (CA3) en hippocampusgebied CA1 (CA1). De gegevens werden elke dag verzameld; Voor de duidelijkheid worden alleen gegevens van oneven dagen weergegeven. Alle sporen werden genomen tijdens periodes van immobiliteit in de thuiskooi. Schaalbalk: 1 mV, 2 s. (B) Representatieve afzonderlijke eenheden geïsoleerd uit hippocampusgebied CA3 (links) en CA1 (rechts) voor de opnamen in paneel A. Alle ruwe golfvormen op elke elektrode worden in zwart weergegeven; Het gemiddelde staat in het rood. Schaalbalk: 50 μV, 0,2 ms. (C) Representatieve ruwe LFP-sporen voor elke 10e dag tot de laatste opnamedag op p60 voor een tweede muis geïmplanteerd op p20. De gegevens werden elke dag verzameld; Voor de duidelijkheid worden alleen gegevens van elke 10e dag weergegeven. Alle sporen werden genomen tijdens periodes van immobiliteit in de thuiskooi. Schaalbalk: 1 mV, 2 s. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4. Stabiliteit van de chronische opnames. Een p20-muis werd geïmplanteerd met een micro-drive, zoals hierboven beschreven. Vanaf p21 en daarna gedurende 4 weken werd de muis aan het opnameapparaat bevestigd en werd de neurale activiteit gedurende ten minste 1 uur geregistreerd. Getoond zijn gegevens van de tetrodes gericht op dorsale hippocampus CA1. (A) Onbewerkte (boven) en rimpelgefilterde (onder) LFP voor geïdentificeerde rimpelgebeurtenissen op p21, p30 en p40. Om rimpelgebeurtenissen te identificeren, werd de ruwe LFP band-pass gefilterd tussen 125 Hz en 300 Hz, en de rimpelgebeurtenissen werden geïdentificeerd als voorbijgaande toenames van het rimpelbandvermogen groter dan 3 standaardafwijkingen boven het gemiddelde. Het begin en het einde van elke rimpeling werden gedefinieerd als het punt waarop de rimpelbandkracht terugkeerde naar het gemiddelde. De geïdentificeerde rimpelingen worden in het rood weergegeven. Schaalbalk: 100 ms, van boven naar beneden: 1.000 μV, 140 μV, 1.800 μV, 180 μV, 9.000 μV, 1.200 μV, 10.000 μV, 1.000 μV. (B) Een representatieve enkele eenheid van elke dag van de CA1-gerichte tetrode voor de opnames in paneel A. Alle ruwe golfvormen op elke elektrode worden in zwart weergegeven; Het gemiddelde staat in het rood. Schaalbalk 0,2 ms, van boven naar beneden: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autocorrelogram van alle spikes voor afzonderlijke eenheden in paneel B. Deze gegevens tonen een stabiele plaatsing van de elektrode in de piramidale laag van de hippocampus gedurende meerdere weken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Representatieve histologie en impact op schedelontwikkeling. Een p20-muis werd geïmplanteerd met een micro-drive, zoals hierboven beschreven. Na de laatste opnamedag op p60 werden elektrolytische laesies geproduceerd op de opnameplaatsen en werden de hersenen doordrenkt met 4% paraformaldehyde. Om de opnamelocaties te identificeren, werden secties van 50 μm geproduceerd. (A) Laesies in CA1 en CA3 van de hippocampus. De pijlpunt geeft de CA3-opnameplaats aan; de dubbele pijlpunt geeft de CA1-opnameplaats aan. Schaalstaaf: 0,5 mm. (B) Laesies in de bilaterale ACC. De pijlpunten geven de ACC-opnamelocaties aan. Schaalbalk: 0,5 mm. (C) Schedelgrootte en hersenmassametingen van p62-muizen geïmplanteerd met een micro-drive op p20 (grijs) en niet-geplante nestgenoten (wit). De p-waarde van de Wilcoxon rank-sum test wordt gerapporteerd voor elke meting. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussion
Moderne experimenten die de in vivo neurale circuitfunctie bij knaagdieren onderzoeken, maken vaak gebruik van extracellulaire elektrofysiologie via permanent geïmplanteerde elektroden om de activiteit van individuele neuronen (d.w.z. enkele eenheden) of lokale populaties (via lokale veldpotentialen, LFP) te volgen, maar dergelijke methoden worden zelden toegepast op juveniele muizen vanwege technische uitdagingen. Dit manuscript beschrijft een methode voor het verkrijgen van in vivo elektrofysiologische opnames bij muizen over de ontwikkelingskritische vensters van p20 tot p60 en verder. Deze methodologie omvat een productieproces voor het printen en bouwen van een micro-drive implantaat, een chirurgische implantatieprocedure en een postoperatieve herstelstrategie, die allemaal specifiek zijn afgestemd op gebruik bij jonge muizen. Verschillende overwegingen waren van invloed op de ontwikkeling van dit protocol, waaronder de kleine omvang en relatieve zwakte van juveniele muizen in vergelijking met hun volwassen tegenhangers, evenals de verminderde ossificatie van de juveniele muizenschedel waarop de microdrive moest worden bevestigd.
Twee primaire methoden die vaak worden gebruikt om in vivo elektrofysiologie uit te voeren, zijn arrays van elektroden (bijv. Tetrodes) en siliciumsondes. Siliciumsondes zijn licht van gewicht, kunnen een groot aantal opnameplaatsen per gewichtseenheid bieden en zijn eerder gebruikt bij juveniele ratten25. Siliciumsondes zijn echter relatief duur per eenheid. Daarentegen kan de micro-drive die in dit manuscript wordt beschreven, worden geconstrueerd met minder dan $ 50 USD aan grondstoffen, waardoor het een kosteneffectieve optie is voor in vivo opname. Bovendien moeten siliciumsondes vaak in vaste lijnen worden geïmplanteerd, wat de registratie van ruimtelijk diverse hersengebieden verbiedt. Het micro-drive-ontwerp dat in dit manuscript wordt beschreven, maakt daarentegen gebruik van onafhankelijk instelbare tetrodes om gelijktijdige opnames op maximaal 16 verschillende locaties mogelijk te maken met vrijwel geen beperking van de ruimtelijke relatie tussen die locaties. Dit ontwerp met microaandrijving kan eenvoudig worden aangepast om andere locaties te kunnen targeten dan die hier worden beschreven door de extrusies van het canulegat naar elke gewenste voorste / achterste en mediale / distale locatie te verplaatsen. Bij het richten op alternatieve hersengebieden is het belangrijk op te merken dat hoewel de tetrodes vaak recht zullen reizen, het mogelijk is dat deze dunne draden enigszins afbuigen als ze de canule met microaandrijving verlaten. Dus hoe kleiner of ventraaler een hersengebied is, hoe uitdagender het zal zijn om het gebied met succes met tetrodes aan te vallen.
Het micro-drive implantaat dat in dit manuscript wordt beschreven, is fundamenteel vergelijkbaar met verschillende eerdere op tetrode gebaseerde micro-drive ontwerpen 23,32,33,34,35 in die zin dat de individuele tetrodes op schroeven worden bevestigd, die de fijne controle van de opnamediepte van elke tetrode mogelijk maken. Hoewel verschillende kenmerken van het huidige ontwerp van de microaandrijving uniek zijn, waaronder het gemak van het richten op ruimtelijk verdeelde hersengebieden, is de primaire nieuwigheid van het huidige manuscript de beschrijving van chirurgische implantatie en herstelstrategieën na de operatie, die chronische studies van netwerkactiviteit in nog steeds ontwikkelende juveniele muizen mogelijk maken. De hier beschreven operatie- en herstelmethoden kunnen inderdaad worden aangepast om andere implantaten bij juveniele muizen te ondersteunen.
Om een consistente registratie gedurende meerdere dagen te behouden, moeten de draden of sondes stevig op de schedel worden bevestigd. Terwijl de algehele structuur van de muizenschedel slechts kleine veranderingen ondergaat na p20, wordt de schedel aanzienlijk dikker tussen de leeftijd p20 en p4536. Inderdaad, de schedel op p20 is onvoldoende stijf om een bevestigd implantaat te ondersteunen zonder beschadigd te raken. Om deze biologische beperking te overwinnen, verdikt dit protocol de schedel kunstmatig via cyanoacrylaat tijdens de implantatieoperatie. Implantatie bij muizen jonger dan p20 is waarschijnlijk mogelijk met behulp van deze strategie, maar de schedel van de muis ondergaat aanzienlijke grootte- en vormveranderingen tot ongeveer p2036. Implantatie voor langere perioden bij muizen jonger dan p20 wordt dus niet aanbevolen, omdat het cyanoacrylaat en de vaste botschroeven in de zich nog steeds ontwikkelende schedel de natuurlijke groei van de schedel en de onderliggende ontwikkeling van het hersenweefsel aanzienlijk kunnen beïnvloeden. Belangrijk is dat in deze studie geen impact werd waargenomen op de brutometingen van de schedel of hersengrootte na chronische implantatie vanaf p20 (figuur 5C).
Een cruciale stap in de methode die in dit manuscript wordt beschreven, is de herstelstrategie na de operatie; Volgens deze strategie moet het gewicht van het implantaat voortdurend worden gecompenseerd naarmate de muis ouder wordt en de ontwikkeling van het bewegingsapparaat en het bewegingsapparaat ondergaat. Vroeg na implantatie zijn muizen niet in staat om het gewicht van het implantaat met succes te dragen zonder het tegenwicht, wat leidt tot ondervoeding en uitdroging omdat de muis de voedsel- en waterbronnen in zijn kooi niet voldoende kan bereiken. Het contragewichtsysteem is eenvoudig en goedkoop te bouwen, triviaal om te implementeren en stelt muizen van elke implanteerbare leeftijd in staat om vrijelijk het geheel van hun thuiskooi te verkennen, waardoor voldoende voeding en hydratatie wordt gegarandeerd. Naarmate muizen ouder worden, kan de hoeveelheid tegenwicht worden verminderd totdat deze volledig kan worden verwijderd bij volwassen muizen; het wordt echter aanbevolen het contragewichtsysteem te blijven gebruiken voor de duur van het experiment, waarbij te allen tijde ten minste een nominaal contragewicht is bevestigd. Hoewel een volwassen muis in de loop van de tijd de grootte en het gewicht van de micro-drive kan dragen, produceert voortdurende natuurlijke beweging tijdens vrij gedrag zonder verbeterend contragewicht koppel en schuifkracht op de botschroeven die de micro-drive op de schedel verankeren, waardoor deze steeds waarschijnlijker losraakt, vooral tijdens langere chronische experimenten.
Twee belangrijke beperkingen zijn van belang voor de huidige studie. Ten eerste, om de impact van implantatie bij p20 op de schedel- en hersenontwikkeling te beoordelen, werden verschillende cohorten muizen geofferd na langdurige implantatie (figuur 5C). Hoewel deze analyses geen significante impact van implantatie op de schedelholtegrootte of hersenmassa onthulden (figuur 5C), onderzocht de huidige studie de schedelgrootte of hersenmassa niet op meerdere tijdstippen gedurende de vroege ontwikkelingsperiode van p20-p60. Hoewel eerder werk aantoont dat de ontwikkeling van de hersenholte wordt voltooid door p2036, is het mogelijk dat implantatie in dit vroege venster onverwachte veranderingen kan veroorzaken die worden gecorrigeerd of gecompenseerd door de volwassen leeftijden die hier werden geëvalueerd. Ten tweede waren de experimenten die de elektrofysiologische gegevens in figuur 3 en figuur 4 opleverden niet ontworpen om de celopbrengst te maximaliseren. Hoewel de hier gepresenteerde gegevens stabiele, chronische opnames en goed geïsoleerde afzonderlijke eenheden aantonen, mogen ze dus niet worden beschouwd als representatief voor de maximale potentiële opbrengst voor dit apparaat.
Veel menselijke neurologische en psychiatrische stoornissen manifesteren zich tijdens perioden van vroege ontwikkeling of tijdens de adolescentie, waaronder autisme en schizofrenie. Er is echter weinig bekend over de disfunctie op circuitniveau die aan deze ziekten ten grondslag kan liggen, ondanks de overvloed aan beschikbare muismodellen. De identificatie van deze initiële netwerkveranderingen is van cruciaal belang voor het creëren van vroege detectiestrategieën en behandelingsparadigma's. Toch blijft het vanwege technische uitdagingen onduidelijk hoe de netwerkfunctie wordt verstoord tijdens de ontwikkeling van muismodellen van neuropsychiatrische ziekten. De micro-drive en herstelstrategie die hier wordt beschreven, is ontworpen om onderzoek naar multiregionale hersennetwerkontwikkeling in het muizenbrein te ondersteunen en zo onderzoekers in staat te stellen een gezonde hersenontwikkeling te meten en veranderingen in die ontwikkeling in muismodellen van ziekten te identificeren.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.), en F99NS12053 (L.D.Q.) en de UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. en L.D.Q.). De auteurs bedanken Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) voor technische assistentie en Dr. Brendon Watson (University of Michigan) voor methodologische suggesties.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 V video tracking LEDs | Neuralynx | HS-LED-Red/Green-omni-10V | For use with headstage pre-amplifiers that contain LED sockets for movement tracking purposes |
| 16TT EIB Board | Neuralynx | EIB-36-16TT | Electronic interface board- omnetics connector |
| 16TT headstage pre-amplifier | Neuralynx | HS-36-LED | Omnetics 44 socket signal amplifier between EIB board and tether cable for recording applications; includes connectors for headstage LEDs for movement tracking purposes |
| Baby-Mixter hemostat | FST | 13013-14 | Fine curved hemostat |
| Bone anchor screw | Stoelting | 51457 | Used to attach EIB board to main drive body |
| Burpenorphine | ZooPharm | Lot #BERLAB0.5-221207 | Burpenorphine (0.5 mg/mL) 5mL quantity |
| Cable tether | Neuralynx | HS-36 Litz Tether | Lightweight shielded wire tether for omnetics headstages; length options of 1 m/2 m/3 m/5 m |
| Carprofen/Rimadyl | Bio-Serve | MD150-2 | Post-operative anti-inflammatory agent |
| Clear resin v4 | Formlabs | FLGPGR04 | Liquid resin that is photopolymerized by 3D printer during the 3D printing process |
| Custom (shuttle) screw | Advanced Machining and Tooling, Inc. | Custom | Machined and threaded custom screws |
| Dental acrylic liquid component | Teets denture material | Lot# 329801 | liquid component of denture material (see above) |
| Dental acrylic powder component | Teets denture material | Lot# 583987 | "cold cure" denture material, methyl methacrylate; mixed with liquid component for application to secure recording device in place |
| DietGel Boost | ClearH2O | 72-04-5022 | High calorie dietary supplement for young/recovering mice |
| Digital Lynx 16SX | Neuralynx | DigitalLynx 16SX Base | Main recording apparatus with 16 combo board slots for up to 512 recording channels |
| Dissector scissors- heavy blades | FST | 14082-09 | Various |
| Dumont #5 ceramic coated forceps | FST | 11252-50 | Tetrode handling/threading/pinning |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose assembly use |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose surgical use |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Various |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Multipurpose surgical use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Plating/assembly use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Stereotactic accessory for lowering drive onto skull during surgery |
| Euthasol | Virbac | 710101 | Pentobarbital sodium for euthanasia |
| Extra fine Bonn scissors | FST | 14083-38 | Various |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Fine hemostats | FST | 13006-12 | Fine hemostats |
| Fine scissors- CeramaCut | FST | 14958-09 | Tetrode cutting |
| Fine scissors- ToughCut | FST | 14058-09 | Various |
| Form 3+ | Formlabs | PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC | 3D printer for fabrication of all printed parts/materials; low-force stereolithography 3D printer (LFS) |
| Gel super glue | Loctite | 1363589 | Various steps |
| Graefe forceps | FST | 11049-10 | Small angled serrated forceps |
| Ground wire | A-M Systems | Lot# 582335 | Stainless steel bare wire, .005" diameter, annealed, 100 feet |
| Hair removal gel | Generic | Commercially available | For pre-op removal of hair from top of mouse head |
| Heat gun | Dewalt | D26960K | Tetrode fusion following spinning |
| High temperature cautery kit | FST | 18010-00 | For use with bone wax if applicable |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | Electrical sterilization apparatus for ad hoc instrument sterilization during surgical procedures |
| Isoflurane | Covetrus | 11695067771 | Standard isoflurane liquid anesthsia for use in isoflurane vaporizer to max 5% |
| Isopropyl alcohol 91% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| Jewelry screw (bone screws for juvenile mice) | Component supply co. | MX-000120-02SFL | S/S machine screw #000-120 x 1/8'' filister head, slotted drive |
| LaGrange scissors | FST | 14173-12 | Various |
| Large polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 13564 | Polyimide tubing- inner diameter 0.0071"; outer diameter 0.0115"; length 36" |
| Liquid super glue | Loctite | 1365882 | Various steps |
| Micro drill | Foredom | K.1070 | K.1070 high speed rotary micromotor kit; with control box, 3/32" collet, variable speed foot control, handpiece cradle; stereotactically fittable; 100–115 V use |
| Micro drill burr (0.5 mm+) | FST | 19007-05/07/09 | Craniotomy |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | Various steps |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | For use keeping craniotomy holes open |
| Miniature flathead screwdriver | FST | 30051-10 | Insertion/tightening of bone screws |
| Neosporin Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 512373700 | Antibiotic ointment |
| Omnetics 44 socket nano connector | Neuralynx | Neuralynx part #A70427-801 | NONSTANDARD ITEM- omnetics 44 socket (female) dual row straight leg nano connector with 2 guide pins (male) for use with custom-made counterbalance apparatus |
| Platinum 10% iridium wire | California fine wire | MO# M374710 | Fine recording wire spun into tetrodes for use during recording by use of the terode assembly station and spinner 2.0 (see below); HML NATRL VG BOND COAT; SIZE .0007 X 200FT |
| Platinum black plating solution | Neuralynx | Platinum black plating solution | Plating |
| Polycarbonate cage bottom | Thomas Scientific/Maryland plastics | 1113M35; mfr. No. E0270 | Standard cage bottom; can be fitted with wire mesh apparatus over top that contains chow+water bottle for unimplanted mice |
| Polycarbonate cage top with N10 micro filter | Ancare | N/A | Standard cage top to be modified with PVC pipe for counterbalance apparatus |
| Povidone iodine 10% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| PVC pipe | Charlotte pipe | N/A | 1/2" x 600 PSI schedule 40 white PVC pipe; for use/assembly into counterbalance apparatus during mouse recovery |
| Scalpel blades- #4 | FST | 10060-00 | Incision use |
| Scalpel handle- #4 gross anatomy | FST | 10060-13 | Incision use |
| Self-holding pin and bone screw forceps | FST | 26100-00 | Holder for bone and ground screws while inserting into skull |
| Small EIB pins | Neuralynx | Small EIB pins | Attachment of tetrode wires to EIB board |
| Small polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 19102423 | Polyimide tubing- inner diameter 0.004''; outer diameter 0.0044''; length 36" |
| SolidWorks | Dassault Systemes | SolidWorks | 3D CAD program for micro-drive design |
| Spatula and probe | FST | 1090-13 | Applicator for petroleum jelly/mineral oil + optional use for ad hoc tetrode straightening |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Scissors for cranial tissue incisions |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Initial incisions |
| Standard pattern forceps | FST | 11000-12 | Large serrated forceps |
| Surgical scissors- sharp-blunt | FST | 14001-12 | Various |
| Surgical scissors- ToughCut | FST | 14054-13 | Various |
| Tetrode assembly station | Neuralynx | Tetrode assembly station | Tetrode Assembly |
| Tetrode spinner 2.0 | Neuralynx | Tetrode spinner 2.0 | Tetrode Assembly |
| Two-part epoxy | Gorilla brand | 4200102 | Various steps |
References
- Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J.
- Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system. Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).
- Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. Glutamate synapses in human cognitive disorders. Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).
- Lord, C., et al.
- McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D.
- Hopfield, J. J. Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).
- Heeger, D. J.
- Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. Information processing with population codes. Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).
- Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. Neural correlations, population coding and computation. Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).
- Bey, A. L., Jiang, Y. -H. Overview of mouse models of autism spectrum disorders. Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).
- Kazdoba, T. M., et al. Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics. Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).
- Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner. iScience. 25 (12), 105623 (2022).
- Bernardet, M., Crusio, W. E. Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features. The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).
- Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. Rett syndrome: Clinical review and genetic update. Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).
- Krawczyk, M., et al. Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance. Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).
- Jaramillo, T. C., et al. Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism. Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).
- Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia. Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).
- Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia. Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).
- Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. Animal models of schizophrenia: A critical review. Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).
- Makuch, L., et al. Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA. Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).
- Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
- Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), e1094 (2009).
- Buzsáki, G.
- Farooq, U., Dragoi, G. Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development. Science. 363 (6423), 168-173 (2019).
- Langston, R. F., et al. Development of the spatial representation system in the rat. Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).
- Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats. Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).
- Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. Representation of geometric borders in the developing rat. Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).
- Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. Path integration in place cells of developing rats. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).
- Jansen, N. A., et al. Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model. Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).
- Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), e1098 (2009).
- Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
- Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044 (2020).
- Guardamagna, M., et al. The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice. Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, 417 (2016).
