Niet-invasieve beeldvorming van acute transplantaatafstoting na Rat niertransplantatie gebruiken * These authors contributed equally

Medicine
 

Summary

We presenteren hier een rat niertransplantatie model om niet-invasief te beoordelen acute transplantaatafstoting met behulp van positron emissie tomografie met 18F-fluorodeoxyglucose.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Grabner, A., Kentrup, D., Schnöckel, U., Gabriëls, G., Schröter, R., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Schäfers, M., Reuter, S. Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET. J. Vis. Exp. (74), e4240, doi:10.3791/4240 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Het aantal patiënten met eindstadium nierziekte, en het aantal nier transplantaat ontvangers continu toeneemt. Episodes van acute cellulaire transplantaatafstoting (AR) is een negatieve prognostische factor voor de lange termijn transplantaat overleving, en de tijdige diagnose is van cruciaal belang voor het transplantaat functie 1. Momenteel AR alleen worden definitief gediagnosticeerd door kern-naaldbiopsie, die als een invasieve methode, ontbloot significant graft letsel of zelfs verlies. Bovendien biopsieën niet haalbaar zijn bij patiënten die anticoagulantia en de beperkte bemonstering plaats van deze techniek kan leiden tot vals negatieve resultaten als de AR is focale of fragmentarisch. Bijgevolg leidde dit tot een voortdurende zoektocht naar nieuwe AR detectiemethoden, die vaak worden gedaan bij dieren waaronder het gebruik van verschillende transplantatiemodellen.

Sinds de vroege jaren '60 rat niertransplantatie is een gevestigde experimentele methode voor de examinatie en analyse van AR 2. We hierin aanwezig, naast kleine dieren positron emissie tomografie (PET) met 18 F-fluorodeoxyglucose (FDG) om AR te beoordelen in een allogene uninephrectomized rat niertransplantatie model en stellen graft FDG-PET als een nieuwe optie voor een niet-invasieve, specifieke en vroege diagnose van AR ook de menselijke situatie 3. Verder kan deze methode worden toegepast voor de follow-up om de monitoring van afstoting 4 te verbeteren.

Protocol

1. Donor Organ Recovery

  1. Stel de stereotactische microscoop, staat het gewicht van de 8-10 weken oude ratten (donor en ontvanger lichaamsgewicht moeten overeenkomen).
  2. Verdoven van de donor rat (Lewis Brown Norway F1, LBN F1) gebruik van zuurstof / isofluraan inhalatie (isofluraan 4% / 2 L / min zuurstof). Onderhouden anesthesie door het verlagen van isofluraan tot 2-2,5%.
  3. Plaats de verdoofde rat op de operatie pad. Bevestig extremiteiten van de rat met plakband op het pad en passen oogzalf (Bepanthen, Bayer) voor de ogen van de rat.
  4. Scheren en ontsmetten de buik van de rat en het uitvoeren van een ventrale middellijn incisie vanaf het schaambeen tot de caudale rand van de lever. Expose de linker nier en de schepen door de darm voorzichtig te verplaatsen naar de rechterkant. Plaats een dunne plaat van gaas over de linker nier en bevochtigen met verwarmde isotone zoutoplossing om uitdroging te voorkomen.
  5. Ontleden het vetweefsel zorgvuldig met Dumont Schuine Tip pincet (Dumont SS-45 tang Inox Medical, Fine Science Tools, cat.nr. 11203-25) omhult de linker ureter. Vermijd elk direct contact met de urineleider, in plaats daarvan, te mobiliseren het met voldoende omringende vetweefsel.
  6. Scheid de linker nier-ader van de nierslagader behulp Dumont Schuine Tip pincet. Verwijder al het vet en bindweefsel van beide schepen en cauterize de bijnier en testiculaire vaten.
  7. Ontleden aorta en inferior vena cava (IVC) boven en onder de kruising met de linker renale slagader en ader, respectievelijk, en cauterize alle uitgaande aderen.
  8. Klem de suprarenale aorta met een microchirurgische klem (Micro Serrefines, Fine Science Tools, cat.nr. 18055-04) boven de linker nierslagader, zo dicht mogelijk bij de a. mesenterica superior. Afbinden van de infrarenale aorta met chirurgische zijde (5-0, Vömel, art.nr.. 14739) ca. 5 mm onder de linker nierslagader.
  9. Afbinden de infrarenaal IVC met chirurgische zijde (5-0, Vömel), en klem de suprarenal IVCmet een microchirurgische klem (Micro Serrefines, Fine Science Tools, cat.nr. 18055-03).
  10. Snijd de renale ader zo dicht mogelijk bij de IVC met behulp van fijne schaar (Iris Scissors - ToughCut Rechte 11,5 cm, Fine Science Tools, cat.nr. 14058-11).
  11. Langzaam perfuseren de nieren in situ met 2 ml ijskoude HTK perfusie-oplossing (CUSTODIOL HTK, dr. Franz Köhler Chemie) door het invoegen van een canule (Microlance 3 27G ¾, BD, cat.nr. 302200) in de infrarenale aorta. Bevestigen dat de renale kleurveranderingen (nu olijf-getinte).
  12. Ten eerste, doorsnijden de suprarenale aorta, dan de infrarenale aorta en tenslotte de ureter zo dicht mogelijk bij de urineblaas.
  13. Verwijder de nieren en de vasculaire levering samen met de urineleider en winkel in HTK perfusie-oplossing op ijs.
  14. Euthanaseren de donor rat door het verwijderen van de vasculaire klemmen en opeenvolgende excisie van het hart onder narcose.

2. Ontvanger Voorbereiding en transplantatietie

  1. Stel de stereotactische microscoop, staat het gewicht van de rat.
  2. Verdoven van de ontvanger rat (Lewis) met behulp van isofluraan 4%. Onderhouden anesthesie door het verlagen van isofluraan tot 2-2,5%.
  3. Plaats de verdoofde rat op de operatie pad. Bevestig extremiteiten van de rat met plakband op het pad en toepassing oogzalf om de rat `s ogen. Bewaking en controle van de lichaamstemperatuur met behulp van een rectale temperatuur sensor en een warming pad. Tijdens de operatie herhaaldelijk controleren temperatuur, ademhaling en hartslag van het dier.
  4. Scheren en ontsmetten van de buik en het uitvoeren van een ventrale middellijn incisie vanaf het schaambeen tot de caudale rand van de lever. Met een scalpel forcutting de huid om de huid trauma te minimaliseren. Expose de linker nier en de schepen aan door de darm aan de rechterkant.
  5. Verwijder voorzichtig de nier capsule met behulp van Dumont Schuine Tip pincet en wattenstaafjes.
  6. Occlude de linker nierslagader, ader en urineleider in de buurt van de renalehilum met twee ligations behulp van chirurgische draad (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. nee. EH6732H). Accijns het grootste deel van de nier, waardoor alleen de renale navel. Reinig het snijvlak met wattenstaafjes en controleer op bloedingen. Voeg nog een ligatuur indien nodig.
  7. Zorgvuldig ontleden botweg door het bindweefsel die de infrarenale aorta en vena cava op de staartvin site met wattenstaafjes.
  8. Scheid zichtbare zenuwen van de infrarenale aorta en vena cava met Dumont Schuine Tip pincet.
  9. Zorgvuldig ontleden door het bindweefsel vel tussen de infrarenale aorta en vena cava, die twee openingen van 2-4 mm lengte: De eerste onder de vertakking van de testiculaire vaten, en de tweede boven de vertakking van de iliaca vaten. Cauterize de iliolumbar slagaders en aders in tussen.
  10. Teken een enkele chirurgische draad (Mersilene 0;. Ethicon, kat no.EH6665E) door elk van de twee openingen. Met behulp van deze draden trekt de infrarenaleaorta en vena cava zachtjes aan de rechterzijde van het dier toegang tot de vaartuigen vertakking op de dorsale terrein winnen. Cauterize een van deze schepen tussen de twee openingen en verwijder de chirurgische draden daarna.
  11. Vervolgens aorta af te sluiten en IVC rechtsom toepassing van vier microchirurgische klemmen (Micro Serrefines, Fine Science Tools, cat.nr. 18.055-04) beginnend bij de bovenste opening van de aorta en eindigend met de vena cava in de bovenste opening (Micro Serrefines , Fine Science Tools, cat.nr. 18055-03).
  12. Daarna voorzichtig doorboren het bovenste einde van het geïsoleerde deel van de aorta met een naald (Microlance 3 27G ¾, BD, cat.nr. 302200), steek de onderste blad van een mooie voorjaarsdag schaar (Vannas Lente Scissors - 3 mm Bladen, Fijn Science Tools, cat.no 15000-00) door de punctie opening en het uitvoeren van een korte longitudinale incisie. Spoel de geïsoleerde aorta met ijskoude HTK perfusie oplossing om alle resterende bloed te verwijderen.
  13. Evenzo zorgvuldig prikkenhet onderste einde van het geïsoleerde deel van de vena cava met een naald, steek de onderste blad van een fijne lente schaar door de punctie opening en het uitvoeren van een longitudinale incisie eindigt kort onder de aorta incisie. Nogmaals, spoelen het schip om alle resterende bloed te verwijderen.
  14. Verwijder het niertransplantaat uit de opslagoplossing. Plaats deze onder de oude functie van de linker nier, en ervoor zorgen dat deze correct is aangesloten.
  15. Controleer de richting van de transplantaten nierslagader en ervoor zorgen dat er geen wendingen. Plaats dan een dun vel van gaas over de graft en bevochtigen met ijskoude HTK perfusie oplossing om het te koelen, en om uitdroging te voorkomen.
  16. Fixeer de opening van het suprarenale gedeelte van de aorta werk waarin de renale slagader van het transplantaat opent in met chirurgische draad (Ethilon 9-0, Ethicon, catalogusnummer 2809G..) - Eerst aan de bovenste, dan aan het ondereinde van de aorta incisie. Sluit de incisie met de klok mee met een doorlopende hechting met chirurgische draad(Ethilon 9-0), Dumont Schuine Tip pincet en een gebogen Castroviejo naaldhouder (Fine Science Tools, cat. Nee. 12061-01). Daarna, hebben betrekking op de eerste hechting met bindweefsel via een linksom tweede continue hechtdraad. Nu alleen het onderste deel van de aorta-stuk van het implantaat nog gesloten. Regelmatig koelen de graft met ijskoude HTK perfusie-oplossing.
  17. Perfuseren het transplantaat met 1 ml ijskoude HTK perfusievloeistof door een stompe naald ingebracht in het open einde van de aorta-enten stuk valideren van de dichtheid en de integriteit van de hechtdraad, alsmede het verwijderen van resterende bloed in het transplantaat. Daarna afbinden het open einde van de aorta stuk met chirurgische zijde (5-0, Vömel).
  18. Controleer de richting van de transplantaten renale ader en ervoor zorgen dat er geen wendingen.
  19. Fixeer de opening van de ader van het transplantaat met chirurgische draad (Ethilon 9-0) - eerst aan de bovenste, dan aan het ondereinde van de snede in de vena cava. Sluit de incisieklok met een doorlopende hechting met chirurgische draad (Ethilon 9-0), Dumont Schuine Tip pincet en een gebogen Castroviejo naaldhouder. Regelmatig koelen de graft met ijskoude HTK perfusie-oplossing.
  20. Linksom verwijder de microchirurgische klemmen, te beginnen met de bovenste holle ader klem. Na het verwijderen van de laatste aorta klem, zorgvuldig stoppen uiteindelijk milde bloeden met wattenstaafjes. Na een paar seconden het transplantaat zal blijken rooskleurig-getint, en uretric contracties moeten verschijnen.
  21. Voor het inbrengen van de implantaten urineleider naar de blaas van de ontvanger `s verwijder voorzichtig een klein stukje van de spieren aan de bovenkant van de blaas met behulp van een Vannas Lente Schaar (Student Vannas Lente Schaar recht, Fine Science Tools, cat.nr. 91500-09 ). Verwijder vervolgens het omliggende weefsel (vooral vet) uit het transplantaat urineleider behulp Dumont Schuine Tip pincet. Daarom voorzichtig pak de punt van de ureter en voorzichtig scheid de omringende vet bindweefsel en de ingebedde vaartuigen froben zij door deze te trekken in de tegenovergestelde richting. Fixeer de uretric tip aan het einde van een chirurgische draad (6-0 Prolene, Ethicon, cat.. 8697H) en perforeer de eerder bereide top van de blaas met de bevestigde naald. Trek de urineleider door de blaas en verlaat deze bij de basis door middel van een tweede perforatie.
  22. Fixeer de eerder van de ureter afgescheiden weefsel bovenaan de blaas met chirurgische draad (Ethilon 9-0). Snij het puntje van de urineleider met de bijgevoegde chirurgische draad af en haal de urineleider terug in de blaas door zachtjes te duwen van onderaf. Daarna sluit de tweede blaas punctie met chirurgische draad (Ethilon 9-0).
  23. Sluit de buikwand en de huid van twee continue maar aparte hechtingen met chirurgisch hechtdraad (Mersilene 0). Ontsmet de wond met behulp Pividon Jodium en beheren buprenorfine (0,1 mg per kg / BW / bod) sc gedurende drie dagen na de operatie om pijn wond te beheersen.

3. Imaging allograftafstoting

  1. Verdoven nonfasting rat met isofluraan 2-2.5%.
  2. 30 MBq FDG (30 MBq FDG in 0,1 ml 0,9% NaCl) wordt intraveneus toegediend via catheterizing een laterale staartader met behulp van een 24 G katheter (Braun, Introcan, 4252500-01). Daarna spoelen de katheter met 0,9 ml 0,9% NaCl-oplossing.
  3. Laat de rat in een restrainer zonder verdoving tot start van de scan en hydrateren de dierlijke iv injectie van 1 ml 0,9% NaCl-oplossing uur.
  4. Re-verdoven rat met isofluraan 2% onmiddellijk voordat de scan begint.
  5. Plaats verdoofde rat in een hoge-resolutie multi-wire kamerstelsel dier PET camera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, UK). De ruimtelijke resolutie van de PET-scanner is 1.0 mm en is constant over de gehele FOV (diameter, 165 mm; axiale lengte, 280 mm). Bewaking en controle van de lichaamstemperatuur tijdens de scan met behulp van een rectale temperatuur sensor en controle anesthesie met een pulse oxymeter.
  6. Start dynamische acquisitie voor 60 mbij het starten van 180 min na FDG-injectie om tracer ophoping te verminderen in de nieren veroorzaakt door renale uitscheiding van FDG.
  7. Breng 5 MBq 18F-iv fluoride bevatten en voer PET scan onmiddellijk na 18 F-fluoride injectie gedurende 60 min zonder dat de positie van de rat in de scanner voor de identificatie van nierparenchym en voor het berekenen van 18 F-clearance 5. Reconstrueren beelden van beide scans. Traceren handmatig een volume van belang (VOI) op gereconstrueerde beelden 2 min. na 18 F-fluoride injectie (perfusie-fase) rond renale cortex en breng de VOI om de FDG afbeeldingen. Exclusief het nierbekken van de VOI zorgvuldig. Reconstrueren beelden van beide scans en handmatig rond renale cortex een volume van belang (VOI) te traceren. List-modus gegevens werden gereconstrueerd in beelden met een voxel grootte van 0.4 × 0.4 × 0.4 mm 3. Exclusief het nierbekken van de VOI zorgvuldig.
  8. Berekenen FDG opname door de verhouding of totaal telt en volume en bereken het percentage geïnjecteerde dosis (% ID). We gebruikten MATLAB (Version R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) en tomografische beeldvorming (TIM) Versie 2.8 voor beeldanalyse.

Representative Results

Histologie

Tijdens AR leukocyten, dwz voornamelijk T-lymfocyten aangeworven in de transplantatie, terwijl de ernst van de afwijzing wordt weerspiegeld door de mate van ontsteking. In het Periodiek-Acid-Schiff (PAS) kleuring hier afgebeeld (figuur 1), de donornier toont significante histologische tekenen van AR, namelijk glomerulitis, tubulitis, endothelialitis en graft infiltratie (Figuur 1, ATX POD4) (POD = postoperatieve dag) terwijl tekenen van afstoting afwezig in de natieve controle nieren (figuur 1, CTR), Graft infiltrerende cellen hoog metabool actieve cellen die grote hoeveelheden glucose te consumeren. Echter, indien deze is gesubstitueerd met FDG, zal ophopen in de cellen kan worden gemeten en gekwantificeerd PET.

PET Afbeeldingen

Vertegenwoordiger PET-beelden van dynamische gehele lichaam overnames van een serie van een allogeneically getransplanteerd rat na staartader injectie van 30 MBq FDG (maximaal een posterieure MAP projectie, 180 min. pi) (Figuur 2). Een typische FDG verdeling wordt gevonden met verschillende fysiologische ophoping in de hersenen, het hart, beenmerg en Harderian klieren. Bovendien free gefiltreerd FDG accumuleert in de urinewegen. In renale enten ondergaan AR het parenchym (gele cirkel, linker nier) sterk accumuleert FDG met een maximum op POD4, terwijl de inheemse nier (groene cirkel, rechter nier) geen accumulatie helemaal zien. Sinds het nierbekken vrije geëlimineerd FDG kan bevatten, werd uitgesloten van verdere metingen. Figuur 3 uit.

Kwantitatieve evaluatie

Voor kwantitatieve evaluatie beelden werden gereconstrueerd, werden volumes van belang handmatig rond de nieren herleid volgens 18 F-fluoride perfusie en geprojecteerd op de FDG afbeeldingen. Na uitsluiting van de renale peLVIS gemiddelde FDG opname in het parenchym werd berekend door de verhouding van totale tellingen volume (% ID ± SEM). Nieren ontwikkelen AR bleek aanzienlijk toegenomen ophoping van FDG POD4 (0,8 ± 0,06%) in vergelijking met natieve controles (0,2 ± 0,02%) of syngeneically getransplanteerde nieren (0,37 ± 0,04%). Bovendien heeft twee belangrijke differentiële diagnoses van AR, namelijk acute tubulus necrose zoals in ischemie / reperfusie schade (IRS) (0.31 ± 0.02%) en acute calcineurineremmer toxiciteit (CSA) (0.16 ± 0.01%) een verhoogde FDG accumulatie en niet tonen kan dus van de AR (figuur 3 uit 3).

Figuur 1
Figuur 1. Histologie. Tekenen van acute afstoting, namelijk glomerulitis, tubulitis, endothelialitis, en graft infiltratie, werden gevonden in het transplantaat groep (ATX) en waren volledig afwezig in controle nieren (CTR).

Figuur 2
Figuur 2. FDG-PET beeld. Vertegenwoordiger van PET-beelden van dynamische gehele lichaam overnames van een serie van een allogeneically getransplanteerde ratten. In vergelijking met controle nieren (groene cirkels) accumuleert het parenchym van transplantnieren (gele cirkels) FDG met een maximum op POD4. Sinds het nierbekken vrije geëlimineerd FDG kan indammen werd uitgesloten van de metingen. Figuur 3 uit.

Figuur 3
Figuur 3. Kwantitatieve evaluatie. Detectie van acute afstoting door meting van de% ID van FDG. Nierallotransplantaten (ATX) vertonen significant hogere FDG ophopingen dan controle nieren (CTR), syngeneically allografts (STX), nieren met acute tubulus necrose (ATN) of nieren met acute calcineurineremmer toxiciteit (CSA) met een maximum op POD4 (ATX: 0,8 ± 0,06% CTR: 0.2 ± 0.02 %, stx: 0.37 ± 0.04%%, ATN: 0.31 ± 0.02%%, CSA: 0.16 ± 0.01%). Figuur 3 uit.

Discussion

FDG-PET is een nieuwe optie voor de diagnose van acute afstoting. Door zijn niet-invasieve en specifieke aard, FDG-PET is voordelen in vergelijking met de klassieke diagnostiek door kernnaaldbiopsie. In tegenstelling tot de beperkte grootte van een biopsie, FDG-PET-analyse de volledige ent met. Bovendien kan men toepassen op patiënten antistollingsmiddel en kan een PET maatregelen herhaaldelijk naar bv zuiveringsrendement 4 monitoren voeren. Bovendien werd reeds aangetoond dat twee belangrijke differentiële diagnose van AR, namelijk acute tubulus necrose veroorzaakt door ischemie reperfusie schade en acute toxiciteit calcineurineremmers, kan worden onderscheiden van AR middels FDG-PET 3. Omdat FDG-PET vereist relatief lage hoeveelheden activiteit en beeldvorming van beide transplantatie patiënten en / of patiënten met verminderde nierfunctie is niet geassocieerd met een verhoogd risico op ernstige complicaties deze aanpak kan gemakkelijk worden overgedragenin de dagelijkse klinische routine.

Toch moet men in gedachten te houden dat FDG is een nogal niet-specifieke tracer beoordeling van regionale metabole activiteit. Zo zou graft infecties of tumoren leiden tot valse positieve resultaten ook. Drainage van FDG in het nierbekken kan een probleem worden bij de beoordeling van FDG opname in de nierparenchym. Daarom hebben we een late acquisitietijd drie uur na de injectie om tracer ophoping te verminderen in de nieren veroorzaakt door renale uitscheiding van FDG gekozen. Bovendien, het nierbekken moet zorgvuldig worden uitgesloten kwantificeren nieropname FDG. Volgens dit protocol PET kan worden gebruikt om niet-invasief detecteren AR, om het van ATN en CSA en seriematig onderzoeken voor follow-up of therapie-efficiency 3, 4, 6 te voeren. PET met 18 F-fluoride is ook nuttig om de nierfunctie te beoordelen (split) door berekening van de renale klaring fluoride zoals gepubliceerd beferts 5.

De allogene niertransplantatie model met behulp van LBN F1 donor en ontvanger Lewis ratten is een ideaal model voor het onderzoek van acute cellulaire allograftafstoting. Aangezien immunosuppressie de allograft nieren ontwikkelen typische histologische tekenen van AR volgens de Banff classificatie 7. Verder, afhankelijk van de gekozen modaliteit (uni-versus binephrectomized transplantatie 3, 8-10) metabolische gegevens kunnen ook geëvalueerd om allograft te bewaken. Door het ontbreken van immunosuppressieve behandeling, wond of systemische infecties van de ratten zijn uiterst zeldzaam. Voorkomende chirurgische complicaties van dit model omvatten vat stenose, meestal gezien op het invoegpunt punten van het implantaat in de aorta vaartuigen of ICV van de ontvanger. Dit kan ischemie of graft trombose veroorzaken. Men kan deze complicatie te voorkomen door meer insnijdingen in aorta en IVC. Soms uremie wordt gevonden als gevolg van graft falen of ureter lekkage veroorzaakt door necrose ureter of uitschakeling van de ureter vanuit de blaas. Als er tekenen van uremie bv apathie, verlies van eetlust of spontane gewichtstoename optreden, dient de dieren onmiddellijk worden gedood.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door de Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Duitsland, projecten C7 en C6) en de IZKF Münster (Core unit SMAP). De auteurs zijn dankbaar Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich en Romeinse Priebe voor een uitstekende technische ondersteuning en Daniel Burkert en Sven Fatum voor het produceren radiotracers.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Mathieu Needle Holder - 14 cm Fine Science Tools 12010-14
Castroviejo Micro Needle Holder - 9 cm Fine Science Tools 12061-01
Surgical Scissors - Sharp_Blunt Fine Science Tools 14001-12
Iris Scissors - ToughCut Straight 11.5 cm Fine Science Tools 14058-11
Student Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09
Vannas Spring Scissors - 3 mm Blades Fine Science Tools 15000-00
Student Tissue Forceps - 1x2 Teeth 12 cm Fine Science Tools 91121-12
Dumont SS-45 Forceps - Inox Medical Fine Science Tools 11203-25
Micro-Serrefine Clip Applicator with Lock Fine Science Tools 18056-14
Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm Fine Science Tools 18055-03
Micro-Serrefine 4 mm x 0.75 mm Fine Science Tools 18055-04
Reagent
Isoflurane (e.g. Forene 100% v/v) Abott
cutane antiseptic (e.g. Octeniderm) Schülke
Povidone Iodine (e.g. Betaisodona) Mundipharma
ophthalmic ointment (e.g. Bepanthen) Bayer
Buprenorphin (e.g. Temgesic) RB Pharmaceuticals
HTK perfusion solution (e.g. CUSTODIOL HTK) Dr. Franz Köhler Chemie
surgical thread Mersilene 0 Ethicon EH6665E
surgical thread Mersilene 4-0 Ethicon EH6732H
surgical thread Prolene 6-0 Ethicon 8697H
surgical thread Ethilon 9-0 Ethicon 2809G
surgical silk 5-0 Vömel 14739
Canula (e.g. Microlance 3, 27G ¾) BD 302200

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wu, O., Levy, A. R., Briggs, A., Lewis, G., Jardine, A. Acute rejection and chronic nephropathy: a systematic review of the literature. Transplantation. 87, 1330-1339 (2009).
  2. Miller, B. F., Gonzales, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. Kidney transplantation in the rat. Nature. 194, 309-310 (1962).
  3. Reuter, S., Schnöckel, U., Schröter, R., Schober, O., Pavenstädt, H., Schäfers, M., Gabriëls, G., Schlatter, E. Non-invasive imaging of acute renal allograft rejection in rats using small animal F-FDG-PET. PLoS. One. 4, e5296 (2009).
  4. Reuter, S., Schnöckel, U., Edemir, B., Schröter, R., Kentrup, D., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Gabriëls, G., Schäfers, M. Potential of noninvasive serial assessment of acute renal allograft rejection by 18F-FDG PET to monitor treatment efficiency. J. Nucl. Med. 51, 1644-1652 (2010).
  5. Schnöckel, U., Reuter, S., Stegger, L., Schlatter, E., Schäfers, K. P., Hermann, S., Schober, O., Gabriëls, G., Schäfers, M. Dynamic 18F-fluoride small animal PET to noninvasively assess renal function in rats. Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 35, 2267-2274 (2008).
  6. Grabner, A., Schnöckel, U., Kentrup, D., Schäfers, M., Reuter, S. Strategies for Non-Invasive Molecular Imaging of Acute Allograft Rejection by Gamma Scintigraphy and Positron Emission Tomography. Curr. Radiopharm. 4, 10-23 (2011).
  7. Racusen, L. C., Solez, K., Colvin, R. B., Bonsib, S. M., Castro, M. C., Cavallo, T., Croker, B. P., Demetris, A. J., Drachenberg, C. B., Fogo, A. B., et al. The Banff 97 working classification of renal allograft pathology. Kidney Int. 55, 713-723 (1999).
  8. Edemir, B., Reuter, S., Borgulya, R., Schröter, R., Neugebauer, U., Gabriëls, G., Schlatter, E. Acute rejection modulates gene expression in the collecting duct. J. Am. Soc. Nephrol. 19, 538-546 (2008).
  9. Velic, A., Gabriëls, G., Hirsch, J. R., Schröter, R., Edemir, B., Paasche, S., Schlatter, E. Acute rejection after rat renal transplantation leads to downregulation of Na+ and water channels in the collecting duct. Am. J. Transplant. 5, 1276-1285 (2005).
  10. Reuter, S., Velic, A., Edemir, B., Schröter, R., Pavenstädt, H., Gabriëls, G., Bleich, M., Schlatter, E. Protective role of NHE-3 inhibition in rat renal transplantation undergoing acute rejection. Pflugers Arch. 456, 1075-1084 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics