Icke-invasiv avbildning av akut transplantatavstötning efter Rat njurtransplantation Använda * These authors contributed equally

Medicine
 

Summary

Vi presenterar här en råtta njurtransplantation modell för att icke-invasivt bedöma akut transplantatavstötning med positronemissionstomografi med 18F-fluordeoxiglukos.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Grabner, A., Kentrup, D., Schnöckel, U., Gabriëls, G., Schröter, R., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Schäfers, M., Reuter, S. Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET. J. Vis. Exp. (74), e4240, doi:10.3791/4240 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Antalet patienter med terminal njursjukdom, och antalet mottagare njure allograft ökar kontinuerligt. Episoder av akut cellulär avstötning (AR) är en negativ prognostisk faktor för långsiktig allograftöverlevnad, och snabb diagnos är avgörande för transplantatfunktionen 1. För närvarande kan AR endast definitivt diagnostiseras med core-nål biopsi, vilket, som en invasiv metod, blottar betydande risk för graft skada eller till och med förlust. Dessutom, biopsier är inte möjligt för patienter som tar antikoagulantia och begränsad provtagning platsen av denna teknik kan leda till falskt negativa resultat om AR är fokal eller ojämn. Som en följd av detta, gav detta upphov till en pågående sökandet efter nya AR detektionsmetoder, som ofta måste göras i djur inklusive användning av olika transplantation modeller.

Sedan början av 60-råtta njurtransplantation är en väletablerad experimentell metod för att granskaation och analys av AR 2. Vi finns här dessutom litet djur positronemissionstomografi (PET) med 18 F-fluorodeoxyglucose (FDG) för att bedöma AR i en allogen uninephrectomized råtta njurtransplantation modell och föreslå transplantat FDG-PET som ett nytt alternativ för en icke-invasiv, specifik och tidig diagnos av AR också för den mänskliga situationen 3. Vidare, kan denna metod användas för uppföljning för att förbättra övervakningen av transplantatavstötning 4.

Protocol

Ett. Donatororgan Recovery

  1. Ställ in stereotaktisk mikroskop, rekord vikt 8-10 veckor gamla råttor (givare och mottagare kroppsvikt ska matcha).
  2. Söva donator råtta (Lewis Brown Norge F1, LBN F1) med syrgas / isofluran inandning (isofluran 4% / 2 L / min syre). Upprätthålla anestesi genom att sänka isofluran till 2-2,5%.
  3. Placera sövd råtta på operationen pad. Fäst råttans extremiteter med tejp på kudden och tillämpa oftalmologiska salva (Bepanthen, Bayer) till råttans ögon.
  4. Raka och desinficera buken hos råttan och utför en ventral mittlinje snitt från pubis till den kaudala gränsen av levern. Exponera den vänstra njuren och dess fartyg genom att försiktigt flytta tarmen på höger sida. Placera ett tunt flor över vänster njure och fukta den med uppvärmd isoton koksaltlösning för att förhindra uttorkning.
  5. Försiktigt dissekera fettvävnad med Dumont vinklad spets pincett (Dumont SS-45 Tång Inox Medicin, Fine Science Tools, Beställningsnr 11.203-25) omsluter den vänstra urinledaren. Undvik direkt kontakt med urinledaren, istället mobilisera den med tillräckligt omgivande fettvävnad.
  6. Separera vänster njurvenen från njurartären med Dumont vinklad spets pincett. Ta bort allt fett och bindväv från båda fartygen och bränna binjurarna och testiklarna fartyg.
  7. Dissekera aorta och nedre hålvenen (IVC) över och under dess föreningspunkt med den vänstra njurartären och-venen, respektive, och bränna alla utgående artärer.
  8. Kläm suprarenal aortan med en mikrokirurgisk klämma (Micro Serrefines, Fine Science Tools, Kat.nr. 18.055-04) ovanför den vänstra njurartären, så nära som möjligt till den överlägsna mesenterica artär. Ligera infrarenala aorta med kirurgiskt silke (5-0, Vömel, art nr. 14739) ca 5 mm under den vänstra njurartären.
  9. Ligera infrarenala IVC med kirurgiskt silke (5-0, Vömel), och klämma suprarenala IVCmed en mikrokirurgisk klämma (Micro Serrefines, Fine Science Tools, Kat.nr. 18.055-03).
  10. Skär njurvenen så nära som möjligt till IVC med fina saxar (Iris sax - ToughCut Straight 11.5 cm, Fine Science Tools, Kat.nr. 14.058-11).
  11. Sakta BEGJUTA njurarna in situ med 2 ml iskall HTK perfusionslösningen (CUSTODIOL HTK, Dr Franz Köhler Chemie) genom att föra in en kanyl (Microlance 3 27G ¾, BD, Kat.nr. 302.200) i den infrarenala aortan. Kontrollera att de renal färgförändringar (numera oliv-tonade).
  12. Först transekt suprarenal aorta, då den infrarenala aortan och slutligen urinledaren så nära som möjligt till urinblåsan.
  13. Ta bort njuren och dess kärlförsörjning tillsammans med urinledaren och butik i HTK perfusionslösning på is.
  14. Euthanize givaren råtta genom att ta bort de vaskulära klämmorna och på varandra följande excision av hjärtat under bedövning.

2. Mottagare Beredning och transplantationtion

  1. Ställ in den stereotaktiska mikroskop, spela in vikt hos råttan.
  2. Söva recipientråtta (Lewis) med isofluran 4%. Upprätthålla anestesi genom att sänka isofluran till 2-2,5%.
  3. Placera sövd råtta på operationen pad. Fäst råttans extremiteter med tejp på kudden och tillämpa oftalmologiska salva till råttan `s ögon. Övervaka och kontroll kroppstemperaturen med hjälp av en rektal temperaturgivare och en värmande dyna. Under operation repetitivt styra temperatur, andning och puls av djuret.
  4. Raka och desinficera buken och utför en ventral mittlinje snitt från pubis till den kaudala gränsen av levern. Använd en skalpell forcutting huden för att minimera hudtrauma. Exponera den vänstra njuren och dess fartyg genom att flytta tarmen på höger sida.
  5. Ta försiktigt bort njurkapseln hjälp Dumont vinklad spets pincett och bomullspinnar.
  6. Täpper till vänster renal artär, ven och urinledaren nära renalhilum med två ligeringar med kirurgisk tråd (Mersilene 4-0, Ethicon, katt. nej. EH6732H). Excise större delen av njuren, vilket innebär att endast den renala hilum. Rengör snittytan med tops och kontrollera blödning. Lägg en annan ligatur vid behov.
  7. Försiktigt dissekera rakt på sak genom bindväv som täcker infrarenala aorta och vena cava på caudal plats med bomullspinnar.
  8. Separera synliga nerv från infrarenala aorta och vena cava med Dumont vinklad spets pincett.
  9. Försiktigt dissekera genom bindväven ark mellan den infrarenala aortan och vena cava och bildar två öppningar av 2-4 mm längd: Det första under förgrening av de testikulära fartyg, och den andra en ovanför förgreningen av de gemensamma iliaca fartyg. Bränna de iliolumbar artärer och vener i mellan.
  10. Rita en enda kirurgisk tråd (Mersilene 0,. Ethicon, katt no.EH6665E) genom var och en av de två öppningarna. Med hjälp av dessa trådar dra den infrarenalaaorta och vena cava försiktigt till den högra sidan av djuret att få tillträde till de fartyg förgrening på den dorsala området. Bränna någon av dessa fartyg mellan de två öppningarna och ta bort de kirurgiska trådarna därefter.
  11. Nästa, täppa aorta och IVC genom medurs tillämpning av fyra mikrokirurgiska klämmor (Micro Serrefines, Fine Science Tools, Kat.nr. 18.055-04) börjar vid den övre öppningen med aortan och slutar med hålvenen vid den övre öppningen (Micro Serrefines , Fine Science Tools, Beställningsnr 18.055-03).
  12. Efteråt försiktigt genomborra den övre avslutningen av den isolerade delen av aortan med en nål (Microlance 3 27G ¾, BD, Kat.nr. 302.200), sätter det nedre bladet av en fin fjäder sax (Vannas våren sax - 3 mm klingor, Fine Science Tools, cat.no 15.000 till 00) genom punktionen öppning och utföra en kort längsgående snitt. Spola isolerade aorta med iskall HTK perfusionslösning att avlägsna eventuell kvarvarande blod.
  13. Likaså försiktigt genomborraden nedre avslutningen av den isolerade delen av vena cava med en nål, sätter det nedre bladet av en fin fjäder sax genom punktering öppningen och utför en längsgående snitt som slutar strax nedanför aorta snitt. Återigen, spola kärlet för att avlägsna eventuell kvarvarande blod.
  14. Ta njuren transplantat från lagringslösning. Placera den under den tidigare positionen av den vänstra njuren, och se till att den är korrekt orienterad.
  15. Kontrollera orienteringen av transplantat njurartären och se till att det inte finns några vändningar. Lägg sedan ett tunt flor över transplantatet och fukta den med iskallt HTK perfusionslösning att kyla den, och för att förhindra uttorkning.
  16. Fixera öppnandet av den suprarenal delen av aorta bit i vilken njurartären av transplantatet öppnar in med kirurgisk tråd (Ethilon 9-0, Ethicon, kat nr 2809G..) - Först vid den övre, sedan vid den nedre änden av aorta snitt. Stäng snittet medurs med en kontinuerlig sutur med kirurgisk tråd(Ethilon 9-0), Dumont vinklad spets pincett och en krökt Castroviejo nålhållare (Fine Science Tools, katt. Nej. 12.061-01). Efteråt, täcker första sutur med bindväv genom en moturs andra kontinuerlig sutur. Nu är det fortfarande endast den nedre delen av aorta bit av transplantatet måste stängas. Regelbundet kyla transplantat med iskall HTK perfusionslösning.
  17. BEGJUTA transplantatet med 1 ml iskall HTK perfusion lösningen genom en trubbig nål in i den öppna änden av transplantat aorta bit validera täthet och integritet av suturen, samt att ta bort kvarvarande blod i transplantatet. Efteråt ligera den öppna änden av den aortic stycke med kirurgisk silke (5-0, Vömel).
  18. Kontrollera orienteringen av transplantat njurvenen och se till att det inte finns några vändningar.
  19. Fixera öppnandet av venen av transplantatet med kirurgisk tråd (Ethilon 9-0) - först vid den övre, sedan vid den nedre änden av snittet vid hålvenen. Stäng snittetmedurs med en kontinuerlig sutur med kirurgisk tråd (Ethilon 9-0), Dumont Vinklade pincett spets och en krökt Castroviejo nål hållare. Regelbundet kyla transplantat med iskall HTK perfusionslösning.
  20. Moturs bort mikrokirurgiska klämmor, som börjar med den översta hålvenen klämma. Efter avlägsnande av sista aorta klämman, försiktigt stoppa småningom lindriga blödningar med bomullspinnar. Efter några sekunder transplantatet blir rosig-tonade, och uretric sammandragningar ska visas.
  21. För införingen av transplantat urinledaren i mottagaren `s urinblåsan avlägsna försiktigt en liten korrigering av muskulaturen på toppen av blåsan med hjälp av en Vannas Spring Sax (Student Vannas Spring Scissor raka, Fine Science Tools, Kat.nr. 91.500-09 ). Sedan, ta bort den omgivande vävnaden (mestadels fett) från transplantatet urinledaren med Dumont vinklad spets pincett. Därför försiktigt tag i spetsen av urinledaren och försiktigt separera omgivande fett, bindväv och de inbäddade fartyg from det genom att dra dem i motsatt riktning. Fixera det uretric spets vid slutet av en kirurgisk tråd (Prolene 6-0, Ethicon, kat. Nr. 8697H) och perforera den tidigare framställda toppen av blåsan med kanylen påsatt. Dra urinledaren genom blåsan och avsluta den vid basen genom en andra perforering.
  22. Fixera det tidigare från urinledaren separerade vävnaden på toppen av blåsan med kirurgisk tråd (Ethilon 9-0). Skär av spetsen på urinledaren med bifogade kirurgisk tråd och dra i urinledaren tillbaka in i blåsan genom att försiktigt trycka underifrån. Efteråt stänger andra blåspunktion med kirurgisk tråd (Ethilon 9-0).
  23. Stäng bukväggen och huden genom två kontinuerliga men separata suturer med kirurgisk suturtråd (Mersilene 0). Desinficera såret med Pividon Jod och administrera buprenorfin (0,1 mg per kg / kroppsvikt / bud) sc i tre dagar efter operationen för att kontrollera såret smärta.

Tre. Imaging allograftavstötning

  1. Söva nonfasting råtta med isofluran 2-2,5%.
  2. 30 MBq FDG (30 MBq FDG i 0,1 ml 0,9% NaCl) administreras iv via catheterizing en lateral svansven med en 24 G kateter (Braun, Introcan, 4.252.500-01). Efteråt rensa katetern med 0,9 ml 0,9% NaCl-lösning.
  3. Låt råttan i en restrainer utan bedövning tills början av skanningen och återfukta animaliska intravenös injektion av 1 ml 0,9% NaCl-lösning per timme.
  4. Re-Bedöva råtta med isofluran 2% omedelbart innan skanningen startar.
  5. Placera sövd råtta i en högupplöst flertrådigt kammare-baserad djur PET-kamera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, Storbritannien). Den rumsliga upplösningen av PET-scannern är 1,0 mm och är konstant över hela FOV (diameter, 165 mm; axiell längd, 280 mm). Övervaka och kontrollera kroppstemperaturen under genomsökningen med en rektal temperatur sensor och kontroll anestesi med en puls oxymeter.
  6. Börja dynamisk förvärv för 60 mi början 180 min efter FDG-injektion för att minska spårämne ackumulering i njurarna som orsakas av renal utsöndring av FDG.
  7. Applicera 5 MBq av 18 F-fluorid IV och utföra en annan PET scan omedelbart efter 18 F-fluorid injektion under 60 minuter utan att flytta på råttan i skannern för identifiering av njurparenkym och för beräkning av 18 F-clearance 5. Rekonstruera bilder från båda genomsökningar. Trace manuellt en volym av intresse (VOI) på rekonstruerade bilder 2 min efter 18 F-fluorid injektion (perfusion-fas) runt njurbarken och överföra VOI till FDG bilderna. Försiktigt utesluta njurbäckenet från VOI. Rekonstruera bilder från både skannar och manuellt spåra en volym av intresse (VOI) omkring njurbarken. List-moddata rekonstruerades in bilder med en voxelstorleken på 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3. Försiktigt utesluta njurbäckenet från VOI.
  8. Beräkna FDG upptag genom förhållandet of total räknas och volym och beräkna procentandelen injicerad dos (% ID). Vi använde MATLAB (version R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) och tomografi (TIM) Version 2.8 för bildanalys.

Representative Results

Histologi

Under AR leukocyter, dvs främst T-lymfocyter rekryteras in i transplantation, medan graden av avstötning reflekteras av graden av inflammation. I det periodiska-Acid-Schiff (PAS) färgning visas här (figur 1) visar renal allograften signifikanta histologiska tecken på AR, nämligen glomerulit, tubulitis, endothelialitis och transplantat infiltration (Figur 1, ATX Pod4) (POD = postoperativ dag) medan tecknen på avstötning frånvarande i den inhemska kontrollen njure (figur 1, CTR), Graft infiltrerande celler är mycket metaboliskt aktiva celler som konsumerar stora mängder glukos. Men om den senare är substituerad med FDG, kommer detta att ansamlas i cellerna och kan mätas och kvantifieras med PET.

PET-bilder

Representativa PET bilder av dynamiska hela kroppen förvärv av en serie av en allogeneically transplanterade råttan efter svansveninjektion av 30 MBq FDG (max en bakre kartprojektion, 180 min pi) (Figur 2). En typisk FDG distributionen finns med distinkta fysiologiska ackumulation i hjärna, hjärta, benmärg och harderian körtlar. Dessutom ackumuleras gratis filtrerade FDG i urinvägarna. I renal transplantat genomgår AR parenkymet (gul cirkel, vänster njure) mycket ackumuleras FDG med ett maximum på Pod4, medan den nativa njuren (grön cirkel, höger njure) inte visar någon ansamling alls. Eftersom njurbäckenet kan innehålla fri elimineras FDG, uteslöts det från ytterligare mätningar. Figur tagen från 3.

Kvantitativ utvärdering

För kvantitativ utvärdering bilder rekonstruerades, var volymerna av intresse spåras manuellt runt njurarna enligt 18 F-fluorid perfusion och projiceras på FDG bilderna. Efter uteslutning av renal peLVIS betyda FDG upptag i njurparenkym beräknades genom förhållandet av totala pulser till volym (% ID ± SEM). Njurar utvecklar AR visade signifikant ökade FDG ackumulering på Pod4 (0,8 ± 0,06%) jämfört med nativa kontroller (0,2 ± 0,02%) eller syngeneically transplanterade njurar (0,37 ± 0,04%). Dessutom har två viktiga differentialdiagnoser av AR, nämligen akut tubuli nekros som vid ischemi / reperfusion skada (IRI) (0,31 ± 0,02%) och akut calcineurininhibitor toxicitet (CSA) (0,16 ± 0,01%) visar inte en förhöjd FDG ackumulering och kan därför särskiljas från AR (figur 3 tagen från 3).

Figur 1
Figur 1. Histologi. Tecken på akut avstötning, nämligen glomerulit, tubulitis, endothelialitis, och transplantat infiltration, hittades i allograft gruppen (ATX) och var fullständigt frånvarande i kontroll njurar (CTR).

Figur 2
Figur 2. FDG-PET bild. Representant PET-bilder av dynamiska hela kroppen förvärv av en serie av en allogeneically transplanterade råttan. I jämförelse med kontroll njurarna (gröna cirklar) ackumulerar parenkymet av njurtransplantat (gula cirklar) FDG med ett maximum på Pod4. Eftersom njurbäckenet kan innehålla fri elimineras FDG det uteslöts ur mätningarna. Figur tagen från 3.

Figur 3
Figur 3. Kvantitativ utvärdering. Upptäckt av akut avstötning genom mätning av% id FDG. Njurtransplantat (ATX) uppvisar signifikant högre FGD ansamlingar än kontrollpatienter njurar (CTR), syngeneically allogena transplantat (STX), njurar med akut tubuli nekros (ATN) eller njurarna med akut calcineurininhibitor toxicitet (CSA) med ett maximalt på Pod4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0,2 ± 0,02 %, stx: 0,37 ± 0,04%%, ATN: 0,31 ± 0,02%%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Figur tagen från 3.

Discussion

FDG-PET är ett nytt alternativ för diagnos av akut avstötning. På grund av dess non-invasive och särart, är FDG-PET fördelar i jämförelse med klassisk diagnostik med kärna nål biopsi. I motsats till den begränsade urvalet av en biopsi, FDG-PET analys hela transplantatet. Dessutom kan man använda det till patienter som behandlas med antikoagulantia, och man kan utföra PET åtgärder repetitivt t.ex. för att övervaka behandlingen effektivitet 4. Dessutom har vi redan visat att två stora differentialdiagnos av AR, nämligen akut tubulär nekros orsakad av ischemireperfusionsskada och akut calcineurininhibitor toxicitet, kan skiljas från AR med FDG-PET 3. Sedan FDG-PET imaging kräver relativt låga mängder av aktiviteter och avbildning av antingen transplanterade patienter eller / och patienter med nedsatt njurfunktion är inte förknippat med en ökad risk för allvarliga komplikationer detta tillvägagångssätt kan enkelt överförasi daglig klinisk rutin.

Ändå måste man hålla i minnet att FDG är en ganska ospecifik spårämne bedöma regional metabolisk aktivitet. Således kan graft infektion eller tumörer leder till falskt positiva resultat också. Dränering av FDG i njurbäckenet kan vara ett problem vid bedömningen FDG upptag i njurparenkym. Därför har vi valt ett sent förvärv tid tre timmar efter injektion för att minska spårämne ackumulering i njurarna som orsakas av renal utsöndring av FDG. Dessutom har njurbäckenet noga uteslutas vid värderingen av den renala FDG upptag. Enligt detta protokoll PET kan användas för att icke-invasivt upptäcka AR, för att skilja den från ATN och CSA, samt att utföra seriellt undersökningar för uppföljning eller utvärdering av behandling effektivitet 3, 4, 6. PET med 18 F-fluorid är också användbar för att bedöma (split) njurfunktionen genom beräkning av den renal clearance fluorid som offentliggjorts befmalm 5.

Den allogen njurtransplantation modell med LBN F1 donator och Lewis mottagare råttor är en idealisk modell för undersökning av akut cellulär avstötning. I avsaknad av immunosuppression allograften njurarna utvecklar typiska histologiska tecken på AR enligt BANFF klassificering 7. Vidare, beroende på vald modalitet (uni-vs binephrectomized transplantation 3, 8-10) metabola data kan utvärderas samt att övervaka transplantatfunktion. På grund av frånvaron av immunosuppressiv behandling, sår eller systemiska infektioner hos råttorna är extremt sällsynta. Vanliga komplikationer av denna modell inkluderar kärl stenos, oftast ses vid infogningspunkterna av transplantatet fartyg i aorta eller ICV hos mottagaren. Detta kan orsaka ischemi eller transplantat trombos. Man kan undvika denna komplikation genom att använda längre snitt i aorta och IVC. Ibland uremi hittas på grund av transplantat misslyckande eller uReter läckage orsakad av urinledaren nekros eller frånkoppling av urinledaren från blåsan. Om tecken på uremi t.ex. apati, aptitlöshet eller spontan viktökning inträffar, bör djuren avlivas omedelbart.

Disclosures

Inga intressekonflikter deklareras.

Acknowledgments

Detta arbete stöddes av Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Tyskland, projekt C7 & C6) och IZKF Münster (kämenhet SMAP). Författarna är tacksamma för Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich och romerska Priebe för utmärkt tekniskt bistånd och till Daniel Burkert och Sven Fatum för framställning radiotracers.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Mathieu Needle Holder - 14 cm Fine Science Tools 12010-14
Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm Fine Science Tools 12061-01
Surgical Scissors - Sharp_Blunt Fine Science Tools 14001-12
Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm Fine Science Tools 14058-11
Student Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09
Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades Fine Science Tools 15000-00
Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm Fine Science Tools 91121-12
Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical Fine Science Tools 11203-25
Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock Fine Science Tools 18056-14
Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm Fine Science Tools 18055-03
Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm Fine Science Tools 18055-04
Reagent
Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) Abott
cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) Schülke
Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) Mundipharma
ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) Bayer
Buprenorphin (e.g. Temgesic) RB Pharmaceuticals
HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) Dr. Franz Köhler Chemie
surgical thread Mersilene 0 Ethicon EH6665E
surgical thread Mersilene 4-0 Ethicon EH6732H
surgical thread Prolene 6-0 Ethicon 8697H
surgical thread Ethilon 9-0 Ethicon 2809G
surgical silk 5-0 Vömel 14739
Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) BD 302200

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wu, O., Levy, A. R., Briggs, A., Lewis, G., Jardine, A. Acute rejection and chronic nephropathy: a systematic review of the literature. Transplantation. 87, 1330-1339 (2009).
  2. Miller, B. F., Gonzales, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. Kidney transplantation in the rat. Nature. 194, 309-310 (1962).
  3. Reuter, S., Schnöckel, U., Schröter, R., Schober, O., Pavenstädt, H., Schäfers, M., Gabriëls, G., Schlatter, E. Non-invasive imaging of acute renal allograft rejection in rats using small animal F-FDG-PET. PLoS. One. 4, e5296 (2009).
  4. Reuter, S., Schnöckel, U., Edemir, B., Schröter, R., Kentrup, D., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Gabriëls, G., Schäfers, M. Potential of noninvasive serial assessment of acute renal allograft rejection by 18F-FDG PET to monitor treatment efficiency. J. Nucl. Med. 51, 1644-1652 (2010).
  5. Schnöckel, U., Reuter, S., Stegger, L., Schlatter, E., Schäfers, K. P., Hermann, S., Schober, O., Gabriëls, G., Schäfers, M. Dynamic 18F-fluoride small animal PET to noninvasively assess renal function in rats. Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 35, 2267-2274 (2008).
  6. Grabner, A., Schnöckel, U., Kentrup, D., Schäfers, M., Reuter, S. Strategies for Non-Invasive Molecular Imaging of Acute Allograft Rejection by Gamma Scintigraphy and Positron Emission Tomography. Curr. Radiopharm. 4, 10-23 (2011).
  7. Racusen, L. C., Solez, K., Colvin, R. B., Bonsib, S. M., Castro, M. C., Cavallo, T., Croker, B. P., Demetris, A. J., Drachenberg, C. B., Fogo, A. B., et al. The Banff 97 working classification of renal allograft pathology. Kidney Int. 55, 713-723 (1999).
  8. Edemir, B., Reuter, S., Borgulya, R., Schröter, R., Neugebauer, U., Gabriëls, G., Schlatter, E. Acute rejection modulates gene expression in the collecting duct. J. Am. Soc. Nephrol. 19, 538-546 (2008).
  9. Velic, A., Gabriëls, G., Hirsch, J. R., Schröter, R., Edemir, B., Paasche, S., Schlatter, E. Acute rejection after rat renal transplantation leads to downregulation of Na+ and water channels in the collecting duct. Am. J. Transplant. 5, 1276-1285 (2005).
  10. Reuter, S., Velic, A., Edemir, B., Schröter, R., Pavenstädt, H., Gabriëls, G., Bleich, M., Schlatter, E. Protective role of NHE-3 inhibition in rat renal transplantation undergoing acute rejection. Pflugers Arch. 456, 1075-1084 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics