Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Utilisation de l’imagerie STED de cellules vivantes pour visualiser l’ultrastructure de la membrane interne mitochondriale dans des modèles de cellules neuronales

Published: June 30, 2023 doi: 10.3791/65561
Automatic Translation
1, 2, 1, 2
1Center for Open Research Resources and Equipment, University of Connecticut, 2Department of Molecular and Cell Biology, University of Connecticut

Summary

Ce protocole présente un flux de travail pour la propagation, la différenciation et la coloration de cellules SH-SY5Y en culture et de neurones primaires de l’hippocampe de rat pour la visualisation et l’analyse de l’ultrastructure mitochondriale à l’aide de la microscopie à déplétion par émission stimulée (STED).

Abstract

Les mitochondries jouent de nombreux rôles essentiels dans la cellule, notamment la production d’énergie, la régulation de l’homéostasie du Ca2+ , la biosynthèse des lipides et la production d’espèces réactives de l’oxygène (ROS). Ces processus médiés par les mitochondries jouent des rôles spécialisés dans les neurones, coordonnant le métabolisme aérobie pour répondre aux besoins énergétiques élevés de ces cellules, modulant la signalisation Ca2+ , fournissant des lipides pour la croissance et la régénération des axones et ajustant la production de ROS pour le développement et la fonction neuronaux. Le dysfonctionnement mitochondrial est donc un facteur central des maladies neurodégénératives. La structure et la fonction mitochondriales sont inextricablement liées. La membrane interne morphologiquement complexe avec des plis structurels appelés crêtes abrite de nombreux systèmes moléculaires qui exécutent les processus de signature de la mitochondrie. Les caractéristiques architecturales de la membrane interne sont ultrastructurales et donc trop petites pour être visualisées par la microscopie résolue traditionnelle limitée par diffraction. Ainsi, la plupart des connaissances sur l’ultrastructure mitochondriale proviennent de la microscopie électronique sur des échantillons fixes. Cependant, les technologies émergentes de la microscopie à fluorescence à super-résolution offrent désormais une résolution allant jusqu’à quelques dizaines de nanomètres, ce qui permet de visualiser les caractéristiques ultrastructurales des cellules vivantes. L’imagerie à super-résolution offre donc une capacité sans précédent à imager directement les détails fins de la structure mitochondriale, de la distribution des protéines à l’échelle nanométrique et de la dynamique des crêtes, fournissant ainsi de nouvelles informations fondamentales qui relient les mitochondries à la santé et à la maladie humaines. Ce protocole présente l’utilisation de la microscopie à super-résolution à déplétion par émission stimulée (STED) pour visualiser l’ultrastructure mitochondriale de cellules vivantes de neuroblastome humain et de neurones primaires de rat. Cette procédure est organisée en cinq sections : (1) croissance et différenciation de la lignée cellulaire SH-SY5Y, (2) isolement, placage et croissance des neurones primaires de l’hippocampe du rat, (3) procédures de coloration des cellules pour l’imagerie STED vivante, (4) procédures pour les expériences STED sur cellules vivantes utilisant un microscope STED comme référence, et (5) conseils pour la segmentation et le traitement d’images à l’aide d’exemples pour mesurer et quantifier les caractéristiques morphologiques de la membrane interne.

Introduction

Les mitochondries sont des organites eucaryotes d’origine endosymbiotique qui sont responsables de la régulation de plusieurs processus cellulaires clés, notamment le métabolisme intermédiaire et la production d’ATP, l’homéostasie ionique, la biosynthèse des lipides et la mort cellulaire programmée (apoptose). Ces organites sont topologiquement complexes, contenant un système à double membrane qui établit plusieurs sous-compartiments1 (Figure 1A). La membrane mitochondriale externe (OMM) interface avec le cytosol et établit des contacts inter-organites directs 2,3. La membrane mitochondriale interne (IMM) est une membrane d’économie d’énergie qui maintient des gradients d’ions stockés principalement sous forme de potentiel de membrane électrique (ΔΨm) pour piloter la synthèse d’ATP et d’autres processus nécessitant de l’énergie 4,5. L’IMM est subdivisée en membrane limite interne (IBM), qui est étroitement apprimée à l’OMM, et en structures saillantes appelées crêtes qui sont liées par la membrane des crêtes (CM). Cette membrane délimite le compartiment le plus interne de la matrice de l’espace intracristallin (ICS) et de l’espace intermembranaire (IMS).

Les mitochondries ont une morphologie dynamique basée sur des processus continus et équilibrés de fission et de fusion qui sont régis par des mécanoenzymes de la superfamille des dynamines6. La fusion permet une connectivité accrue et la formation de réseaux réticulaires, tandis que la fission conduit à la fragmentation mitochondriale et permet l’élimination des mitochondries endommagées par mitophagie7. La morphologie mitochondriale varie selon le type de tissu8 et le stade de développement9 et est régulée pour permettre aux cellules de s’adapter à des facteurs tels que les besoins énergétiques 10,11 et les facteurs de stress 12. Les caractéristiques morphométriques standard des mitochondries, telles que l’étendue de la formation du réseau (interconnectées ou fragmentées), le périmètre, la surface, le volume, la longueur (rapport hauteur/largeur), la rondeur et le degré de ramification, peuvent être mesurées et quantifiées par microscopie optique standard car les tailles de ces caractéristiques sont supérieures à la limite de diffraction de la lumière (~200 nm)13.

L’architecture des crêtes définit la structure interne des mitochondries (Figure 1B). La diversité des morphologies des crêtes peut être classée en deux grandes catégories : plates (lamellaires ou discoïdales) ou tubulaires-vésiculaires14. Toutes les crêtes se fixent à l’IBM par des structures tubulaires ou en forme de fente appelées jonctions de crêtes (CJ) qui peuvent servir à compartimenter l’IMS de l’ICS et l’IBM du CM15. La morphologie des crêtes est régulée par des complexes protéiques clés de l’IMM, y compris (1) le site de contact mitochondrial et le système d’organisation des crêtes (MICOS) qui réside au niveau des CJ et stabilise les contacts IMM-OMM 16, (2) la GTPase de l’atrophie optique 1 (OPA1) qui régule le remodelage des crêtes17,18,19, et (3) la F1FO ATP synthase qui forme des assemblages oligomères stabilisateurs aux extrémités des crêtes (CTs)20, Chapitre 21. De plus, l’IMM est enrichi en phospholipides non bicouches phosphatidyléthanolamine et cardiolipine qui stabilisent l’IMM22 très incurvé. Les crêtes sont également dynamiques, démontrant des changements morphologiques dans diverses conditions, telles que différents états métaboliques 23,24, avec différents substrats respiratoires 25, sous famine et stress oxydatif 26,27, avec apoptose28,29, et avec le vieillissement 30. Récemment, il a été démontré que les crêtes pouvaient subir des événements de remodelage majeurs sur une échelle de temps de quelques secondes, soulignant leur nature dynamique31. Plusieurs caractéristiques des crêtes peuvent être quantifiées, y compris les dimensions des structures à l’intérieur des crêtes individuelles (par exemple, la largeur CJ, la longueur et la largeur des crêtes) et les paramètres qui relient les cristas individuelles à d’autres structures (par exemple, l’espacement intra-crête et l’angle d’incidence des crêtes par rapport à l’OMM)32. Ces paramètres quantifiables montrent une corrélation directe avec la fonction. Par exemple, l’étendue de la production d’ATP mitochondrial est positivement liée à l’abondance des crêtes, quantifiée par la densité des crêtes ou le nombre de crêtes normalisé à une autre caractéristique (par exemple, les crêtes par zone OMM)33,34,35. Parce que la morphologie IMM est définie par des caractéristiques à l’échelle nanométrique, elle comprend une ultrastructure mitochondriale, qui nécessite des techniques d’imagerie qui fournissent une résolution supérieure à la limite de diffraction de la lumière. Comme décrit ci-dessous, ces techniques comprennent la microscopie électronique et la microscopie à super-résolution (nanoscopie).

Les cellules neurales et gliales du système nerveux central (SNC) sont particulièrement dépendantes de la fonction mitochondriale. En moyenne, le cerveau ne représente que 2 % du poids corporel total, mais utilise 25 % du glucose corporel total et représente 20 % de la consommation d’oxygène corporel, ce qui le rend vulnérable aux déficiences du métabolisme énergétique36. Les maladies neurodégénératives progressives (ND), notamment la maladie d’Alzheimer (MA), la sclérose latérale amyotrophique (SLA), la maladie de Huntington (MH), la sclérose en plaques (SEP) et la maladie de Parkinson (MP), sont parmi les pathologies les plus étudiées à ce jour, les efforts de recherche allant de la compréhension des fondements moléculaires de ces maladies à la recherche de prévention et d’interventions thérapeutiques potentielles. Les ND sont associés à une augmentation du stress oxydatif provenant en partie des espèces réactives de l’oxygène (ROS) générées par la chaîne de transport d’électrons mitochondriales (ETC)37, ainsi qu’à une altération de la manipulation du calcium mitochondrial 38 et du métabolisme des lipides mitochondriaux39. Ces altérations physiologiques s’accompagnent de défauts notés dans la morphologie mitochondriale qui sont associés à AD 40,41,42,43,44, ALS45,46, HD47,48,49, MS50 et 51,52,53. Ces défauts structurels et fonctionnels peuvent être couplés par des relations de cause à effet complexes. Par exemple, étant donné que la morphologie des crêtes stabilise les enzymes OXPHOS54, les ROS mitochondriaux ne sont pas seulement générés par l’ETC, mais ils agissent également pour endommager l’infrastructure dans laquelle réside l’ETC, favorisant un cycle ROS feed-forward qui améliore la susceptibilité aux dommages oxydatifs. De plus, il a été démontré que la désorganisation des crêtes déclenche des processus tels que la libération d’ADN mitochondrial (ADNmt) et les voies inflammatoires liées aux troubles auto-immuns, métaboliques et liés à l’âge55. Par conséquent, l’analyse de la structure mitochondriale est essentielle pour une compréhension complète des ND et de leurs fondements moléculaires.

Les méthodes populaires d’observation des crêtes, y compris la microscopie électronique à transmission, la tomographie électronique et la cryotomographie électronique (cryo-ET), et la tomographie à rayons X, en particulier la tomographie cryo-molle, ont révélé des résultats importants et des travaux avec une variété de types d’échantillons 56,57,58,59,60 . Malgré les progrès récents vers une meilleure observation de l’ultrastructure organellaire, ces méthodes s’accompagnent toujours de la mise en garde de nécessiter la fixation d’échantillons et, par conséquent, ne peuvent pas capturer directement la dynamique en temps réel des crêtes. La microscopie à fluorescence à super-résolution, en particulier sous la forme de la microscopie à illumination structurée (SIM), de la microscopie de reconstruction optique stochastique (STORM), de la microscopie de localisation photoactivée (PALM), de la microscopie à expansion (ExM) et de la microscopie à déplétion par émission stimulée (STED), est devenue un moyen populaire de visualiser les structures nécessitant une résolution inférieure à la limite de diffraction qui contraint les méthodes classiques de microscopie optique. Lorsque l’ExM est utilisé en conjonction avec une autre technique de super-résolution, les résultats sont impressionnants, mais l’échantillon doit être fixé et coloré dans un gel61. En comparaison, SIM, PALM/STORM et STED ont tous été utilisés avec succès avec des échantillons vivants, et de nouveaux colorants prometteurs qui colorent généralement l’IMM fournissent une approche nouvelle et facile pour l’imagerie en direct de la dynamique des cristae mitochondriales 62,63,64,65,66. Les progrès récents dans les colorants vivants pour l’imagerie STED ont amélioré la luminosité et la photostabilité des colorants, et ces colorants ciblent l’IMM à un degré de spécificité plus élevé que leurs prédécesseurs. Ces développements permettent la collecte d’expériences à long terme en timelapse et en z-stack avec l’imagerie à super-résolution, ouvrant la porte à une meilleure analyse de l’ultrastructure et de la dynamique mitochondriales sur cellules vivantes.

Les protocoles d’imagerie des cellules vivantes des cellules SH-SY5Y indifférenciées et différenciées colorées avec le colorant PKmito Orange (PKMO) à l’aide de STED63 sont fournis. La lignée cellulaire SH-SY5Y est un dérivé trois fois sous-cloné de la lignée cellulaire parentale, SK-N-SH, générée à partir d’une biopsie de la moelle osseuse du neuroblastome métastatique67,68,69,70. Cette lignée cellulaire est un modèle in vitro couramment utilisé dans la recherche sur la ND, en particulier avec des maladies telles que la maladie d’Alzheimer, la maladie de Parkinson et la maladie de Parkinson, dans lesquelles le dysfonctionnement mitochondrial est fortement impliqué 10,43,71,72,73. La capacité de différencier les cellules SH-SY5Y en cellules ayant un phénotype semblable à celui des neurones en manipulant des milieux de culture s’est avérée un modèle approprié pour la recherche en neurosciences sans s’appuyer sur des cellules neuronales primaires10,74. Dans ce protocole, de l’acide rétinoïque (AR) a été ajouté au milieu de culture cellulaire pour induire la différenciation des cellules SH-SY5Y. La polyarthrite rhumatoïde est un dérivé de la vitamine A et il a été démontré qu’elle régule le cycle cellulaire et favorise l’expression des facteurs de transcription qui régulent la différenciation neuronale75. Un protocole de culture et d’imagerie de cellules vivantes de neurones isolés de l’hippocampe du rat est également fourni. Il a été démontré que l’hippocampe est affecté par la dégénérescence mitochondriale et, avec le cortex, joue un rôle important dans le vieillissement et la ND 76,77,78,79,80.

Protocol

1. Propagation et différenciation des cellules SH-SY5Y

  1. Préparation des milieux pour la croissance et l’entretien des cellules
    1. Préparer le milieu d’aigle modifié de Dulbecco complet et riche en glucose (DMEM, 4,5 g/L de D-glucose, 4 mM de L-glutamine, 110 mg/L de pyruvate de sodium) complété par un antibiotique-antimycosique final à 1 % (v/v) (10 000 unités/mL de pénicilline, 10 000 μg/mL de streptomycine et 25 μg/mL d’amphotéricine B) et des quantités variables de sérum de veau fœtal (FBS) (voir le tableau des matériaux). Les quantités de FBS dans les milieux de différenciation varient entre 10 %, 5 % ou 2 % (v/v) FBS finaux.
  2. Entretien des cellules
    1. Maintenir les cellules dans du DMEM complété par 10 % (v/v) de FBS et les placer à 37 °C et 5 % de CO2, puis les ensemencer dans du DMEM contenant 5 % (v/v) de FBS pour la différenciation. Des stocks de cellules congelées ont été entreposés dans des FBS avec 10 % (v/v) de diméthylsulfoxyde (DMSO) à raison de 1-2 x 107 cellules/mL.
  3. Préparation de l’acide rétinoïque (AR)
    1. Dissoudre 7,51 mg d’all-trans-RA (voir le tableau des matières) dans 5 mL d’éthanol à 95 % fraîchement préparé pour obtenir 5 mM de solution mère. Vérifier la concentration avec absorbance à 350 nm (ɛ = 44 300 M-1 cm-1), obtenue à partir de la fiche d’information du produit du protocole81 du fabricant, en utilisant une dilution de la solution mère à 5 μM dans de l’éthanol. Conservez 5 mM de stock à l’abri de la lumière à 4 °C jusqu’à 6 semaines.
  4. Préparation de la poly-D-lysine pour le revêtement de lamelles
    REMARQUE : Le protocole de produit de poly-D-lysine (PDL), qui se trouve dans la section Documents et téléchargements du site du fournisseur82, fournit des informations sur le revêtement d’une variété de récipients de culture.
    1. Ce protocole comprend des volumes basés sur une cuve chambrée à 2 puits d’une superficie de 4 cm2 par puits avec des fonds en verre de protection en borosilicate stérile #1.5 (voir le tableau des matériaux). Diluer la solution mère de PDL deux fois à 50 μg/mL avec le PBS de Dulbecco (DPBS ; pas de calcium, pas de magnésium).
      REMARQUE : #1.5 ou #1.5H sont tous deux des épaisseurs acceptables, qui sont essentielles pour la qualité de l’image. D’autres épaisseurs induiront une aberration sphérique et doivent être évitées.
  5. Revêtement de lamelles avec PDL
    REMARQUE : Les lamelles peuvent être exposées à la lumière ultraviolette (UV) pendant 10 à 15 minutes dans une enceinte de sécurité biologique pour une stérilisation ultérieure.
    1. Appliquer 1,2 mL de solution PDL à 50 μg/mL dans chaque puits de lamelles stériles chambrées dans une armoire de culture cellulaire et incuber à température ambiante pendant 1 h. Retirer la solution PDL et rincer trois fois avec 3,6 mL d’eau distillée. Une fois le lavage final terminé, laissez sécher la chambre revêtue pendant 2 h exposée à l’air avant de la rincer et de l’utiliser immédiatement ou de la conserver dans un récipient hermétique à 4 °C jusqu’à 2 semaines.
      REMARQUE : Rincez abondamment les lamelles car l’excès de PDL peut être toxique pour les cellules.
  6. Différenciation des cellules SH-SY5Y avec PR
    REMARQUE : N’utilisez pas de cellules au-dessus du passage 15. Les cellules sont traversées à 80 % à 90 % de confluence. Les procédures de différenciation diffèrent mais suivent des étapes similaires. Une différenciation supplémentaire des neuroblastomes en neurones matures est obtenue avec un traitement ultérieur avec le facteur neurotrophique dérivé du cerveau (BDNF)68,83,84,85, mais n’a pas été réalisée dans ce protocole.
    FACULTATIF : Établir les cellules pendant au moins 24 h avant de semer sur la vitre de protection. Pour préparer des cellules à partir de bouillons congelés, décongeler rapidement 1 mL de flacons congelés de cellules et ajouter à 9 mL de substrat préchauffé additionné de 10 % de FBS, puis essorer à 350 x g pendant 10 minutes (à température ambiante) et jeter le surnageant pour éliminer le DMSO. Remettre en suspension la pastille cellulaire dans 5 mL de milieux préchauffés et de cellules de semence dans une fiole T-25. Une fois que les cellules ont atteint 80 % à 90 % de confluence, faites passer les cellules en les comptant et en les ensemencant pour la différenciation, le cas échéant.
    1. Jour 0 : Cellules germées.
      1. Ensemencez les cellules sur un verre de protection chambré à partir de stocks congelés ou d’une fiole en état de marche. Utiliser une densité de semis de 1,5 x 104 cellules/cm2.
        REMARQUE : Un seul puits dans une vitre de protection standard à 2 puits avec une surface de culture de 4 cm2 nécessitera 6,0 x 104 cellules. Les cellules qui resteront indifférenciées doivent être ensemencées avec du DMEM complété par 10 % (v/v) de FBS, et les cellules qui seront différenciées doivent être ensemencées avec du DMEM complété par 5 % (v/v) de FBS.
    2. Jour 1 : Commencer le traitement de différenciation de la polyarthrite rhumatoïde.
      1. Préparer le DMEM complété par 5 % (v/v) de FBS, 1 % (v/v) d’antibiotique-antimycosique et une concentration finale de 10 μM de RA ou d’éthanol du même volume d’additif pour servir de contrôle du véhicule pour cette procédure de différenciation. Retirez le substrat dans le verre de protection chambré utilisé pour l’ensemencement, rincez avec 1x PBS et ajoutez le nouveau DMEM dans les puits.
    3. Jour 3 : Remplacez le média par un média frais contenant de l’AR ou de l’éthanol.
      1. Retirer le milieu du jour 1 et le remplacer par un milieu neuf complété par 2 % (v/v) de FBS, 1 % (v/v) d’antibiotique-antimycosique et 10 μM de RA ou 95 % d’éthanol du même volume d’additif pour servir de contrôle du véhicule pour cette procédure de différenciation. Retirez le substrat dans le verre de protection chambré utilisé pour l’ensemencement, rincez avec 1x PBS et ajoutez un nouveau média dans les puits.
    4. Jour 6 : Réalisation de l’imagerie des cellules.
      REMARQUE : Les temps de différenciation cellulaire varient selon le protocole, mais six jours d’exposition à la PR sont suffisants pour induire un phénotype de type neurone dans les cellules SH-SY5Y86.
      1. Effectuez des images en direct, avec les détails des sections 3 et 4 (Figure 2).

2. Culture primaire de neurones hippocampiques de rat

  1. Préparation de matériaux pour l’isolement des neurones de l’hippocampe du rat.
    1. Préparez du DMEM frais supplémenté.
      1. Filtrer et stériliser un mélange de DMEM (glucose élevé, sans pyruvate de sodium) complété par 10 % (v/v) de FBS inactivé par la chaleur, 1 % (v/v) de solution de pyruvate de sodium et 1 % (v/v) de pénicilline-streptomycine (10 000 U/mL). Conserver jusqu’à 2 semaines à 4 °C.
    2. Préparez un milieu de croissance neuronal frais supplémenté.
      1. Filtrer et stériliser un mélange de milieux de croissance neuronales additionné de 2 % (v/v) de vitamine B27, de 0,25 % (v/v) de glutamine et de 1 % (v/v) de pénicilline-streptomycine (voir le tableau des matériaux). Conserver jusqu’à 2 semaines à 4 °C.
  2. Préparer la culture primaire des neurones de l’hippocampe.
    1. Préparer la culture primaire des neurones de l’hippocampe à la suite de travaux publiés précédemment87 et à partir du protocole du produit sur le site du fabricant à partir duquel l’hippocampe de rat E18 disséqué est obtenu88 (voir le tableau des matériaux). Ce protocole aboutit à une population principalement neuronale avec <2% d’astrocytes.
      REMARQUE : Le milieu d’hibernation avec lequel ce tissu est expédié sera utilisé pour les prochaines étapes de ce protocole. Ne le jetez pas.
    2. Préparer les matériaux et les milieux pour la dissociation des tissus.
      1. Allumez une pipette Pasteur pour diminuer le diamètre de l’ouverture et rangez-la dans une feuille d’aluminium pour éviter toute contamination jusqu’à l’utilisation. Préchauffer le DMEM préparé, la solution saline tamponnée de Hank (HBSS) et le milieu de croissance des neurones à 37 °C. Ajouter 2 flocons de DNAase à l’aide d’une pince à épiler stérile dans un tube conique de 15 ml.
    3. Effectuer la dissociation tissulaire.
      1. Retirez autant que possible le milieu d’hibernation dans lequel l’hippocampe de rat E18 disséqué est stocké avant de placer le tissu dans le tube conique de 15 ml contenant l’ADNase et d’incuber brièvement à 37 °C. Ajouter 900 μL de 1X HBSS suivi de 100 μL de trypsine à 0,5 %. Incuber le tissu à 37 °C pendant 15 min.
        REMARQUE : Les plaques revêtues de PDL peuvent être retirées de l’entreposage et placées dans un incubateur jusqu’à ce qu’elles soient utilisées pendant cette période d’incubation.
    4. Effectuer l’homogénéisation des tissus et le comptage cellulaire.
      1. Après l’incubation avec la trypsine, retirer le milieu et ajouter 1 mL de milieu d’hibernation-ADNase préchauffé de l’étape précédente au tissu et homogénéiser avec la pipette Pasteur. Le support aura l’air opaque, puis s’éclaircira progressivement au fur et à mesure que l’homogénéisation se poursuivra.
      2. Ajoutez des neurones dissociés dans un nouveau tube avec 4 ml de DMEM préchauffé, puis comptez les cellules à l’aide d’un compteur de cellules.
    5. Effectuer le placage cellulaire et la croissance des cellules primaires.
      1. Cellules à plaques d’une densité d’environ 1,65 x 104 cellules/cm2 en DMEM. Pour une vitre de protection à 2 puits (4 cm 2), ensemencer 65 000 à 70 000 cellules par puits avec2 mL de DMEM. Incuber les cellules à 37 °C et 5 % de CO 2 pendant2 h avant de vérifier l’adhérence. Une fois que les cellules commencent à adhérer, retirez 1 mL de milieu et remplacez-le par le même volume de milieu d’hibernation, puis agitez doucement pour mélanger. Une fois le milieu mélangé, répétez ce processus et retirez la moitié du milieu présent et remplacez-le par le même volume de milieu de croissance neuronale, puis mélangez doucement.
        REMARQUE : Le jour du placage est considéré comme un jour in vitro (DIV) 0, et les cellules sont prêtes à être photographiées à la DIV 7 (Figure 2).

3. Préparation des cellules pour l’imagerie des cellules vivantes

REMARQUE : Les types et l’origine des cellules (c.-à-d. les cellules cultivées et primaires) peuvent différer en ce qui concerne les exigences en matière de coloration ; Voir les rapports publiés pour plus de détails62,63.

  1. Préparation de PKmito Orange
    REMARQUE : D’autres colorants qui colorent généralement l’IMM ont été signalés64,65,66 et sont disponibles dans le commerce. PKMO est le seul utilisé dans ce protocole.
    1. Remettre en suspension la poudre PKMO (voir le tableau des matériaux) dans du DMSO conformément aux instructions du fabricant89. Aspirez le milieu des cellules et lavez-le dans un milieu préchauffé sans rouge phénol. Préparer un stock de PKMO dans du DMEM préchauffé, sans rouge phénolique, complété par 2 % (v/v) de FBS ou 10 % (v/v) selon l’état de différenciation, HEPES jusqu’à une concentration finale de 20 mM et 1 % (v/v) d’antibiotique-antimycosique avant de colorer les cellules en suivant les instructions du fabricant. Cette formulation, sans PKMO, est le milieu d’imagerie des cellules vivantes.
  2. Coloration cellulaire avec PKMO
    1. Incuber les cellules avec le colorant à 37 °C et 5% de CO2, pendant 30 min. Laver les cellules trois fois avec des milieux d’imagerie de cellules vivantes, et pour le lavage final, incuber pendant 30 minutes à 37 °C, 5 % de CO2.
    2. Ajoutez des milieux d’imagerie de cellules vivantes frais et préchauffés. Les cellules sont maintenant prêtes pour l’imagerie.
      REMARQUE : Les traitements aigus (p. ex., médicaments et/ou facteurs de stress), lorsqu’ils sont utilisés, sont ajoutés avant l’imagerie en direct ; voir la section Discussion et la figure supplémentaire 1.

4. Imagerie de cellules vivantes par microscopie STED

REMARQUE : Ce protocole utilise un système STED construit autour d’un microscope inversé, le système étant spécifié dans le tableau des matériaux. Ce système est équipé de lasers à excitation pulsée (laser 561 nm avec puissance nominale ~300 μW) et d’un laser d’appauvrissement STED pulsé de 775 nm (puissance nominale 1,2 W), d’un scanner galvano réglable en continu et d’un détecteur de photodiodes à avalanche (APD) à filtre 615/20 nm. Une lentille à immersion dans l’huile 100x/1,40 pour STED est utilisée ici. Le logiciel Lightbox est utilisé pour l’acquisition d’images. Tous les détails fournis sont directement liés à ce logiciel et à la configuration du système.

  1. Directives générales et étapes pour l’imagerie
    1. Utilisez un incubateur ou une chambre environnementale pour maintenir la viabilité des cellules, mais les expériences à température ambiante à court terme sont également acceptables. Ces étapes sont spécifiques à la configuration STED décrite ci-dessus.
    2. Sélectionnez les jeux de laser et de filtres pour l’imagerie.
      1. Utilisez les paramètres d’un colorant orange en sélectionnant le ou les colorants utilisés dans la coloration dans la liste des colorants, ou celui dont les propriétés spectrales sont les plus proches du ou des colorants utilisés. Activez-les en double-cliquant ou en les faisant glisser vers la liste d’exemples, où il est indiqué « Faites glisser le(s) colorant(s) ici ».
    3. Sélectionnez une région à imager.
      1. Dans une vue d’ensemble, créez une région d’intérêt (ROI) autour d’une mitochondrie d’intérêt en sélectionnant le bouton rectangulaire ROI et en cliquant et en faisant glisser pour façonner la région. Le ROI peut être redimensionné et pivoté à l’aide des coins ROI ou des bords incurvés qui apparaissent lorsque vous passez la souris sur un coin.
        REMARQUE : Un résumé des paramètres d’imagerie suggérés se trouve dans le tableau 1. Ces paramètres ont été ajustés empiriquement à l’aide de ceux précédemment rapportés pour cette configuration STED et cette combinaison de colorants63.
    4. Mettez en place un portail.
      1. À côté du menu Général , sélectionnez le menu Déclenchement ou cliquez longuement pour ajouter le menu à la vue. Il est recommandé d’ajuster l’extrémité du détecteur STED à 1-1,05 à 7,8-7,85 ns, comme présenté ici. Les temps de déclenchement peuvent varier et être aussi courts que 1-1,05 à 7-7,05 ns.
    5. Ajustez l’intensité de manière appropriée en fonction de l’échantillon.
      REMARQUE : Généralement, la puissance d’excitation utilisée pour STED est 2 à 3 fois supérieure à la puissance utilisée pour le confocal, de sorte qu’un échantillon nécessitant une puissance laser d’excitation de 5% pour le confocal peut utiliser une puissance laser d’excitation de 10% à 15% pendant l’acquisition de STED.
      1. Réglez le laser d’excitation pour STED sur 15%-20% et le laser d’appauvrissement STED sur 20%-25% avec des accumulations de 10 lignes. Utilisez un temps d’arrêt des pixels de 4 μs avec une taille de pixel de 20 à 25 nm. Le trou d’épingle a été maintenu à 1,0 UA pour les cellules en culture et à 0,7 UA pour les cellules primaires de l’hippocampe de rat afin d’améliorer la section optique dans les mitochondries les plus denses.
        REMARQUE : Les images confocales et STED peuvent toutes deux être acquises pour une comparaison côte à côte (Figure 3A, B, Figure 4A) ou seule la STED peut être acquise.
  2. Informations supplémentaires pour les séries chronologiques/z-series
    1. Sélectionnez la série chronologique.
      1. Sélectionnez le menu déroulant Heure . Définissez le nombre d’itérations (5 utilisées ici) et l’intervalle de temps (25 ou 30 s utilisé ici) souhaité pour un timelapse (Figure 3C, D, Figure 4B).
        REMARQUE : Si l’intervalle est plus court que le temps d’acquisition, les itérations se poursuivront sans délai. Lors de l’exécution d’un timelapse, il est fortement recommandé d’utiliser une unité de mise au point parfaite ou un suivi de mise au point similaire pour éviter toute dérive potentielle.
    2. Réglez la plage de volume.
      1. Réglez la plage de volume z comme vous le souhaitez en activant l’option Volume et en ajustant les deux extrémités de la plage. La taille des pas utilisée dans ce protocole pour l’imagerie 2D était de 150 à 200 nm. La taille de pas recommandée par rapport à l’échantillonnage de Nyquist requis pour la déconvolution du STED brut peut être calculée à l’aide d’outils en ligne90.
        REMARQUE : La puissance du laser d’épuisement STED et le nombre de plans imagés peuvent augmenter le photoblanchiment du colorant et l’exposition à la lumière de la cellule à des niveaux nocifs. Vérifiez s’il y a des signes de phototoxicité et de photodommages après l’acquisition.

5. Outils de traitement et d’analyse de l’ultrastructure mitochondriale

REMARQUE : Le traitement d’image (c’est-à-dire la déconvolution) est facultatif, mais généralement utilisé lors de la création et de l’analyse d’images STED en vue de leur publication. La déconvolution pour améliorer le contraste et réduire le bruit est fortement suggérée pour une segmentation optimale des crêtes individuelles, comme décrit ci-dessous (Figure 2).

  1. Déconvolution d’image STED
    REMARQUE : Le logiciel utilisé pour la déconvolution dans ce protocole est fourni dans le tableau des matériaux.
    1. Définissez les paramètres microscopiques de l’image.
      REMARQUE : Assurez-vous que les métadonnées du microscope sont correctement saisies dans les paramètres microscopiques de l’image. Cela inclut l’indice de réfraction du milieu de montage ; milieu d’immersion ; taille des pixels ; les longueurs d’onde d’excitation, d’émission et d’épuisement ; et toute autre information pertinente. Les modèles avec ces paramètres peuvent être enregistrés pour être réutilisés.
    2. Déconvolutez les images STED brutes à l’aide de l’algorithme logiciel.
      1. L’accès aux algorithmes de déconvolution automatisés dans les logiciels de déconvolution permet un traitement d’image par déconvolution sans intervention. Sélectionnez le bouton Express et définissez le type de déconvolution sur Rapide, Standard, Agressif ou Conservateur pour différents degrés de puissance de déconvolution. Des images représentatives utilisant la déconvolution express avec des paramètres agressifs sont présentées (Figure 3, Figure 4 et Figure 5).
      2. Enregistrez les images du logiciel de déconvolution au format ICS2.
    3. Pour la déconvolution manuelle, effectuez les opérations suivantes.
      1. En bref, lorsque vous effectuez une déconvolution manuelle, enregistrez les modèles de l’assistant de déconvolution par souci de cohérence et ayez la possibilité de charger un modèle au démarrage de l’assistant. Utilisez les informations de la fonction d’étalement des points mesurés (PSF) si elles sont générées avec la configuration et les paramètres d’acquisition.
      2. Recadrez l’image STED brute, si nécessaire, avant que le logiciel de déconvolution ne stabilise automatiquement l’image. Les modules complémentaires aux progiciels de déconvolution permettent une compensation spécifique d’éventuels artefacts d’imagerie tels que la dérive thermique et les aberrations chromatiques.
      3. Ensuite, générez un histogramme logarithmique pour effectuer manuellement ou automatiquement une soustraction en arrière-plan. Sélectionnez l’algorithme de déconvolution classique d’estimation du maximum de vraisemblance (CMLE).
        REMARQUE : Pour la déconvolution, les valeurs clés à ajuster sont le seuil de rapport signal/bruit, le nombre d’itérations et le seuil de qualité. Ces valeurs peuvent être ajustées et la déconvolution peut être prévisualisée pour déterminer les paramètres optimaux.
  2. Segmentation et analyse des particules
    NOTE : Ce protocole utilise FIJI (Is Just ImageJ), un logiciel open-source (voir Table des matériaux), à des fins de segmentation et d’analyse. D’autres logiciels comparables, notamment CellProfiler, Icy, Ilastik et QuPath, sont disponibles à ces fins.
    1. Préparez les images pour la segmentation.
      1. Ouvrez les images STED brutes .obf ou les fichiers .ics2 à partir du logiciel de déconvolution en accédant à Fichier → Ouvrir ou en cliquant et en faisant glisser les fichiers vers la barre d’outils ImageJ. À partir de là, tout traitement qui facilite la segmentation des images peut être effectué avant la segmentation.
      2. Pour que les modifications restent cohérentes, enregistrez les fonctions à l’aide des plug-ins → des macros → Enregistrer et copiez-collez les raccourcis clavier dans une nouvelle macro, à partir de Plugins → Nouvelle macro →. Assurez-vous de sélectionner l’image à traiter avant d’exécuter la macro.
        REMARQUE : Les modifications couramment acceptées pour la quantification de la taille et de la forme comprennent le recadrage, la projection d’une pile z et la soustraction de l’arrière-plan avec le lissage désactivé. Les modifications doivent être effectuées de manière cohérente entre les images d’un ensemble de données et signalées.
    2. Ajuster les paramètres de segmentation Weka pouvant être entraînés
      REMARQUE : Des détails supplémentaires avec des instructions étape par étape pour l’utilisation de l’outil de segmentation semi-automatique et des analyses en aval pour les mitochondries ont été publiés91.
      1. Ouvrez les images STED déconvoluées dans le plug-in Trainable Weka Segmentation (TWS)92 , situé sous Plugins → Segmentation → Trainable Weka Segmentation. Dans les paramètres de segmentation, sélectionnez les fonctions Flou gaussien, Projections de membrane et Filtre Sobel . L’épaisseur de membrane par défaut est 1 et la taille par défaut du patch de membrane est 19.
      2. Étiquetez la classe 1 ou 2 comme « Cristae » et l’autre comme « Arrière-plan » (Figure 2). Les modèles peuvent également être enregistrés à l’aide du bouton Enregistrer le classificateur . Sélectionnez le classificateur de charge pour réutiliser ces paramètres pour d’autres images.
    3. Effectuez des suivis de classe TWS.
      1. Utilisez l’outil Ligne ou d’autres formes pour mettre en évidence certaines des crêtes ou de l’arrière-plan. Au moins certaines sélections d’arrière-plan doivent inclure des espaces entre les cristae. Tracez une ligne sur la structure à attribuer à l’une ou l’autre des classes, puis sélectionnez le bouton Ajouter à sur le côté droit pour les crêtes ou l’arrière-plan. Double-cliquez sur une trace pour supprimer la structure de cette étiquette.
    4. Effectuer une formation à la classification TWS.
      1. Sélectionnez le bouton Entraîner le classificateur sur le côté gauche pour générer une carte basée sur les informations fournies au plug-in. La superposition des classes segmentées peut être activée ou désactivée à l’aide du bouton Activer/désactiver la superposition, et l’opacité de la superposition peut être ajustée dans les paramètres. Le classificateur peut être réentraîné avec des étiquettes supplémentaires. Une fois satisfait, sélectionnez le bouton Obtenir la probabilité.
    5. Mesurez les particules.
      1. À l’aide de la carte de probabilité des crêtes, mettez l’image en seuil pour générer un masque, puis accédez à Analyser → Analyser les particules. En règle générale, le type de seuil par défaut peut être utilisé et la plage ajustée pour s’assurer que l’ensemble des crêtes est pris en compte. Les mesures fournies par l’analyse des particules peuvent être ajustées à l’aide de l’option Analyser → Définir les mesures.
        REMARQUE : Des exemples de paramètres de taille et de forme tels que la surface, le périmètre, la circularité et le rapport hauteur/largeur des crêtes sont mesurés et affichés en fonction des mesures sélectionnées (Figure 2, Figure 5A, Tableau supplémentaire 1).
      2. FACULTATIF : Sélectionnez l’image STED brute avec les mêmes dimensions que l’image déconvoluée et appliquez les ROI à partir du gestionnaire, puis sélectionnez Mesurer dans le gestionnaire de retour sur investissement pour obtenir des valeurs d’intensité.
    6. Obtenir des tracés linéaires.
      1. Des tracés linéaires ont été générés à partir des images STED déconvoluées. Tracez une ligne multipoints, ajustez l’épaisseur de la ligne à plusieurs pixels de large pour faire la moyenne du bruit et cannelez la ligne pour l’adapter aux mitochondries (Figure 2, Figure 5B). Le tracé linéaire généré est utilisé pour mesurer les distances crête à crête afin de rendre compte de la périodicité et de la distribution des crêtes sur une certaine plage.
        REMARQUE : Dans le même ordre d’idées, la densité des crêtes peut être rapportée comme le nombre de crêtes indépendantes dans une zone donnée, déterminé en mesurant la partie externe des mitochondries. La zone mitochondriale peut être déterminée en appliquant un filtre à l’image STED déconvoluée ou brute pour générer un masque. Assurez-vous que le masque s’adapte précisément au contour des mitochondries avant de mesurer la zone.

Representative Results

Ce protocole décrit les conditions de croissance cellulaire pour les cellules en culture et primaires, en mettant l’accent sur l’imagerie STED des cellules vivantes et les analyses ultérieures des crêtes mitochondriales. Les projections faites avec ImageJ de mitochondries à partir de cellules SH-SY5Y indifférenciées (Figure 3A) et SH-SY5Y différenciées par RA (Figure 3B) peuvent être collectées sous forme d’empilements z avec des cellules confocales et STED traditionnelles, et les images STED brutes peuvent ensuite être déconvoluées. L’imagerie timelapse peut également être réalisée et ensuite déconvoluée (Figure 3C,D). À l’aide de paramètres d’imagerie légèrement différents pour les neurones primaires de l’hippocampe du rat (tableau 1), les images confocales et brutes de STED peuvent être acquises sous forme de z-stacks, et les images brutes de STED peuvent être déconvoluées (Figure 4A). L’imagerie timelapse des mitochondries des neurones primaires est également possible (Figure 4B). En général, les images time-lapse doivent être en mesure de montrer des événements dynamiques mitochondriaux.

Lorsque les projections brutes STED et déconvoluées STED z-stack à partir des échantillons utilisés pour la segmentation semblent cohérentes, des mesures quantitatives sont effectuées. Le plug-in TWS utilise l’image STED déconvoluée pour segmenter afin de créer un masque de probabilité, qui est ensuite utilisé pour créer un masque binaire des crêtes afin d’obtenir des paramètres de taille et de forme (Figure 5A). Les régions de ce masque sont enregistrées dans le gestionnaire de retour sur investissement et peuvent être appliquées à l’image STED brute si vous le souhaitez pour mesurer les différences d’intensité relative. Les projections STED déconvoluées peuvent également être utilisées pour déterminer la périodicité et la densité des crêtes dans une zone donnée (Figure 5B).

Figure 1
Figure 1 : Morphologie mitochondriale. Les mitochondries ont un système à deux membranes qui définit différents sous-compartiments (A). Les crêtes sont des plis de la membrane interne avec des caractéristiques définies (B). Abréviations : OMM, membrane mitochondriale externe ; ICS, espace intracristallin ; IMS, espace intermembranaire ; CM, membrane des crêtes ; IBM, membrane limite interne ; IMM, membrane mitochondriale interne ; TDM, pointe de la crête ; CJ, carrefour des cristae. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Schéma du flux de travail. Les cellules SH-SY5Y ou neurones primaires de l’hippocampe du rat sont cultivées sur une vitre de protection revêtue de PDL. Les cellules SH-SY5Y sont cultivées en parallèle pour rester indifférenciées ou soumises à la différenciation de la PR pendant six jours. Les neurones primaires de l’hippocampe du rat ont été cultivés sur une vitre de couverture recouverte de PDL après avoir été isolés de sections de l’hippocampe pendant sept jours. Une fois prêtes à être imagées, les cellules ont été colorées avec PKMO et imagées avec STED. Les images STED brutes sont ensuite déconvoluées, et les images déconvoluées sont traitées dans FIJI pour obtenir des mesures de taille et de forme, telles que la densité des crêtes, la surface, le périmètre, la circularité et le rapport hauteur/largeur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Imagerie des mitochondries dans les cellules SH-SY5Y. Des projections confocales représentatives (à gauche), STED brutes (au centre) et déconvoluées par Huygens (à droite) de mitochondries à partir de cellules SH-SY5Y non différenciées (A) et différenciées par RA (B) avec coloration PKMO sont présentées. Un timelapse avec des intervalles de 30 s et 5 itérations de cellules SH-SY5Y différenciées par RA est montré (C) avec des régions sélectionnées (boîtes blanches) développées (D) à l’aide d’images à l’échelle de ces régions sans interpolation. Barres d’échelle : A, B, 250 nm ; C,D, 1 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Imagerie des mitochondries dans les neurones primaires de l’hippocampe du rat. Des projections confocales représentatives (à gauche), STED brutes (au centre) et STED déconvoluées de Huygens (à droite) de mitochondries provenant de neurones primaires de l’hippocampe de rat sont représentées (A). Un timelapse avec des intervalles de 25 s et 5 itérations de mitochondries dans ces neurones est montré (B). Barres d’échelle : A, 250 nm ; B, 1 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Traitement d’images STED déconvoluées dans ImageJ. L’utilisation représentative du plugin Trainable Weka Segmentation pour mesurer la taille et la forme des crêtes est illustrée (A). De gauche à droite, les images suivantes sont montrées : l’image STED déconvoluée, la carte de probabilité basée sur la segmentation du plug-in TWS, le masque de seuillage dans FIJI en utilisant la carte de probabilité en entrée, le masque avec les ROI soulignés et les ROI superposés à l’image STED déconvoluée d’origine. Les mesures de surface, de périmètre, de circularité et de rapport d’aspect correspondant à ces objets se trouvent dans le tableau supplémentaire 1. Un tracé linéaire utilisant l’image STED déconvoluée pour mesurer les distances crête à crête comme lecture de la densité des crêtes est montré (B). Barres d’échelle : 0,5 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Taille des pixels (nm) Temps de séjour (μs) Ligne selon Excitation de 561 nm lors de l’acquisition de STED (%) 775 nm STED puissance d’appauvrissement (%) Taille du pas (nm) Sténopé (AU) Intervalle(s) Timelapse Itérations Timelapse
SH-SY5Y non différencié 20 4 10 15 20 200 1.0 30 5
RA différencié SH-SY5Y 20-25 4 10-12 15 20-22 150-200 1.0 30 5
Neurones primaires 20-25 4 10 10 25 200 0.7 30 5
REMARQUE : La taille des pixels peut varier en fonction des exigences d’imagerie et de l’intention de déconvoluer les images. Un échantillonnage approprié est nécessaire pour la déconvolution. La taille des pixels pour les images STED brutes sans déconvolution peut aller jusqu’à 30 nm.

Tableau 1 : Récapitulatif des paramètres d’acquisition de STED. Les paramètres utilisés pour l’imagerie STED 2D pour chaque type de cellule, SH-SY5Y indifférencié, SH-SY5Y différencié par PR et neurones primaires de l’hippocampe de rat, sont affichés. Pour tous les time-lapses, 5 itérations ont été prises avec des intervalles variables en fonction de la taille du retour sur investissement.

Figure supplémentaire 1 : Imagerie des cellules SH-SY5Y avec ajout d’β amyloïde (Aβ). Des images confocales représentatives (à gauche), STED brutes (au centre) et STED déconvoluées (à droite) de cellules SH-SY5Y différenciées par PR avec coloration PKMO (en haut) et Aβ-HiLyte647 (en bas) sont présentées (A). Des projections z-stack fusionnées de PKMO STED brut (vert) avec Aβ STED brut (magenta) (B) ou PKMO STED déconvolué (vert) avec Aβ STED (magenta) (C) déconvolué sont présentées. Barres d’échelle : 0,5 μm. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Tableau supplémentaire 1 : Mesures de taille et de forme des crêtes segmentées. Les mesures de taille et de forme de la surface (μm2), du périmètre (μm), de la circularité et du rapport hauteur/largeur, correspondant aux objets délimités dans la figure 5A à partir de mitochondries segmentées, sont indiquées. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Tableau supplémentaire 2 : Résumé des paramètres d’acquisition avec des échantillons de β amyloïde. Les paramètres utilisés pour l’imagerie STED 2D de PKMO et Aβ-HiLyte647 dans les cellules SH-SY5Y indifférenciées et différenciées par RA sont affichés. Confocal d’Aβ-HiLyte647 peut être utilisé seul car il n’y a pas de structure spécifique à résoudre ; Des images STED d’Aβ-HiLyte647 sont présentées ici pour des tailles de particules plus petites. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Dossier complémentaire 1 : Protocole de traitement de l’amyloïde β. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Ce protocole présente l’utilisation de la lignée cellulaire SH-SY5Y du neuroblastome humain et des neurones primaires de l’hippocampe de rat avec le nouveau colorant PKMO ciblant l’IMM pour l’imagerie STED sur cellules vivantes. En raison de la nouveauté de PKMO, il y a actuellement peu de publications utilisant ce colorant pour l’imagerie STED en direct. L’utilisation de ces types de cellules pour l’imagerie STED pose des défis, en particulier parce que les cellules neuronales ont des mitochondries plus étroites. L’une des limites de ce protocole est le colorant PKMO utilisé, car il peut être toxique pour les cellules. Différentes cellules et lignées cellulaires réagissent différemment au colorant, de sorte qu’il peut être nécessaire d’ajuster la concentration du colorant et le temps d’incubation afin d’optimiser les résultats pour un signal fort sans endommager les cellules. Une solution suggérée est de réduire la concentration et d’augmenter le temps de coloration63 ; Cependant, cela peut entraîner une coloration plus médiocre sans augmenter la viabilité cellulaire.

À l’instar du PKMO, le colorant commercial Live Orange mito (Table of Materials) présente également une certaine toxicité cellulaire. Ce colorant a été utilisé pour une variété de cellules en culture, mais n’a pas été en mesure de présenter une coloration comparable dans les cellules SH-SY5Y différenciées par PR avec succès avec les mêmes paramètres que leurs homologues indifférenciés (nos observations non publiées). Cependant, des protocoles de coloration adaptés peuvent être optimisés pour cette sonde et les types de cellules choisis. Avec ce colorant, des temps de déclenchement du détecteur de 1-1,05 à 7-7,05 ns ont été utilisés, tous les autres paramètres du tableau 1 demeurant les mêmes. En général, la coloration des cellules avec 200-250 nM de mito d’orange vivante pendant 45 min a donné des résultats comparables à ceux des résultats de PKMO. Une coloration à concentration plus élevée pendant moins de temps ou une coloration à plus faible concentration pendant la même durée ou un peu plus longtemps peut donner des résultats différents et peut être favorable à d’autres types de cellules ou conditions de croissance.

L’imagerie des neurones primaires de l’hippocampe du rat diffère des cellules immortalisées en raison de la nature des projections axonales et dendritiques ainsi que de la distribution mitochondriale au moment de l’imagerie. L’une des difficultés de cette partie du protocole est que la densité de semis détermine si les cultures primaires seront en mesure d’adhérer et de croître sainement, et qu’à des densités plus élevées, les projections ont tendance à proliférer par le DIV 10. Par conséquent, les mitochondries imagées à partir de ces neurones primaires proviendront probablement du corps cellulaire et non des projections ; Cependant, une croissance réussie à partir d’une densité cellulaire de départ plus faible donne de meilleurs résultats d’imagerie à des périodes de croissance ultérieures. La clé est d’assurer un arrière-plan faible et une lumière floue pour obtenir le meilleur contraste pour STED. Pour répondre aux préoccupations concernant la population cellulaire, la culture de cellules primaires de l’hippocampe dans des milieux de croissance neuronaux supplémentés en vitamine B27 empêche la croissance des cellules gliales, et la source rapporte que <5 % des cellules sont des astrocytes et que l’absence de supplément de NbActiv1 dans le milieu de croissance réduit le nombre d’astrocytes dans les cultures à <2 %87. Pour les cellules SH-SY5Y en culture et les neurones primaires de l’hippocampe de rat, le revêtement PDL utilisé pour la croissance contribue à la brume de fond dans les images. Un rapport signal/bruit suffisant est obtenu avec les réglages indiqués dans le Tableau 1 et la déconvolution supprime la majeure partie du bruit de fond observé.

En plus de l’imagerie abordée ici, il est également possible d’ajouter des traitements ou du stress aux cellules avant ou pendant l’imagerie. Par exemple, l’ajout de peroxyde d’hydrogène tert-butyle (tBHP) induit un stress oxydatif, et il est possible de surveiller les changements dans les mitochondries au fil du temps après l’ajout. L’ajout d’β amyloïde (Aβ) avec un marqueur fluorescent permet de suivre la distribution de ce peptide par rapport aux mitochondries ainsi que la structure mitochondriale dans le temps. La santé mitochondriale a été fortement impliquée dans la maladie d’Alzheimer et est largement reconnue pour jouer un rôle dans la toxicité de l’Aβ 43,71,72. Notamment, l’état de différenciation des cellules SH-SY5Y affecte la localisation des précurseurs de la protéine Aβ (AβPP)85, et les expériences utilisant l’AβPP doivent être soigneusement construites.

À titre d’exemple de la façon dont ce protocole peut être adapté, il est montré que la variante fluorescente Aβ(1-42)-HiLyte 647 peut être ajoutée aux cellules colorées par PKMO 15 min avant l’imagerie (Figure supplémentaire 1). Les paramètres d’imagerie sont similaires (tableau supplémentaire 2), la principale différence étant qu’un sténopé plus petit est nécessaire pour l’imagerie de mitochondries plus étroites. L’imagerie de l’Aβ-HiLyte647 avec STED nécessite moins d’excitation globale (6 % à 8 %) et d’épuisement de STED (10 % à 12 %) de puissance laser et moins d’accumulations (six). Le déclenchement du détecteur est également étendu de 0,1 à 10 ns. Bien qu’il ne soit pas nécessaire d’obtenir une résolution de Aβ par STED, le rapport signal/bruit global et la taille des particules d’Aβ des STED brutes étaient meilleurs que ceux des images confocales, et une déconvolution ultérieure peut également être effectuée. La collecte d’images STED et la déconvolution des projections brutes de la pile Z STED de Aβ semblent particulièrement utiles lors de la fusion avec des images STED brutes ou déconvoluées STED de la coloration PKMO (Figure supplémentaire 1B,C). Les deux canaux ont été collectés en une seule étape. Des mesures de localisation en fonction du temps, similaires à celles énumérées à la figure 2 et illustrées à la figure 5, le cas échéant, et aux différences d’architecture des crêtes peuvent être obtenues après un traitement de contrainte ou d’autres ajouts.

D’autres méthodes possibles de double marquage dans les cellules vivantes STED des mitochondries qui ne sont pas rapportées ici mais qui ont été rapportées par d’autres incluent l’utilisation de protéines marquées SNAP93, de protéines marquées Halo et l’utilisation d’autres colorants perméables aux cellules avec des cibles génériques, telles que l’ADNmt63. Notamment, la stratégie de marquage de SNAP et de marquage Halo influence l’intensité et la longévité du signal de fluorescence qui en résulte lors de l’imagerie94. De plus, bien que ce protocole présente plusieurs exemples d’analyses qui peuvent être appliquées à des mitochondries segmentées, il existe de nombreuses autres analyses que les progiciels peuvent effectuer sur ces images.

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Les neurones primaires de l’hippocampe du rat ont été fournis par le Dr George Lykotrafitis et Shiju Gu du département de génie biomédical de l’Université du Connecticut (Storrs, CT, États-Unis). L’instrument Abberior STED hébergé dans l’installation de microscopie optique avancée du Center for Open Research Resources and Equipment a été acquis grâce à une subvention du NIH S10OD023618 attribuée à Christopher O’Connell. Cette recherche a été financée par une subvention du NIH R01AG065879 attribuée à Nathan N. Alder.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.05% Trypsin-EDTA Gibco 25300054
0.4% Trypan blue Invitrogen T10282
0.5% Trypsin-EDTA, no phenol red Gibco 15400054
100 X antibiotic-antimycotic Gibco 15240062
100 X/1.40 UPlanSApo oil immersion lens Olympus Equipped in Olympus IX83 microscope for STED setup described in Section 4
All-trans-retinoic acid Sigma R2625
Amyloid-β (1-42, HiLyte Fluor647, 0.1 mg) AnaSpec AS-64161 Other fluorescent conjugates available
B27 supplement (50 X), serum free Gibco 17504044
Cell Counter (Countess II FL) Life Technologies AMQAF1000
Centrifuge Eppendorf 5804-R
Counter slides Invitrogen C10283
Conical tubes (15 mL) Thermo Fisher Scientific 339650
Cuvettes (Quartz Cells) Starna Cells, Inc. 9-Q-10 Used with Spectrometer as described in Section 1.3
DMEM (high glucose with sodium pyruvate) Gibco 11995073 Used for SH-SY5Y cell materials as described in Section 1
DMEM (high glucose no sodium pyruvate) Gibco 11965092 Used for primary cell materials as described in Section 2
DMEM (phenol red-free) Gibco 31053028 Used for imaging as described in Section 3
DMSO Sigma D8418
DNAase I from bovine pancreas Sigma DN25 Used for primary cell materials as described in Section 2.2.1 and 2.2.2
DPBS (no calcium, no magnesium) Gibco 14190144
E18 Rat Hippocampus Transnetyx Tissue SDEHP
Ethanol (200 proof) Fisher Bioreagents BP28184
Fetal bovine serum (FBS), not heat-inactivated Gibco 26140079 For cultured cells, in Section 1
Fetal bovine serum (heat inactivated) Gibco 10082147 For primary cell culture, Section 2
Filter sterilization unit (0.1 µm, 500 mL) Thermo Fisher Scientific 5660010
FIJI (Is Just ImageJ) and Trainable Weka Segmentation (TWS) plug-in -- -- Free, open-source image analysis software that includes plug-ins including Trainable Weka Segmentation described in Section 5; TWS plug-in from ref. 90 of the main text
GlutaMAX supplement (100 X) Gibco 35050061 Glutamine supplement used for primary cell materials described in Section 2.1.2
Hausser Scientific bright-Line and Hy-Lite Counting Chambers Hausser Scientific 267110
HBSS (no calcium, no magnesium) Gibco 14170120 Used for primary cell materials described in Section 2.2.1 and 2.2.2
HEPES Gibco 15630080
Huygens Professional deconvolution software (V. 20.10) Scientific Volume Imaging (SVI) -- The deconvolution software used in this protocol and described in Section 5
IX83 inverted microscope with Continuous Autofocus Olympus -- This paper uses a STED Infinity Line system built around an Olympus IX83 inverted microscope, described in Section 4
Lightbox software (V. 16.3.16118) Abberior -- Vendor software used for STED image acquisition, described in Section 4
Live Orange Mito dye Abberior LVORANGE-0146-30NMOL Live cell imaging IMM-targeting dye described in Discussion
Neurobasal media Gibco 21103049 Used for primary cell materials referred to in Section 2.1.2
Nunc Lab-Tek II 2-well chambered coverglass Nunc 155379 Can purchase a variety of chambers but make sure the coverglass is #1.5
Pasteur Pipets (Fisherbrand) Thermo Fisher Scientific 22183632
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Gibco 15140122
PKmito Orange dye Spirochrome SC053
Poly-D-lysine Gibco A3890401
SH-SY5Y Cell line ATCC CRL2266
Sodium pyruvate (100 mM) Gibco 11360070 Used for primary cell materials described in Section 2
Spectrometer (GENESYS 180 UV-Vis) Thermo Fisher Scientific 840309000
STED Expert Line microscope Abberior -- STED setup can be customized, but at time of purchase instrument was considered Abberior’s Expert Line; brief description of setup is available in Section 4 of protocol
T25 flask (TC-treated, filter cap) Thermo Fisher Scientific 156367 Other culture vessels and sizes available

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Iovine, J. C., Claypool, S. M., Alder, N. N. Mitochondrial compartmentalization: emerging themes in structure and function. Trends in Biochemical Sciences. 46 (11), 902-917 (2021).
  2. Gupta, A., Becker, T. Mechanisms and pathways of mitochondrial outer membrane protein biogenesis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1862 (1), 148323 (2021).
  3. Gordaliza-Alaguero, I., Cantó, C., Zorzano, A. Metabolic implications of organelle-mitochondria communication. EMBO Reports. 20 (9), e47928 (2019).
  4. Klecker, T., Westermann, B. Pathways shaping the mitochondrial inner membrane. Open Biology. 11 (12), 210238 (2021).
  5. Navarro, A., Boveris, A. The mitochondrial energy transduction system and the aging process. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 292 (2), C670-C686 (2007).
  6. Yu, R., Lendahl, U., Nistér, M., Zhao, J. Regulation of mammalian mitochondrial dynamics: opportunities and challenges. Frontiers in Endocrinology. 11, 374 (2020).
  7. Horn, A., Raavicharla, S., Shah, S., Cox, D., Jaiswal, J. K. Mitochondrial fragmentation enables localized signaling required for cell repair. The Journal of Cell Biology. 219 (5), e201909154 (2020).
  8. Glancy, B., Kim, Y., Katti, P., Willingham, T. B. The functional impact of mitochondrial structure across subcellular scales. Frontiers in Physiology. 11, 541040 (2020).
  9. Bahat, A., et al. MTCH2-mediated mitochondrial fusion drives exit from naïve pluripotency in embryonic stem cells. Nature Communications. 9 (1), 5132 (2018).
  10. Detmer, S. A., Chan, D. C. Functions and dysfunctions of mitochondrial dynamics. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 8, 870-879 (2007).
  11. Bertholet, A. M., et al. Mitochondrial fusion/fission dynamics in neurodegeneration and neuronal plasticity. Neurobiology of Disease. 90, 3-19 (2016).
  12. Zemirli, N., Morel, E., Molino, D. Mitochondrial dynamics in basal and stressful conditions. International Journal of Molecular Sciences. 19 (2), 564 (2018).
  13. Harwig, M. C., et al. Methods for imaging mammalian mitochondrial morphology: a prospective on mitograph. Analytical Biochemistry. 552, 81-99 (2018).
  14. Pánek, T., Eliáš, M., Vancová, M., Lukeš, J., Hashimi, H. Returning to the fold for lessons in mitochondrial crista diversity and evolution. Current Biology. 30 (10), R575-R588 (2020).
  15. Gottschalk, B., Madreiter-Sokolowski, C. T., Graier, W. F. Cristae junction as a fundamental switchboard for mitochondrial ion signaling and bioenergetics. Cell Calcium. 101, 102517 (2022).
  16. Khosravi, S., Harner, M. E. The MICOS complex, a structural element of mitochondria with versatile functions. Biological Chemistry. 401 (6-7), 765-778 (2020).
  17. Frezza, C., et al. OPA1 controls apoptotic cristae remodeling independently from mitochondrial fusion. Cell. 126 (1), 177-189 (2006).
  18. Meeusen, S., et al. Mitochondrial inner-membrane fusion and crista maintenance requires the dynamin-related GTPase Mgm1. Cell. 127 (2), 383-395 (2006).
  19. Patten, D. A., et al. OPA1-dependent cristae modulation is essential for cellular adaptation to metabolic demand. The EMBO Journal. 33 (22), 2676-2691 (2014).
  20. Paumard, P., et al. The ATP synthase is involved in generating mitochondrial cristae morphology. The EMBO Journal. 21 (3), 221-230 (2002).
  21. Strauss, M., Hofhaus, G., Schröder, R. R., Kühlbrandt, W. Dimer ribbons of ATP synthase shape the inner mitochondrial membrane. The EMBO Journal. 27 (7), 1154-1160 (2008).
  22. Basu Ball, W., Neff, J. K., Gohil, V. M. The role of nonbilayer phospholipids in mitochondrial structure and function. FEBS Letters. 592 (8), 1273-1290 (2018).
  23. Hackenbrock, C. R. Ultrastructural bases for metabolically linked mechanical activity in mitochondria. I. Reversible ultrastructural changes with change in metabolic steady state in isolated liver mitochondria. The Journal of Cell Biology. 30 (2), 269-297 (1966).
  24. Dlasková, A., et al. Mitochondrial cristae narrowing upon higher 2-oxoglutarate load. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1860 (8), 659-678 (2019).
  25. Pérez-Hernández, C. A., et al. Mitochondrial ultrastructure and activity are differentially regulated by glycolysis-, krebs cycle-, and microbiota-derived metabolites in monocytes. Biology. 11 (8), 1132 (2022).
  26. Mannella, C. A. Structural diversity of mitochondria: functional implications. Annals of the New York Academy of Sciences. 1147, 171-179 (2008).
  27. Plecitá-Hlavatá, L., Ježek, P. Integration of superoxide formation and cristae morphology for mitochondrial redox signaling. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 80, 31-50 (2016).
  28. Scorrano, L., et al. A distinct pathway remodels mitochondrial cristae and mobilizes cytochrome c during apoptosis. Developmental Cell. 2 (1), 55-67 (2002).
  29. Heath-Engel, H. M., Shore, G. C. Mitochondrial membrane dynamics, cristae remodelling and apoptosis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research. 1763 (5-6), 549-560 (2006).
  30. Brandt, T., et al. Changes of mitochondrial ultrastructure and function during ageing in mice and Drosophilia. eLife. 6, e24662 (2017).
  31. Kondadi, A. K., et al. Cristae undergo continuous cycles of membrane remodelling in a MICOS-dependent manner. EMBO Reports. 21, e49776 (2020).
  32. Quintana-Cabrera, R., Mehrotra, A., Rigoni, G., Soriano, M. E. Who and how in the regulation of mitochondrial cristae shape and function. Biochemical and Biophysical Research Communications. 500 (1), 94-101 (2018).
  33. Nielsen, J., et al. Plasticity in mitochondrial cristae density allows metabolic capacity modulation in human skeletal muscle: Enlarged mitochondrial cristae density in athletes. The Journal of Physiology. 595 (9), 2839-2847 (2017).
  34. Afzal, N., Lederer, W. J., Jafri, M. S., Mannella, C. A. Effect of crista morphology on mitochondrial ATP output: A computational study. Current Research in Physiology. 4, 163-176 (2021).
  35. Heine, K. B., Parry, H. A., Hood, W. R. How does density of the inner mitochondrial membrane influence mitochondrial performance. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 324 (2), R242-R248 (2023).
  36. Wang, W., Zhao, F., Ma, X., Perry, G., Zhu, X. Mitochondria dysfunction in the pathogenesis of Alzheimer's disease: recent advances. Molecular Neurodegeneration. 15, 30 (2020).
  37. Singh, A., Kukreti, R., Saso, L., Kukreti, S. Oxidative stress: a key modulator in neurodegenerative diseases. Molecules. 24, 1583 (2019).
  38. Pchitskaya, E., Popugaeva, E., Bezprozvanny, I. Calcium signaling and molecular mechanisms underlying neurodegenerative diseases. Cell Calcium. 70, 87-94 (2018).
  39. Estes, R. E., Lin, B., Khera, A., Davis, M. Y. Lipid metabolism influence on neurodegenerative disease progression: is the vehicle as important as the cargo. Frontiers in Molecular Neuroscience. 14, 788695 (2021).
  40. Calkins, M. J., Manczak, M., Mao, P., Shirendeb, U., Reddy, P. H. Impaired mitochondrial biogenesis, defective axonal transport of mitochondria, abnormal mitochondrial dynamics and synaptic degeneration in a mouse model of Alzheimer's disease. Human Molecular Genetics. 20 (23), 4515-4529 (2011).
  41. Petersen, C. A. H., et al. The amyloid beta-peptide is imported into mitochondria via the TOM import machinery and localized to mitochondrial cristae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (35), 13145-13150 (2008).
  42. Gan, X., et al. Inhibition of ERK-DLP1 signaling and mitochondrial division alleviates mitochondrial dysfunction in Alzheimer's disease cybrid cell. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1842 (2), 220-231 (2014).
  43. Baloyannis, S. J., Costa, V., Michmizos, D. Mitochondrial alterations Alzheimer's disease. American Journal of Alzheimer's Disease & Other Dementias. 19 (2), 89-93 (2004).
  44. Tillement, L., Lecanu, L., Papadopoulos, V. Alzheimer's disease: Effects of β-amyloid on mitochondria. Mitochondrion. 11 (1), 13-21 (2011).
  45. Choi, S. Y., et al. C9ORF72-ALS/FTD-associated poly(GR) binds Atp5a1 and compromises mitochondrial function in vivo. Nature Neuroscience. 22 (6), 851-862 (2019).
  46. Smith, E. F., Shaw, P. J., De Vos, K. J. The role of mitochondria in amyotrophic lateral sclerosis. Neuroscience Letters. 710, 132933 (2019).
  47. Costa, V., et al. Mitochondrial fission and cristae disruption increase the response of cell models of Huntington's disease to apoptotic stimuli. EMBO Molecular Medicine. 2 (12), 490-503 (2010).
  48. Costa, V., Scorrano, L. Shaping the role of mitochondria in the pathogenesis of Huntington's disease: Mitochondrial and Huntington's disease. The EMBO Journal. 31 (8), 1853-1864 (2012).
  49. Vanisova, M., et al. Mitochondrial organization and structure are compromised in fibroblasts from patients with Huntington's disease. Ultrastructural Pathology. 46 (5), 462-475 (2022).
  50. de Barcelos, I. P., Troxell, R. M., Graves, J. S. Mitochondrial dysfunction and multiple sclerosis. Biology. 8 (2), 37 (2019).
  51. Park, J., et al. Mitochondrial dysfunction in Drosophila PINK1 mutants is complemented by parkin. Nature. 441, 1157-1161 (2006).
  52. Meng, H., et al. Loss of Parkinson's disease-associated protein CHCHD2 affects mitochondrial crista structure and destabilizes cytochrome c. Nature Communications. 8, 15500 (2017).
  53. Lu, L., et al. CHCHD2 maintains mitochondrial contact site and cristae organizing system stability and protects against mitochondrial dysfunction in an experimental model of Parkinson's disease. Chinese Medical Journal. 135 (13), 1588-1596 (2022).
  54. Cogliati, S., et al. Mitochondrial Cristae shape determines respiratory chain supercomplexes assembly and respiratory efficiency. Cell. 155 (1), 160-171 (2013).
  55. He, B., et al. Mitochondrial cristae architecture protects against mtDNA release and inflammation. Cell Reports. 41 (10), 111774 (2022).
  56. Polo, C. C., et al. Three-dimensional imaging of mitochondrial cristae complexity using cryo-soft X-ray tomography. Scientific Reports. 10, 21045 (2020).
  57. Rybka, V., et al. Transmission electron microscopy study of mitochondria in aging brain synapses. Antioxidants. 8 (6), 171 (2019).
  58. Mannella, C. A. Structure and dynamics of the mitochondrial inner membrane cristae. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research. 1763 (5-6), 542-548 (2006).
  59. Fry, M. Y., et al. In situ architecture of Opa1-dependent mitochondrial cristae remodeling. biorxiv. , (2023).
  60. Barad, B. A., Medina, M., Fuentes, D., Wiseman, R. L., Grotjahn, D. A. Quantifying organellar ultrastructure in cryo-electron tomography using a surface morphometrics pipeline. The Journal of Cell Biology. 222 (4), 202204093 (2023).
  61. Kunz, T. C., Götz, R., Gao, S., Sauer, M., Kozjak-Pavlovic, V. Using expansion microscopy to visualize and characterize the morphology of mitochondrial cristae. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 617 (2020).
  62. Yang, Z., et al. Cyclooctatetraene-conjugated cyanine mitochondrial probes minimize phototoxicity in fluorescence and nanoscopic imaging. Chemical Science. 11 (32), 8506-8516 (2020).
  63. Liu, T., et al. Multi-color live-cell STED nanoscopy of mitochondria with a gentle inner membrane stain. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (52), e2215799119 (2022).
  64. Yang, X., et al. Mitochondrial dynamics quantitatively revealed by STED nanoscopy with an enhanced squaraine variant probe. Nature Communications. 11, 3699 (2020).
  65. Zheng, S., et al. Long-term, super-resolution HIDE imaging of the inner mitochondrial membrane in live cells with a cell-permeant lipid probe. biorxiv. , (2022).
  66. Wang, C., et al. A photostable fluorescent marker for the superresolution live imaging of the dynamic structure of the mitochondrial cristae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (32), 15817-15822 (2019).
  67. Feles, S., et al. Streamlining culture conditions for the neuroblastoma cell line sh-sy5y: a prerequisite for functional studies. Methods and Protocols. 5 (4), 58 (2022).
  68. Shipley, M. M., Mangold, C. A., Szpara, M. L. Differentiation of the SH-SY5Y human neuroblastoma cell line. Journal of Visualized Experiments. (108), e53193 (2016).
  69. Kovalevich, J., Langford, D. Considerations for the use of SH-SY5Y neuroblastoma cells in neurobiology. Neuronal Cell Culture. Amini, S., White, M. K. 1078, Humana Press. 9-21 (2013).
  70. Biedler, J. L., Helson, L., Spengler, B. A. Morphology and growth, tumorigenicity, and cytogenetics of human neuroblastoma cells in continuous culture. Cancer Research. 33 (11), 2643-2652 (1973).
  71. Swerdlow, R. H. Mitochondria and mitochondrial cascades in alzheimer's disease. Journal of Alzheimer's Disease. 62 (3), 1403-1416 (2018).
  72. Wang, W., Zhao, F., Ma, X., Perry, G., Zhu, X. Mitochondria dysfunction in the pathogenesis of Alzheimer's disease: recent advances. Molecular Neurodegeneration. 15, 30 (2020).
  73. Reddy, P. H. Mitochondrial dysfunction in aging and alzheimer's disease: strategies to protect neurons. Antioxidants & Redox Signaling. 9 (10), 1647-1658 (2007).
  74. Horn, A., Raavicharla, S., Shah, S., Cox, D., Jaiswal, J. K. Mitochondrial fragmentation enables localized signaling required for cell repair. Journal of Cell Biology. 219 (5), e201909154 (2020).
  75. Korecka, J. A., et al. Phenotypic characterization of retinoic acid differentiated SH-SY5Y cells by transcriptional profiling. PLoS ONE. 8 (5), e63862 (2013).
  76. Baghel, M. S., Thakur, M. K. Vdac1 downregulation causes mitochondrial disintegration leading to hippocampal neurodegeneration in scopolamine-induced amnesic mice. Molecular Neurobiology. 56 (3), 1707-1718 (2019).
  77. Jiang, S., et al. Mfn2 ablation causes an oxidative stress response and eventual neuronal death in the hippocampus and cortex. Molecular Neurodegeneration. 13 (1), 5 (2018).
  78. Mu, Y., Gage, F. H. Adult hippocampal neurogenesis and its role in Alzheimer's disease. Molecular Neurodegeneration. 6, 85 (2011).
  79. Rao, Y. L., et al. Hippocampus and its involvement in Alzheimer's disease: a review. 3 Biotech. 12 (2), 55 (2022).
  80. Weerasinghe-Mudiyanselage, P. D. E., Ang, M. J., Kang, S., Kim, J. -S., Moon, C. Structural Plasticity of the hippocampus in neurodegenerative diseases. International Journal of Molecular Sciences. 23 (6), 3349 (2022).
  81. Retinoic acid = 98 HPLC, powder 302-79-4. SigmaAldrich. , Available from: http://www.sigmaaldrich.com/ (2023).
  82. Poly-D-Lysine. , Available from: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/A3890401 (2023).
  83. Dravid, A., Raos, B., Svirskis, D., O'Carroll, S. J. Optimised techniques for high-throughput screening of differentiated SH-SY5Y cells and application for neurite outgrowth assays. Scientific Reports. 11, 23935 (2021).
  84. Hromadkova, L., et al. Brain-derived neurotrophic factor (BDNF) promotes molecular polarization and differentiation of immature neuroblastoma cells into definitive neurons. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research. 1867 (9), 118737 (2020).
  85. Riegerová, P., et al. Expression and Localization of AβPP in SH-SY5Y cells depends on differentiation state. Journal of Alzheimer's Disease. 82 (2), 485-491 (2021).
  86. Hoffmann, L. F., et al. Neural regeneration research model to be explored: SH-SY5Y human neuroblastoma cells. Neural Regeneration Research. 18 (6), 1265-1266 (2022).
  87. Abiraman, K., Tzingounis, A. V., Lykotrafitis, G. K. Ca 2 channel localization and regulation in the axon initial segment. The FASEB Journal. 32 (4), 1794-1805 (2018).
  88. E18 Rat Hippocampus. Transnetyx Tissue. , Available from: https://tissue.transnetyx.com/E18-Rat-Hippocampus_4 (2023).
  89. Kmito ORANGE - Probe for live cell imaging of mitochondria. Spirochrome. , Available from: https://spirochrome.com/product/pkmito_orange/ (2023).
  90. Nyquist Calculator. Scientific Volume Imaging. , Available from: https://svi.nl/Nyquist-Calculator (2023).
  91. Segawa, M., et al. Quantification of cristae architecture reveals time-dependent characteristics of individual mitochondria. Life Science Alliance. 3 (7), e2019000620 (2020).
  92. Arganda-Carreras, I., et al. Trainable Weka Segmentation: a machine learning tool for microscopy pixel classification. Bioinformatics. 33 (15), 2424-2426 (2017).
  93. Stephan, T., Roesch, A., Riedel, D., Jakobs, S. Live-cell STED nanoscopy of mitochondrial cristae. Scientific Reports. 9, 12419 (2019).
  94. Erdmann, R. S., et al. Labeling strategies matter for super-resolution microscopy: A comparison between HaloTags and SNAP-tags. Cell Chemical Biology. 26 (4), 584-592 (2019).

Tags

Imagerie STED de cellules vivantes Membrane interne mitochondriale Ultrastructure Modèles de cellules neuronales Mitochondries Production d’énergie Homéostasie du Ca2+ Biosynthèse des lipides Espèces réactives de l’oxygène (ROS) Neurones Métabolisme aérobie Signalisation Ca2+ Croissance et régénération des axones Production de ROS Maladies neurodégénératives Dysfonctionnement mitochondrial Structure de la membrane interne Cristae Systèmes moléculaires Microscopie résolue limitée par la diffraction Microscopie électronique Microscopie à fluorescence à super-résolution
Utilisation de l’imagerie STED de cellules vivantes pour visualiser l’ultrastructure de la membrane interne mitochondriale dans des modèles de cellules neuronales
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ng, E. L., Reed, A. L.,… More

Ng, E. L., Reed, A. L., O’Connell, C. B., Alder, N. N. Using Live Cell STED Imaging to Visualize Mitochondrial Inner Membrane Ultrastructure in Neuronal Cell Models. J. Vis. Exp. (196), e65561, doi:10.3791/65561 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter