Summary
Denne protokol beskriver en kryoskademodel for at fremkalde dyb skade på flere kaudale myomerer hos voksne zebrafisk. Denne metode giver en ny tilgang til undersøgelse af skeletmuskulatur regenerering efter alvorligt tab af væv hos ikke-pattedyr hvirveldyr.
Abstract
Skeletmuskulatur gennemgår fornyelse og restaurering efter mindre skade gennem aktivering af satellitlignende stamceller. Alvorlige skader på muskulaturen fører ofte til fibrose hos mennesker. Sammenlignet med pattedyr har zebrafisk en højere medfødt kapacitet til organregenerering, hvilket giver en stærk model til at studere vævsgendannelse efter omfattende skader på organet. Her beskrives en kryoskademodel for at fremkalde dyb skade på fire myomerer af den kaudale peduncle hos voksne zebrafisk. En specialfremstillet kryosonde blev designet til at passe til kropsformen og reproducerbart skade den laterale muskulatur fra huden til midterlinjen. Det er vigtigt, at kroppens integritet forblev intakt, og fiskene fortsatte deres svømmeaktivitet. Ændringer i skeletmuskulaturen blev vurderet ved histologisk farvning og fluorescensfarvning af sarkomeriske proteiner på vævssektioner. Denne metode vil åbne nye forskningsveje, der sigter mod at forstå, hvordan degenerationen af skeletmuskulaturen inducerer reparative reaktioner og dermed reaktivering af det myogene program hos voksne zebrafisk.
Introduction
Hos hvirveldyr gennemgår beskadigede dele af forskellige væv homeostatisk fornyelse og restaurering i løbet af levetiden. Denne evne til fornyelse og genopretning afhænger typisk af tilstedeværelsen af kompetente stamceller eller de modne cellers proliferative kapacitet 1,2. Skeletmuskulatur omfatter postmitotiske myofibre, som er forbundet med lokale stamceller, kaldet satellitceller 3,4,5,6. Således indeholder dette væv cellulære kilder til effektiv forsegling af områder med afbrudt kontinuitet eller til reparation af mindre sår. Imidlertid efterfølges større volumetriske tab i pattedyrs skeletmuskulatur ofte af ikke-regenerativ reparation, såsom fibrose7. Dyremodeller kan give ny indsigt i de biologiske mekanismer, der fremmer regenerering af omfattende beskadigede organer.
Zebrafisken er en veletableret modelorganisme med en høj regenerativ kapacitet. Voksne zebrafisk kan regenerere en amputeret del af deres halefinne eller den resekterede spids af hjerteventriklen 8,9,10,11. Derudover er der tidligere anvendt en kryoskademetode til at studere finne- og hjerteregenerering hos zebrafisk12,13,14,15. I tilfælde af indre organer har kryoskademetoden den fordel, at den inducerer celledød uden at forstyrre organintegriteten og dermed efterligner fysiologiske tilstande16,17. Vævsaffald opløses ved naturlig clearance under sårheling efterfulgt af de reparerende processer. Det er dog endnu ikke fastslået, om denne metode kan anvendes på skeletmuskulatur.
Hos fisk muliggør lateral muskulatur side-til-side bøjning af bagagerummet under svømning18. Skeletmusklerne er organiseret i metamere enheder, kaldet myomere, som adskilles af bindevæv 5,19. Zebrafisk kan regenerere deres muskler efter mindre vævsforstyrrelser, såsom dem, der er forårsaget af laserablation eller et stiksår 20,21,22,23,24, men om hele myomerer kan regenerere efter omfattende skade forbliver ukendt. Denne mangel på viden skyldes sandsynligvis manglen på en passende skadesmodel. Denne protokol etablerer en ny tilgang til at fremkalde omfattende skade på skeletmuskulaturen, der spænder over flere myomere. Den beskrevne kryoskademetode er baseret på hurtig frysning og optøning af myofibrene med et forkølet rustfrit stålinstrument. På trods af den omfattende skade blev fiskens trivsel ikke alvorligt svækket. Hele myomeres kunne genoprettes, og dermed giver dette arbejde et nyt modelsystem til undersøgelse af mekanismerne for muskulaturregenerering hos voksne zebrafisk.
Protocol
Denne undersøgelse blev udført i overensstemmelse med alle relevante etiske bestemmelser. Zebrafiskene blev opdrættet, opdrættet og vedligeholdt i overensstemmelse med retningslinjerne fra Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA)25. Dyrehuset og alle forsøgsprocedurer blev godkendt af det kantonale veterinærkontor i Fribourg, Schweiz.
1. Udstyr og opsætning
- Arranger produktionen af en kryoprobe i rustfrit stål i et teknisk værksted, der kan fremstille instrumenter til forskning.
BEMÆRK: Angiv et design af instrumentet med de specifikke dimensioner (figur 1A). - For at undgå forfrysninger under håndtering af sonden under proceduren skal du indsætte håndtaget i en pipettespids og pakke det ind med tape.
- Forbered et bægerglas til anæstesiarbejdsløsningen, en ske til håndtering af fisken, en fugtig svamp og en tank med systemvand for at lade fisken komme sig efter proceduren.
- Forbered arbejdsløsningen frisk før hvert eksperiment. For at forberede arbejdsløsningen tilsættes 4 ml Tricaine-stamopløsning til 100 ml systemvand i et bægerglas.
BEMÆRK: Anæstesistamopløsningen består af 4 g tricain opløst i 980 ml destilleret vand. Efter justering af pH til 7 med 1 M Tris-HCI, pH 9, fyldes opløsningen op til 1 liter med destilleret vand. Stamopløsningen er lysfølsom og skal opbevares ved 4 °C i en ravgul flaske.
2. Procedure for muskelkryoskade
- Start proceduren ved at nedsænke sonden i flydende nitrogen i mindst 3 minutter. Våd svampen i systemvand, og læg den på en plan overflade.
- Overfør en enkelt voksen zebrafisk til Tricaine-arbejdsløsningen, og bekræft dens manglende respons ved at røre fisken forsigtigt med skeen efter 1 min eller 2 min. Hvis fisken stadig er reaktiv, vent lidt længere.
- Placer den bedøvede fisk på den våde svamp. Find den kaudale peduncle bageste til analfinnen og anterior til halefinnen.
- Kryosonden fjernes fra det flydende nitrogen. Ryst sonden forsigtigt for at sikre, at der ikke er resterende flydende nitrogen tilbage på spidsen.
- Placer kanten af spatlen vinkelret på kroppen på den kaudale peduncle (figur 1C). Hold sonden i denne position i 6 s uden at anvende tryk (figur 1D).
BEMÆRK: Kryosondens vægt er tilstrækkelig til at sikre kontakt mellem instrumentet og vævet. - Frigør kryosonden fra vævet, og overfør fisken til tanken med systemvand.
- Overvåg fisken, mens den genoptager vejrtrækning og svømning efter at have vågnet op fra anæstesi. Hvis der ikke forekommer operkulære bevægelser efter 30 sekunder, stimuleres fisken ved at pipettere systemvand ind i gællerne, indtil dyret selv indleder åndedrættet.
BEMÆRK: Fisken skal genoptage svømning inden for få minutter i genopretningstanken.
BEMÆRK: I de følgende dage kan fiskene filmes for at overvåge deres svømmeaktivitet (Video 1 og Video 2). Før videooptagelsen skal du overføre kontrollen og skadede fisk til en gennemskinnelig parringstank og lade dem vænne sig i mindst 1 min.
3. Caudal peduncle indsamling og fiksering
- Forbered 2 ml 4% formalin eller andet fikseringsmiddel, der er egnet til de efterfølgende analyser, en petriskål, tang og kirurgisk saks.
- Aflive fisken på et valgt tidspunkt efter kryoskaden i henhold til den juridiske tilladelse fra det regionale veterinærkontor.
BEMÆRK: Eutanasi udføres ved en overdosis af tricainopløsning (300 mg / L) i ca. 10 minutter. Tabet af gillbevægelse og halefinneklemmerefleksen bekræfter døden. Tidspunkterne for eutanasi bør vælges i henhold til regenereringsfasen: for eksempel fra 1 dag efter kryoskade (dpci) til 3 dpci for sårrensning; fra 3 dpci til 10 dpci til initiering af muskelregenerering; fra 10 dpci til 30 dpci til fremadskridende regenerering; og efter 30 dpci til afslutning af vævsrestaurering. For at vurdere de forskellige trin og biologiske processer for muskeldegeneration og regenerering skal grupper af fisk således aflives på forskellige tidspunkter efter kryoskade. - Placer den aflivede fisk i en petriskål indeholdende deioniseret vand. Brug en saks til at udføre et snit gennem kroppen foran og bagved den kaudale peduncle (figur 1E). Lad vævet bløde ud i petriskålens deioniserede vand.
- Saml den kaudale peduncle, og overfør den med tang til den fremstillede fikseringsopløsning i et mikrocentrifugerør.
BEMÆRK: Vend forsigtigt rørene flere gange, og opbevar dem natten over ved 4 °C.
4. Montering af den kaudale peduncle
- Vask det faste væv i 1x PBS i 10 minutter på en vippe. Derefter overføres det til et 2 ml mikrocentrifugerør med forkølet 30% saccharose i deioniseret vand ved 4 °C, og vend forsigtigt røret flere gange. Mikrocentrifugeglassene efterlades i lodret stilling i mindst 24 timer ved 4 °C.
BEMÆRK: Den kaudale peduncle flyder oven på saccharoseopløsningen og begynder at synke, når vævet dehydrerer. - Fyld en indlejringsform med et 5 mm lag O.C.T. monteringsmedium. Brug tang til at justere den kaudale peduncle i mediet. Placer den i bunden af formen, og juster dens retning for enten tværgående eller koronale sektioner (figur 1F).
- Lad mediet fryse i en kasse tøris. Så snart vævet er stabiliseret i den ønskede position, skal du fylde resten af formen op, før O.C.T. fryser helt over. Opbevar formen i mindst 1 time ved -80 °C.
BEMÆRK: Under disse forhold kan vævene opbevares i mange måneder.
5. Skæring af sektionerne med en kryostat
- Opsæt en kryostat med en skæretykkelse på 25 μm. Juster kammertemperaturen til -26 °C, prøvetemperaturen til -24 °C og skærevinklen til 12 °.
- Placer den frosne blok med prøven i kryostaten, og fastgør dens orientering for at skære parallelt med bunden af blokken. Klip, indtil du når prøven, og trim derefter blokken for at lette prøveindsamlingen.
- Forbered seks vedhæftningsdias. Mærk diasene med fortløbende tal for at forberede replikater af prøven.
- Begynd at skære, og saml vævssektionerne på de mærkede vedhæftningsdias. Arranger sektionerne på diasene i henhold til de yderligere eksperimentelle krav.
- Lad diasene tørre i 1 time ved stuetemperatur. Opbevar dem i lukkede kasser ved -20 °C.
BEMÆRK: Lysbillederne kan opbevares sikkert i denne tilstand i op til 1 år.
Representative Results
Overvågning af fiskene efter kryoskade
For at bestemme effekten af myomere cryoinjury på dyr blev der udført en videooptagelse af kontrol og kryoskadede fisk 1 dage efter kryoskade (dpci) og 5 dpci. Hver gruppe indeholdt fem fisk. Ved 1 dpci svømmede de kryoskadede fisk mindre aktivt, men de viste ingen unormale bevægelser, såsom hvirvlende, konvolution eller nedsat ligevægt (video 1). I opdrætssystemet lignede deres position i tanken og fødeindtagelsen de uskadte fisks. Normal adfærd fortsatte i de følgende dage, som eksemplificeret ved videoen ved 5 dpci (Video 2). Afslutningsvis påvirkede kryoskadeproceduren for den kaudale peduncle ikke dyrenes trivsel alvorligt.
Histologisk analyse af de kaudale peduncle sektioner
For at vurdere omfanget af skaden blev tidspunktet på 4 dpci valgt, da dette er, når myofiberaffaldet er blevet fuldstændigt resorberet i såret. For at analysere virkningerne af kryoskade langs kroppens dorso-ventrale og forreste bageste akser blev der anvendt to grupper af fisk (dvs. henholdsvis koronale og tværgående sektioner af den kaudale peduncle) (figur 1F).
Sektionerne blev analyseret ved trikromfarvning sammensat af anilinblå, sur fuchsin og orange G (AFOG). Ved hjælp af denne kombination af reagenser blev intakte muskler vist i orange, rygmarven i mørkerød og kollagenmatrixen i blå. For at bestemme antallet af beskadigede myomere, som er de metamere enheder i fiskemuskulaturen, blev en række sektioner analyseret (figur 2). Myomergrænser, kaldet myocommata, blev identificeret ved kollagenaflejring, som påvist ved blå farve. De beskadigede områder blev bestemt af fraværet af orange farvning. En nærmere undersøgelse af prøver med tydelig myocommata afslørede, at ca. fire på hinanden følgende myomerer blev beskadiget, som udledt af manglen på orange farvning (n, antal fisk = 4; Figur 3A,A'). Den uskadte side af den samme fisk tjente som intern reference.
For at undersøge dybden af såret vinkelret på kropsaksen blev tværgående sektioner fremstillet ved hjælp af zebrafisk ved 4 dpci og 7 dpci. Sidstnævnte tidspunkt svarer til aktiveringen af det myogene program og dermed begyndelsen af muskelregenerering. AFOG-farvning af disse prøver viste en omfattende mangel på orange farvning i kroppens kryoskadede flanke, hvilket afgrænser zonen for degenereret skeletmuskulatur (figur 3B, C). Ved 4 dpci og 7 dpci spændte sårområdet væv fra huden mod den lodrette septum. Dette viser, at kryoskademetoden dybt målrettede den laterale halvdel af den kaudale peduncle, som forblev blottet for funktionel muskel i 7 dage efter proceduren. Samlet set blev fire myomeres dybt beskadiget på den ene side af den kaudale peduncle.
Immunofluorescensanalyse af de tværgående sektioner
For at vurdere dynamikken i muskelregenerering blev eksperimentelle grupper af fisk aflivet ved 4 dpci, 7 dpci, 10 dpci og 30 dpci. De tværgående sektioner af den kaudale peduncle blev mærket ved flerfarvet fluorescensfarvning ved hjælp af Phalloidin (som binder til filamentøst actin [F-actin]), Tropomyosin-1-antistof, som detekterer et sarkomerprotein og DAPI, som mærker kerner. På alle tidspunkter gav den uskadte halvdel af kroppen en intern kontrol; både F-actin og tropomyosin 1 blev stærkt påvist i de uskadte kontroldele, hvilket indikerer ubeskadiget væv (figur 4).
Ved 4 dpci indeholdt den skadede side af den kaudale peduncle rigelige DAPI-positive celler, men lidt eller ingen F-actin og Tropomyosin 1 immunofluorescens blev observeret, hvilket indikerer sårzonen med degenererede muskler (figur 4A-B '). Ved 7 dpci kunne Tropomyosin 1 og F-actin påvises i en del af såret tæt på kroppens lodrette midterlinje (figur 4C-D'). Dette udtryksmønster afgrænser den position, hvor dannelsen af nye myofibre begynder i den kaudale peduncle. Ved 10 dpci udvidede begge muskelmarkører sig mod kroppens overflade, hvilket tyder på progressiv regenerering af skeletmuskulaturen (figur 4E-F'). Ved 30 dpci viste begge sider af kroppen en lignende fordeling af F-actinfarvning (figur 4G-H'). Dette fund indikerer, at skeletmuskulaturen blev effektivt genoprettet efter kryoskaden af den kaudale peduncle.
Figur 1: Eksperimentel opsætning for myomere kryoskade. (A) Dimensioner af den specialfremstillede kryosonde fremstillet af rustfrit stål. Den distale del af instrumentet består af en spatel med en konkav kant i dybden på 1 mm for at tage højde for zebrafiskkroppens krumning. Den midterste del af værktøjet består af en cylinder, der fungerer som en vægt og et reservoir for at opretholde spatelens lave temperatur under proceduren. Den proksimale ende af instrumentet er i form af et tyndt metalhåndtag. (B,C) Bedøvet voksen fisk på en fugtig svamp med kryosonden på den kaudale peduncle. Sonden var ved stuetemperatur. (B) Sondens margen placeres vandret i nærheden af den kaudale peduncle for at vise den relative størrelse mellem fisken og værktøjet. (C) Ved kryoskade placeres spidsen af værktøjet vinkelret på fisken. D) Skematisk illustration af kryoskadeproceduren fra fiskens ventrale side for at vise manipulationerne på en omfattende måde. Kryosonden blev forkølet i flydende nitrogen og straks anbragt på den ene side af fisken i 6 s. (E) På et bestemt tidspunkt efter kryoskade blev fisken aflivet, og deres kaudale stængler blev indsamlet til fiksering. (F) Det faste materiale blev histologisk behandlet og snittet langs koronale eller tværgående planer. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Histologisk analyse af beskadigede myomerer i den kaudale peduncle fra dorsal til ventral position af kroppen. AFOG-farvning af en række koronale sektioner 4 dage efter kryoskade (dpci). Sektionerne er fra dorsalen mod den ventrale side, som angivet øverst på det første og det sidste panel. Sektionerne er ikke-tilstødende, med et interval på ca. 150 μm mellem dem. Den uskadte muskel detekteres ved orange farvning af musklen, mens det skadede væv mangler denne farvning og fremstår gråligt (område omgivet af en stiplet linje). Kollagenholdige væv, såsom huden, er farvet i blåt. Rygmarven fremstår som en stanglignende struktur og er farvet i rødt. Antal fisk, n = 4. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Vurdering af skadedybden i den kaudale peduncle ved hjælp af AFOG-farvning. (A,A') Koronalsektionen er på niveau med rygmarven (en rødfarvet vandret stang). Det nederste billede viser et forstørret område omgivet af en ramme i det øverste billede. De sekventielle myomeregrænser vises som kollagenøse striber (blå) placeret skråt til rygmarven (røde pile i det forstørrede billede A'). (B,C) Tværsnittene viser den uskadte flanke med orangefarvede muskler og den kryoskadede flanke med grålig farvning. Det beskadigede område er omgivet af en sort stiplet linje. Den lodrette septum (afbildet med en rød stiplet linje) opdeler kroppen i kontrol- og kryoskadede sider. Antal fisk, n = 4 pr. Tidspunkt. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Immunofluorescerende påvisning af muskelproteiner efter kryoskade. Fluorescensfarvning af tværsnit ved 4 dpci, 7 dpci, 10 dpci og 30 dpci, som mærket på venstre side og toppen af panelerne (A-B'). Ved 4 dpci er det skadede væv (omgivet af den stiplede linje) DAPI-positivt (blåt), men blottet for phalloidinfarvning (grøn) eller tropomyosin-1 immunoreaktivitet (rød), hvilket tyder på degeneration af muskelfibrene efter kryoskade. (C-D') Ved 7 dpci dukker begge muskelmarkører gradvist op i det sårede område, hvilket indikerer den regenerative proces. Tropomyosin-1 forekommer mere intens end F-actin i de nydannede fibre. (E-F') Ved 10 dpci er skadezonen fyldt med nye myofibre, der viser en højere intensitet af Tropomyosin-1 immunoreaktivitet sammenlignet med F-actin. (G-H') Ved 30 dpci detekteres et lignende mønster af myofibre i begge sider af kroppen. Rammerne i panelerne A, C, E og H omfatter de områder, der er forstørret i de tilstødende billeder til højre. Dermale skalaer, der udstråler fluorescens uden for myomeren, blev slettet fra billederne ved hjælp af Adobe Photoshop. Antal fisk, n = 4 pr. Tidspunkt. Klik her for at se en større version af denne figur.
Discussion
Zebrafisken giver en anamniote hvirveldyrmodelorganisme til at studere mekanismerne for muskelregenerering. De fleste af de eksisterende skademetoder, såsom laserablation eller stiksår, resulterer i relativt mindre vævsforstyrrelse20,21,22,23. Større resektioner er blevet udført på ekstraokulær muskel26. Imidlertid ville denne kirurgiske tilgang sandsynligvis være mindre passende for lateral muskulatur på grund af sundhedsfarerne ved at skære kropsvæggen. For at undgå sådanne invasive procedurer beskriver denne protokol en mildere form for skade, der ikke desto mindre resulterer i dyb skade på den kaudale peduncle. Denne tilgang er afhængig af en overfladisk manipulation, der giver mulighed for meget præcis målretning af nogle få myomerer på den ene side af kroppen. Kryoskademodellens styrker ligger i dens reproducerbarhed og evne til at producere omfattende muskeldegeneration; Baseret på disse styrker giver denne model en ny vej til at studere, hvordan kroppen reagerer på betydeligt muskeltab.
Anvendelsen af ekstrem kulde fører til et termisk chok, som ødelægger plasmamembranen og organellerne i det berørte muskelvæv27. Som følge heraf gennemgår de skadede myofibre "utilsigtet" celledød28. Derfor kan det beskadigede væv resorberes af naturlige mekanismer for sårrensning. Zebrafisk tolererer kryoskadeproceduren godt, da overlevelsesraten i denne undersøgelse var næsten 100%, da den forkølede sonde var korrekt placeret på kroppen i den nøjagtige varighed. Men hvis såret er for omfattende (f.eks. hvis der påføres for meget tryk, eller varigheden af kryoskade er for lang), kan fisken vise afvigende svømmebevægelser kort efter proceduren, og dyret skal aflives som et humant endepunkt. For andre fiskearter bør eksponeringstiden for kryosonden justeres i henhold til kroppens størrelse.
Efter kryoskade kan fisken genoptage deres svømmeaktivitet uden symptomer på unormal bevægelse. Kryoskadede fisk svømmer dog mindre dynamisk end kontrolfisk, hvilket indikerer nogle milde svækkelser. Yderligere kvantificering af fiskens adfærd på forskellige tidspunkter efter kryoskade vil være nødvendig for at bestemme tidsmæssige ændringer i svømmepræstationen.
Virkningen af kryoskademetoden på andre ikke-muskelvæv i den kaudale peduncle mangler stadig at blive belyst. Det er klart, at det yderste kropslag (dvs. huden) er beskadiget af proceduren. I denne sammenhæng kan kryoskademetoden give en ny strategi til at studere sårheling, skalaregenerering og genoprettelse af pigmenteringsmønsteret. Desuden kan vaskulaturen og innerveringen af myomeres også påvirkes af kryoskade, og disse emner kræver yderligere undersøgelse.
Kryoskademodellen har tidligere været brugt til at undersøge zebrafiskens hjerteregenerering13,14,15,29. Denne metode viste nogle fordele sammenlignet med ventrikulær resektionsmetode10 på grund af den forbigående aflejring af et kollagenrigt ar, som bedre efterligner infarktets helingsrespons hos mennesker30. Bemærkelsesværdigt kan zebrafisk regenerere deres hjerte efter flere kryoskader31. Interessant nok er kryoskade også blevet anvendt på zebrafiskfinnen, hvilket resulterer i histolytiske processer12. I modsætning til den klassiske finneamputation indeholder den resterende kryoskadede stub en forvrænget margen med en blanding af dødt materiale og sunde celler. Undersøgelser med både zebrafiskens organer, hjertet og finnen, har afsløret zebrafiskens stærke evne til at genoprette deres oprindelige funktionelle komponenter, selv efter omfattende vævsskader. Hvorvidt den kryoskadede skeletmuskulatur aktiverer et samspil mellem reparative og regenerative processer, berettiger fremtidige undersøgelser.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Vi takker V. Zimmermann for fiskepleje samt Dr. Thomas Bise, Dr. Catherine Pfefferli og Lea Gigon for igangsættelsen af dette projekt og deres foreløbige resultater. Dette arbejde blev støttet af Swiss National Science Foundation, bevillingsnummer 310030_208170.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Program | |||
| ImageJ | National Institutes of Health (NIH) | ||
| Photoshop Version 23.5.3 | Adobe | ||
| Material/ Equipment | |||
| 35/10 mm Petri Dish | Greiner Bio-one | Item No.: 627102 | |
| Camera | Sony | / | HDR-PJ410 |
| Cryostat | Histcom | HRA C50 | |
| Formaldehyde ~36% | Sigma-Aldrich | 47630 | |
| Macro 50 mm f/2.8 EX DG lens | Sigma | / | Discontinued lense |
| Peel-A-Way Embedding Truncated Molds T8 | Polyscience, Inc. | 18985 | |
| Slides Superfrost Plus | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
| Sponge | any | any | flat sponge, c.a. 7cm x 3 cm x 1 cm |
| Stainless steel cryoprobe | Custom-made | / | specifics in the article |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | 84100 | |
| Surgical scissors | Any | / | |
| TCS SP2 | Leica | / | Discontinoued product |
| Tissue-Tek O.C.T. compound | Sakura Finetek | 4583 | |
| Tricaine (Anestethic) | Sigma | E10521 | |
| Dyes and Antibodies | |||
| Dapi | Sigma | 10236276001 | Concentration: 1/2000 |
| Phalloidin-Atto-565 (F-actin) | Sigma | 94072 | Concentration: 1 / 500 |
| Tropomyosin (TPM1) | DHSB | CH1 | Concentration: 1 / 50 |
| Recipies/Solutions | |||
| 1x PBS | 123 mM NaCl | Sigma | |
| 2.7 mM KCl | Sigma | ||
| 10 mM Na2HPO4 | Sigma | ||
| 1.8 mM KH2PO4 | Sigma | ||
| AFOG solution | 3 g Fuchsin | Fisher Scientific | |
| 2 g Orange G | Sigma | ||
| 1 g Anilin blue | Fulka AG | ||
| 200 ml acifidied distilled H2O (pH 1.1) |
References
- Muneoka, K., Allan, C. H., Yang, X., Lee, J., Han, M. Mammalian regeneration and regenerative medicine. Birth Defects Research Part C: Embryo Today: Reviews. 84 (4), 265-280 (2008).
- Carlson, B. M. Some principles of regeneration in mammalian systems. Anatomical Record. Part B, New Anatomist. 287 (1), 4-13 (2005).
- Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. -C., Rudnicki, M. A. Satellite cells and skeletal muscle regeneration. Comprehensive Physiology. 5 (3), 1027-1059 (2015).
- Relaix, F., et al. Perspectives on skeletal muscle stem cells. Nature Communications. 12 (1), 692 (2021).
- Tulenko, F. J., Currie, P. Zebrafish myology. The Zebrafish in Biomedical Research. Cartner, S. C. , Academic Press. Cambridge, MA. 115-121 (2020).
- Siegel, A. L., Gurevich, D. B., Currie, P. D. A myogenic precursor cell that could contribute to regeneration in zebrafish and its similarity to the satellite cell. The FEBS Journal. 280 (17), 4074-4088 (2013).
- Corona, B. T., Wenke, J. C., Ward, C. L. Pathophysiology of volumetric muscle loss injury. Cells Tissues Organs. 202 (3-4), 180-188 (2016).
- Pfefferli, C., Jaźwińska, A.
- Sehring, I. M., Weidinger, G. Recent advancements in understanding fin regeneration in zebrafish. WIREs Developmental Biology. 9 (1), 367 (2020).
- Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T.
- Sanz-Morejón, A., Mercader, N. Recent insights into zebrafish cardiac regeneration. Current Opinion in Genetics & Development. 64, 37-43 (2020).
- Chassot, B., Pury, D., Jaźwińska, A. Zebrafish fin regeneration after cryoinjury-induced tissue damage. Biology Open. 5 (6), 819-828 (2016).
- Chablais, F., Veit, J., Rainer, G., Jaźwińska, A. The zebrafish heart regenerates after cryoinjury-induced myocardial infarction. BMC Developmental Biology. 11, 21 (2011).
- Schnabel, K., Wu, C. C., Kurth, T., Weidinger, G. Regeneration of cryoinjury induced necrotic heart lesions in zebrafish is associated with epicardial activation and cardiomyocyte proliferation. PLoS One. 6 (4), e18503 (2011).
- Gonzalez-Rosa, J. M., Martin, V., Peralta, M., Torres, M., Mercader, N. Extensive scar formation and regression during heart regeneration after cryoinjury in zebrafish. Development. 138 (9), 1663-1674 (2011).
- Ryan, R., Moyse, B. R., Richardson, R. J. Zebrafish cardiac regeneration-Looking beyond cardiomyocytes to a complex microenvironment. Histochemistry and Cell Biology. 154 (5), 533-548 (2020).
- Jaźwińska, A., Sallin, P. Regeneration versus scarring in vertebrate appendages and heart. Journal of Pathology. 238 (2), 233-246 (2016).
- Alexander, R. The orientation of muscle fibres in the myomeres of fishes. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 49, 163-290 (1969).
- Morin-Kensicki, E. M., Melancon, E., Eisen, J. S. Segmental relationship between somites and vertebral column in zebrafish. Development. 129 (16), 3851-3860 (2002).
- Berberoglu, M. A., et al. Satellite-like cells contribute to pax7-dependent skeletal muscle repair in adult zebrafish. Developmental Biology. 424 (2), 162-180 (2017).
- Montandon, M., Currie, P. D., Ruparelia, A. A. Examining muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease. Journal of Visualized Experiments. (167), e62071 (2021).
- Pipalia, T. G., et al. Cellular dynamics of regeneration reveals role of two distinct Pax7 stem cell populations in larval zebrafish muscle repair. Disease Models & Mechanisms. 9 (6), 671-684 (2016).
- Ratnayake, D., et al. Macrophages provide a transient muscle stem cell niche via NAMPT secretion. Nature. 591 (7849), 281-287 (2021).
- Kaliya-Perumal, A. -K., Ingham, P. W. Musculoskeletal regeneration: A zebrafish perspective. Biochimie. 196, 171-181 (2022).
- Aleström, P., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Laboratory Animals. 54 (3), 213-224 (2019).
- Saera-Vila, A., et al. Myocyte dedifferentiation drives extraocular muscle regeneration in adult zebrafish. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (8), 4977-4993 (2015).
- Baust, J. G., Gage, A. A.
- Galluzzi, L., et al. Molecular mechanisms of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2018. Cell Death and Differentiation. 25 (3), 486-541 (2018).
- Chablais, F., Jaźwińska, A. Induction of myocardial infarction in adult zebrafish using cryoinjury. Journal of Visualized Experiments. (62), e3666 (2012).
- Chablais, F., Jaźwińska, A. The regenerative capacity of the zebrafish heart is dependent on TGFbeta signaling. Development. 139 (11), 1921-1930 (2012).
- Bise, T., Sallin, P., Pfefferli, C., Jaźwińska, A. Multiple cryoinjuries modulate the efficiency of zebrafish heart regeneration. Scientific Reports. 10 (1), 11551 (2020).
