Summary
Her beskriver vi en mikrostasjonsdesign, kirurgisk implantasjonsprosedyre og gjenopprettingsstrategi etter kirurgi som muliggjør kroniske felt- og enkeltenhetsopptak fra flere hjernegrupper samtidig hos unge og unge mus over et kritisk utviklingsvindu fra postnatal dag 20 (p20) til postnatal dag 60 (p60) og utover.
Abstract
In vivo elektrofysiologi gir enestående innsikt i kretsdynamikken på sub-andre nivå i den intakte hjernen og representerer en metode av særlig betydning for å studere musemodeller av humane nevropsykiatriske lidelser. Imidlertid krever slike metoder ofte store kraniale implantater, som ikke kan brukes til mus på tidlige utviklingstidspunkter. Som sådan har nesten ingen studier av in vivo-fysiologi blitt utført på spedbarn eller unge mus som oppfører seg fritt, til tross for at en bedre forståelse av nevrologisk utvikling i dette kritiske vinduet sannsynligvis vil gi unik innsikt i aldersavhengige utviklingsforstyrrelser som autisme eller schizofreni. Her beskrives en mikrostasjonsdesign, kirurgisk implantasjonsprosedyre og gjenopprettingsstrategi etter kirurgi som muliggjør kroniske felt- og enkeltenhetsopptak fra flere hjernegrupper samtidig hos mus når de eldes fra postnatal dag 20 (p20) til postnatal dag 60 (p60) og utover, et tidsvindu som omtrent tilsvarer menneskets alder på 2 år til voksen alder. Antall opptakselektroder og endelige opptakssteder kan enkelt modifiseres og utvides, og dermed muliggjøre fleksibel eksperimentell kontroll av in vivo-overvåking av atferds- eller sykdomsrelevante hjernegrupper på tvers av utvikling.
Introduction
Hjernen gjennomgår store endringer i løpet av de kritiske utviklingsvinduene i barndommen og ungdomsårene 1,2,3. Mange nevrologiske og psykiatriske sykdommer, inkludert autisme og schizofreni, manifesterer seg først atferdsmessig og biologisk i denne perioden med ungdoms- og ungdomshjerneutvikling 4,5,6. Mens mye er kjent om cellulære, synaptiske og genetiske endringer som skjer over tidlig utvikling, er relativt lite kjent om hvordan krets- eller nettverksnivåprosesser endres gjennom dette tidsvinduet. Det er viktig at hjernefunksjon på kretsnivå, som til slutt ligger til grunn for kompleks atferd, minne og kognisjon, er en ikke-forutsigbar, fremvoksende egenskap av cellulær og synaptisk funksjon 7,8,9,10. For å forstå hjernefunksjonen på nettverksnivå fullt ut, er det derfor nødvendig å studere nevral aktivitet direkte på nivået av en intakt nevral krets. I tillegg, for å identifisere hvordan hjerneaktiviteten endres gjennom utviklingen av nevropsykiatriske lidelser, er det viktig å undersøke nettverksaktivitet i en gyldig sykdomsmodell under det spesifikke tidsvinduet når sykdommens atferdsfenotyper manifesterer seg og å spore de observerte endringene når de vedvarer i voksen alder.
En av de vanligste og kraftigste vitenskapelige modellorganismene er musen, med et stort antall unike genetiske stammer som modellerer nevrodevelopmental lidelser med aldersavhengig utbrudd av atferdsmessige og / eller mnemoniske fenotyper 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Selv om det er utfordrende å korrelere presise utviklingstidspunkter mellom hjernen til mennesker og mus, indikerer morfologiske og atferdsmessige sammenligninger at p20-p21-mus representerer menneskelige aldre på 2-3 år, og p25-p35-mus representerer menneskelige aldre på 11-14 år, med mus som sannsynligvis når utviklingsekvivalenten til en menneskelig 20 år gammel voksen innen p603, 22. For bedre å forstå hvordan den unge hjernen utvikler seg og for å identifisere hvordan nevrale nettverk i hjernen blir dysfunksjonelle i sykdommer som autisme eller schizofreni, ville det være ideelt å direkte overvåke hjernens aktivitet in vivo hos mus i alderen 20 dager til 60 dager gammel.
En grunnleggende utfordring ved overvåking av hjerneaktivitet på tvers av tidlig utvikling hos mus er imidlertid den lille størrelsen og relative svakheten hos unge mus. Den kroniske implantasjonen av elektroder, som er nødvendig for langsgående studier av hjernens utvikling, krever vanligvis store, klumpete hus for å beskytte de fine elektrodeledningene og grensesnittkortene23,24, og implantatene må være godt festet til museskallen, som er tynnere og mindre stiv hos unge mus på grunn av redusert ossifikasjon. Dermed har nesten alle studier av in vivo gnagerfysiologi blitt utført hos voksne personer på grunn av deres relative størrelse, styrke og skalletykkelse. Til dags dato har de fleste studier som utforsker in vivo juvenil gnagerhjernefysiologi blitt utført i villtype unge rotter, noe som nødvendigvis begrenser evnen til eksperimentelt å overvåke juvenil hjernefunksjon i en fritt oppførende modell av en menneskelig lidelse 25,26,27,28,29,30.
Dette manuskriptet beskriver nytt implantathus, en kirurgisk implantasjonsprosedyre og en gjenopprettingsstrategi etter operasjonen for kronisk å studere den langsiktige (opptil 4 eller flere uker) in vivo hjernefunksjonen til unge mus over et utviklingskritisk tidsvindu (p20 til p60 og utover). Implantasjonsprosedyren tillater pålitelig, permanent festing av elektrodene til hodeskallene til unge mus. Videre er mikrodrivdesignen lett, da denne mikrostasjonen veier ~ 4-6 g når den er fullt montert, og på grunn av den minimale motbalanseringen som kreves for å kompensere for implantatets vekt, påvirker den ikke atferdsytelsen til unge mus under typiske atferdsparadigmer.
Protocol
Den nåværende studien ble godkjent av University of Texas Southwestern Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee (protokoll 2015-100867) og utført i samsvar med både institusjonelle og National Institute of Health retningslinjer. C57/Bl6 hann- og hunnmus som ble brukt i denne studien ble implantert ved p20 (vekt 8,3-11,1 g ved implantasjonstidspunktet).
1. Micro-drive design og konstruksjon
- Digitalt utforme og skrive ut mikrostasjonen (figur 1)
- Last ned modellmalene for mikrostasjoner (https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive).
- Identifiser de stereotaksiske stedene til målhjerneområdet (e) i et passende stereotaktisk atlas.
- Bruk tredimensjonal programvare for datamaskinassistert konstruksjon (3D CAD) til å laste inn mikrostasjonskanylen (figur 1B).
- Hvis det er nødvendig, kan du endre utgangsstedene for utdatakanylen på mikrodiskkanylemodellen for å målrette mot ønsket hjernegruppe(r).
MERK: Hver ekstrudering av kanylehull bør være minst 2 mm lang for å sikre at tetroden kommer ut av kanylehullet som sikter rett mot målet. Mikrodrivkanylemalen er designet for å bilateralt målrette mot fremre cingulate cortex (en tetrode per halvkule), hippocampusområdet CA1 (fire tetroder per halvkule) og hippocampusområdet CA3 (to tetroder per halvkule), med en referansetetrode per halvkule plassert i den hvite substansen over hippocampusområdet CA1. - Hvis det er nødvendig, må du modifisere mikrostasjonshuset (figur 1A) for å imøtekomme tilkoblingen til det elektroniske grensesnittkortet (EIB).
- Skriv ut mikrostasjonskroppen, kanylen, kjeglen og lokket med høy oppløsning på en 3D-skriver (ideelt med en oppløsning bedre enn 25 μm), og klargjør de trykte materialene i henhold til produsentens protokoller. Bruk skriverharpikser med høy stivhet.
- Montering av egendefinerte skruer og tilbehør (figur 2A, B)
- Bruk 3D CAD-programvare til å laste inn modellene for skruefesting (figur 1E).
- Skriv ut skruefestene med høy oppløsning på en 3D-skriver (ideelt med en oppløsning på minst 25 μm), og klargjør de trykte materialene i henhold til produsentens protokoller. Bruk skriverharpikser med høy stivhet.
- Fest skruefestene til hver tetrodefremrykkende skrue (figur 1F) (tetrodefremrykkende skruer spesialproduseres på et maskinverksted før mikrodrivkonstruksjon).
- Fest to skruefester på hver skrue, med ett over og ett under mønet. Forsikre deg om at bunnen av hvert skruefeste kommer i kontakt med mønet. Hold skruefestene sammen med gelcyanoakrylat.
- Når de er festet, må du sørge for at skruefestene ikke beveger seg i skruens lengdeakse, men roterer fritt med minimal motstand.
- Montering av mikrodrivhuset (figur 2C, D)
- Bruk fin, skarp saks til å klippe store polyimidrør (ytre diameter: 0,2921 mm, indre diameter: 0,1803 mm) til ~6 cm lange seksjoner.
- Før de store polyimidseksjonene gjennom utgangshullene på mikrodrivkanylen, slik at hvert rør strekker seg utover bunnen av kanylen med noen få millimeter.
- Bruk en ren 30 G kanyle til å feste polyimidet på kanylen ved å påføre små mengder flytende cyanoakrylat. Pass på at cyanoakrylat ikke kommer inn i innsiden av polyimidrøret.
MERK: Dryppende flytende cyanoakrylat ned i kanylen gjennom toppen av drivlegemet kan fremskynde denne prosessen, men vil kreve rydding av styrehullene senere med et fintippet bor. - Før de store polyimidrørene fra toppen av mikrodrivkanylen gjennom de egnede store polyimidhullene i mikrodrevhuset.
- Skyv mikrostasjonskanylene og mikrostasjonshuset sakte sammen til de er tilstøtende og kanylen/kroppsfestetappene låses sammen. Vær forsiktig så du ikke knekker eller skader polyimidrørene i prosessen.
MERK: Hvert polyimidrør skal passere jevnt fra bunnen av kanylen ut gjennom toppen av mikrodrivhuset. Svak bøyning er normalt, men overdreven bøyning av polyimidrøret kan deformere tetroden og forhindre at den passerer rett inn i hjernen. - Fest mikrodrivhuset og mikrodrivkanylen sammen ved hjelp av cyanoakrylat.
- Bruk et nytt, skarpt barberblad til å kutte de store polyimidrørendene som ekstruderer fra bunnen av kanylens utgangshull. Sørg for at kuttet er nøyaktig i bunnen av kanylen, slik at rørene og kanylebunnen går i flukt med hverandre.
- Bruk skarp saks til å klippe det store polyimidrøret like over kanten av drivlegemets indre kant i en ~45° vinkel.
- Legge inn de monterte tilpassede skruene (figur 2E)
- Skru hver monterte tilpassede skrue inn i de ytre hullene på mikrodrivhuset. Sørg for at skrueføringsstolpen passerer gjennom det store hullet i skruefestene. Flytt hver skrue helt til den ikke vil gå videre. Det anbefales å smøre skruene med mineralolje eller akselfett.
- Bruk ekstremt skarp saks, kutt små polyimidrør (ytre diameter: 0,1397 mm, indre diameter: 0,1016) i ~ 4 cm lange seksjoner.
- Før de små polyimidseksjonene gjennom det store polyimidrøret som allerede er montert i mikrostasjonen. Sørg for at overflødig liten polyimidrør stikker ut fra toppen og bunnen av hvert stort polyimidrør.
- Fest de små polyimidrørene til skruefestene via cyanoakrylat, og pass på at cyanoakrylat ikke kommer inn i verken de store eller små polyimidrørene.
- Bruk et nytt, skarpt barberblad til å kutte de små polyimidrørendene som ekstruderer fra bunnen av kanylehullene. Forsikre deg om at kuttet er nøyaktig i bunnen av kanylen og at kuttet er rent, uten at noe blokkerer polyimidrørhullet.
- Bruk skarp saks til å klippe toppen av det lille polyimidet noen millimeter over toppen av skruefestet i en ~ 45 ° vinkel. Forsikre deg om at kuttet er rent, uten at noe blokkerer polyimidrørhullet.
- Laster inn tetrodene
- Forbered tetrodene (~ 6 cm i lengde) ved hjelp av tidligere beskrevne metoder31.
- Bruk keramikk- eller gummitippede tang, pass forsiktig en tetrode gjennom et av de små polyimidrørene, og la ~ 2 cm stikke ut fra toppen av det lille polyimidrøret.
- Fest tetroden til toppen av det lille polyimidrøret via flytende cyanoakrylat, og pass på at du ikke fester de små og store polyimidrørene sammen i prosessen.
- Trekk skruen inn til den er nær toppen av stasjonen.
- Ta tak i tetrodetråden som stikker ut fra bunnen av stasjonen, og knekk den forsiktig på det punktet der den kommer ut av kanylen.
- Sett skruen helt tilbake i drevet.
- Bruk veldig skarp saks til å klippe tetrodetråden rett over knekken. Under et mikroskop, sørg for at kuttet er rent og at metallet i alle fire tetroder er utsatt.
- Trekk skruen inn til tetroden akkurat er festet i kanylen.
- Gjenta trinn 1.5.2-1.5.8 for alle skruene.
- Fest EIB til EIB-støtteplattformen via små smykkeskruer.
- Koble hver elektrode av hver tetrode til riktig port på EIB.
- Klargjøre mikrostasjonen for kirurgi
- Elektrisk plate tetrodene for å redusere elektrisk impedans ved hjelp av tidligere beskrevne metoder31.
- Etter plating, sørg for at hver tetrode er plassert i kanylen slik at tuppen av tetroden er i flukt med bunnen av hvert kanylehull.
- Skyv mikrodrivkjeglen rundt den fullførte mikrostasjonen. Fest mikrodrivlokket til mikrodrivkjeglen ved å skyve kjeglefestestangen inn i lokkporten.
- Orienter kjeglen slik at EIB-kontaktene passerer fritt gjennom EIB-tilkoblingspasseringshullene når lokket er lukket, og lim kjeglen på plass med cyanoakrylat plassert rundt bunnen av kjeglen, pass på at du ikke lar cyanoakrylat komme inn i noen av kanylens utgangshull. Fjern lokket.
- Fyll forsiktig hvert kanylehull med steril mineralolje for å forhindre at kroppsvæsker kommer inn i polyimidhullene etter kirurgisk implantasjon.
- Belegg forsiktig bunnen av kanylen med steril petroleumjell. Dette vil fungere som en barriere for å hindre kjemiske midler (f.eks dental sement) fra å komme inn i den eksponerte hjernen under operasjonen.
- Vei den ferdigmonterte mikrodrevet, lokket og fire beinskruer for å forberede en motvekt med lik vekt.
- Eventuelt, før operasjonen, ekstrudere tetrodene på en avstand som er hensiktsmessig for å nå målhjernegruppene når stasjonen er flush med skallen.
MERK: Før kirurgisk implantasjon, steriliser implantatet via gasssterilisering i etylenoksid (500-1200 mg / L, 2-4 timer). Alle benskruer og kirurgiske instrumenter skal steriliseres via autoklav (121 °C, 30 minutter).
2. Kirurgisk implantasjon
- Bedøve musen og montere den i det stereotaktiske apparatet
- Plasser musen i en liten boks med tilstrekkelig plass til å bevege seg, og bedøv musen med 3% -4% isofluran.
MERK: Andre bedøvelsesmidler kan brukes, men forsiktighet bør brukes på grunn av alder, størrelse og vekt av juvenil mus emne. - Når musen ikke reagerer (ingen respons på haleklype, en ventilasjonshastighet på ~ 60 pust per minutt), fjern den fra esken og monter den raskt på det stereotaktiske apparatet.
- Plasser den stereotaktiske masken raskt over musens snute og oppretthold anestesi ved 1-3% isofluran. Påfør veterinærgodkjent smertelindring, for eksempel buprenorfin med forsinket frisetting (0,05-0,5 mg / kg subkutant), eller antiinflammatoriske midler, som karprofen (5-10 mg / kg subkutant), før første kirurgiske snitt.
- Fest musens hode helt i det stereotaksiske apparatet ved hjelp av ørestenger. Forsikre deg om at skallen er jevn og ubevegelig uten å legge unødvendig press på musens ørekanaler. På grunn av den begrensede ossifiseringen av juvenile skalleben, er det mulig å forårsake permanent skade under hodefiksering.
- Plasser musen i en liten boks med tilstrekkelig plass til å bevege seg, og bedøv musen med 3% -4% isofluran.
- Forbereder musen for kirurgi og utsetter skallen
- Beskytt musens øyne ved å plassere et lite volum syntetisk tåregel på hvert øye og dekke hvert øye med et autoklavert plaster av folie.
MERK: De syntetiske tårene vil holde øynene fuktige, mens folien forhindrer at lyskilder forårsaker langvarig skade. Tykkere syntetiske tåreløsninger foretrekkes, da de også kan tjene som en barriere for utilsiktet innføring av andre potensielt giftige kirurgiske løsninger (etanol, dental akryl, etc.) i øynene. - Bruk sterile bomullspinner, påfør hårfjerningskrem over operasjonsområdet for å fjerne håret fra hodebunnen. Vær forsiktig så du ikke får kremen nær øynene. Etter å ha fjernet håret, legg en steril drapering over hodebunnen for å sikre det kirurgiske området.
- Bruk sterile bomullspinner, rengjør hodebunnen via tre påfølgende vasker av povidon-jod (10%) løsning etterfulgt av isopropylalkohol (100%).
- Bruk en steril skalpell eller fin saks til å fjerne hodebunnen.
- Bruk sterile bomullspinner og sterile løsninger av saltoppløsning (0,9% NaCl) og hydrogenperoksid, rengjør skallen grundig.
- Identifiser bregma, og bruk det stereotaktiske apparatet, merk nøye målopptaksstedene på skallen med en permanent markør.
- Beskytt musens øyne ved å plassere et lite volum syntetisk tåregel på hvert øye og dekke hvert øye med et autoklavert plaster av folie.
- Åpne kanylehullet og feste beinankrene
- Fjern hodeskallen som ligger over opptaksstedene. # På grunn av skallens tynnhet i denne alderen, kutt skallen med et skalpellblad; Dette fjerner nødvendigheten av å bruke en drill, noe som kan skade den underliggende duraen. Hold den eksponerte dura fuktig ved påføring av steril saltoppløsning (0,9% NaCl) eller steril mineralolje. Ikke fjern eller punkter duraen på dette stadiet, da den er tilstrekkelig tynn i unge mus til at tetrodene kan passere gjennom i fremtidige trinn.
- Bor forsiktig pilothull for fire beinskruer.
- Plasser beinskruene i de ekstreme laterale og rostrale eller kaudale delene av skallen, hvor beinet er tykkest og beinskruene er tilstrekkelig langt unna mikrodrivimplantatet. For beinskruene, bruk sterile, fine smykkeskruer (f.eks. UNM 120 gjenger, 1,5 mm hode).
- Vikle en beinskrue tett med en tynn, svært ledende ledning som vil fungere som en jord og festes til EIB i trinn 2.4.6.
- Bruk et skalpellblad eller forsiktig ved hjelp av en borekrone, score skallen nær beinskruehullstedene. Skåring er viktig for å gi en tilstrekkelig ru overflate til at det flytende cyanoakrylat kan bindes i trinn 2.3.5.
- Bruk en steril skrutrekker og steril skrueklemme til å tre hver sterile beinskrue på plass, og pass på at du ikke stikker hull på den underliggende duraen.
- Bruk en steril 30 G kanyle til å plassere flytende cyanoakrylat rundt hver benskrue. Dette tykner effektivt skallen der beinskruene er festet. Pass på at cyanoakrylat ikke kommer inn i den eksponerte duraen over opptaksstedene.
- Senke og feste mikrostasjonen (figur 2G)
- Monter den ferdige mikrostasjonen på det stereotaksiske apparatet for å bli forsiktig senket ned på museskallen. Forsikre deg om at mikrodrivkanylen har riktig koordinater når den senkes.
- Senk mikrostasjonen sakte, og beveg deg bare i dorsal/ventral retning. Senk mikrostasjonen med tetrodene som allerede er avansert ut av kanylehullene (trinn 1.6.6) for å visualisere deres inntreden i hjernen; Enhver medial / lateral eller rostral / caudal bevegelse når tetrodene berører musen, kan bøye tetrodene og få dem til å savne sin endelige destinasjon.
- Når mikrostasjonen er helt senket, må du sørge for at bunnen av kanylen bare kommer i kontakt med skallen/duraen. Laget av vaselin og/eller mineralolje vil fungere som en barriere for å dekke den eksponerte duraen. Tilsett om nødvendig steril vaselin eller steril benvoks for å dekke overflødig eksponert dura.
- Mens du holder mikrostasjonen på plass med det stereotaksiske apparatet, belegger du skallen i tannsement for å feste mikrodrivbasen til de implanterte beinskruene.
MERK: Tannsementen skal helt omslutte alle beinskruene og skal dekke tannsementankeravsatsen på mikrodrivkanylen. - Mens tannsementen stivner, form den forsiktig for å forhindre skarpe hjørner eller kanter som kan skade musen eller skade mikrostasjonen. Sørg for at det er tilstrekkelig dental sement til å holde mikrostasjonen, men eliminer overdreven dental sement som vil legge til unødvendig vekt.
- Tre jordledningen forsiktig gjennom mikrostasjonen, og fest den til riktig spor på EIB.
- Når tannsementen er helt satt, løsner du forsiktig mikrostasjonen fra det stereotaktiske apparatet. Plasser lokket på mikrostasjonen.
- Rengjør musen med en steril bomullspinne og sterilt saltvann.
- Påfør et tynt lag med antibiotisk salve med en steril bomullspinne på en hvilken som helst eksponert hodebunn i nærheten av implantatstedet.
- Fjern folien fra musens øyne.
- Fjern musen fra det stereotaktiske apparatet, pass på å støtte den ekstra vekten av mikrostasjonen når musen transporteres til et rent bur.
3. Gjenoppretting etter operasjonen
- Umiddelbar bedring
- Før operasjonen, klargjør motvektsystemet ved å koble til et PVC-rør med en diameter på 0,75, som vist i figur 2G. Den ene armen av systemet passerer gjennom hull boret inn i lokket på buret, den andre armen hviler på toppen av burlokket, og den tredje armen strekker seg utover buret. Den øverste armen er avkortet.
- Fest mikrodriven forsiktig til motvektsystemet (figur 2G-I), og bruk en motvektsvekt som er identisk med vekten til mikrodriv- og beinskruene. Kjør en sterk tråd eller fiskesnøre fra en kontakt festet til EIB over de tre armene i motvektsystemet til motvektvekten, som henger over den øverste armen.
- Sørg for at motvekten er sterkt koblet til mikrodrevet EIB og at det er tilstrekkelig linje til å gi musen full tilgang til hele merden.
- Gi næringsrik gel i buret sammen med fuktet normal gnagerchow for å sikre rehydrering og restitusjon.
- Overvåk musen til den fullstendig gjenoppretter fra kirurgisk anestesi.
- Langsiktig oppgang
- Når du til enhver tid ikke er koblet til opptaksutstyret, må du sørge for at mikrostasjonen støttes av motvektsystemet. Reduser motvekten over tid, men fjern den aldri helt for å unngå uventet belastning på musen eller dreiemoment til beinskruene.
- For å forhindre skade på implantatet og motvektssystemet, hus musen uten mulighet for direkte interaksjon med andre mus i løpet av forsøket.
- Gi næringsrik gel i minst 3 dager etter operasjonen, da fast mat alene vil være tilstrekkelig.
- På grunn av overheadkravene til motvektssystemet, må du ikke sørge for mat og vann i et luftledningsnett; Legg maten på burgulvet, og gi vann gjennom siden av buret. For å unngå ødeleggelse, bytt ut maten helt daglig.
- Sørg daglig for at musen har fri tilgang til hele merden, og at motvekten er robust og sterkt festet til mikrostasjonen.
Representative Results
Den ovenfor beskrevne protokollen ble brukt til å registrere lokale feltpotensielle signaler og enkeltenheter fra flere hjerneområder samtidig hos mus, med daglige opptak utført i de samme musene fra p20 til p60. Rapportert her er representative elektrofysiologiske opptak fra to mus og post-eksperiment histologi som demonstrerer de endelige opptaksstedene.
Kirurgisk implantasjon av mikrostasjonen i p20-mus
En mikrostasjon (figur 1) ble konstruert (figur 2) og implantert kirurgisk i en p20-mus, som beskrevet ovenfor. Umiddelbart etter operasjonen ble musen festet til motvektsystemet (figur 2G-I) og fikk komme seg. Når musen var helt mobil, ble mikrostasjonen koblet til et in vivo elektrofysiologisk opptakssystem. Kablene som forbinder mikrostasjonen til opptaksutstyret ble hengt opp over musen. Elektrofysiologiske registreringer (32 kHz) ble gjort på tvers av alle kanalene i 1 time mens musen oppførte seg naturlig i hjemmeburet. Etter opptaket ble musen koblet fra opptakssystemet, koblet til motvektsystemet og returnert til vivarium med fri tilgang til vann og chow.
Daglig registrering av nevral aktivitet
Elektrofysiologiske opptak ble innhentet daglig i flere uker for å muliggjøre kronisk overvåking av samme hjernegruppe over de kritiske utviklingsvinduene til p20-p60. Eksempler på rå lokale feltpotensialer (LFP) fra hele de kroniske opptakene er vist i figur 3A, C. Isolerte enkeltenheter ble samtidig hentet fra multiple tetroder (figur 3B). Enheter med lignende bølgeformer ble identifisert over flere dager (figur 3B, midt og høyre), men på grunn av den potensielle driften av opptakselektroden, var det ikke mulig å definitivt hevde at den samme enheten ble identifisert over dager. I en separat mus implantert på p20 og registrert daglig i flere uker, ble nevral aktivitet undersøkt på en tetrode rettet mot dorsalområdet CA1. Krusninger med stor amplitude og godt isolerte enkeltenheter ble identifisert hver dag av registreringen (figur 4). Disse dataene indikerer at stabile, høykvalitets in vivo elektrofysiologiske opptak kan være fra samme mus over tidlig utvikling.
Histologisk bekreftelse av registreringsstedene og utviklingseffekten av kronisk implantasjon
Etter siste opptaksdag ble musen grundig bedøvet via isoflurananestesi etterfulgt av en dødelig injeksjon av pentobarbitalnatrium, og en strøm ble ført gjennom elektrodespissene for å produsere små lesjoner på opptaksstedene. Histologisk seksjonering av musehjernen etter eksperimentet tillot visualisering av de endelige opptaksstedene (figur 5A,B). I en egen kohort ble tre hannmus og tre hunnmus operert inn ved p20 som beskrevet ovenfor. Like mange kullkamerater ble etterlatt uten implantat og vedlikeholdt i identiske boligforhold. Musene ble ofret ved p62 (6 uker etter operasjonen for den implanterte kohorten). Hodeskallene ble nøye rengjort, og det ble foretatt utvendige målinger av bregma-til-lambda-avstanden (figur 5C, øverst til venstre) og ekstern maksimal skallebredde ved lambda (figur 5C, øverst til høyre). Et snitt ble gjort langs midtlinjen av skallen, og halvparten av skallen ble fjernet for å skjære hjernen for massemåling (figur 5C, nederst til høyre). Høyden på hodeskallehulen ved bregma ble målt fra den intakte skallehalvdelen (figur 5C, nederst til venstre). Ingen måling var signifikant forskjellig mellom de implanterte og ikke-implanterte kohortene (Wilcoxon rank-sum test), noe som indikerer at langsiktig implantasjon, som starter på p20, ikke har noen grov innvirkning på den naturlige utviklingen av skallen eller hjernevolumet.
Figur 1: Mikrodrivkomponenter. Tredimensjonale gjengivelser av (A) mikrodrivhuset, (B) kanyle, (C) kjegle, (D) lokk, (E) skruefester og (F) tetrodeforrykkende skrue. De kritiske egenskapene til hver komponent er angitt. Måledetaljer kan trekkes ut fra modellfilene som er tilgjengelige på https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Mikrodrivkonstruksjon . (A) Side- og (B) toppvisning av den tetrodefremrykkende skruen med topp- og bunnskruefestene tilkoblet. (C) Side- og (D) toppvisning av mikrostasjonen med kroppen og kanylen festet og det store polyimidrøret som går gjennom hvert kanylehull og trimmet til bunnen av kanylen. (E) Sett fra siden av mikrostasjonen med skruene og det lille polyimidrøret på plass. Toppen av de små polyimidrørene trimmes umiddelbart før tetrodebelastning. (F) Fullført mikrostasjon festet til det stereotaksiske apparatet. Den beskyttende kjeglen som normalt omgir mikrostasjonen, er fjernet for visualiseringsformål. Merk at noen av skruefestene ble trykt i en svart harpiks for denne mikrostasjonen. (G) Støttesystem for motvekt. (H) Side- og (I) toppvisning av et musebur med motvektsstøttesystemet festet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Representative elektrofysiologiske registreringer. En p20-mus ble implantert med en mikrostasjon som beskrevet ovenfor. Fra og med p21 og deretter hver dag i 2 uker ble musen festet til opptaksapparatet, og nevral aktivitet ble registrert i minst 1 time. (A) Rå lokalfeltpotensial (LFP) opptak fra bilaterale (L = venstre; R = høyre) fremre cingulate cortex (ACC), hippocampus CA3 (CA3) og hippocampus CA1 (CA1). Dataene ble samlet inn hver dag; For klarhetens skyld vises bare data fra oddetallsdager. Alle spor ble tatt i perioder med immobilitet i hjemmeburet. Skala stang: 1 mV, 2 s. (B) Representative enkeltenheter isolert fra hippocampusområdet CA3 (venstre) og CA1 (høyre) for opptakene i panel A. Alle de rå bølgeformene på hver elektrode er vist i svart; Gjennomsnittet er i rødt. Skalastang: 50 μV, 0,2 ms. (C) Representative rå LFP-spor for hver 10. dag til den siste opptaksdagen på p60 for en annen mus implantert på p20. Dataene ble samlet inn hver dag; For klarhetens skyld vises bare data fra hver 10. Alle sporene ble tatt i perioder med ubevegelighet i hjemmeburet. Skala bar: 1 mV, 2 s. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4. Stabilitet av kroniske opptak. En p20-mus ble implantert med en mikrostasjon, som beskrevet ovenfor. Fra og med p21 og deretter i 4 uker ble musen festet til opptaksapparatet, og nevral aktivitet ble registrert i minst 1 time. Vist er data fra tetroder rettet mot dorsal hippocampus CA1. (A) Rå (øverst) og rippelfiltrert (nederst) LFP for identifiserte krusningshendelser på p21, p30 og p40. For å identifisere krusningshendelser ble den rå LFP-en båndpassfiltrert mellom 125 Hz og 300 Hz, og ringvirkningene ble identifisert som forbigående økninger i krusningsbåndskraften større enn 3 standardavvik over gjennomsnittet. Starten og slutten av hver krusning ble definert som punktet da krusningsbåndkraften kom tilbake til gjennomsnittet. De identifiserte krusningene er vist i rødt. Skalastang: 100 ms, topp til bunn: 1 000 μV, 140 μV, 1 800 μV, 180 μV, 9 000 μV, 1 200 μV, 10 000 μV, 1 000 μV. (B) En representativ enkeltenhet fra hver dag fra den CA1-målrettede tetroden for opptakene i panel A. Alle rå bølgeformer på hver elektrode er vist i svart; Gjennomsnittet er i rødt. Vektstang 0,2 ms, topp til bunn: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autokorrelogram av alle pigger for enkeltenheter i panel B. Disse dataene viser stabil elektrodeplassering innenfor hippocampuspyramidelaget over flere uker. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Representativ histologi og påvirkning på skalleutvikling. En p20-mus ble implantert med en mikrostasjon, som beskrevet ovenfor. Etter siste registreringsdag på p60 ble det produsert elektrolytlesjoner på opptaksstedene, og hjernen ble perfundert med 4% paraformaldehyd. For å identifisere opptaksstedene ble det produsert 50 μm seksjoner. (A) Lesjoner i CA1 og CA3 i hippocampus. Pilspissen angir CA3-opptaksstedet; den doble pilspissen angir CA1-opptaksstedet. Skalastang: 0,5 mm. (B) Lesjoner i bilateral ACC. Pilspissene angir ACC-opptaksstedene. Skala bar: 0,5 mm. (C) Skallestørrelse og hjernemassemålinger av p62-mus implantert med mikrostasjon ved p20 (grå) og uimplanterte kullkamerater (hvit). P-verdien av Wilcoxon rangsum-testen rapporteres for hver måling. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Discussion
Moderne eksperimenter som utforsker in vivo nevrale kretsfunksjoner hos gnagere, bruker ofte ekstracellulær elektrofysiologi via permanent implanterte elektroder for å overvåke aktiviteten til individuelle nevroner (dvs. enkeltenheter) eller lokale populasjoner (via lokale feltpotensialer, LFP), men slike metoder brukes sjelden på unge mus på grunn av tekniske utfordringer. Dette manuskriptet beskriver en metode for å oppnå in vivo elektrofysiologiske opptak hos mus over utviklingskritiske vinduer fra p20 til p60 og utover. Denne metoden innebærer en produksjonsprosess for utskrift og konstruksjon av et mikrodrivimplantat, en kirurgisk implantasjonsprosedyre og en gjenopprettingsstrategi etter operasjonen, som alle er skreddersydd for bruk i unge mus. Flere hensyn var innflytelsesrike i utviklingen av denne protokollen, inkludert den lille størrelsen og relative svakheten til unge mus sammenlignet med deres voksne kolleger, samt den reduserte ossifikasjonen av den unge museskallen som mikrostasjonen måtte festes på.
To primære metoder som vanligvis brukes til å utføre in vivo elektrofysiologi er matriser av elektroder (f.eks. Tetroder) og silisiumprober. Silisiumsonder er lette, kan gi et stort antall opptakssteder per vektenhet, og har tidligere blitt brukt i unge rotter25. Imidlertid er silisiumprober relativt dyre per enhet. I motsetning til dette kan mikrostasjonen beskrevet i dette manuskriptet konstrueres ved å bruke mindre enn $ 50 USD i råvarer, noe som gjør det til et kostnadseffektivt alternativ for in vivo-opptak . I tillegg må silisiumprober ofte implanteres i faste linjer, noe som forbyr opptak av romlig forskjellige hjernegrupper. I motsetning til dette bruker mikrostasjonsdesignet beskrevet i dette manuskriptet uavhengig justerbare tetroder for å imøtekomme samtidige opptak på opptil 16 forskjellige steder med praktisk talt ingen begrensning på det romlige forholdet mellom disse stedene. Denne mikrodrivdesignen kan enkelt modifiseres for å tillate målretting mot forskjellige steder enn de som er beskrevet her ved å flytte kanylehullprofilene til ønsket fremre / bakre og mediale / distale plassering. Når du målretter mot alternative hjerneområder, er det viktig å merke seg at mens tetrodene ofte vil reise rett, er det mulig for disse tynne ledningene å avbøye litt når de går ut av mikrodrivkanylen. Således, jo mindre eller mer ventral en hjernegruppe er, desto mer utfordrende vil det være å lykkes med å målrette området med tetroder.
Mikrodrivimplantatet beskrevet i dette manuskriptet er grunnleggende likt flere tidligere tetrodebaserte mikrodrivdesign 23,32,33,34,35 ved at de enkelte tetrodene er festet til skruer, noe som muliggjør fin kontroll av opptaksdybden til hver tetrode. Mens flere funksjoner i den nåværende mikrostasjonsdesignen er unike, inkludert det enkle å målrette romlig distribuerte hjerneområder, er den primære nyheten i det nåværende manuskriptet beskrivelsen av kirurgisk implantasjon og gjenopprettingsstrategier etter kirurgi, noe som muliggjør kroniske studier av nettverksaktivitet hos fortsatt utviklende unge mus. Faktisk kan operasjons- og gjenopprettingsmetodene som er beskrevet her, tilpasses for å støtte andre implantater i unge mus.
For å opprettholde et konsistent opptak over flere dager, må ledningene eller sondene festes stivt til skallen. Mens den generelle strukturen til museskallen bare gjennomgår mindre endringer etter p20, tykner skallen betydelig mellom alderen p20 og p4536. Faktisk er skallen på p20 utilstrekkelig stiv til å støtte et festet implantat uten å bli skadet. For å overvinne denne biologiske begrensningen, tykner denne protokollen kunstig skallen via cyanoakrylat under implantasjonsoperasjonen. Implantasjon hos mus yngre enn p20 er sannsynligvis mulig ved hjelp av denne strategien, men museskallen gjennomgår betydelige størrelses- og formendringer til omtrent p2036. Dermed anbefales ikke implantasjon i lengre perioder hos mus yngre enn p20, da cyanoakrylat og faste beinskruer i den fortsatt utviklende skallen kan påvirke den naturlige veksten av skallen og den underliggende hjernevevsutviklingen betydelig. Det er viktig at det i denne studien ikke ble observert noen innvirkning på bruttomålingene av skallen eller hjernestørrelsen etter kronisk implantasjon som startet på p20 (figur 5C).
Et kritisk trinn i metoden beskrevet i dette manuskriptet er gjenopprettingsstrategien etter operasjonen; I henhold til denne strategien skal implantatets vekt kontinuerlig balanseres når musen modnes og gjennomgår muskel- og muskel- og skjelettsystemutvikling. Tidlig etter implantasjon klarer ikke mus å bære vekten av implantatet uten motvekten, noe som fører til underernæring og dehydrering da musen ikke tilstrekkelig kan nå mat- og vannkildene i buret. Motvektssystemet er enkelt og billig å konstruere, trivielt å implementere, og lar mus i hvilken som helst implanterbar alder fritt utforske hele hjemmeburet, og dermed sikre tilstrekkelig ernæring og hydrering. Når mus blir eldre, kan mengden motvekt reduseres til den kan fjernes helt hos voksne mus; Det anbefales imidlertid fortsatt bruk av motvektsystemet i løpet av forsøket med minst en nominell motvekt festet til enhver tid. Mens en voksen mus kan være i stand til å bære størrelsen og vekten av mikrostasjonen over tid, produserer fortsatt naturlig bevegelse under fri oppførsel uten forbedrende motvekt dreiemoment og skjærkraft på beinskruene som forankrer mikrostasjonen på skallen, noe som gjør det stadig mer sannsynlig å bli løsrevet, spesielt under lengre kroniske eksperimenter.
To viktige begrensninger er verdt å merke seg for den aktuelle studien. For det første, for å vurdere effekten av implantasjon ved p20 på hodeskalle og hjerneutvikling, ble flere kohorter av mus ofret etter langvarig implantasjon (figur 5C). Selv om disse analysene ikke viste noen signifikant innvirkning av implantasjon på hodeskallehulens størrelse eller hjernemasse (figur 5C), undersøkte den nåværende studien ikke skallestørrelsen eller hjernemassen på flere tidspunkter gjennom den tidlige utviklingsperioden p20-p60. Mens tidligere arbeid viser at utviklingen av hjernehulen er fullført innen p2036, er det mulig at implantasjon i dette tidlige vinduet kan gi uventede endringer som korrigeres eller kompenseres av de voksne aldrene som ble evaluert her. For det andre var eksperimentene som produserte de elektrofysiologiske dataene vist i figur 3 og figur 4 ikke designet for å maksimere celleutbyttet. Selv om dataene som presenteres her, viser stabile, kroniske opptak og godt isolerte enkeltenheter, bør de derfor ikke tas som representative for det maksimale potensielle utbyttet for denne enheten.
Mange menneskelige nevrologiske og psykiatriske lidelser manifesterer seg i perioder med tidlig utvikling eller over ungdomsårene, inkludert autisme og schizofreni. Imidlertid er lite kjent om dysfunksjonen på kretsnivå som kan ligge til grunn for disse sykdommene, til tross for mengden musemodeller som er tilgjengelige. Identifiseringen av disse innledende nettverksendringene er avgjørende for å skape tidlige deteksjonsstrategier og behandlingsparadigmer. Likevel, på grunn av tekniske utfordringer, er det fortsatt uklart hvordan nettverksfunksjonen forstyrres på tvers av utvikling i musemodeller av nevropsykiatriske sykdommer. Mikrostasjonen og gjenopprettingsstrategien som er beskrevet her, er utformet for å støtte undersøkelser av multiregional hjernenettverksutvikling i musehjernen og dermed tillate forskere å måle sunn hjerneutvikling, samt identifisere endringer i utviklingen i musemodeller av sykdom.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) og F99NS12053 (L.D.Q.) og UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. og L.D.Q.). Forfatterne takker Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) for teknisk assistanse og Dr. Brendon Watson (University of Michigan) for metodologiske forslag.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 V video tracking LEDs | Neuralynx | HS-LED-Red/Green-omni-10V | For use with headstage pre-amplifiers that contain LED sockets for movement tracking purposes |
| 16TT EIB Board | Neuralynx | EIB-36-16TT | Electronic interface board- omnetics connector |
| 16TT headstage pre-amplifier | Neuralynx | HS-36-LED | Omnetics 44 socket signal amplifier between EIB board and tether cable for recording applications; includes connectors for headstage LEDs for movement tracking purposes |
| Baby-Mixter hemostat | FST | 13013-14 | Fine curved hemostat |
| Bone anchor screw | Stoelting | 51457 | Used to attach EIB board to main drive body |
| Burpenorphine | ZooPharm | Lot #BERLAB0.5-221207 | Burpenorphine (0.5 mg/mL) 5mL quantity |
| Cable tether | Neuralynx | HS-36 Litz Tether | Lightweight shielded wire tether for omnetics headstages; length options of 1 m/2 m/3 m/5 m |
| Carprofen/Rimadyl | Bio-Serve | MD150-2 | Post-operative anti-inflammatory agent |
| Clear resin v4 | Formlabs | FLGPGR04 | Liquid resin that is photopolymerized by 3D printer during the 3D printing process |
| Custom (shuttle) screw | Advanced Machining and Tooling, Inc. | Custom | Machined and threaded custom screws |
| Dental acrylic liquid component | Teets denture material | Lot# 329801 | liquid component of denture material (see above) |
| Dental acrylic powder component | Teets denture material | Lot# 583987 | "cold cure" denture material, methyl methacrylate; mixed with liquid component for application to secure recording device in place |
| DietGel Boost | ClearH2O | 72-04-5022 | High calorie dietary supplement for young/recovering mice |
| Digital Lynx 16SX | Neuralynx | DigitalLynx 16SX Base | Main recording apparatus with 16 combo board slots for up to 512 recording channels |
| Dissector scissors- heavy blades | FST | 14082-09 | Various |
| Dumont #5 ceramic coated forceps | FST | 11252-50 | Tetrode handling/threading/pinning |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose assembly use |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose surgical use |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Various |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Multipurpose surgical use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Plating/assembly use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Stereotactic accessory for lowering drive onto skull during surgery |
| Euthasol | Virbac | 710101 | Pentobarbital sodium for euthanasia |
| Extra fine Bonn scissors | FST | 14083-38 | Various |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Fine hemostats | FST | 13006-12 | Fine hemostats |
| Fine scissors- CeramaCut | FST | 14958-09 | Tetrode cutting |
| Fine scissors- ToughCut | FST | 14058-09 | Various |
| Form 3+ | Formlabs | PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC | 3D printer for fabrication of all printed parts/materials; low-force stereolithography 3D printer (LFS) |
| Gel super glue | Loctite | 1363589 | Various steps |
| Graefe forceps | FST | 11049-10 | Small angled serrated forceps |
| Ground wire | A-M Systems | Lot# 582335 | Stainless steel bare wire, .005" diameter, annealed, 100 feet |
| Hair removal gel | Generic | Commercially available | For pre-op removal of hair from top of mouse head |
| Heat gun | Dewalt | D26960K | Tetrode fusion following spinning |
| High temperature cautery kit | FST | 18010-00 | For use with bone wax if applicable |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | Electrical sterilization apparatus for ad hoc instrument sterilization during surgical procedures |
| Isoflurane | Covetrus | 11695067771 | Standard isoflurane liquid anesthsia for use in isoflurane vaporizer to max 5% |
| Isopropyl alcohol 91% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| Jewelry screw (bone screws for juvenile mice) | Component supply co. | MX-000120-02SFL | S/S machine screw #000-120 x 1/8'' filister head, slotted drive |
| LaGrange scissors | FST | 14173-12 | Various |
| Large polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 13564 | Polyimide tubing- inner diameter 0.0071"; outer diameter 0.0115"; length 36" |
| Liquid super glue | Loctite | 1365882 | Various steps |
| Micro drill | Foredom | K.1070 | K.1070 high speed rotary micromotor kit; with control box, 3/32" collet, variable speed foot control, handpiece cradle; stereotactically fittable; 100–115 V use |
| Micro drill burr (0.5 mm+) | FST | 19007-05/07/09 | Craniotomy |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | Various steps |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | For use keeping craniotomy holes open |
| Miniature flathead screwdriver | FST | 30051-10 | Insertion/tightening of bone screws |
| Neosporin Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 512373700 | Antibiotic ointment |
| Omnetics 44 socket nano connector | Neuralynx | Neuralynx part #A70427-801 | NONSTANDARD ITEM- omnetics 44 socket (female) dual row straight leg nano connector with 2 guide pins (male) for use with custom-made counterbalance apparatus |
| Platinum 10% iridium wire | California fine wire | MO# M374710 | Fine recording wire spun into tetrodes for use during recording by use of the terode assembly station and spinner 2.0 (see below); HML NATRL VG BOND COAT; SIZE .0007 X 200FT |
| Platinum black plating solution | Neuralynx | Platinum black plating solution | Plating |
| Polycarbonate cage bottom | Thomas Scientific/Maryland plastics | 1113M35; mfr. No. E0270 | Standard cage bottom; can be fitted with wire mesh apparatus over top that contains chow+water bottle for unimplanted mice |
| Polycarbonate cage top with N10 micro filter | Ancare | N/A | Standard cage top to be modified with PVC pipe for counterbalance apparatus |
| Povidone iodine 10% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| PVC pipe | Charlotte pipe | N/A | 1/2" x 600 PSI schedule 40 white PVC pipe; for use/assembly into counterbalance apparatus during mouse recovery |
| Scalpel blades- #4 | FST | 10060-00 | Incision use |
| Scalpel handle- #4 gross anatomy | FST | 10060-13 | Incision use |
| Self-holding pin and bone screw forceps | FST | 26100-00 | Holder for bone and ground screws while inserting into skull |
| Small EIB pins | Neuralynx | Small EIB pins | Attachment of tetrode wires to EIB board |
| Small polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 19102423 | Polyimide tubing- inner diameter 0.004''; outer diameter 0.0044''; length 36" |
| SolidWorks | Dassault Systemes | SolidWorks | 3D CAD program for micro-drive design |
| Spatula and probe | FST | 1090-13 | Applicator for petroleum jelly/mineral oil + optional use for ad hoc tetrode straightening |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Scissors for cranial tissue incisions |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Initial incisions |
| Standard pattern forceps | FST | 11000-12 | Large serrated forceps |
| Surgical scissors- sharp-blunt | FST | 14001-12 | Various |
| Surgical scissors- ToughCut | FST | 14054-13 | Various |
| Tetrode assembly station | Neuralynx | Tetrode assembly station | Tetrode Assembly |
| Tetrode spinner 2.0 | Neuralynx | Tetrode spinner 2.0 | Tetrode Assembly |
| Two-part epoxy | Gorilla brand | 4200102 | Various steps |
References
- Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J.
- Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system. Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).
- Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. Glutamate synapses in human cognitive disorders. Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).
- Lord, C., et al.
- McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D.
- Hopfield, J. J. Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).
- Heeger, D. J.
- Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. Information processing with population codes. Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).
- Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. Neural correlations, population coding and computation. Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).
- Bey, A. L., Jiang, Y. -H. Overview of mouse models of autism spectrum disorders. Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).
- Kazdoba, T. M., et al. Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics. Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).
- Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner. iScience. 25 (12), 105623 (2022).
- Bernardet, M., Crusio, W. E. Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features. The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).
- Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. Rett syndrome: Clinical review and genetic update. Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).
- Krawczyk, M., et al. Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance. Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).
- Jaramillo, T. C., et al. Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism. Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).
- Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia. Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).
- Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia. Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).
- Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. Animal models of schizophrenia: A critical review. Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).
- Makuch, L., et al. Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA. Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).
- Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
- Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), e1094 (2009).
- Buzsáki, G.
- Farooq, U., Dragoi, G. Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development. Science. 363 (6423), 168-173 (2019).
- Langston, R. F., et al. Development of the spatial representation system in the rat. Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).
- Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats. Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).
- Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. Representation of geometric borders in the developing rat. Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).
- Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. Path integration in place cells of developing rats. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).
- Jansen, N. A., et al. Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model. Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).
- Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), e1098 (2009).
- Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
- Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044 (2020).
- Guardamagna, M., et al. The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice. Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, 417 (2016).
