Injection de mouches drosophiles adultes : une méthode de livraison de composés ou d’étiquettes

- Préparer des aiguilles d’injection coniques en tirant des capillaires en verre à paroi mince à l’aide d’un tire-aiguille. Maintenez une aiguille sous un microscope et brisez la pointe, s’assurer que l’ouverture est juste assez grande pour percer la cuticule de mouche adulte sans la blesser plus que nécessaire. Mesurez le volume d’injection en chargeant votre aiguille avec un colorant stérile et une solution tampon de sel, puis en l’éjectant sur une goutte d’huile minérale sur un micromètre de scène. Utilisez la balance sur le micromètre pour mesurer le diamètre de la gouttelette éjectée, qui peut être utilisée pour calculer le volume distribué, et calibrer votre injecteur paramètres en conséquence.

Chargez l’aiguille avec votre solution d’injection et montez-la sur une buse d’injection. Anesthésiez vos mouches avec du CO2 et arrangez-les sur une plaquette de vol de CO2 qui les gardera anesthésiés. Une fois que les mouches seront dans la bonne orientation pour votre expérience, procédez aux injections. Dans le protocole d’exemple, nous injecterons des mouches adultes avec des particules étiquetées fluorescées pour l’imagerie in vivo.

- Après avoir tiré des capillaires en verre à paroi mince à l’aide d’un tire-aiguille, utiliser un micromètre pour tenir l’aiguille au microscope et utiliser les pinces en acier inoxydable à point fin numéro cinq pour briser la pointe à un diamètre de pointe de 100 micromètres. Pour mesurer le volume de liquide qui sera injecté dans chaque mouche, chargez une aiguille capillaire avec une coloration stérile de 5 % des aliments dans PBS et expulsez le liquide sur une goutte d’huile minérale sur un micromètre de stade de 0,01 millimètre.

Distribuez 10 microlitres de particules de 1,6 milligramme par millilitre sur un petit carré de parafilm et tirez le liquide dans l’aiguille. Monter l’aiguille dans la buse injecteur et tapisser les mouches anesthésiées le long de leur zone désignée sur la plaquette de vol, côté ventral vers le haut, avec les têtes orientées vers l’avant de la garniture. Placez les flacons dans les zones correspondantes sur le banc et injectez les mouches dans le coin supérieur de l’abdomen avec cinq pompes de 100 millisecondes de liquide pour livrer environ 10 nanolitres de particules au total. Transférer chaque mouche dans le flacon approprié comme il est injecté, notant, l’heure sur le flacon.

Ensuite, chargez une nouvelle aiguille avec la solution Trypan Blue à 0,4 % et réglez l’injecteur pneumatique à « fermé » pour permettre un flux constant d’air pour pousser le liquide hors de l’aiguille. 30 minutes après l’injection initiale, injectez chaque abdomen volant avec Trypan Blue jusqu’à ce que les abdomens soient pleins et distendus. Montez les mouches sur des toboggans au microscope avec du ruban électrique ventral vers le bas, en poussant les ailes sur le côté de la mouche pour les fixer à la bande. Puis poussez doucement la tête dans la bande pour vous assurer que la mouche ne bouge pas.