Summary
Här beskriver vi en mikrodrivdesign, kirurgisk implantationsprocedur och återhämtningsstrategi efter operation som möjliggör kroniska fält- och enhetsinspelningar från flera hjärnregioner samtidigt hos unga och unga möss över ett kritiskt utvecklingsfönster från postnatal dag 20 (p20) till postnatal dag 60 (p60) och därefter.
Abstract
In vivo elektrofysiologi ger oöverträffad inblick i kretsdynamiken under andra nivån i den intakta hjärnan och representerar en metod av särskild betydelse för att studera musmodeller av mänskliga neuropsykiatriska störningar. Sådana metoder kräver emellertid ofta stora kranialimplantat, som inte kan användas hos möss vid tidiga utvecklingstidpunkter. Som sådan har praktiskt taget inga studier av in vivo-fysiologi utförts på fritt betande spädbarn eller unga möss, trots att en bättre förståelse av neurologisk utveckling i detta kritiska fönster sannolikt skulle ge unika insikter i åldersberoende utvecklingsstörningar som autism eller schizofreni. Här beskrivs en mikrodrivdesign, kirurgisk implantationsprocedur och återhämtningsstrategi efter operation som möjliggör kroniska fält- och enhetsinspelningar från flera hjärnregioner samtidigt hos möss när de åldras från postnatal dag 20 (p20) till postnatal dag 60 (p60) och därefter, ett tidsfönster som ungefär motsvarar människans åldrar 2 år till vuxen ålder. Antalet inspelningselektroder och slutliga inspelningsplatser kan enkelt modifieras och utökas, vilket möjliggör flexibel experimentell kontroll av in vivo-övervakning av beteende- eller sjukdomsrelevanta hjärnregioner under utveckling.
Introduction
Hjärnan genomgår storskaliga förändringar under de kritiska utvecklingsfönstren i barndomen och tonåren 1,2,3. Många neurologiska och psykiatriska sjukdomar, inklusive autism och schizofreni, manifesterar sig först beteendemässigt och biologiskt under denna period av juvenil och ungdoms hjärnutveckling 4,5,6. Medan mycket är känt om de cellulära, synaptiska och genetiska förändringar som sker över tidig utveckling, är relativt lite känt om hur krets- eller nätverksnivåprocesser förändras under hela detta tidsfönster. Det är viktigt att hjärnfunktionen på kretsnivå, som i slutändan ligger till grund för komplexa beteenden, minne och kognition, är en icke-förutsägbar, framväxande egenskap hos cellulär och synaptisk funktion 7,8,9,10. För att fullt ut förstå hjärnfunktionen på nätverksnivå är det således nödvändigt att direkt studera neural aktivitet i nivå med en intakt neural krets. För att identifiera hur hjärnaktiviteten förändras under utvecklingen av neuropsykiatriska störningar är det dessutom viktigt att undersöka nätverksaktivitet i en giltig sjukdomsmodell under det specifika tidsfönstret när sjukdomens beteendefenotyper manifesteras och att spåra de observerade förändringarna när de kvarstår i vuxen ålder.
En av de vanligaste och mest kraftfulla vetenskapliga modellorganismerna är musen, med ett stort antal unika genetiska stammar som modellerar utvecklingsneurologiska störningar med åldersberoende debut av beteendemässiga och/eller mnemoniska fenotyper 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Även om det är utmanande att korrelera exakta utvecklingstidpunkter mellan hjärnorna hos människor och möss, indikerar morfologiska och beteendemässiga jämförelser att p20-p21-möss representerar mänskliga åldrar 2-3 år och p25-p35-möss representerar mänskliga åldrar 11-14 år, med möss som sannolikt når utvecklingsekvivalenten för en mänsklig 20-årig vuxen med p603, 22. Således, för att bättre förstå hur den unga hjärnan utvecklas och för att identifiera hur hjärnans neurala nätverk blir dysfunktionella vid sjukdomar som autism eller schizofreni, skulle det vara idealiskt att direkt övervaka hjärnaktiviteten in vivo hos möss i åldrarna 20 dagar till 60 dagar gamla.
En grundläggande utmaning vid övervakning av hjärnaktivitet över tidig utveckling hos möss är dock den lilla storleken och relativa svagheten hos unga möss. Den kroniska implantationen av elektroder, som är nödvändig för longitudinella studier av hjärnans utveckling, kräver vanligtvis stort, skrymmande hölje för att skydda de fina elektrodtrådarna och gränssnittskorten23,24, och implantaten måste vara ordentligt fästa vid musskallen, som är tunnare och mindre styv hos unga möss på grund av minskad benbildning. Således har praktiskt taget alla studier av in vivo gnagarfysiologi utförts på vuxna försökspersoner på grund av deras relativa storlek, styrka och skalltjocklek. Hittills har de flesta studier som undersöker in vivo juvenil gnagare hjärnfysiologi utförts på unga råttor av vildtyp, vilket nödvändigtvis begränsar förmågan att experimentellt övervaka juvenil hjärnfunktion i en fritt betande modell av en mänsklig störning 25,26,27,28,29,30.
Detta manuskript beskriver nya implantathus, ett kirurgiskt implantationsförfarande och en återhämtningsstrategi efter operationen för att kroniskt studera den långsiktiga (upp till 4 eller fler veckor) in vivo-hjärnfunktionen hos unga möss över ett utvecklingskritiskt tidsfönster (p20 till p60 och därefter). Implantationsproceduren möjliggör tillförlitlig, permanent anbringering av elektroderna på skallarna hos unga möss. Dessutom är mikrodrivdesignen lätt, eftersom denna mikrodrivenhet väger ~ 4-6 g när den är helt monterad, och på grund av den minimala motvikt som krävs för att kompensera implantatets vikt påverkar den inte beteendeprestandan hos unga möss under typiska beteendeparadigmer.
Protocol
Den aktuella studien godkändes av University of Texas Southwestern Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee (protokoll 2015-100867) och utfördes i enlighet med både institutionella och National Institute of Health riktlinjer. De möss av han- och hontyp C57/Bl6 som användes i den aktuella studien implanterades vid p20 (vikt 8,3-11,1 g vid implantationstillfället).
1. Micro-drive design och konstruktion
- Utformning och utskrift av mikroenheten digitalt (bild 1)
- Ladda ned modellmallarna för mikroenheter (https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive).
- Identifiera de stereotaxiska platserna för målhjärnregionen (erna) i en lämplig stereotaxisk atlas.
- Använd tredimensionell datorstödd design (3D CAD) -programvara och ladda mallmikrodrivkanylen (figur 1B).
- Ändra vid behov utgångsutmatningsplatserna för kanylen på mikrodrivkanylmodellen så att de riktar in sig på önskade hjärnregioner.
OBS: Varje kanylhålsextrudering bör vara minst 2 mm lång för att säkerställa att tettroden kommer ut ur kanylhålet och siktar rakt mot målet. Mikrodrivkanylmallen är utformad för att bilateralt rikta in sig på den främre cingulära cortexen (en tetrod per halvklot), hippocampusområdet CA1 (fyra tetroder per halvklot) och hippocampusområdet CA3 (två tetroder per halvklot), med en referenstetrode per halvklot placerad i den vita substansen ovanför hippocampusområdet CA1. - Ändra vid behov mikrodrivenhetens kropp (figur 1A) så att den passar fastsättningen av det elektroniska gränssnittskortet (EIB).
- Skriv ut mikrodrivenhetens kropp, kanyl, kon och lock med hög upplösning på en 3D-skrivare (helst med en upplösning bättre än 25 μm) och förbered det tryckta materialet enligt tillverkarens protokoll. Använd skrivarhartser med hög styvhet.
- Montering av anpassade skruvar och tillbehör (figur 2A, B)
- Använd 3D CAD-programvara och ladda skruvfästmodellerna (bild 1E).
- Skriv ut skruvfästena med hög upplösning på en 3D-skrivare (helst med en upplösning på minst 25 μm) och förbered det tryckta materialet enligt tillverkarens protokoll. Använd skrivarhartser med hög styvhet.
- Fäst skruvfästena på varje framåtriktad skruv (figur 1F) (trodframåtriktade skruvar specialtillverkas i en maskinverkstad före mikrodrivningskonstruktionen).
- Fäst två skruvfästen på varje skruv, med en ovanför och en under åsen. Se till att botten på varje skruvfäste kommer i kontakt med åsen. Håll skruvfästena ihop med gelcyanoakrylat.
- När du är fastsatt, se till att skruvfästena inte rör sig i skruvens längdaxel utan roterar fritt med minimalt motstånd.
- Montering av mikrodrivkroppen (figur 2C, D)
- Skär med fina, vassa saxar stora polyimidrör (ytterdiameter: 0,2921 mm, innerdiameter: 0,1803 mm) i ~ 6 cm långa sektioner.
- För de stora polyimidsektionerna genom utgångshålen på mikrodrivkanylen så att varje rör sträcker sig några millimeter utanför kanylens botten.
- Använd en ren 30 G nål och fäst polyimiden på kanylen genom att applicera små mängder flytande cyanoakrylat. Var försiktig så att cyanoakrylatet inte kommer in i insidan av polyimidröret.
OBS: Droppning av flytande cyanoakrylat ner i kanylen genom toppen av drivkroppen kan påskynda denna process men kommer att kräva att styrhålen rensas senare med en finspetsad borr. - För de stora polyimidrören från toppen av mikrodrivkanylen genom lämpliga stora polyimidhål i mikrodrivkroppen.
- Tryck långsamt ihop mikrodrivkanylen och mikrodrivkroppen tills de ligger intill varandra och flikarna för kanyl/kroppsfäste låser sig. Var försiktig så att du inte knäcker eller skadar polyimidrören i processen.
OBS: Varje polyimidrör ska smidigt passera från kanylens botten ut genom toppen av mikrodrivkroppen. Lätt böjning är normalt, men överdriven böjning av polyimidröret kan förvränga tetroden och förhindra att den passerar rakt in i hjärnan. - Fäst mikrodrivenheten och mikrodrivkanylen tillsammans med cyanoakrylat.
- Använd ett nytt, vasst rakblad och skär av de stora polyimidrörsändarna som sprutar ut från botten av kanylutgångshålen. Se till att snittet är exakt vid kanylens botten, så att rören och kanylbotten spolas med varandra.
- Klipp med en vass sax av den stora polyimidslangen precis ovanför kanten på drivkroppens inre kant i ~45° vinkel.
- Fylla på monterade anpassade skruvar (bild 2E)
- Skruva fast varje monterad anpassad skruv i de yttre hålen på mikrodrivkroppen. Se till att skruvstyrstolpen passerar genom det stora hålet i skruvfästena. För varje skruv helt tills den inte går vidare. Försmörjning av skruvarna med mineralolja eller axelfett rekommenderas.
- Skär med extremt vass sax små polyimidrör (ytterdiameter: 0,1397 mm, innerdiameter: 0,1016) i ~ 4 cm långa sektioner.
- För de små polyimidsektionerna genom den stora polyimidslangen som redan är monterad i mikrodrivenheten. Se till att överskott av små polyimidrör sticker ut från toppen och botten av varje stort polyimidrör.
- Fäst de små polyimidrören på skruvfästena via cyanoakrylat och var noga med att inte låta cyanoakrylat komma in i vare sig de stora eller små polyimidrören.
- Använd ett nytt, vasst rakblad och skär av de små polyimidrörsändarna som sprutar ut från botten av kanylhålen. Se till att snittet är exakt vid kanylens bas och att snittet är rent, utan att något blockerar polyimidrörets hål.
- Klipp med en vass sax toppen av den lilla polyimiden några millimeter ovanför toppen av skruvfästet i ~45° vinkel. Se till att snittet är rent, utan att något blockerar polyimidrörets hål.
- Laddar tetroderna
- Förbered tetroderna (~ 6 cm långa) med tidigare beskrivna metoder31.
- Använd keramisk eller gummispetsad pincett och passera försiktigt en tetrode genom ett av de små polyimidrören och lämna ~ 2 cm utskjutande från toppen av det lilla polyimidröret.
- Fäst tetroden på toppen av det lilla polyimidröret via flytande cyanoakrylat, var noga med att inte fästa de små och stora polyimidrören tillsammans i processen.
- Dra tillbaka skruven tills den är nära toppen av enheten.
- Ta tag i tetrodetråden som sticker ut från enhetens botten och knäck den försiktigt vid den punkt där den kommer ut ur kanylen.
- För skruven helt tillbaka in i enheten.
- Klipp tetrodetråden precis ovanför kinken med mycket vass sax. Under ett mikroskop, se till att snittet är rent och att metallen i alla fyra tetroderna exponeras.
- Dra tillbaka skruven tills tetroden precis är säkrad i kanylen.
- Upprepa steg 1.5.2-1.5.8 för alla skruvar.
- Fäst EIB på EIB:s stödplattform med små smyckeskruvar.
- Anslut varje elektrod av varje tetrode till lämplig port på EIB.
- Förbereda mikroenheten för operation
- Elektriskt plätera tetroderna för att minska den elektriska impedansen med tidigare beskrivna metoder31.
- Efter plätering, se till att varje tetrode är inrymd i kanylen så att tetrodens spets är i linje med botten av varje kanylhål.
- Skjut mikrodrivkonen runt den färdiga mikroenheten. Fäst mikrodrivlocket på mikrodrivkonen genom att skjuta in konfäststången i lockporten.
- Rikta konen så att EIB-kontakterna passerar fritt genom EIB-anslutningens genomströmningshål när locket är stängt och limma konen på plats med cyanoakrylat placerad runt konens bas, var försiktig så att cyanoakrylat inte kommer in i något av kanylutgångshålen. Ta bort locket.
- Fyll försiktigt på varje kanylhål med steril mineralolja för att förhindra att kroppsvätskor kommer in i polyimidhålen efter kirurgisk implantation.
- Belägg försiktigt kanylens botten med steril vaselin. Detta kommer att fungera som en barriär för att förhindra kemiska medel (t.ex. tandcement) från att komma in i den exponerade hjärnan under operationen.
- Väg den helt monterade mikroenheten, locket och fyra benskruvar för att förbereda en motvikt med samma vikt.
- Valfritt, före operationen, extrudera tetroderna på ett avstånd som är lämpligt för att nå målhjärnregionerna när enheten är i spola med skallen.
OBS: Före kirurgisk implantation, sterilisera implantatet via gassterilisering i etylenoxid (500-1200 mg / L, 2-4 timmar). Alla benskruvar och kirurgiska instrument ska steriliseras via autoklav (121 °C, 30 minuter).
2. Kirurgisk implantation
- Bedöva musen och montera den i den stereotaktiska apparaten
- Placera musen i en liten låda med tillräckligt med utrymme för att röra sig, och bedöva musen med 3%-4% isofluran.
OBS: Andra anestesimedel kan användas, men försiktighet bör iakttas på grund av ålder, storlek och vikt hos den unga muspersonen. - När musen inte svarar (inget svar på svansnypa, en ventilationshastighet på ~ 60 andetag per minut), ta bort den från lådan och montera den snabbt på den stereotaxiska apparaten.
- Placera snabbt den stereotaxiska masken över musens nos och behåll anestesi vid 1-3% isofluran. Applicera någon veterinärgodkänd smärtlindring, såsom buprenorfin med fördröjd frisättning (0,05-0,5 mg / kg subkutant) eller antiinflammatoriska medel, såsom karprofen (5-10 mg / kg subkutant), före första kirurgiska snittet.
- Säkra musens huvud helt i den stereotaxiska apparaten med öronstänger. Se till att skallen är jämn och orörlig utan att lägga onödigt tryck på musens hörselgångar. På grund av den begränsade benbildningen av unga skalleben är det möjligt att orsaka permanent skada under huvudfixering.
- Placera musen i en liten låda med tillräckligt med utrymme för att röra sig, och bedöva musen med 3%-4% isofluran.
- Förbereda musen för operation och exponera skallen
- Skydda musens ögon genom att placera en liten volym syntetisk tårgel på varje öga och täcka varje öga med en autoklaverad foliefläck.
OBS: De syntetiska tårarna kommer att hålla ögonen fuktiga, medan folien förhindrar att någon ljuskälla orsakar långvarig skada. Tjockare syntetiska tårlösningar föredras eftersom de också kan fungera som ett hinder för oavsiktlig införande av andra potentiellt giftiga kirurgiska lösningar (etanol, dental akryl, etc.) i ögonen. - Använd sterila bomullspinnar, applicera hårborttagningskräm över det kirurgiska området för att ta bort håret från hårbotten. Var försiktig så att du inte får krämen nära ögonen. Efter att ha tagit bort håret, placera ett sterilt draperi över hårbotten för att säkra det kirurgiska området.
- Använd sterila bomullspinnar, rengör hårbotten via tre på varandra följande tvättar av povidon-jod (10%) lösning följt av isopropylalkohol (100%).
- Ta bort hårbotten med en steril skalpell eller fin sax.
- Använd sterila bomullspinnar och sterila lösningar av saltlösning (0,9% NaCl) och väteperoxid, rengör skallen noggrant.
- Identifiera bregma, och använd den stereotaxiska apparaten, markera noggrant målinspelningsplatserna på skallen med en permanent markör.
- Skydda musens ögon genom att placera en liten volym syntetisk tårgel på varje öga och täcka varje öga med en autoklaverad foliefläck.
- Öppna kanylhålet och fäst benankarna
- Ta bort skallen över inspelningsplatserna. # På grund av skallens tunnhet vid denna ålder, skär skallen med ett skalpellblad; Detta tar bort behovet av att använda en borr, vilket kan skada den underliggande dura. Håll den exponerade dura fuktig med applicering av steril saltlösning (0,9% NaCl) eller steril mineralolja. Ta inte bort eller punktera dura i detta skede, eftersom det är tillräckligt tunt hos unga möss för att tetroderna ska passera i framtida steg.
- Borra försiktigt pilothål för fyra benskruvar.
- Placera benskruvarna i de extrema laterala och rostrala eller kaudala delarna av skallen, där benet är tjockast och benskruvarna är tillräckligt långt borta från mikrodrivimplantatet. För benskruvarna, använd sterila, fina smyckeskruvar (t.ex. UNM 120-gänga, 1,5 mm huvud).
- Linda en benskruv ordentligt med en tunn, mycket ledande tråd som kommer att fungera som jord och fästas vid EIB i steg 2.4.6.
- Använd ett skalpellblad eller försiktigt med en borr, poängsätt skallen nära benskruvhålsplatserna. Skårning är viktigt för att ge en tillräckligt grov yta för att det flytande cyanoakrylatet ska binda i steg 2.3.5.
- Använd en steril skruvmejsel och steril skruvklämma, trä varje steril benskruv på plats, var försiktig så att du inte tränger igenom den underliggande dura.
- Använd en steril 30 G nål och placera flytande cyanoakrylat runt varje benskruv. Detta förtjockar effektivt skallen där benskruvarna har fästs. Var försiktig så att cyanoakrylat inte kommer in i den exponerade dura ovanför inspelningsplatserna.
- Sänkning och anslutning av mikroenheten (bild 2G)
- Montera den färdiga mikroenheten på den stereotaxiska apparaten för att försiktigt sänkas ner på musskallen. Se till att mikrodrivkanylen har rätt koordinater när den sänks.
- Sänk mikroenheten långsamt och rör dig endast i dorsal / ventral riktning. Sänk mikroenheten med tetroderna redan avancerade ut ur kanylhålen (steg 1.6.6) för att visualisera deras inträde i hjärnan; Varje medial / lateral eller rostral / caudal rörelse när tetroderna rör musen kan böja tetroderna och få dem att missa sin slutdestination.
- När mikrodrivningen är helt nedsänkt, se till att kanylens bas bara kommer i kontakt med skallen/dura. Skiktet av vaselin och / eller mineralolja kommer att fungera som en barriär för att täcka den exponerade dura. Tillsätt vid behov steril vaselin eller sterilt benvax för att täcka överskott av exponerad dura.
- Medan du håller mikroenheten på plats med den stereotaktiska apparaten, belägg skallen i tandcement för att fästa mikrodrivbasen på de implanterade benskruvarna.
OBS: Dentalcementet ska helt innesluta alla benskruvar och bör täcka tandcementankarkanten på mikrodrivkanylen. - Medan tandcementet stelnar, forma det försiktigt för att förhindra skarpa hörn eller kanter som kan skada musen eller skada mikroenheten. Se till att det finns tillräckligt med tandcement för att hålla mikroenheten, men eliminera överdriven tandcement som lägger till onödig vikt.
- Trä försiktigt jordledningen genom mikroenheten och fäst den på lämplig plats på EIB.
- När tandcementet är helt inställt, lossa försiktigt mikroenheten från den stereotaxiska apparaten. Sätt locket på mikroenheten.
- Rengör musen med en steril bomullspinne och steril saltlösning.
- Med en steril bomullsspets, applicera ett tunt lager antibiotisk salva på någon exponerad hårbotten nära implantatstället.
- Ta bort folien från musens ögon.
- Ta bort musen från den stereotaxiska apparaten och var noga med att stödja mikrodrivenhetens extra vikt när musen transporteras till en ren bur.
3. Återhämtning efter operationen
- Omedelbar återhämtning
- Före operationen, förbered motviktssystemet genom att ansluta ett PVC-rör med en diameter på 0,75, som visas i figur 2G. En arm av systemet passerar genom hål borrade i burens lock, den andra armen vilar ovanpå burlocket och den tredje armen sträcker sig över och bortom buret. Den översta armen är kapsylerad.
- Fäst försiktigt mikrodrivenheten på motviktssystemet (figur 2G-I) och använd en motviktsvikt som är identisk med vikten på mikrodrivenheten och benskruvarna. För en stark tråd eller fiskelina från en anslutningsdon fäst vid EIB över motviktssystemets tre armar till motviktsvikten, som hänger över den översta armen.
- Se till att motvikten är starkt kopplad till mikrodrivenheten EIB och att det finns tillräckligt med lina för att ge musen fullständig tillgång till hela buren.
- Ge näringsrik gel i buren tillsammans med fuktad normal gnagarchow för att säkerställa rehydrering och återhämtning.
- Övervaka musen tills den återhämtar sig helt från kirurgisk anestesi.
- Långsiktig återhämtning
- När den inte är ansluten till färdskrivaren skall mikrodrivenheten alltid stödjas av motviktssystemet. Minska motvikten med tiden, men ta aldrig bort den helt för att undvika oförutsedd belastning på musen eller vridmoment på benskruvarna.
- För att förhindra skador på implantatet och motviktssystemet, hysa musen utan möjlighet till direkt interaktion med andra möss under experimentets varaktighet.
- Ge näringsrik gel i minst 3 dagar efter operationen, vid vilken tidpunkt fast mat ensam kommer att vara tillräcklig.
- På grund av motviktssystemets överliggande krav, ge inte mat och vatten i ett trådnät; Placera maten på burgolvet och ge vatten genom sidan av buret. För att förhindra förstörelse, byt ut maten helt dagligen.
- Se dagligen till att musen har fri tillgång till hela buren och att motvikten är robust och starkt fäst vid mikroenheten.
Representative Results
Det ovan beskrivna protokollet användes för att registrera lokala fältpotentialsignaler och enskilda enheter från flera hjärnområden samtidigt hos möss, med dagliga registreringar utförda i samma möss från p20 till p60. Här rapporteras representativa elektrofysiologiska inspelningar från två möss och histologi efter experiment som visar de slutliga inspelningsplatserna.
Kirurgisk implantation av mikrodrivningen i p20-möss
En mikroenhet (figur 1) konstruerades (figur 2) och implanterades kirurgiskt i en p20-mus, som beskrivits ovan. Omedelbart efter operationen fästes musen på motviktssystemet (figur 2G-I) och fick återhämta sig. När musen var helt mobil kopplades mikroenheten till ett in vivo elektrofysiologiskt registreringssystem. Kablarna som förbinder mikroenheten med färdskrivaren hängdes ovanför musen. Elektrofysiologiska inspelningar (32 kHz) erhölls över alla kanaler i 1 h medan musen betedde sig naturligt i sin hembur. Efter inspelningen kopplades musen bort från inspelningssystemet, återanslöts till motviktssystemet och återvände till vivarium med fri tillgång till vatten och chow.
Daglig registrering av neural aktivitet
Elektrofysiologiska inspelningar erhölls dagligen i flera veckor för att möjliggöra kronisk övervakning av samma hjärnregion över de kritiska utvecklingsfönstren för p20-p60. Exempel på råa lokala fältpotentialer (LFP) från hela de kroniska inspelningarna visas i figur 3A, C. Isolerade enskilda enheter erhölls samtidigt från flera tetroder (figur 3B). Enheter med liknande vågformer identifierades över flera dagar (figur 3B, mitten och höger), men på grund av inspelningselektrodens potentiella drift var det inte möjligt att definitivt hävda att samma enhet identifierades över dagar. I en separat mus implanterad vid p20 och registrerad dagligen i flera veckor undersöktes neural aktivitet på en tetrode riktad mot dorsala området CA1. Krusningar med stor amplitud och välisolerade enskilda enheter identifierades varje inspelningsdag (figur 4). Dessa data indikerar att stabila, högkvalitativa elektrofysiologiska in vivo-inspelningar kan vara från samma mus under tidig utveckling.
Histologisk bekräftelse av inspelningsplatserna och utvecklingseffekten av kronisk implantation
Efter den sista inspelningsdagen bedövades musen grundligt via isofluranbedövning följt av en dödlig injektion av pentobarbitalnatrium, och en ström leddes genom elektrodspetsarna för att producera små skador på inspelningsplatserna. Histologisk snittning av mushjärnan efter experimentet möjliggjorde visualisering av de slutliga inspelningsplatserna (figur 5A, B). I en separat kohort implanterades tre hanmöss och tre honmöss kirurgiskt vid p20 enligt beskrivningen ovan. Lika många kullkamrater lämnades oimplanterade och hölls i identiska bostadsförhållanden. Mössen offrades vid p62 (6 veckor efter operationen för den implanterade kohorten). Skallarna rengjordes noggrant och externa mätningar gjordes av avståndet mellan bregma och lambda (figur 5C, uppe till vänster) och yttre maximal skallbredd vid lambda (figur 5C, uppe till höger). Ett snitt gjordes längs skallens mittlinje och hälften av skallen avlägsnades för att skära ut hjärnan för massmätning (figur 5C, längst ner till höger). Skallhålans höjd vid bregma mättes från den intakta skallhalvan (figur 5C, nere till vänster). Inget mått skilde sig signifikant mellan de implanterade och oimplanterade kohorterna (Wilcoxon rank-sum test), vilket indikerar att långvarig implantation, som börjar vid p20, inte har någon grov inverkan på den naturliga utvecklingen av skallen eller hjärnvolymen.
Bild 1: Komponenter för mikroenheter. Tredimensionella renderingar av (A) mikrodrivkroppen, (B) kanyl, (C) kon, (D) lock, (E) skruvfästen och (F) tetrod-framåtriktad skruv. De kritiska egenskaperna hos varje komponent anges. Måttinformation kan extraheras från modellfilerna som finns tillgängliga på https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Konstruktion av mikrodrivenheter . (A) Sidovy och (B) ovanifrån av den tetrod-framåtgående skruven med de övre och nedre skruvfästena anslutna. C) Ovanifrån och D) ovanifrån av mikrodrivenheten med karossen och kanylen fäst och den stora polyimidslangen som löper genom varje kanylhål och trimmas till kanylens botten. E) Sidovy av mikrodrivenheten med skruvarna och den lilla polyimidslangen på plats. Topparna på de små polyimidrören trimmas omedelbart före tetrodbelastning. F) Färdigställd mikroenhet ansluten till den stereotaktiska apparaten. Den skyddskon som normalt skulle omge mikroenheten har tagits bort för visualiseringsändamål. Observera att några av skruvfästena trycktes i ett svart harts för denna mikroenhet. (G) Motviktsstödsystem. (H) Sidovy och (I) ovanifrån av en musbur med motviktsstödsystemet monterat. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Representativa elektrofysiologiska registreringar. En p20-mus implanterades med en mikroenhet som beskrivits ovan. Från och med p21 och varje dag därefter i 2 veckor fästes musen på registreringsapparaten och neural aktivitet registrerades i minst 1 h. (A) Rå lokal fältpotential (LFP) inspelningar från bilaterala (L = vänster; R = höger) främre cingulära cortex (ACC), hippocampus CA3 (CA3) och hippocampus område CA1 (CA1). Uppgifterna samlades in varje dag; För tydlighetens skull visas endast data från udda dagar. Alla spår togs under perioder av orörlighet i hemburet. Skalstapel: 1 mV, 2 s. (B) Representativa enskilda enheter isolerade från hippocampusområdet CA3 (vänster) och CA1 (höger) för inspelningarna i panel A. Alla råa vågformer på varje elektrod visas i svart; Medelvärdet är i rött. Skalstapel: 50 μV, 0,2 ms. (C) Representativa råa LFP-spår för var tionde dag fram till den sista inspelningsdagen vid p60 för en andra mus implanterad vid p20. Uppgifterna samlades in varje dag; För tydlighetens skull visas endast data från var 10: e dag. Alla spår togs under perioder av orörlighet i hemburet. Skalstreck: 1 mV, 2 s. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4. Stabilitet hos de kroniska inspelningarna. En p20-mus implanterades med en mikroenhet, som beskrivits ovan. Från och med p21 och därefter i 4 veckor fästes musen på registreringsapparaten och neural aktivitet registrerades i minst 1 h. Här visas data från tetroderna riktade mot dorsal hippocampus CA1. (A) Rå (överst) och krusningsfiltrerad (nedre) LFP för identifierade krusningshändelser vid p21, p30 och p40. För att identifiera krusningshändelser filtrerades den råa LFP bandpassfiltrerades mellan 125 Hz och 300 Hz, och krusningshändelserna identifierades som övergående ökningar av krusningsbandets effekt större än 3 standardavvikelser över medelvärdet. Början och slutet av varje krusning definierades som den punkt då krusningsbandets kraft återvände till medelvärdet. De identifierade krusningarna visas i rött. Skalstapel: 100 ms, uppifrån och ned: 1 000 μV, 140 μV, 1 800 μV, 180 μV, 9 000 μV, 1 200 μV, 10 000 μV, 1 000 μV. (B) En representativ enskild enhet från varje dag från CA1-riktad tetrode för inspelningarna i panel A. Alla råa vågformer på varje elektrod visas i svart; Medelvärdet är i rött. Skalstapel 0,2 ms, uppifrån och ned: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autokorrelogram av alla spikar för enskilda enheter i panel B. Dessa data visar stabil elektrodplacering inom det hippocampus pyramidala skiktet under flera veckor. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Representativ histologi och inverkan på skallutveckling. En p20-mus implanterades med en mikroenhet, som beskrivits ovan. Efter den sista inspelningsdagen på p60 producerades elektrolytiska lesioner på inspelningsplatserna, och hjärnan perfuserades med 4% paraformaldehyd. För att identifiera inspelningsplatserna producerades 50 μm sektioner. (A) Lesioner i CA1 och CA3 i hippocampus. Pilspetsen betecknar CA3-inspelningsplatsen; dubbelpilspetsen betecknar CA1-inspelningsplatsen. Skalstång: 0,5 mm. (B) Skador i den bilaterala ACC. Pilspetsarna betecknar ACC-inspelningsplatserna. Skalstång: 0,5 mm. (C) Mätning av skallstorlek och hjärnmassa hos p62-möss implanterade med en mikrodrift vid p20 (grå) och oimplanterade kullkamrater (vita). P-värdet för Wilcoxons rangsummatest rapporteras för varje mätning. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Discussion
Moderna experiment som utforskar in vivo neural kretsfunktion hos gnagare använder ofta extracellulär elektrofysiologi via permanent implanterade elektroder för att övervaka aktiviteten hos enskilda neuroner (dvs enskilda enheter) eller lokala populationer (via lokala fältpotentialer, LFP), men sådana metoder tillämpas sällan på unga möss på grund av tekniska utmaningar. Detta manuskript beskriver en metod för att erhålla in vivo elektrofysiologiska inspelningar hos möss över de utvecklingskritiska fönstren p20 till p60 och därefter. Denna metod innefattar en tillverkningsprocess för utskrift och konstruktion av ett mikrodrivet implantat, ett kirurgiskt implantationsförfarande och en återhämtningsstrategi efter operationen, som alla är skräddarsydda för användning hos unga möss. Flera överväganden var inflytelserika i utvecklingen av detta protokoll, inklusive den lilla storleken och relativa svagheten hos unga möss jämfört med deras vuxna motsvarigheter, liksom den minskade förbeningen av den unga musskallen på vilken mikroenheten behövde fästas.
Två primära metoder som vanligtvis används för att utföra in vivo elektrofysiologi är matriser av elektroder (t.ex. tetroder) och kiselprober. Kiselsonder är lätta, kan ge ett stort antal inspelningsplatser per viktenhet och har tidigare använts hos unga råttor25. Kiselsonder är dock relativt dyra per enhet. Däremot kan mikroenheten som beskrivs i detta manuskript konstrueras med mindre än $ 50 USD i råvaror, vilket gör det till ett kostnadseffektivt alternativ för in vivo-inspelning . Dessutom måste kiselsonder ofta implanteras i fasta linjer, vilket förbjuder inspelning av rumsligt olika hjärnregioner. Däremot använder mikrodrivdesignen som beskrivs i detta manuskript oberoende justerbara tetroder för att rymma samtidiga inspelningar på upp till 16 olika platser med praktiskt taget ingen begränsning av det rumsliga förhållandet mellan dessa platser. Denna mikrodrivdesign kan enkelt modifieras för att möjliggöra inriktning på andra platser än de som beskrivs här genom att flytta kanylhålsprofilerna till önskad främre/bakre och medial/distal plats. När man riktar in sig på alternativa hjärnområden är det viktigt att notera att medan tetroderna ofta kommer att resa rakt, är det möjligt för dessa tunna trådar att avböjas något när de lämnar mikrodrivkanylen. Således, ju mindre eller mer ventral en hjärnregion är, desto mer utmanande blir det att framgångsrikt rikta området med tetroder.
Mikrodrivimplantatet som beskrivs i detta manuskript liknar i grunden flera tidigare tetrodbaserade mikrodrivkonstruktioner 23,32,33,34,35 genom att de enskilda tetroderna är fästa på skruvar, vilket möjliggör finkontroll av inspelningsdjupet för varje tetrode. Medan flera funktioner i den nuvarande mikrodrivdesignen är unika, inklusive lättheten att rikta in sig på rumsligt fördelade hjärnområden, är den primära nyheten i det aktuella manuskriptet beskrivningen av kirurgiska implantations- och återhämtningsstrategier efter operation, vilket möjliggör kroniska studier av nätverksaktivitet hos unga möss som fortfarande utvecklas. De kirurgiska metoder och återhämtningsmetoder som beskrivs här skulle kunna anpassas för att stödja andra implantat hos unga möss.
För att upprätthålla en konsekvent inspelning över flera dagar måste ledningarna eller sonderna vara fast fästa på skallen. Medan musskallens övergripande struktur endast genomgår mindre förändringar efter p20, tjocknar skallen avsevärt mellan åldrarna p20 och p4536. Faktum är att skallen vid p20 inte är tillräckligt styv för att stödja ett bifogat implantat utan att skadas. För att övervinna denna biologiska begränsning förtjockar detta protokoll artificiellt skallen via cyanoakrylat under implantationsoperationen. Implantation hos möss yngre än p20 är sannolikt möjlig med denna strategi, men musskallen genomgår betydande storleks- och formförändringar tills ungefär p2036. Således rekommenderas inte implantation under längre perioder hos möss yngre än p20 eftersom cyanoakrylatet och fasta benskruvar i den fortfarande utvecklande skallen kan påverka den naturliga tillväxten av skallen och den underliggande hjärnvävnadsutvecklingen. Viktigt är att i denna studie observerades ingen påverkan på bruttomätningarna av skallen eller hjärnstorleken efter kronisk implantation som började vid p20 (figur 5C).
Ett kritiskt steg i metoden som beskrivs i detta manuskript är återhämtningsstrategin efter operationen; Enligt denna strategi bör implantatets vikt kontinuerligt balanseras när musen mognar och genomgår muskulär och muskuloskeletal systemutveckling. Tidigt efter implantationen kan möss inte framgångsrikt bära implantatets vikt utan motvikten, vilket leder till undernäring och uttorkning eftersom musen inte kan nå mat- och vattenkällorna i buren tillräckligt. Motviktssystemet är enkelt och billigt att konstruera, trivialt att implementera och tillåter möss i alla implanterbara åldrar att fritt utforska hela sin hembur, vilket säkerställer tillräcklig näring och hydrering. När möss åldras kan mängden motvikt minskas tills den kan avlägsnas helt hos vuxna möss; Fortsatt användning av motviktssystemet rekommenderas dock under försöket med åtminstone en nominell motvikt kopplad vid alla tidpunkter. Medan en vuxen mus kanske kan bära mikrodrivenhetens storlek och vikt över tiden, ger fortsatt naturlig rörelse under fritt beteende utan förbättrande motvikt vridmoment och skjuvkraft på benskruvarna som förankrar mikroenheten på skallen, vilket gör det alltmer sannolikt att lossna, särskilt under längre kroniska experiment.
Två viktiga begränsningar är att notera för den aktuella studien. För det första, för att bedöma effekten av implantation vid p20 på skalle och hjärnutveckling, offrades flera kohorter av möss efter långvarig implantation (figur 5C). Medan dessa analyser inte avslöjade någon signifikant inverkan av implantation på skallhålans storlek eller hjärnmassa (figur 5C), undersökte den aktuella studien inte skallstorleken eller hjärnmassan vid flera tidpunkter under den tidiga utvecklingsperioden av p20-p60. Medan tidigare arbete visar att utvecklingen av hjärnhålan är klar med p2036, är det möjligt att implantation vid detta tidiga fönster kan ge oväntade förändringar som korrigeras eller kompenseras av de vuxna åldrarna som utvärderades här. För det andra var experimenten som producerade de elektrofysiologiska data som visas i figur 3 och figur 4 inte utformade för att maximera cellutbytet. Således, medan de data som presenteras här visar stabila, kroniska registreringar och välisolerade enskilda enheter, bör de inte tas som representativa för den maximala potentiella avkastningen för denna enhet.
Många mänskliga neurologiska och psykiatriska störningar manifesteras under perioder av tidig utveckling eller över tonåren, inklusive autism och schizofreni. Men lite är känt om dysfunktion på kretsnivå som kan ligga till grund för dessa sjukdomar, trots den uppsjö av musmodeller som finns tillgängliga. Identifieringen av dessa initiala nätverksförändringar är avgörande för att skapa strategier för tidig upptäckt och behandlingsparadigmer. Men på grund av tekniska utmaningar är det fortfarande oklart hur nätverksfunktionen störs över utvecklingen av musmodeller av neuropsykiatriska sjukdomar. Mikrodrivnings- och återhämtningsstrategin som beskrivs här är utformad för att stödja undersökningar av multiregional hjärnnätverksutveckling i mushjärnan och därmed tillåta forskare att mäta hälsosam hjärnutveckling samt identifiera förändringar i den utvecklingen i musmodeller av sjukdom.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) och F99NS12053 (L.D.Q.) och UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. och L.D.Q.). Författarna tackar Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) för teknisk hjälp och Dr. Brendon Watson (University of Michigan) för metodologiska förslag.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 V video tracking LEDs | Neuralynx | HS-LED-Red/Green-omni-10V | For use with headstage pre-amplifiers that contain LED sockets for movement tracking purposes |
| 16TT EIB Board | Neuralynx | EIB-36-16TT | Electronic interface board- omnetics connector |
| 16TT headstage pre-amplifier | Neuralynx | HS-36-LED | Omnetics 44 socket signal amplifier between EIB board and tether cable for recording applications; includes connectors for headstage LEDs for movement tracking purposes |
| Baby-Mixter hemostat | FST | 13013-14 | Fine curved hemostat |
| Bone anchor screw | Stoelting | 51457 | Used to attach EIB board to main drive body |
| Burpenorphine | ZooPharm | Lot #BERLAB0.5-221207 | Burpenorphine (0.5 mg/mL) 5mL quantity |
| Cable tether | Neuralynx | HS-36 Litz Tether | Lightweight shielded wire tether for omnetics headstages; length options of 1 m/2 m/3 m/5 m |
| Carprofen/Rimadyl | Bio-Serve | MD150-2 | Post-operative anti-inflammatory agent |
| Clear resin v4 | Formlabs | FLGPGR04 | Liquid resin that is photopolymerized by 3D printer during the 3D printing process |
| Custom (shuttle) screw | Advanced Machining and Tooling, Inc. | Custom | Machined and threaded custom screws |
| Dental acrylic liquid component | Teets denture material | Lot# 329801 | liquid component of denture material (see above) |
| Dental acrylic powder component | Teets denture material | Lot# 583987 | "cold cure" denture material, methyl methacrylate; mixed with liquid component for application to secure recording device in place |
| DietGel Boost | ClearH2O | 72-04-5022 | High calorie dietary supplement for young/recovering mice |
| Digital Lynx 16SX | Neuralynx | DigitalLynx 16SX Base | Main recording apparatus with 16 combo board slots for up to 512 recording channels |
| Dissector scissors- heavy blades | FST | 14082-09 | Various |
| Dumont #5 ceramic coated forceps | FST | 11252-50 | Tetrode handling/threading/pinning |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose assembly use |
| Dumont #5SF forceps | FST | 11252-00 | Multipurpose surgical use |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Various |
| Dumont #7 fine forceps (curved) | FST | 11274-20 | Multipurpose surgical use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Plating/assembly use |
| EIB-36 plating adapter | Neuralynx | EIB-36 plating adapter | Stereotactic accessory for lowering drive onto skull during surgery |
| Euthasol | Virbac | 710101 | Pentobarbital sodium for euthanasia |
| Extra fine Bonn scissors | FST | 14083-38 | Various |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Extra fine graefe forceps | FST | 11150-10 | Small straight serrated forceps |
| Fine hemostats | FST | 13006-12 | Fine hemostats |
| Fine scissors- CeramaCut | FST | 14958-09 | Tetrode cutting |
| Fine scissors- ToughCut | FST | 14058-09 | Various |
| Form 3+ | Formlabs | PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC | 3D printer for fabrication of all printed parts/materials; low-force stereolithography 3D printer (LFS) |
| Gel super glue | Loctite | 1363589 | Various steps |
| Graefe forceps | FST | 11049-10 | Small angled serrated forceps |
| Ground wire | A-M Systems | Lot# 582335 | Stainless steel bare wire, .005" diameter, annealed, 100 feet |
| Hair removal gel | Generic | Commercially available | For pre-op removal of hair from top of mouse head |
| Heat gun | Dewalt | D26960K | Tetrode fusion following spinning |
| High temperature cautery kit | FST | 18010-00 | For use with bone wax if applicable |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | Electrical sterilization apparatus for ad hoc instrument sterilization during surgical procedures |
| Isoflurane | Covetrus | 11695067771 | Standard isoflurane liquid anesthsia for use in isoflurane vaporizer to max 5% |
| Isopropyl alcohol 91% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| Jewelry screw (bone screws for juvenile mice) | Component supply co. | MX-000120-02SFL | S/S machine screw #000-120 x 1/8'' filister head, slotted drive |
| LaGrange scissors | FST | 14173-12 | Various |
| Large polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 13564 | Polyimide tubing- inner diameter 0.0071"; outer diameter 0.0115"; length 36" |
| Liquid super glue | Loctite | 1365882 | Various steps |
| Micro drill | Foredom | K.1070 | K.1070 high speed rotary micromotor kit; with control box, 3/32" collet, variable speed foot control, handpiece cradle; stereotactically fittable; 100–115 V use |
| Micro drill burr (0.5 mm+) | FST | 19007-05/07/09 | Craniotomy |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | Various steps |
| Mineral oil | Sigma | Pcode 1002076577; M5904-500mL | For use keeping craniotomy holes open |
| Miniature flathead screwdriver | FST | 30051-10 | Insertion/tightening of bone screws |
| Neosporin Triple Antibiotic Ointment | Johnson & Johnson | 512373700 | Antibiotic ointment |
| Omnetics 44 socket nano connector | Neuralynx | Neuralynx part #A70427-801 | NONSTANDARD ITEM- omnetics 44 socket (female) dual row straight leg nano connector with 2 guide pins (male) for use with custom-made counterbalance apparatus |
| Platinum 10% iridium wire | California fine wire | MO# M374710 | Fine recording wire spun into tetrodes for use during recording by use of the terode assembly station and spinner 2.0 (see below); HML NATRL VG BOND COAT; SIZE .0007 X 200FT |
| Platinum black plating solution | Neuralynx | Platinum black plating solution | Plating |
| Polycarbonate cage bottom | Thomas Scientific/Maryland plastics | 1113M35; mfr. No. E0270 | Standard cage bottom; can be fitted with wire mesh apparatus over top that contains chow+water bottle for unimplanted mice |
| Polycarbonate cage top with N10 micro filter | Ancare | N/A | Standard cage top to be modified with PVC pipe for counterbalance apparatus |
| Povidone iodine 10% | Generic | Commercially available | For standard pre-operative sterilization procedure |
| PVC pipe | Charlotte pipe | N/A | 1/2" x 600 PSI schedule 40 white PVC pipe; for use/assembly into counterbalance apparatus during mouse recovery |
| Scalpel blades- #4 | FST | 10060-00 | Incision use |
| Scalpel handle- #4 gross anatomy | FST | 10060-13 | Incision use |
| Self-holding pin and bone screw forceps | FST | 26100-00 | Holder for bone and ground screws while inserting into skull |
| Small EIB pins | Neuralynx | Small EIB pins | Attachment of tetrode wires to EIB board |
| Small polyimide tubing | Nordson medical | Lot # 19102423 | Polyimide tubing- inner diameter 0.004''; outer diameter 0.0044''; length 36" |
| SolidWorks | Dassault Systemes | SolidWorks | 3D CAD program for micro-drive design |
| Spatula and probe | FST | 1090-13 | Applicator for petroleum jelly/mineral oil + optional use for ad hoc tetrode straightening |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Scissors for cranial tissue incisions |
| Spring scissors- 8 mm | FST | 15024-10 | Initial incisions |
| Standard pattern forceps | FST | 11000-12 | Large serrated forceps |
| Surgical scissors- sharp-blunt | FST | 14001-12 | Various |
| Surgical scissors- ToughCut | FST | 14054-13 | Various |
| Tetrode assembly station | Neuralynx | Tetrode assembly station | Tetrode Assembly |
| Tetrode spinner 2.0 | Neuralynx | Tetrode spinner 2.0 | Tetrode Assembly |
| Two-part epoxy | Gorilla brand | 4200102 | Various steps |
References
- Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J.
- Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system. Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).
- Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. Glutamate synapses in human cognitive disorders. Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).
- Lord, C., et al.
- McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D.
- Hopfield, J. J. Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).
- Heeger, D. J.
- Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. Information processing with population codes. Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).
- Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. Neural correlations, population coding and computation. Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).
- Bey, A. L., Jiang, Y. -H. Overview of mouse models of autism spectrum disorders. Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).
- Kazdoba, T. M., et al. Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics. Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).
- Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner. iScience. 25 (12), 105623 (2022).
- Bernardet, M., Crusio, W. E. Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features. The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).
- Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. Rett syndrome: Clinical review and genetic update. Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).
- Krawczyk, M., et al. Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance. Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).
- Jaramillo, T. C., et al. Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism. Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).
- Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia. Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).
- Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia. Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).
- Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. Animal models of schizophrenia: A critical review. Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).
- Makuch, L., et al. Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA. Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).
- Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
- Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), e1094 (2009).
- Buzsáki, G.
- Farooq, U., Dragoi, G. Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development. Science. 363 (6423), 168-173 (2019).
- Langston, R. F., et al. Development of the spatial representation system in the rat. Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).
- Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats. Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).
- Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. Representation of geometric borders in the developing rat. Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).
- Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. Path integration in place cells of developing rats. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).
- Jansen, N. A., et al. Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model. Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).
- Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), e1098 (2009).
- Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
- Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044 (2020).
- Guardamagna, M., et al. The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice. Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, 417 (2016).
