Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo * These authors contributed equally

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Summary

Siamo qui presentiamo un modello di trapianto di rene di ratto per valutare in modo non invasivo rigetto acuto utilizzando la tomografia ad emissione di positroni con 18F-fluorodeossiglucosio.

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Grabner, A., Kentrup, D., Schnöckel, U., Gabriëls, G., Schröter, R., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Schäfers, M., Reuter, S. Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET. J. Vis. Exp. (74), e4240, doi:10.3791/4240 (2013).

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Abstract

Il numero di pazienti con malattia renale allo stadio terminale, e il numero di riceventi trapianto allogenico di rene aumenta continuamente. Gli episodi di rigetto acuto cellulare (AR) sono un fattore prognostico negativo per la sopravvivenza del trapianto a lungo termine, e la sua diagnosi tempestiva è fondamentale per la funzionalità dell'organo trapiantato 1. Allo stato attuale, AR può essere definitivamente diagnosticata solo mediante biopsia core-ago, che, come un metodo invasivo, scopre significativo rischio di lesioni o addirittura la perdita dell'innesto. Inoltre, le biopsie non sono fattibili in pazienti che assumono farmaci anticoagulanti e il sito di campionamento limitato di questa tecnica può portare a risultati falsi negativi se l'AR è focale o irregolare. Di conseguenza, questo ha dato luogo a una continua ricerca di nuovi metodi di rilevazione AR, che spesso deve essere fatto in animali, compreso l'uso di vari modelli di trapianto.

Dall'inizio degli anni '60 il trapianto renale ratto è un metodo sperimentale consolidata per l'esazione e l'analisi di AR 2. Noi qui presenti oltre piccola tomografia a emissione di positroni animali (PET) con 18 F-fluorodeossiglucosio (FDG) per valutare AR in un ratto uninephrectomized renale modello di trapianto allogenico e proporre innesto di imaging FDG-PET come una nuova opzione per un non-invasiva, specifica e la diagnosi precoce di AR anche per la situazione umana 3. Inoltre, questo metodo può essere applicato per il follow-up per migliorare il monitoraggio del rigetto del trapianto 4.

Protocol

1. Donor Recovery Organ

  1. Impostare il microscopio stereotassica, record di peso del 8-10 settimane di età ratto (donatore e ricevente di peso corporeo dovrebbe corrispondere).
  2. Anestetizzare il topo donatore (Lewis Brown Norway F1, LBN F1) con ossigeno / inalazione isoflurano (isoflurano 4% / 2 L / min di ossigeno). Mantenere l'anestesia abbassando isoflurano al 2-2,5%.
  3. Posizionare il topo anestetizzato sul pad chirurgia. Fissare le estremità del ratto con del nastro adesivo sul tampone e applicare pomata oftalmica (Bepanthen, Bayer) agli occhi del ratto.
  4. Shave e disinfettare l'addome del ratto e di eseguire una incisione mediana ventrale dal pube fino al confine caudale del fegato. Esporre il rene sinistro e sue navi spostando attentamente l'intestino per il lato destro. Posizionare un foglio sottile di garza sul rene sinistro e inumidire con soluzione salina isotonica riscaldata per prevenire l'essiccamento.
  5. Sezionare con cura il tessuto adiposo con Dumont angolati Pinze Tip (Dumont SS-45 Pinza Inox Medical, Belle Strumenti Scienza, Cat.No. 11.203-25) che avvolge l'uretere sinistro. Evitare il contatto diretto con l'uretere, invece, mobilitare con sufficiente tessuto adiposo circostante.
  6. Separare la vena renale sinistra dall'arteria renale utilizzando Dumont angolati pinzetta Tip. Rimuovere tutti i grassi e tessuto connettivo da entrambe le navi e cauterizzare i vasi surrenali e testicoli.
  7. Sezionare aorta e vena cava inferiore (IVC) sopra e sotto l'incrocio con l'arteria renale sinistra e la vena, rispettivamente, e cauterizzare tutte le arterie in uscita.
  8. Bloccare l'aorta surrenale con un morsetto microchirurgico (micro Serrefines, Belle Strumenti Scienza, art 18055-04) sopra l'arteria renale sinistra, il più vicino possibile al dell'arteria mesenterica superiore. Legare l'aorta sottorenale con seta chirurgico (5-0, Vömel, arte no. 14739) di circa 5 mm sotto l'arteria renale sinistra.
  9. Legare la IVC sottorenale con seta chirurgico (5-0, Vömel), e bloccare la surrenale IVCcon un morsetto microchirurgico (micro Serrefines, Fine strumenti per le scienze, art 18055-03).
  10. Tagliare la vena renale il più vicino possibile alla IVC con le forbici sottili (Iris Forbici - ToughCut dritte 11,5 centimetri, Fine strumenti per le scienze, art 14058-11).
  11. Perfusione Lentamente il rene in situ con 2 ml di soluzione di perfusione HTK ghiacciata (CUSTODIOL HTK, Dr. Franz Köhler Chemie) con l'inserimento di una cannula (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200) in aorta sottorenale. Confermare che i cambiamenti di colore renali (ora oliva colorato).
  12. Prima, transezione dell'aorta surrenale, poi l'aorta sottorenale e infine dell'uretere più vicino possibile alla vescica urinaria.
  13. Rimuovere il rene e il suo apporto vascolare con l'uretere e conservare in soluzione di perfusione HTK sul ghiaccio.
  14. Euthanize il topo donatore rimuovendo i morsetti vascolari e l'escissione consecutivo di cuore in anestesia.

2. Destinatario Preparazione e trapiantozione

  1. Impostare il microscopio stereotassica, peso record di ratto.
  2. Anestetizzare il ratto destinatario (Lewis) utilizzando isoflurano 4%. Mantenere l'anestesia abbassando isoflurano al 2-2,5%.
  3. Posizionare il topo anestetizzato sul pad chirurgia. Fissare le estremità del ratto con del nastro adesivo sul tampone e applicare pomata oftalmica per gli occhi il ratto `s. Monitorare e controllare la temperatura corporea interna utilizzando un sensore di temperatura rettale e un pad di riscaldamento. Durante la chirurgia controllare ripetitivamente temperatura, la respirazione e la frequenza cardiaca dell'animale.
  4. Shave e disinfettare l'addome ed eseguire una incisione mediana ventrale dal pube fino al confine caudale del fegato. Utilizzare un bisturi forcutting la pelle al fine di minimizzare il trauma pelle. Esporre il rene sinistro e sue navi spostando l'intestino per il lato destro.
  5. Rimuovere con cautela la capsula renale utilizzando Dumont angolati pinzetta TIP e tamponi di cotone.
  6. Occludere sinistra dell'arteria renale, vena e uretere vicino renaleilo con due legature con filo chirurgico (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. n. EH6732H). Asportare il maggior parte del rene, lasciando solo l'ilo renale. Pulire la superficie di taglio con tamponi di cotone e di verificare la presenza di sanguinamento. Aggiungi un'altra legatura, se necessario.
  7. Sezionare con cura senza mezzi termini attraverso il tessuto connettivo che copre l'aorta sottorenale e vena cava sul sito caudale con tamponi di cotone.
  8. Separare ogni nervo visibile dalla aorta sottorenale e vena cava usando Dumont angolati pinzetta Tip.
  9. Sezionare attentamente il foglio di tessuto connettivo tra l'aorta sottorenale e vena cava, formando due aperture di 2-4 mm di lunghezza: Il primo sotto la ramificazione dei vasi testicolari, e la seconda sopra la ramificazione dei vasi iliaci comuni. Cauterizzare le arterie e le vene iliolumbar in mezzo.
  10. Disegnare un unico filo chirurgico (Mersilene 0;. Ethicon, cat no.EH6665E) in ciascuna delle due aperture. Utilizzando questi fili tirare il sottorenaleaorta e vena cava delicatamente il lato destro dell'animale per accedere ai vasi ramificazione sul sito dorsale. Cauterize qualsiasi di questi vasi tra le due aperture e rimuovere i fili chirurgici successivi.
  11. Avanti, occludere l'aorta e vena cava inferiore per l'applicazione in senso orario di quattro morsetti di microchirurgia (Micro Serrefines, Belle Strumenti Scienza, art 18055-04) che cominciano in apertura superiore con l'aorta e termina con la vena cava in apertura superiore (Micro Serrefines , Belle Strumenti Scienza, art 18055-03).
  12. In seguito con attenzione perforare il finale superiore della parte isolata dell'aorta con un ago (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200), inserire la lama inferiore di una forbice fine primavera (Spring Vännäs Forbici - 3 mm Lamelle, raffinata Scienza Strumenti, cat.no 15.000-00) attraverso l'apertura puntura ed eseguire una breve incisione longitudinale. Lavare l'aorta isolata con ghiacciata soluzione di perfusione HTK per rimuovere il sangue residuo.
  13. Allo stesso modo, con attenzione perforareil finale inferiore della parte isolata della vena cava con un ago, inserire la lama inferiore di una multa forbice molla attraverso l'apertura puntura ed eseguire una incisione longitudinale che termina poco sotto l'incisione aortica. Ancora una volta, lavare il vaso per rimuovere il sangue residuo.
  14. Rimuovere il trapianto di rene dalla soluzione di storage. E posizionarla sotto la precedente posizione del rene sinistro, e assicurarsi che sia orientata correttamente.
  15. Controllare l'orientamento della arteria renale innesti e garantire che non ci sono colpi di scena. Quindi posizionare un foglio sottile di garza sopra l'innesto ed inumidire con soluzione di perfusione HTK ghiacciata per raffreddarlo, e per prevenire l'essiccamento.
  16. Fissare l'apertura della parte surrenale del pezzo aortica in cui l'arteria renale dell'innesto si apre con filo chirurgico (Ethilon 9-0, Ethicon, cat n 2809G..) - Prima al superiore, quindi all'estremità inferiore di l'incisione aortica. Chiudere l'incisione in senso orario con una sutura continua con filo chirurgico(Ethilon 9-0), Dumont angolati pinzetta punta ed un porta aghi Castroviejo curvo (Belle Strumenti Scienza, cat. N. 12061-01). Successivamente, coprire la prima sutura con tessuto connettivo attraverso una seconda sutura continua antiorario. Ora, solo la parte inferiore del pezzo aortica dell'innesto rimane da chiudere. Regolarmente raffreddare l'innesto con ghiacciata soluzione di perfusione HTK.
  17. Profumato l'innesto con 1 ml di ghiacciata soluzione di perfusione HTK attraverso un ago smussato inserito nell'estremità aperta del pezzo aortica innesti convalidare la tenuta e l'integrità della sutura, così come la rimozione di sangue rimanente nel trapianto. Successivamente, legare l'estremità aperta del pezzo aortica con seta chirurgica (5-0, Vömel).
  18. Controllare l'orientamento della vena renale innesti e garantire che non ci sono colpi di scena.
  19. Fissare l'apertura della vena dell'innesto con filo chirurgico (Ethilon 9-0) - prima la tomaia, poi all'estremità inferiore della incisione alla vena cava. Chiudere l'incisionein senso orario con una sutura continua con filo chirurgico (Ethilon 9-0), Dumont angolati pinzetta punta ed un porta ago curvo Castroviejo. Regolarmente raffreddare l'innesto con ghiacciata soluzione di perfusione HTK.
  20. Antiorario rimuovere le fascette di microchirurgia, a cominciare dalla vena cava superiore morsetto. Dopo aver rimosso l'ultimo morsetto aortica, stop attentamente emorragia finalmente mite con tamponi di cotone. Dopo pochi secondi l'innesto diventa roseo-tinta, e contrazioni uretric dovrebbe apparire.
  21. Per l'inserimento del innesti dell'uretere in vescica `s il destinatario rimuovere con attenzione una piccola zona della muscolatura nella parte superiore della vescica utilizzando un Vannas Primavera Forbice (Studente Vannas Primavera Scissor Diritto, fine Strumenti di scienze, Cat.No. 91.500-09 ). Quindi, rimuovere il tessuto circostante (per lo più grasso) da dell'uretere innesto utilizzando Dumont angolati pinzetta Tip. Pertanto, afferrare con attenzione la punta dell'uretere e delicatamente separare il circostante grasso, tessuto connettivo e vasi incorporati froM essa tirando in senso opposto. Fissare la punta uretric al termine di un filo chirurgico (Prolene 6-0, Ethicon, cat. No. 8697H) e perforare la parte superiore della vescica con l'ago inserito precedentemente preparato. Tirare l'uretere attraverso la vescica e uscirne alla base attraverso una seconda perforazione.
  22. Fissare la precedenza dagli ureteri separato tessuto nella parte superiore della vescica con filo chirurgico (Ethilon 9-0). Tagliare la punta del uretere con il filo chirurgico annesso e tirare l'uretere nella vescica spingendo delicatamente dal basso. Successivamente, chiudere la seconda puntura vescicale con filo chirurgico (Ethilon 9-0).
  23. Chiudere la parete addominale e la pelle da due suture continue ma separate utilizzando filo di sutura chirurgico (Mersilene 0). Disinfettare la ferita con Pividon Iodio e amministrare buprenorfina (0,1 mg per kg / BW / bid) sc per tre giorni dopo l'intervento chirurgico per controllare il dolore delle ferite.

3. Imaging Allograft Rifiuto

  1. Anestetizzare ratto non a digiuno con isoflurano 2-2,5%.
  2. 30 MBq FDG (30 MBq FDG in 0,1 ml 0,9% NaCl) sono somministrati iv tramite cateterizzazione una vena della coda laterale utilizzando un catetere G 24 (Braun, Introcan, 4.252.500-01). In seguito, spurgare il catetere con 0,9 ml di soluzione di NaCl allo 0,9%.
  3. Lasciare il topo in un dispositivo di immobilizzazione senza anestesia fino all'inizio della scansione e idratare l'animale da iniezione endovenosa di 1 ml di soluzione di NaCl allo 0,9% ogni ora.
  4. Rat ri-anestetizzare con isoflurano 2% subito prima che la ricerca inizi.
  5. Mettere ratto anestetizzato in una ad alta risoluzione da camera-based multi-filo animale PET fotocamera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, UK). La risoluzione spaziale della PET scanner è di 1,0 mm ed è costante su tutta FOV (diametro, 165 mm; lunghezza assiale di 280 mm). Monitoraggio e controllo della temperatura corporea durante la scansione utilizzando un sensore di temperatura rettale e l'anestesia controllo con un ossimetro di impulso.
  6. Avviare acquisizione dinamica di 60 min partenza 180 min dopo la FDG-iniezione per ridurre l'accumulo di tracciante nei reni causati dalla escrezione renale di FDG.
  7. Applicare 5 MBq di 18 F-fluoro iv ed eseguire un'altra scansione PET immediatamente dopo l'iniezione 18 F-fluoro per 60 min senza spostare la posizione del ratto nello scanner per l'identificazione di parenchima renale e per il calcolo del 18 F-spazio 5. Ricostruire le immagini da entrambe le scansioni. Tracciare manualmente un volume di interesse (VOI) sulle immagini ricostruite 2 min dopo l'iniezione di 18 F-fluoruro (perfusione-fase) intorno corteccia renale e trasferire il VOI alle immagini FDG. Escludere attentamente la pelvi renale da VOI. Ricostruire le immagini da entrambe le scansioni e tracciare manualmente un volume di interesse (VOI) intorno corteccia renale. Dati list-mode sono stati ricostruiti in immagini con una dimensione voxel di 0,4 × 0,4 × 0,4 millimetri 3. Escludere attentamente la pelvi renale da VOI.
  8. Calcola FDG per il rapporto of conteggi totali e il volume e calcolare la percentuale della dose iniettata (% ID). Abbiamo usato MATLAB (versione R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) e di imaging tomografico (TIM) Versione 2.8 per l'analisi delle immagini.

Representative Results

Istologia

Durante AR leucociti, cioè soprattutto linfociti T sono reclutati nel trapianto, mentre la gravità del rigetto viene riflessa dal grado di infiammazione. Nel periodico-Acid-Schiff (PAS) colorazione raffigurato qui (figura 1), il trapianto renale mostra significativi segni istologici di AR, ovvero glomerulite, tubulitis, endothelialitis e infiltrazione innesto (figura 1, ATX Pod4) (POD = giorno post-operatorio) mentre segnali di rigetto sono assenti nel rene controllo nativo (Figura 1, CTR), cellule infiltranti Graft sono cellule metabolicamente attive altamente che consumano grandi quantità di glucosio. Tuttavia, se quest'ultimo viene sostituito con FDG, questo si accumula nelle cellule e può essere misurato e quantificato mediante PET.

Immagini PET

Immagini PET rappresentativi di acquisizioni dinamiche del corpo intero di una serie di altrilogeneically trapiantato ratto dopo iniezione nella vena della coda di 30 MBq FDG (massimo una proiezione MAP posteriore, 180 min pi) (Figura 2). Una tipica distribuzione di FDG è trovato con accumulo fisiologico distinto nel cervello, cuore, midollo osseo e le ghiandole di Harder. Inoltre, la connessione filtrata FDG si accumula nel tratto urinario. Negli innesti renale sottoposti AR parenchima (cerchio giallo, rene sinistro) altamente accumula FDG con un massimo di Pod4, mentre il rene nativo (cerchio verde, rene destro) non mostra alcun accumulo affatto. Dal momento che la pelvi renale può contenere gratuito eliminato FDG, è stata esclusa da ulteriori misure. Figura tratta da 3.

Valutazione quantitativa

Per le immagini di valutazione quantitativa sono state ricostruite, i volumi di interesse sono stati rintracciati manualmente attorno ai reni secondo 18 F-fluoro perfusione e proiettate sulle immagini FDG. Dopo l'esclusione della pe renaleLVIS significano FDG nel parenchima renale è stato calcolato dal rapporto dell'attività totale a volume (% ID ± SEM). Reni di sviluppo AR mostravano un significativo aumento di accumulo di FDG Pod4 (0,8 ± 0,06%) rispetto ai controlli nativi (0,2 ± 0,02%) oi reni singenico trapiantati (0,37 ± 0,04%). Inoltre, due diagnosi differenziali principali di AR, necrosi tubulare acuta e cioè come in ischemia / riperfusione (IRI) (0,31 ± 0,02%) e inibitori della calcineurina tossicità acuta (CSA) (0,16 ± 0,01%) non hanno mostrato un accumulo e FDG elevata possono quindi essere distinti da AR (Figura 3 presa da 3).

Figura 1
Figura 1. Istologia. Segni di rigetto acuto, cioè glomerulite, tubulitis, endothelialitis, e l'infiltrazione del trapianto, sono stati trovati nel gruppo di allotrapianto (ATX) e sono stati completamente assenti in reni di controllo (CTR).

Figura 2
Figura 2. Immagine FDG-PET. Rappresentante PET-immagini di acquisizioni dinamiche del corpo intero di una serie di un ratto allogeneically trapiantato. Rispetto ai reni di controllo (cerchi verdi) accumula il parenchima del rene-trapiantati (cerchi gialli) FDG con un massimo di Pod4. Dal momento che la pelvi renale può contenere gratuito eliminato FDG è stato escluso dalle misurazioni. Figura tratta da 3.

Figura 3
Figura 3. Valutazione quantitativa. Rilevamento di rigetto acuto mediante misurazione della ID% di FDG. Trapianti renali (ATX) presentare una significativa maggiore FDG accumuli di reni di controllo (CTR), singenico allotrapianti (STX), i reni con necrosi tubulare acuta (ATN) o reni con acuta tossicità inibitore della calcineurina (CSA) con un massimo di Pod4 (ATX: 0.8 ± 0.06% CTR: 0.2 ± 0.02 %, sTX: 0,37 ± 0,04%%, ATN: 0,31 ± 0,02%%, CSA: 0,16 ± 0,01%). Figura tratta da 3.

Discussion

L'imaging FDG-PET è una nuova opzione per la diagnosi di rigetto acuto. A causa della sua natura non invasiva e specifici, FDG-PET è vantaggi rispetto alla diagnostica classica da Core ago biopsia. In contrasto con la dimensione del campione limitata di una biopsia, analisi FDG-PET tutta innesto. Inoltre, si può applicare a pazienti in terapia anticoagulante, e si può effettuare misure di PET ripetutamente ad esempio per monitorare l'efficienza di trattamento 4. Inoltre, abbiamo già dimostrato che due diagnosi differenziale maggiore di AR, cioè acuta necrosi tubulo causata da ischemia riperfusione e forte tossicità inibitore della calcineurina, può essere differenziata da AR con FDG-PET 3. Dal momento che l'imaging FDG-PET richiede relativamente basse quantità di attività e di imaging di entrambi i pazienti trapiantati o / e nei pazienti con funzione renale compromessa non è associato ad un aumentato rischio di gravi complicanze questo approccio può essere facilmente trasferitonella routine clinica quotidiana.

Tuttavia, si deve tenere a mente che l'FDG è un tracciante piuttosto aspecifico valutare l'attività metabolica regionale. Quindi, l'infezione del trapianto o tumori potrebbero portare a risultati falsi positivi. Drenaggio di FDG nella pelvi renale potrebbe essere un problema nel valutare FDG nel parenchima renale. Pertanto, abbiamo scelto un tempo di acquisizione in ritardo tre ore dopo l'iniezione per ridurre l'accumulo di tracciante nei reni causati dalla escrezione renale di FDG. Inoltre, la pelvi renale deve essere attentamente escluso nel quantificare l'renale FDG. Secondo questo protocollo PET può essere utilizzato in modo non invasivo rilevare AR, per differenziarlo da ATN e CSA, e per eseguire serialmente indagini per il follow-up o per la valutazione di efficacia di trattamento di 3, 4, 6. PET con 18F-fluoro è utile anche per valutare (split) la funzione renale mediante calcolo della clearance renale fluoro come bef pubblicato5 ore.

Il modello trapianto renale allogenico con LBN F1 donatore e ricevente ratti Lewis è un modello ideale per lo studio di acuta del trapianto rigetto cellulare. In assenza di immunosoppressione reni trapianto allogenico di sviluppare tipici segni istologici di AR secondo la classificazione BANFF 7. Inoltre, a seconda della modalità scelta (uni-vs binephrectomized trapianto 3, 8-10) dati metabolici possono essere valutati come pure per monitorare la funzione allotrapianto. A causa dell'assenza di trattamento immunosoppressivo, ferite o infezioni sistemiche dei ratti sono estremamente rari. Complicazioni chirurgiche comuni di questo modello includono stenosi, vedono maggiormente al punti di inserimento dei vasi innesto nell'aorta o ICV del destinatario. Questo potrebbe causare ischemia o trombosi del trapianto. Si può evitare questa complicazione utilizzando incisioni più lunghe in aorta e vena cava inferiore. A volte uremia è trovato a causa di fallimento del trapianto o di udispersione Reter causata da necrosi uretere o scollegamento dell'uretere dalla vescica. Se si manifestano segni di uremia es. apatia, perdita di appetito o aumento di peso spontanea, gli animali devono essere sacrificati immediatamente.

Disclosures

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, in Germania, i progetti C7 e C6) e il IZKF Münster (Core unità SMAP). Gli autori sono grati a Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich e Priebe romana per un'eccellente assistenza tecnica e di Daniel Burkert e Sven Fatum per la produzione di radiofarmaci.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Mathieu Needle Holder - 14 cm Fine Science Tools 12010-14
Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm Fine Science Tools 12061-01
Surgical Scissors - Sharp_Blunt Fine Science Tools 14001-12
Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm Fine Science Tools 14058-11
Student Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09
Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades Fine Science Tools 15000-00
Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm Fine Science Tools 91121-12
Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical Fine Science Tools 11203-25
Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock Fine Science Tools 18056-14
Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm Fine Science Tools 18055-03
Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm Fine Science Tools 18055-04
Reagent
Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) Abott
cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) Schülke
Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) Mundipharma
ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) Bayer
Buprenorphin (e.g. Temgesic) RB Pharmaceuticals
HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) Dr. Franz Köhler Chemie
surgical thread Mersilene 0 Ethicon EH6665E
surgical thread Mersilene 4-0 Ethicon EH6732H
surgical thread Prolene 6-0 Ethicon 8697H
surgical thread Ethilon 9-0 Ethicon 2809G
surgical silk 5-0 Vömel 14739
Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) BD 302200

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References

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